Mark McCauley é apoiado por um mentor treinamento NIH conceder 5T32HL066991-07 Xander Wehrens é suportado pelo NIH / NHLBI concede 1R01HL091947-01A209 e 3R01HL089598-03S109

1. Preparação de Telemeter para implantação cirúrgica <ol><li> Antes de inserir um telêmetro ECG para o mouse, é importante para garantir que o telêmetro ECG é estéril e em boas condições de funcionamento. Novos dispositivos de telemetria são normalmente fornecidos já esterilizados pelo fabricante. Telêmetros ECG podem ser reutilizados desde que o dispositivo é limpo com Tergazyme solução a 1% por pelo menos 4 horas. Você pode lavar o telêmetro com água estéril após a limpeza com Tergazyme. Além disso, use Wavicide-01 desinfetante durante a noite para esterilizar o telêmetro ECG. Certifique-se de lavar desinfetante com água estéril 48 horas antes da implantação em camundongos. Armazenar em um recipiente estéril. </li><li> Verifique o telêmetro leva para a integridade de ambos os fios condutores ea bainha isolante. Ligue o transmissor de telemetria usando um imã acenou no prazo de 5 cm do telêmetro, e testar o sinal com um rádio AM 530, de freqüência. O sinal deve ser forte e clara e deve variar em intensidade e altura com base na manipulação dos fios. Anote o número do modelo, o número de série telêmetro, o valor de calibração e ECG. Fabricantes geralmente recomendam que o telêmetro deve ser por 24 horas antes da implantação, consulte o manual de instruções para o seu telêmetro específica para mais detalhes. Neste exemplo, usaremos um telêmetro Dados Sciences International (DSI) para a implantação. </li><li> Telêmetro preparação chumbo pode ser alcançada através da redução do chumbo (branco) negativo de aproximadamente 3,5 centímetros e as de chumbo (vermelho) positivo de 2,5 cm. Estes são os comprimentos ideal para implante do eletrodo negativo no peito direito, e levar positiva no abdômen esquerdo (ver figura 2). Em seguida, remova a bainha isolante para expor 7 milímetros de fio. Pinte o final do chumbo metálico com supercola estéreis, como Vet-Bond, em seguida, anexar tampas levar até as pontas de metal. Estas tampas vai evitar a erosão da pele devido à colocação de chumbo. Cerca de 2-3 milímetros fio de metal devem ser expostos para a detecção elétrica de ritmo cardíaco nativa. </li></ol> 2. Implantação cirúrgica do Telemeter <ol><li> A fim de utilizar uma técnica estéril em cirurgia murino, você vai precisar de luvas estéreis, uma cortina estéril e 6-0 Prolene. Você também vai precisar de dois pares de pinça esterilizada, 1 par de ponta e uma tesoura, um bisturi, e um motorista da agulha. Instrumentos cirúrgicos podem ser esterilizados em estufa de contas de vidro aquecido a 250 graus Celsius. Certifique-se de esterilizar e lavar o telêmetro como descrito anteriormente antes de usar. </li><li> Prepare o mouse para a cirurgia pela primeira anestesiar o rato em uma caixa de indução usando 3% de isoflurano em 0,5 L / min O2 100%. Use uma almofada de aquecimento, tais como T-bomba, que circula água quente, para manter a temperatura do rato anestesiado. Temperatura pode ser monitorada por sonda retal, se desejar. Quando o mouse é adequadamente sedado, completamente raspar o abdome e tórax do mouse com tosquiadeiras elétricas. Re-anestesiar o rato com isoflurano antes de transferir o mouse para um tubo de fluxo constante, em decúbito dorsal, com cabeça e cauda de costas para você. Fita para baixo as patas do rato para a mesa cirúrgica aquecida. Limpe o abdômen com um algodão embebido em álcool para remover o cabelo raspado e para limpar o campo operatório. Aplicar três demãos separada de betadine com cotonetes para desinfectar o abdômen e no peito. Verificar o nível correto de anestesia, aplicando pressão sobre o leito ungueal mouse. Depois que o rato tem sido preparado para a cirurgia, use luvas estéreis e aplicar a cortina estéril para o campo cirúrgico. </li><li> Implantação telêmetro intraperitoneal oferece a vantagem de experimentação fisiologia do exercício. Para a inserção intraperitoneal, comece a cirurgia utilizando um bisturi para criar uma incisão vertical mediana na pele que recobre o abdômen cerca de 2,5 cm de comprimento. Cuidado da pele separado tecidos conjuntivos subjacentes usando ponta e tesoura. Em seguida, crie uma incisão vertical na linha média na linha alba que recobre o peritônio, cerca de 1,5 cm de comprimento. Além disso, criar um pequeno buraco no peritônio logo acima (cranial) para a incisão peritoneal, que servirá como uma saída para subcutânea leva. Durante a realização da cirurgia, manter a umidade do local da cirurgia por vezes pingando salina estéril para o campo operacional. </li><li> Insira o telêmetro para a cavidade peritoneal direito. Inserir uma pinça no buraco superior ao telêmetro e puxar ambas as leva até o buraco de chumbo para que eles estão saindo da peritônio. Uso contínuo de prolene 6-0 para fechar a incisão mediana 1,5 centímetros peritoneal vertical. </li></ol> 3. Levar Implantação e Encerramento Abdominal <ol><li> O leva ECG são colocados na configuração do II chumbo. A liderança com a bainha branco / transparente é negativo, e é colocado no abdômen superior esquerdo. Primeiro, crie uma incisão na pele 0,5 cm de tórax superior direito do mouse.Em seguida, use