Diese Studie wurde von der schwedischen Research Council (K2008-57X-20 676-01-3) finanziert.

1. Exosom Isolation <ol><li> Wachsen Zellen in Medium mit Exosom-freies Serum. So, etwaige Serum Zellkulturmedium sollte der Exosomen durch Ultrazentrifugation bei 120 000 xg über Nacht aufgebraucht bei 4 ° C vor dem Gebrauch. </li><li> Übertragen Sie die Zellsuspension auf konische Röhrchen. </li><li> Zentrifuge bei 300 xg für 10 Minuten bei 4 ° C die Zellen zu pelletieren. </li><li> Übertragen Sie den Überstand in Röhrchen Ultrazentrifuge und wenn nicht ganz voll hinzufügen PBS. </li><li> Zentrifugieren Sie die Probe bei 16 500 xg für 20 Minuten bei 4 ° C weiter zu entfernen Zellen und Zelltrümmer. </li><li> Den Überstand durch einen 0,2 um Filter, um Partikel größer als 200 nm zu entfernen. </li><li> Übertragen Sie die filtrierte Überstand auf neue Ultrazentrifuge Rohre und Abdichten der Rohre vor Ultrazentrifuge bei 120 000 xg für 70 Minuten bei 4 ° C bis Pellet die Exosomen. </li><li> Überstand verwerfen. </li><li> Für maximal Exosom Abruf, resuspendieren Exosom bereicherned Pellet wieder in einem kleinen Volumen (~ 3 x 50 ul) eines geeigneten Puffers. Dieser Puffer ist abhängig von der nachgeschalteten Experimente geplant im Anschluss an die Exosom Isolation. Zum Beispiel, Lysepuffer für Protein-und RNA-Isolierung verwendet wird, ist PBS für die Elektronenmikroskopie und Durchflusszytometrie und für funktionelle Untersuchungen Medium kann bevorzugt verwendet werden. </li></ol> Beachten Sie, Exosomen können auch aus verschiedenen Körperflüssigkeiten, wie Plasma, mit dem gleichen Verfahren wie für Zellkulturmedien isoliert werden. Für viskose Flüssigkeiten kann es notwendig sein, um die Probe mit PBS vor der Zentrifugation und Filtration zu verdünnen. In Bezug auf die Zentrifugationsgeschwindigkeit für Punkt 5 oben, kann es zu 29 500 xg erhöht werden, und die Ultrazentrifugation in Punkt 7 können bis 90 Minuten 18 erweitert werden. Wenn die Probe muss weiter gereinigt werden die Exosom Pellet kann auf einem Saccharose-Gradienten schwebte und die Exosomen wird vor allem in der Fraktion represe gefunden werdennting einer Dichte von 1,13-1,19 g / ml 2. 2. Exosom Identifikation mittels Elektronenmikroskopie <ol><li> Zur weiteren Beseitigung verunreinigenden Proteine, resuspendieren Exosom bereichert Pellet in PBS und Ultrazentrifuge bei 120 000 xg für 70 Minuten bei 4 ° C zu re-Pellet die Exosomen. </li><li> Nehmen Sie ein kleines Aliquot der Probe für Protein-Isolation und Gesamt-Protein-Messung. Stellen Sie sicher, dass nur ein kleiner Teil der Probe lysiert wird und für das Protein-Messung verwendet und halten Sie die intakte Exosomen, in PBS gelöst, separate auf Eis oder bei -80 ° C für weitere Experimente. </li><li> Geben Sie einen Tropfen etwa 10 ug exosomal Protein des intakten Exosomen in PBS resuspendiert, auf einem Parafilm. Dann mit einer Pinzette vorsichtig Stellung eine Formvar Kohlenstoff beschichtete Nickel-Gitter oben auf jeder Tropfen für 30-60 Minuten. Sicherstellen, dass das Netz mit der Beschichtung zugewandte Seite der Tropfen mit Exosomen positioniert ist. </li><li> Legen Sie drei Tropfen, je 30 ul PBS auf ter Parafilm und waschen das Gitter, indem nacheinander die Positionierung des Gitters auf der Tröpfchen der PBS, und verwenden Sie eine absorbierende Papier dazwischen. Verwenden Sie die Aufnahme Papier vorsichtig gerade, indem sie eng an der Seite des Rasters, ohne Kontakt mit der beschichteten Fläche. </li><li> Fix der Probe durch Hinterlegung eines Tropfens 2% Paraformaldehyd auf dem Parafilm und den Rost auf der Oberseite des Drop für 10 Minuten. </li><li> Wiederholen Sie den Waschvorgang in Nummer 4 vor Immunfärbung mit einem entsprechenden Antikörper. Häufig verwendete Antikörper sind anti-CD63 und anti-MHC-Klasse-II. Elektronenmikroskopie kann auch ohne Immunfärbung als Exosomen identifiziert allein auf Größe und Morphologie basiert durchgeführt werden. Wir empfehlen jedoch, um die Größe, Morphologie und das Vorhandensein einer Membran-Protein für eine abschließende Validierung bewerten. </li><li> Übertragen Sie die Raster auf einem 30 ul Tropfen der primäre Antikörper der Wahl und Inkubation