a tesoura sem corte para criar um túnel de volta à incisão abdominal. Puxe o cabo através do túnel e use uma sutura Prolene 6-0 para ancorar a liderança para o músculo peitoral. Certifique-se que a sutura é em cima da parte exposta do chumbo, e cria um bom contato entre o chumbo eo músculo subjacente. Use uma segunda sutura proximal para o acima mencionado, para imobilizar a liderança para o músculo. Feche a incisão na pele utilizando uma sutura Prolene 6-0. </li><li> O fio positivo (bainha vermelha) é colocado no abdômen da esquerda, abaixo do diafragma esquerdo e abaixo do coração. O chumbo é ancorada ao tecido subjacente peritoneal por 6-0 Prolene e deve ter um bom contato com o tecido peritoneal. Uma incisão adicional não é necessário nesta etapa, porque o site do implante de eletrodo fica perto da incisão vertical na linha média, o que pode ser facilmente acessado com o campo existente cirúrgico. Note-se que o tecido peritoneal deve ser levantado para evitar a perfuração do intestino subjacente. </li><li> Feche a fascia abdominal e pele seqüencialmente com Prolene 6-0 em camadas. </li></ol> 4. Cuidados pós-operatório <ol><li> Dê o mouse 0,1 mL de [1 mg / mL] buprenorfina para analgesia imediatamente após a cirurgia. Permitir que o mouse para se recuperar de uma cirurgia em uma almofada aquecida. Se o rato teve a cirurgia prolongada&gt; 30 min, ou se o mouse aparece seca, você pode injetar 0,2-0,3 mL solução salina estéril no peritônio para a reidratação. Para analgesia pós-operatória continuada é uma prática padrão para fornecer camundongos com buprenorfina duas vezes ao dia por três dias, e depois, se necessário a cada oito horas. </li><li> Limpe betadine com um algodão embebido em álcool para evitar a irritação pós-cirúrgico. Lembre-se de registrar o peso pós-cirúrgico para posterior determinação do pós-cirúrgico de saúde. </li><li> 24/08 horas após a cirurgia, dê o mouse analgesia adicional com buprenorfina, quando necessário, pois isso irá reduzir a dor e reduzir falhas posicionamento do eletrodo de rato agarrando no local pós-cirúrgico. </li></ol> 5. Resultados representante Quando realizada corretamente, o mouse deve ter fechado com incisões abdominal subcutânea leva sob a pele. Normalmente, o rato leva 10-30 minutos para se recuperar da anestesia. Demora cerca de 70-10 dias antes que os ratos foram completamente recuperado da cirurgia, como evidenciado pela recuperação do pós-operatório perda de peso e normalização da mobilidade. A complicação mais comum da cirurgia é a erosão de ligações de membros através da pele nos primeiros 10 dias após a cirurgia. Esta complicação comum pode ser evitada por aderir firmemente subcutânea leva a tecidos subcutâneos ou peritônio. Esta técnica evita leva folga, que criam a pressão e atrito na pele quando o mouse ambulates. Embora menos comum infecção e sepse pode ocorrer a partir de erros na técnica estéril, ou de limpeza incompleta de telêmetros usado. Saída de ECG podem ser registrados por uma matriz receptor acoplado com dados de aquisição de software, tais como dados Sciences International (DSI). Resultados de forma de onda deve incluir uma estratégia claramente definida onda P, denotando despolarização atrial, e também uma onda QRS que significa a despolarização ventricular, como mostrado na Figura 3 abaixo. Um ECG de boa qualidade deve ter um traço bem definido onda P precedendo uma onda QRS claramente definidas na proporção de 1:1. Não deve haver sinal de fundo baixa e intervalos RR deve ser regular em camundongos selvagens. A má qualidade do traçado de ECG pode ter P indistinta ou ondas QRS, ou sinal de fundo, o que pode tornar a análise de computador subseqüentes difícil. Um pobre traçado de ECG pode ser fixado por leva re-implantação telêmetro, geralmente um de cada vez. Para re-implante uma vantagem de telêmetro, coloque o mouse sob anestesia, e usando técnica cirúrgica, fazer uma incisão na pele diretamente sobrejacente a liderança na questão. Quando a liderança é acessado, corte a sutura de ancoragem a liderança, e mova o levar para o local desejado antes de ancorar a liderança novamente. Finalmente, perto do sítio cirúrgico com Prolene 6-0. <img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1: Um exemplo de um telêmetro de pequenos animais com cabos positivo e negativo. Em geral, o fio vermelho é o fio positivo, eo branco de chumbo é o pólo negativo. Cada líder deve ter uma bainha isolante mm, 5-7 de fios expostos, e uma ponta de plástico tampada, o que evita a erosão do chumbo através da pele. <img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2: Cartoon mostrando sites telêmetro adequada implantação de um rato. O chumbo (negativo) do branco é implantado no peito direito do rato superior, e levam o vermelho (positivo) é colocado no abdômen da esquerda, de tal forma que os sentidos telêmetro a &quot;vantagem de dois&quot; de configuração. &lt;classe p = &quot;jove_content&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3: Representante da forma de onda de um rato em ritmo sinusal normal. A onda P representa a despolarização atrial e complexo QRS representa a despolarização ventricular. Uma forma de onda de alta qualidade deve ter uma onda P distintas que precede cada complexo QRS na proporção de 1:1.

<ol>
	<li>Cerrone, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bidirectional+ventricular+tachycardia+and+fibrillation+elicited+in+a+knock-in+mouse+model+carrier+of+a+mutation+in+the+cardiac+ryanodine+receptor.">Bidirectional ventricular tachycardia and fibrillation elicited in a knock-in mouse model carrier of a mutation in the cardiac ryanodine receptor.</a> Circ Res. 96 (10), e77-e77 (2005).</li><li>Chelu, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calmodulin+kinase+II-mediated+sarcoplasmic+reticulum+Ca2++leak+promotes+atrial+fibrillation+in+mice.">Calmodulin kinase II-mediated sarcoplasmic reticulum Ca2+ leak promotes atrial fibrillation in mice.</a> J Clin Invest. 119 (7), 1940-1940 (1940).</li><li>Sood, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+calcium+leak+due+to+FKBP12.6+deficiency+in+mice+facilitates+the+inducibility+of+atrial+fibrillation.">Intracellular calcium leak due to FKBP12.6 deficiency in mice facilitates the inducibility of atrial fibrillation.</a> Heart Rhythm. 5 (7), 1047-1047 (2008).</li><li>Swoap, S. J., Gutilla, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiovascular+changes+during+daily+torpor+in+the+laboratory+mouse.">Cardiovascular changes during daily torpor in the laboratory mouse.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 297 (3), R769-R769 (2009).</li><li>Costa-Goncalves, d. a., C, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+the+multidomain+protein+spinophilin+in+blood+pressure+and+cardiac+function+regulation.">Role of the multidomain protein spinophilin in blood pressure and cardiac function regulation.</a> Hypertension. 52 (4), 702-702 (2008).</li><li>Wehrens, X. H., Kirchhoff, S., Doevendans, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+electrocardiography:+an+interval+of+thirty+years.">Mouse electrocardiography: an interval of thirty years.</a> Cardiovasc Res. 45 (1), 231-231 (2000).</li></ol>