für 40 Minuten. Wash durch Wiederholung Punkt 4, sondern nutzen 0,1% Rinderserumalbumin in PBS anstelle von PBS alleine. </li><li> Wiederholen Sie Punkt 7, aber mit der 10 nm-Gold-markierten sekundären Antikörper und waschen mit PBS allein. </li><li> Post-fix die Probe, indem ein Tropfen 2,5% Glutaraldehyd, die Parafilm und Inkubation des Gitters auf der Oberseite des Drop für 10 Minuten. Wiederholen Sie die Wäsche in Punkt 4, sondern verwenden Sie fünf Tropfen deionisiertes Wasser anstelle von drei Tropfen PBS. </li><li> Kontrast der Probe durch Zugabe eines Tropfen 2% Uranylacetat den Parafilm und Inkubation des Gitters auf der Oberseite des Drop für 15 Minuten. </li><li> Embed die Probe, indem ein Tropfen von 0,13% Methylzellulose und 0,4% Uranylacetat den Parafilm und Inkubation des Gitters auf der Oberseite des Drop für 10 Minuten. </li><li> Entfernen Sie überschüssige Flüssigkeit vorsichtig mit einem absorbierenden Papier, bevor die Positionierung des Gitters auf ein Papier mit der beschichteten Seite nach oben und lassen Sie sie trocknen für 5 Minuten. </li><li> Untersuchen Sie die Präparate mit einem Elektronenmikroskop oder lagern Sie das Gitter in einer Gitterbox für die künftige Arbeit. </li></ol> 3.Exosom Charakterisierung mittels Durchflusszytometrie Da Exosomen zu klein, um von den aktuellen Durchflusszytometrie Geräte erkannt werden, ist es notwendig, zuerst binden die Exosomen zu Antikörper-beschichteten Beads (Abbildung 1). Diese Perlen können entweder als fertiges Produkt erworben oder hergestellt im Labor mit dem Antikörper der Wahl. Je nach exosomal zellulären Ursprungs, können verschiedene Antikörper zu Perlen, die entweder kann der Magnet-oder Latex-Charakter gekoppelt werden. Wir verwenden derzeit anti-MHC-Klasse-II-oder Anti-CD63 beschichteten Beads für diese Analyse. <ol><li> Für die Verwendung von &quot;hausgemachten&quot; Antikörper-beschichteten Kügelchen, verwenden wir 4 um Latexkügelchen mit anti-CD63 Antikörper beschichtet. Wash 25 ul 4 um Latexkügelchen (30 x 10 6 Perlen) zweimal in 100 ul MES-Puffer, 3 000 xg für 15-20 Minuten abgeblasen, und der Pellet in 100 ul MES-Puffer. Bereiten Sie die Antikörper Gemisch mit einem Volumen gleich von 12,5 pg Antikörper mit dem gleichen Volumen von MES-Puffer. Fügen Sie diePerlen an den Antikörper Mischung und Inkubation unter Rühren über Nacht bei Raumtemperatur. Waschen Sie den Antikörper-beschichteten Beads dreimal mit PBS (3 000 xg für 20 Minuten) und löst das Pellet in 100 ul Pufferspeicher (mit einer Endkonzentration von 300 000 Perlen / ul). </li><li> Für jede Probe (jeder Antikörper), mit einem Volumen gleich auf ein Minimum von 30 ug exosomal Protein (der intakten Exosomen in PBS gelöst) pro ~ 100 000 Antikörper beschichteten Kügelchen weiter. </li><li> Inkubieren Exosomen und Perlen, in einem Gesamtvolumen von 300 pl PBS, über Nacht bei 4 ° C unter leichter Bewegung. </li><li> Block durch Zugabe von 300 ul 200 mM Glycin und inkubieren für 30 Minuten. </li><li> Waschen Sie die Exosom-Bead-Komplexe zweimal in Waschpuffer (1-3% Serum in PBS), 600 g für 10 Minuten. </li><li> Inkubieren Sie die Exosom-Bead-Komplexe mit 50 ul IgG-Antikörper bei 4 ° C. Waschen Sie die Exosom-Bead-Komplexe zweimal in Waschpuffer wie in Schritt 5 beschrieben. </li><li> Add 90 ul Waschpuffer und 10 ulAntikörper der Wahl (am besten anti-CD9, anti-CD63 oder Anti-CD81) zur Exosom-Bead-Komplexe und inkubieren für 40 Minuten unter leichter Bewegung. Waschen Sie die Exosom-Bead-Komplexe zweimal in Waschpuffer wie in Schritt 5 beschrieben. </li><li> Geben Sie 300 ul Waschpuffer und Erfassung von Daten mittels Durchflusszytometrie. </li></ol> Wie oben besprochen, verschiedene Perlen können verwendet werden, wie Latexkügelchen wie im Protokoll oder magnetische Perlen beschrieben. Wenn magnetische Kügelchen statt verwendet werden, bitte beachten Sie, dass das Protokoll etwas anders ist. Die Sperrung Schritt (Punkt 4) ist nicht erforderlich und die Wäsche ist, indem das Röhrchen in einem Magnetfeld stehen statt einer Zentrifugation durchgeführt. Der Pufferspeicher für die &quot;hausgemachten&quot; Antikörper-beschichteten Kügelchen verwendet, enthalten 0,1% Glycin und 0,1% Natrium in PBS azid, mit einem pH von 7,2. Wichtig ist, achten Sie darauf, die Exosom erschöpft Serum für die Durchflusszytometrie Waschpuffer (1-3% Serum in PBS) verwenden, um alle zu vermeidenSerum Exosomen Kontamination der Analyse. Beachten Sie, bei der Durchführung Exosom Charakterisierung durch Antikörper gekoppelt Perlen ist es wichtig anzuerkennen, dass es nur eine spezifische Subpopulation, die spezifisch für die Antikörper verwendet, die isoliert und charakterisiert. 4. Exosom Erkennung durch Western-Blot Western-Blot ist eine etablierte Methode, und wir werden nicht ins Detail gehen über die Methode selbst, sondern konzentrieren sich auf die Bedeutung eines geeigneten Proteinisolierung vor dem Western-Blot und die verschiedenen Antikörpern verwendet. <ol><li> Lösen Sie die Exosom Pellet in das Protein Lysepuffer der Wahl und Pipettieren gründlich, gefolgt von Vortex-Mixen. Zur weiteren Lyse der Exosomen, beschallen die Probe in ein Wasserbad 3 x 5 Minuten mit Vortex-Mischen dazwischen. Schließlich Zentrifuge der Probe, 13 000 xg für 5 Minuten bei Raumtemperatur und den Überstand in ein neues Eppendorf-Röhrchen. </li><li> Messre des gesamten Proteins durch ein Verfahren zur Auswahl und laden 20-50 pg Protein pro Well. </li><li> Separate und Transfer der Proteine ​​mittels Gelelektrophorese und Elektroblotting. </li><li> Block und waschen Sie die Membran vor der Durchführung Immunfärbung gegen Proteine ​​in Exosomen bereichert. </li><li> Ermitteln Sie die spezifischen Proteins durch Chemilumineszenz, Digital Imaging und Analyse-Software. </li></ol> Da es keine Exosom spezifische Marker, Proteine, die in Exosomen angereichert sind, aus allen unterschiedlichen zellulären Ursprung sind, werden häufig für Exosom Detektion verwendet. Dies sind Proteine ​​wie Tetraspaninen (zB CD9, CD63 und CD81), Zytoskelett assoziierten Protein (zB Ezrin) und Proteinen in multivesicular Biogenese (zB Tsg101 und alix) beteiligt. Andere Proteine, die auch häufig in Exosomen nachgewiesen werden Flotillin, Hsc70 und unterschiedlichen Rab-Proteine ​​etc. Es gibt jedoch auch Zellen bestimmte Proteine ​​in Exosomen wie A33 (Darmepithelzellen) gefunden, CD3(T-Zellen) und MHC-Klasse II (Antigen-präsentierenden Zellen). So kann je nach dem, was Zelltyp der Exosomen sind von den Markern für den Nachweis frei variieren. Wie andere Kompartimente der Zelle auch Vesikel produzieren kann, wird außerdem empfohlen, um die Anwesenheit von Proteinen aus diesen Kompartimenten wie dem endoplasmatischen Retikulum (zB Calnexin und Grp78) und dem Golgi-Apparat (zB GM130) zu bestimmen. So zeigt Mangel an diese Proteine ​​keine oder nur geringe Kontamination von Vesikeln aus anderen Fächern in der Probe untersucht. 5. Isolierung von RNA und RNA exosomal Analyse <ol><li> Lösen Sie die Exosom Pellet in der RNA-Lysepuffer der Wahl und führen Sie die RNA-Extraktion. Verschiedene RNA-Isolierung Kits können je nach Downstream Experimente verwendet werden, aber Spalte basierenden Methoden bietet Proben mit einem breiteren Spektrum von RNA. Wir sind derzeit mit miRCURY RNA Isolation Kit von Exiqon, aber auch andere Kits geeignet sein kann je nach scientific Frage auf der Hand. </li><li> Bei der Durchführung von RNA-Isolierung ist es wichtig, in ein RNase-freies Umfeld zu arbeiten. Verwenden Sie daher Nukleinsäure-und Nuklease frei Pipettenspitzen und wischen beiden Bank und frei von Schadstoffen und RNasen. </li><li> Für die RNA-Isolierung, mit miRCURY RNA Isolation Kit, lösen sich die Exosom Pellet in 350 ul Lyse-Lösung und führen Vortex-Mischen für 15 Sekunden. </li><li> Add 200 ul 95% igem Ethanol und Vortex-Mischen für 10 Sekunden. </li><li> Legen Sie eine Spalte in einer Sammel-Tube und übertragen Sie die lysiert Exosomen, um die Spalte und Zentrifuge 1 Minute bei 14 000 x g. </li><li> Dreimal durch Zugabe von 400 ul der Waschlösung in der Spalte mit den exosomal RNA und Zentrifuge für 1 Minute bei 14 000 x g. </li><li> Zentrifugieren Sie die Spalte für 2 Minuten bei 14 000 xg, um sicherzustellen, dass die Säule trocken ist und statt der trockenen Säule in ein RNase-freies Eppendorf-Röhrchen. </li><li> Dann werden 50 ul Elutionspuffer auf die Säule und zentrifugieren für 2<html> Minuten bei 200 xg, von 1 Minute bei 14 000 x g. gefolgt </li><li> Fahren Sie mit der isolierten RNA oder lagern Sie es in -80 ° C. </li></ol> Für die Detektion und Analyse der extrahierten Gesamt-RNA exosomal, verwenden Sie ein Agilent 2100 Bioanalyzer mit der RNA 6000 Nano-oder RNA 6000 Pico Kit. Die Analyse zeigt die exosomal RNA-Ausbeute und Größenverteilung. 