Os passos críticos deste procedimento são a devida limpeza e preparação do mouse antes da cirurgia sobrevivência. Quando um telêmetro e local da cirurgia do mouse estão devidamente limpos, há um muito melhor resultado pós-cirúrgico. Além disso, muita atenção para liderar a colocação pós-cirúrgico reduz a erosão da pele. Possíveis modificações à técnica incluem configurações alternativas para avaliar laterais LV função de parede (derivação I configuração), ou o uso do telêmetro, não só p...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Steri 250 Bead Sterilizer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Inotech</td>
<td>IS-250</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Blunt-Ended Scissors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Roboz</td>
<td>RS-5980</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Blunt-Ended Forceps (x2)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Roboz</td>
<td>RS-5138</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Veterinary Anesthesia Vaporizer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Surgivet</td>
<td>Isotec 4</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>T/Pump</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Gaymar</td>
<td>P/N11184-000</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Propylene Blue Monofilament Suture</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ethicon</td>
<td>8718</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Povodone Iodine, 10%</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Equate</td>
<td>N/A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Alcohol Swabs</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>PDI</td>
<td>B339</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tergazyme</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Alconox</td>
<td>21837-118</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Wavidicde-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Medical Chemical Corporation</td>
<td>Wavicide-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>ECG Telemeter</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>DataSciences International</td>
<td>EA-F20</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

ambulatory ecg recording in mice

Telemétrica de gravação ECG em camundongos é essencial para compreender os mecanismos por trás de arritmias, distúrbios de condução, e morte cardíaca súbita. Embora o ECG de superfície é utilizada para curto prazo medidas de intervalos de forma de onda, não é prático para estudos de longo prazo da variabilidade da freqüência cardíaca ou a captura de raros episódios de arritmias. Telêmetros implantáveis ​​ECG oferecem as vantagens de implantação cirúrgica simples, gravação de longa duração em camundongos de eletrogramas ambulatorial, e escalabilidade com gravações simultâneas de vários animais. Aqui, apresentamos um guia passo-a-passo para a implantação de telêmetros para gravação de ECG ambulatorial em camundongos. Adesão cuidado de técnica asséptica é necessária para a sobrevivência resultados favoráveis ​​com a possibilidade de implantação e de gravação de semanas a meses. Assim, telemetria ECG implantável é uma ferramenta valiosa para a detecção de informações críticas sobre a eletrofisiologia cardíaca em modelos animais ambulatorial, como o mouse.

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Ambulatory ECG Recording in Mice

Telemétrica ECG tem emergido como uma ferramenta essencial na avaliação de modelos animais para arritmias cardíacas e morte súbita cardíaca. Aqui, apresentamos um guia passo a passo para gravações de telemetria de ECG para aplicação em monitoramento de longo prazo ECG ambulatorial em camundongos.

Gravação de ECG ambulatorial em Ratos

Telemetric ECG recording in mice is essential to understanding the mechanisms behind arrhythmias, conduction disorders, and sudden cardiac death. Although ...

Research

JoVE Journal

Biology

23.5K visualizações.  Baylor College of Medicine (BCM). Telemétrica ECG tem emergido como uma ferramenta essencial na avaliação de modelos animais para arritmias cardíacas e morte súbita cardíaca. Aqui, apresentamos um guia passo a passo para gravações de telemetria de ECG para aplicação em monitoramento de longo prazo ECG ambulatorial em camundongos.

Vídeo: Ambulatory ECG Recording in Mice

Heterotopic Heart Transplantation in Mice

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable for studying rejection and immune response now that newer transgenic and gene knockout mice are available, and a large number of immunologic reagents have been developed. The heart transplant model is less stringent than the skin transplant models, although technically more challenging. We have developed a modified technique and have completed over 1000 successful cases of heterotopic heart transplantation in mice. When making anastomosis of the ascending aorta and abdominal aorta, two stay sutures are placed at the proximal and distal apexes of recipient abdominal aorta with the donor s ascending aorta, then using 11-0 suture for anastomosis on both side of aorta with continuing sutures. The stay sutures make the anastomosis easier and 11-0 is an ideal suture size to avoid bleeding and thrombosis.
When making anastomosis of pulmonary artery and inferior vena cava, two stay sutures are made at the proximal apex and distal apex of the recipient s inferior vena cava with the donor s pulmonary artery. The left wall of the inferior vena cava and donor s pulmonary artery is closed with continuing sutures in the inside of the inferior vena cava after, one knot with the proximal apex stay suture the right wall of the inferior vena cava and the donor s pulmonary artery are closed with continuing sutures outside the inferior vena cave with 10-0 sutures. This method is easier to perform because anastomosis is made just on the one side of the inferior vena cava and 10-0 sutures is the right size to avoid bleeding and thrombosis. In this article, we provide details of the technique to supplement the video.