6. Repräsentative Ergebnisse Exosomen sind zu klein, um durch die verfügbaren Durchflusszytometrie Methoden nachgewiesen werden, und sind daher auf Antikörper-beschichteten Beads vor der Analyse beigefügt (Abbildung 1). Als Exosom-Bead-Komplexe können aggregieren die Durchflusszytometrie Streudiagramm können verschiedene Populationen von Einzel-, Doppel-und Dreifach-Perlen (Abbildung 2A). Der Pfeil zeigt die einzelnen Perlen, die weiter analysiert werden. Ein CD63 positive einzelne Perle-Exosom Bevölkerung im Vergleich zu seinem Isotyp-Kontrolle ist in Abbildung 2B gezeigt. e_content &quot;&gt; Aufgrund der geringen Größe der Exosomen, können sie nur direkt visualisiert mit Elektronenmikroskopie, und nicht durch Licht-Mikroskopie. Typische morphologische Merkmale von Exosomen sind rund geformt und 30-100 nm großen Vesikeln. In Abbildung 3, Elektronenmikroskopie Fotografien zeigen Exosomen immungefärbt (A) mit Gold-markierten Antikörper für CD63 (angezeigt durch den Pfeil) und Nicht-immungefärbt Exosomen (B). Um festzustellen, dass die isolierte Vesikel tatsächlich Exosomen und zur weiteren Charakterisierung des exosomal Proteinen, Western Blot häufig verwendet. Abbildung 4 zeigt die Abwesenheit von Calnexin, ein endoplasmatisches Retikulum Marker. Dies deutet darauf hin geringer Verunreinigung von Vesikeln aus dem endoplasmatischen Retikulum. Des Weiteren zeigt Abbildung 4 die Präsenz von CD81 in Exosomen, die eine tetraspanin häufig in Exosomen angereichert ist. Cellular RNA enthalten im Wesentlichens ribosomalen RNA (rRNA), wie die beiden prominenten Peaks für die 18S und 28S rRNA-Untereinheiten in einem Bioanalyzer-Analyse (Abbildung 5A) zu sehen. Allerdings unterscheiden sich exosomal RNA in ihr Profil als Exosomen die beiden rRNA Peaks (18S und 28S) fehlen und sind in kurze RNA, wie mRNA und miRNA (Abbildung 5B) angereichert. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/3037/3037fig1.jpg" /> Abbildung 1. Aufgrund der geringen Größe der Exosomen (30-100 nm), können sie nicht von Lärm und Hintergrund zu unterscheiden, wenn sie mit Durchflusszytometrie analysiert. Daher ist es notwendig, sie zu Antikörper-beschichteten Kügelchen vor der Exosomen analysiert werden, die dann visualisiert werden durch den Laser anhängen können. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/3037/3037fig2.jpg" /> Abbildung 2. Die Exosom-Perlen-Komplex kann insgesamt mit einander und bilden Doppel-und Dreifach-Perlen (A). Der Pfeil demonstriert die einzelne Perle-exo<html> bestimmte Bevölkerungsgruppen, die gated und zur weiteren Analyse verwendet wird. Diese Bevölkerung wird direkt mit einem Isotyp-Kontrolle (gefüllt grau peak) auf das Vorhandensein von Membran-Moleküle der Exosomen bestimmen verglichen werden. CD63 positive Exosomen (schwarz offene Spitze) sind in Abbildung B dargestellt. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3037/3037fig3.jpg" /> Abbildung 3. Elektronenmikroskopische Aufnahmen von Exosomen mit der typischen Morphologie und Größe (40-80 nm) (A und B). Der Pfeil in Abbildung A zeigt die goldene Partikel des sekundären Antikörpers, Verifizieren, dass diese Exosom CD63 haben auf ihrer Membranoberfläche. <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/3037/3037fig4.jpg" /> Abbildung 4. Western-Blot-Ergebnisse, die die Abwesenheit des endoplasmatischen Retikulums Protein Calnexin aber die Anwesenheit des Proteins häufig in Exosomen, tetraspanin CD81 bereichert. ve_content &quot;&gt; <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/3037/3037fig5.jpg" /> Abbildung 5. Bioanalyzer Ergebnisse zeigen Präsenz RNA in Zellen (A) und Exosomen (B). Arrows zeigt die 18S und 28S rRNA-Untereinheiten in Zellen. Als exosomal RNA männlicher kleine RNA enthalten keine oder nur geringe rRNA ist in Exosomen identifiziert.