The mouse heterotopic heart transplantation model has been proven by many investigators to be an important method for studying mechanisms of rejection and immune response. However, the techniques involved are still challenging. By modifying standard techniques we have had success with more than 1000 transplants.

Transplante cardíaco heterotópico em ratos

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable ...

Biologia

Patch Clamp Recording of Ion Channels Expressed in  Xenopus Oocytes

Since its development by Sakmann and Neher 1, 2, the patch clamp has become established as an extremely useful technique for electrophysiological measurement of single or multiple ion channels in cells. This technique can be applied to ion channels in both their native environment and expressed in heterologous cells, such as oocytes harvested from the African clawed frog, Xenopus laevis. Here, we describe the well-established technique of patch clamp recording from Xenopus oocytes. This technique is used to measure the properties of expressed ion channels either in populations (macropatch) or individually (single-channel recording). We focus on techniques to maximize the quality of oocyte preparation and seal generation. With all factors optimized, this technique gives a probability of successful seal generation over 90 percent. The process may be optimized differently by every researcher based on the factors he or she finds most important, and we present the approach that have lead to the greatest success in our hands.

This is intended as an introduction to patch clamp recording from Xenopus laevis oocytes. It covers vitelline membrane removal, formation of a gigaohm seal (gigaseal), and the optional conversion of the patch to the outside-out topology.

Gravação de patch-clamp de canais iônicos Expresso em Oócitos Xenopus

Since its development by Sakmann and Neher 1, 2, the patch clamp has become established as an extremely useful technique for electrophysiological ...

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication

Chronic recording of large populations of neurons is a valuable technique for studying the function of neuronal circuits in awake behaving rats. Lightweight recording devices carrying a high density array of tetrodes allow for the simultaneous monitoring of the activity of tens to hundreds of individual neurons. Here we describe a protocol for the fabrication of a micro-drive array with twenty one independently movable micro-drives. This device has been used successfully to record from hippocampal and cortical neurons in our lab. We show how to prepare a custom designed, 3-D printed plastic base that will hold the micro-drives. We demonstrate how to construct the individual micro-drives and how to assemble the complete micro-drive array. Further preparation of the drive array for surgical implantation, such as the fabrication of tetrodes, loading of tetrodes into the drive array and gold-plating, is covered in a subsequent video article.

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication

In this protocol we demonstrate how to fabricate a micro-drive array for chronic electrophysiological recordings in rats.

Micro-drive Array para Crônica In vivo</emGravação>: Fabricação Unidade

Chronic recording of large populations of neurons is a valuable technique for studying the function of neuronal circuits in awake behaving rats. ...

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly

The tetrode, a bundle of four electrodes, has proven to be a valuable tool for the simultaneous recording of multiple neurons in-vivo.  The differential amplitude of action potential signatures over the channels of a tetrode allows for the isolation of single-unit activity from multi-unit signals.  The ability to precisely control the stereotaxic location and depth of the tetrode is critical for studying coordinated neural activity across brain regions.  In combination with a micro-drive array, it is possible to achieve precise placement and stable control of many tetrodes over the course of days to weeks.  In this protocol, we demonstrate how to fabricate and condition tetrodes using basic tools and materials, install the tetrodes into a multi-drive tetrode array for chronic in-vivo recording in the rat, make ground wire connections to the micro-drive array, and attach a protective cone onto the micro-drive array in order to protect the tetrodes from physical contact with the environment.



Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly

In this protocol we demonstrate how to fabricate and condition tetrodes for use with a micro-drive array, which was designed for chronic electrophysiological recordings in rats. In addition, we illustrate the final stages of micro-drive array construction, which includes installing ground wires and a protective cone.