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JL ist ein Miteigentümer eines Patents im Zusammenhang mit der Nutzung von Exosomen als Vektoren für den Transfer von RNA auf Zellen.

Bei der Untersuchung der molekularen Inhalten und / oder Funktion von Exosomen, ist es wichtig, eine qualitativ hochwertige Isolierung Methode, die eine angemessene Rendite und möglichst geringen Grad der Verunreinigung bereitstellt. Die Methodik in diesem Papier beschrieben ist ein gut etabliertes Konzept zur Isolierung von Exosomen und ihrer RNA-Gehalt und die biologische Funktion zu untersuchen. Darüber hinaus ist die Bedeutung der Charakterisierung der isolierten Exosomen, durch eine Kombination verschiedener Methoden, einschließlich der Elektronenmikroskopie, Durchflusszytometrie und Western Blot, hervorgehoben. Bei der Isolierung Exosomen, ist der erste Zentrifugationsschritt (300 xg), um Zellen, die vorhanden sein in der Zellsuspension oder den untersuchten biologischen Flüssigkeit könnte verwendet werden. Die zweite Zentrifugation bei 16 500 xg muss stark genug sein, um Pellets toten Zellen, Grobschmutz, apoptotische Körper und anderen Organellen. Nach dieser Zentrifugation, sind einige Protokolle eine Nano-Filtration, aber einige investigators haben diesen Schritt ausgeschlossen. Allerdings betonen wir die Bedeutung der Beseitigung der Fragmente und Vesikel größer als 200 nm und daher dringend mit einem Filtrationsschritt empfehlen. Wenn ein strenger Isolation erforderlich ist, kann 100 nm-Filter verwendet werden, aber beachten Sie, dass, wenn viskose Flüssigkeiten verwendet werden, diese Filter leicht verstopft und exosomal Material verloren geht. Es kann auch ein 100 nm Filtration Auswirkungen auf die Morphologie der Exosomen und darüber hinaus, wenn Exosomen im größeren Maßstab sind sie verloren gehen. So scheinen die 200 nm-Filter geeignet für Exosom Isolation. Nach der Filtration wird das obligatorische Ultrazentrifugation bei 120.000 xg für Pellet der Exosomen verwendet. Die Exosomen kann weiter mit PBS gewaschen werden, gebunden an Antikörper-beschichteten Beads und gewaschen, oder auf einen Saccharose-Gradienten, um eine Verunreinigung Proteine ​​zu entfernen. Allerdings kann dies eine sehr ressourcenintensiv Prozess, den wir argumentieren nicht notwendig zu sein, vor allem wenn der Ausgangspunkt Probenvolumen ist klein und / oder der RNA-Gehalt of der Exosomen ist gering, da zusätzliche Schritte deutlich verringern wird das Material weiter. Doch hier sollte die Natur des isolierten Vesikel durch die Anwesenheit und Abwesenheit von bestimmten Proteinen nachgewiesen werden. Bis heute hat keine absolut einzigartiges Protein-Marker für Exosomen identifiziert worden, um sicherzustellen, dass die Probe Exosomen und nichts anderes enthält. Als Ergebnis sind eine Kombination von Methoden erforderlich, um die Exosomen, einschließlich der Bestimmung der Größe und Morphologie der Exosomen durch Elektronenmikroskopie zu charakterisieren. Auch die Reinheit der Probe durch Elektronenmikroskopie bestimmt werden, da diese Methode einen Überblick über den Grad der Kontamination der Probe, zum Beispiel mit größeren Bläschen, wie Mikropartikel, apoptotische Körper oder Zelltrümmer bieten. Darüber hinaus kann der Proteingehalt der Exosomen mittels Durchflusszytometrie und Western Blot bestimmt werden, und die Kombination dieser beiden Methoden ergibt sich eine Analyse sowohl der Membran gebunden (zB CD63 undCD81) und verinnerlicht Proteine ​​(zB Tsg101 und alix) der Exosomen. Nachweis von Proteinen in Exosomen, wie CD63, Tsg101 und Alix, und das Fehlen von Proteinen wie dem endoplasmatischen Retikulum Protein Calnexin bereichert, ist ein Indiz dafür, dass die Exosom bereichert Pellet ist in der Tat Exosomen und nicht verunreinigt Vesikel aus anderen Kompartimenten der Zelle. Das Profil der RNA, die in Exosomen erkannt wird unterscheidet sich grundlegend von dem der RNA in intakten Zellen gefunden. So fehlt exosomal RNA durch Bioanalyzer oder in Gel-basierten RNA-Analyse Ansätze analysiert die beiden Peaks für die 18S und 28S rRNA-Untereinheiten, die prominent in Analyse der zellulären RNA werden. Wir plädieren deshalb, die angibt, den Nachweis einer signifikanten Mengen an rRNA in einer Probe, die die Gesamt-RNA extrahiert nicht von exosomal Herkunft allein, und damit, dass die Isolierung Methode verbessert und qualitätsgesichert braucht.