Micro-drive Array para Crônica In vivo</emGravação>: Assembléia Tetrodo

The tetrode, a bundle of four electrodes, has proven to be a valuable tool for the simultaneous recording of multiple neurons in-vivo.  The differential ...

Measuring Blood Pressure in Mice using Volume Pressure Recording, a Tail-cuff Method

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. The CODA tail-cuff system uses Volume Pressure Recording (VPR) to measure the blood pressure by determining the tail blood volume. A specially designed differential pressure transducer and an occlusion tail-cuff measure the total blood volume in the tail without the need to obtain the individual pulse signal. Special attention is afforded to the length of the occlusion cuff in order to derive the most accurate blood pressure readings. VPR can easily obtain readings on dark-skinned rodents, such as C57BL6 mice and is MRI compatible. The CODA system provides you with measurements of six (6) different blood pressure parameters; systolic and diastolic blood pressure, heart rate, mean blood pressure, tail blood flow, and tail blood volume. Measurements can be made on either awake or anesthetized mice or rats. The CODA system includes a controller, laptop computer, software, cuffs, animal holders, infrared warming pads, and an infrared thermometer. There are seven different holder sizes for mice as small as 8 grams to rats as large as 900 grams.

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. This tail-cuff system uses Volume Pressure Recording (VPR) to measure the blood pressure by determining the tail blood volume.

Medição da pressão arterial em ratos usando Recording Volume de pressão, um método de cauda-manguito

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. The CODA ...

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. Whole-cell patch-clamp techniques can then be employed to record from individually-identifiable neurons and somatic muscles. These recording configurations have been used to track the appearance and maturation of ionic currents and action potential propagation in both neurons and muscles. Genetic mutants affecting these electrical properties have been characterized to reveal the molecular composition of ion channels and associated signaling complexes, and to begin exploration of the molecular mechanisms of functional differentiation. A particular focus has been the assembly of synaptic connections, both in the central nervous system and periphery. The glutamatergic neuromuscular junction (NMJ) is most accessible to a combination of optical imaging and electrophysiological recording. A glass suction electrode is used to stimulate the peripheral nerve, with excitatory junction current (EJC) recordings made in the voltage-clamped muscle. This recording configuration has been used to chart the functional differentiation of the synapse, and track the appearance and maturation of presynaptic glutamate release properties. In addition, postsynaptic properties can be assayed independently via iontophoretic or pressure application of glutamate directly to the muscle surface, to measure the appearance and maturation of the glutamate receptor fields. Thus, both pre- and postsynaptic elements can be monitored separately or in combination during embryonic synaptogenesis. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Electrophysiological recordings from Drosophila embryos allow analyses of developing muscle and neuron electrical properties, as well as characterization of functional synaptogenesis at the glutamatergic neuromuscular junction and central cholinergic and GABAergic synapses.

Gravação eletrofisiológicas na Drosophila Embrião

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

Transverse Aortic Constriction in Mice

Transverse aortic constriction (TAC) in the mouse is a commonly used experimental model for pressure overload-induced cardiac hypertrophy and heart failure.1 TAC initially leads to compensated hypertrophy of the heart, which often is associated with a temporary enhancement of cardiac contractility. Over time, however, the response to the chronic hemodynamic overload becomes maladaptive, resulting in cardiac dilatation and heart failure.2 The murine TAC model was first validated by Rockman et al.1, and has since been extensively used as a valuable tool to mimic human cardiovascular diseases and elucidate fundamental signaling processes involved in the cardiac hypertrophic response and heart failure development. When compared to other experimental models of heart failure, such as complete occlusion of the left anterior descending (LAD) coronary artery, TAC provides a more reproducible model of cardiac hypertrophy and a more gradual time course in the development of heart failure. Here, we describe a step-by-step procedure to perform surgical TAC in mice. To determine the level of pressure overload produced by the aortic ligation, a high frequency Doppler probe is used to measure the ratio between blood flow velocities in the right and left carotid arteries.3, 4 With surgical survival rates of 80-90%, transverse aortic banding is an effective technique of inducing left ventricular hypertrophy and heart failure in mice.

Transverse aortic constriction (TAC) in the mouse is a commonly used experimental model to study mechanisms underlying cardiac hypertrophy and heart failure development. Here, we describe procedures to constrict the aorta to create a reproducible degree of cardiac hypertrophy in mice.