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare (optional) </td></tr><tr><td> Exosom Isolation </td></tr><tr><td> Optima L-90K Ultrazentrifuge </td><td> Beckman Coulter </td><td> 65670 </td><td></td></tr><tr><td> Quick-Siegel Ultrazentrifuge Rohre </td><td> Beckman Coulter </td><td></td><td> Je nach dem Rotor verwendet verschiedene Rohre benötigt werden. Ti70 (342.414), Ti45 (345776) </td></tr><tr><td> Quick-Seal Cordless Rohr Topper Kit </td><td> Beckman Coulter </td><td> 358312 </td><td></td></tr><tr><td> Filtropur Syringe Filter, 0.20μm </td><td> Sarstedt </td><td> 83.1826.001 </td><td> Für Viskose Flüssigkeiten und / oder große Mengen, eine Vakuum-Filtration-System, 0,2 um, von VWR International kann stattdessen verwendet werden (514-0600). </td></tr><tr><td> Elektronenmikroskopie </td></tr><tr><td> Formvar / Kohlenstoff beschichtete Nickel-Grids </td><td> Ted Pella Inc. </td><td> 1GN200 </td><td></td></tr><tr><td> Mouse-anti-human CD63 </td><td> BD Bioscience </td><td> 556019 </td><td> Endkonzentration: 0.05μg/μl </td></tr><tr><td> Isotyp-Kontrolle; IgG1κ (MOPC 21) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> M9269 </td><td> Endkonzentration: 0.05μg/μl </td></tr><tr><td> Anti-Maus-IgG-Gold-Konjugat, 10 nm </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> G7777 </td><td> Endkonzentration: 1% </td></tr><tr><td> LEO 912AB Omega Elektronenmikroskop </td><td> Carl Zeiss NTS </td><td></td><td> Oder gleichwertiges Gerät. </td></tr><tr><td> Durchflusszytometrie </td></tr><tr><td> 4 &amp;mgr; Aldehyd / Sulfat Latexkügelchen </td><td> Grenzflächen-Dynamics </td><td> 12-4000 </td><td></td></tr><tr><td> Antikörper für die Beschichtung der Latexkügelchen </td><td></td><td></td><td> Zum Beispiel anti-CD63 von BD Bioscience (556019) </td></tr><tr><td> Intelli-Mixer RM-2L </td><td> ELMI </td><td></td><td> Oder gleichwertiges Gerät. </td></tr><tr><td> IgG aus humanem Serum </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> I4506 </td><td></td></tr><tr><td> Antikörper für den Nachweis </td><td> BD Bioscience </td><td></td><td> Zum Beispiel: PE anti-CD63 (556020) PE anti-CD9 (555372) PE anti-CD81 (555676) Isotyp-Kontrolle (555749) </td></tr><tr><td> BD FACSAria </td><td> BD Bioscience </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Western Blot </td></tr><tr><td> Transsonic T 490 DH </td><td> ELMA </td><td></td><td> Oder gleichwertiges Gerät. </td></tr><tr><td> Isolierung von RNA und RNA exosomal Analyse </td></tr><tr><td> miRCURY RNA Isolation Kit </td><td> Exiqon A / S </td><td> 300110 </td><td></td></tr><tr><td> Agilent 2100 Bioanalyzer </td><td> Agilent Technologies </td><td> G2939A </td><td></td></tr></tbody></table>

isolation and characterization of rna-containing exosomes

Der Bereich der Exosom Forschung entwickelt sich rasant und mit einem dramatischen Anstieg der Veröffentlichungen in den letzten Jahren. Diese kleinen Bläschen (30-100 nm) von endocytischen Herkunft wurden zunächst vorgeschlagen, als eine Möglichkeit für Retikulozyten an den Transferrin-Rezeptor zu beseitigen, während Reifung in die Erythrozyten 1-Funktion, und wurden später Exosomen benannt. Exosomen sind von innen Knospung späten Endosomen, Herstellung multivesicular bodies (MVBs) gebildet und in die Umwelt durch die Fusion der MVBs mit der Plasmamembran 2 veröffentlicht. Seit der ersten Entdeckung der Exosomen, haben eine breite Palette von Zellen wurde gezeigt, dass diese Vesikel Release. Exosomen sind auch in mehreren biologischen Flüssigkeiten wie Plasma-, Nasen-Spülflüssigkeit, Speichel und Muttermilch 3-6 nachgewiesen. Darüber hinaus hat sich gezeigt, dass der Inhalt und die Funktion der Exosomen auf dem ursprünglichen Zelle und die Bedingungen, unter denen sie hergestellt werden, hängt. Eine Vielzahl von Funktionen Dämonentrated für Exosomen, wie die Induktion von Toleranz gegenüber Allergenen 7,8, zur Beseitigung der etablierten Tumoren in Mäusen 9, Hemmung und Aktivierung der natürlichen Killerzellen 10-12, Förderung der Differenzierung in regulatorischen T-Zellen 13, Stimulation von T-Zell-Proliferation 14 und Induktion von T-Zell-Apoptose 15. Jahr 2007 haben wir gezeigt, dass Exosomen aus Mastzellen freigesetzt messenger RNA (mRNA) und microRNA (miRNA) enthalten, und dass die RNA aus einer Zelle zur anderen über Exosomen befördert werden. In der Empfänger-Zellen wurde die mRNA durch Exosomen pendelte gezeigt, dass in ein Protein übersetzt werden, was auf eine regulatorische Funktion der übertragenen RNA 16. Ferner haben wir auch gezeigt, dass Exosomen aus Zellen unter oxidativem Stress gewachsen abgeleitet werden kann Toleranz gegenüber weiteren Stress induzieren in den Empfängerländern Zellen und weisen somit eine biologische Funktion des exosomal Shuttle RNA 17. Zellkulturmedien und biologischen Flüssigkeiten contain eine Mischung von Vesikeln und Schuppen Fragmente. Eine hochwertige Isolierung Methode für Exosomen, gefolgt von der Charakterisierung und Identifizierung der Exosomen und ihrer Inhalte ist daher von entscheidender Bedeutung, um Exosomen aus anderen Bläschen und Partikeln zu unterscheiden. Hier stellen wir eine Methode zur Isolierung von Exosomen aus beiden Zellkulturmedium und Körperflüssigkeiten. Diese Isolation Methode basiert auf wiederholte Zentrifugation und Filtration Schritte, um eine endgültige Ultrazentrifugationsschritt, in denen die Exosomen sind pelletiert gefolgt basiert. Wichtige Methoden der Exosomen Identifizierung und Charakterisierung der exosomal Morphologie und Eiweißgehalt sind hervorgehoben, einschließlich Elektronenmikroskopie, Durchflusszytometrie und Western Blot. Die Reinigung des gesamten exosomal RNA wird auf Spin-Säulenchromatographie basiert und die exosomal RNA-Ausbeute und Größenverteilung wird mit Hilfe eines Bioanalyzer.