Constrição aórtica transversais em ratos

Transverse aortic constriction (TAC) in the mouse is a commonly used experimental model for pressure overload-induced cardiac hypertrophy and heart ...

Recording Multicellular Behavior in Myxococcus xanthus Biofilms using Time-lapse Microcinematography

A swarm of the &delta;-proteobacterium Myxococcus xanthus contains millions of cells that act as a collective, coordinating movement through a series of signals to create complex, dynamic patterns as a response to environmental cues. These patterns are self-organizing and emergent; they cannot be predicted by observing the behavior of the individual cells. Using a time-lapse microcinematography tracking assay, we identified a distinct emergent pattern in M. xanthus called chemotaxis, defined as the directed movement of a swarm up a nutrient gradient toward its source 1.
In order to efficiently characterize chemotaxis via time-lapse microcinematography, we developed a highly modifiable plate complex (Figure 1) and constructed a cluster of 8 microscopes (Figure 2), each capable of capturing time-lapse videos. The assay is rigorous enough to allow consistent replication of quantifiable data, and the resulting videos allow us to observe and track subtle changes in swarm behavior. Once captured, the videos are transferred to an analysis/storage computer with enough memory to process and store thousands of videos. The flexibility of this setup has proven useful to several members of the M. xanthus community.

Recording Multicellular Behavior in Myxococcus xanthus Biofilms using Time-lapse Microcinematography

To study Myxococcus xanthus swarm behavior, we have designed a time-lapse microcinematography protocol that can be modified for different assays. It employs standard growth conditions adapted for microscopy, and yields reproducible results by the use of inexpensive, reusable silicone gaskets. We have used this method to quantify multicellular chemotaxis.

Comportamento de gravação em multicelulares Myxococcus xanthus Os biofilmes usando lapso de tempo Microcinematography

A swarm of the &delta;-proteobacterium Myxococcus xanthus contains millions of cells that act as a collective, coordinating movement through a series of ...

One-channel Cell-attached Patch-clamp Recording

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate depends on properties intrinsic to each channel protein as well as the mechanism by which it is generated and controlled and represents an important area of current research. Information about the operational dynamics of ion channel proteins can be obtained by observing long stretches of current produced by a single molecule. Described here is a protocol for obtaining one-channel cell-attached patch-clamp current recordings for a ligand gated ion channel, the NMDA receptor, expressed heterologously in HEK293 cells or natively in cortical neurons. Also provided are instructions on how to adapt the method to other ion channels of interest by presenting the example of the mechano-sensitive channel PIEZO1. This method can provide data regarding the channel&#8217;s conductance properties and the temporal sequence of open-closed conformations that make up the channel&#8217;s activation mechanism, thus helping to understand their functions in health and disease.

Described here is a procedure for obtaining long stretches of current recording from one ion channel with the cell-attached patch-clamp technique. This method allows for observing, in real time, the pattern of open-close channel conformations that underlie the biological signal. These data inform about channel properties in undisturbed biological membranes.

Um canal de gravação de patch-clamp anexado-Cell

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate ...

Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. Rodents are employed by many studies to research the physiology/pathology of erectile function. Erectile function in rodents can be evaluated by measuring the intracavernosal pressure (ICP). In practice, ICP can be monitored following electrical stimulation of the cavernous nerves (CNs). The arterial pressure of the carotid artery (the mean arterial pressure) is used as the reference for ICP. Using ICP recording protocols, many key parameters of erectile function can be measured from the ICP response curve. The ICP measurement provides more information than the apomorphine-induced penile erection test, and is cheaper than telemetric monitoring of the corpus spongiosum penis, making this method the most popular one to evaluate erectile function. However, compared to the easily-performed APO-induced erectile function test, successful ICP recordings require attention to detail, practice, and adherence to the operation method. In this work, an introduction to ICP recording in rats is provided to complement the procedure efficiently.

Intracavernosal pressure recording (ICP) is an important method to evaluate the erectile function of experimental animals. Here, a detailed protocol is demonstrated for the recording procedure of ICP by catheterizing the crura penis and then electrically stimulating the cavernous nerves in rats.

Gravação de Intracavernosal pressão para avaliar a função erétil em roedores

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. ...