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Isolation and Characterization of RNA-Containing Exosomes

Dieses Papier zeigt Methoden zur Isolierung, Aufreinigung und Detektion von Exosomen, sowie Techniken für die Analyse ihrer molekularen Inhalten. Diese Methoden sind anpassungsfähig für Exosom Isolation von beiden Zellkulturmedien und biologischen Flüssigkeiten, und kann darüber hinaus Analyse molekularer Inhalte auch in funktionellen Studien nützlich sein.

Isolierung und Charakterisierung von RNA-haltigen Exosomen

The field of exosome research is rapidly expanding, with a dramatic increase in publications in recent years. These small vesicles (30-100 nm) of ...

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Research

JoVE Journal

Biology

99.2K Aufrufe.  University of Gothenburg. Dieses Papier zeigt Methoden zur Isolierung, Aufreinigung und Detektion von Exosomen, sowie Techniken für die Analyse ihrer molekularen Inhalten. Diese Methoden sind anpassungsfähig für Exosom Isolation von beiden Zellkulturmedien und biologischen Flüssigkeiten, und kann darüber hinaus Analyse molekularer Inhalte auch in funktionellen Studien nützlich sein.

Serie: Isolation and Characterization of RNA-Containing Exosomes

Generation of RNA/DNA Hybrids in Genomic DNA by Transformation using RNA-containing Oligonucleotides

Synthetic short nucleic acid polymers, oligonucleotides (oligos), are the most functional and widespread tools of molecular biology. Oligos can be produced to contain any desired DNA or RNA sequence and can be prepared to include a wide variety of base and sugar modifications. Moreover, oligos can be designed to mimic specific nucleic acid alterations and thus, can serve as important tools to investigate effects of DNA damage and mechanisms of repair. We found that Thermo Scientific Dharmacon RNA-containing oligos with a length between 50 and 80 nucleotides can be particularly suitable to study, in vivo, functions and consequences of chromosomal RNA/DNA hybrids and of ribonucleotides embedded into DNA. RNA/DNA hybrids can readily form during DNA replication, repair and transcription, however, very little is known about the stability of RNA/DNA hybrids in cells and to which extent these hybrids can affect the genetic integrity of cells. RNA-containing oligos, therefore, represent a perfect vector to introduce ribonucleotides into chromosomal DNA and generate RNA/DNA hybrids of chosen length and base composition. Here we present the protocol for the incorporation of ribonucleotides into the genome of the eukaryotic model system yeast /Saccharomyces cerevisiae/. Yet, our lab has utilized Thermo Scientific Dharmacon RNA-containing oligos to generate RNA/DNA hybrids at the chromosomal level in different cell systems, from bacteria to human cells.

This work shows how to form an RNA/DNA hybrid at the chromosomal level and reveal transfer of genetic information from RNA to genomic DNA in yeast cells.

Generierung von RNA / DNA-Hybride in genomischer DNA durch Transformation mit RNA-haltigen Oligonukleotiden

Synthetic short nucleic acid polymers, oligonucleotides (oligos), are the most functional and widespread tools of molecular biology. Oligos can be ...

Forschung

Biologie

Isolation &#38; Characterization of Hoechstlow CD45negative Mouse Lung Mesenchymal Stem Cells

Tissue resident mesenchymal stem cells (MSC) are important regulators of tissue repair or regeneration, fibrosis, inflammation, angiogenesis and tumor formation. Taken together these studies suggest that resident lung MSC play a role during pulmonary tissue homeostasis, injury and repair during diseases such as pulmonary fibrosis (PF) and arterial hypertension (PAH). Here we describe a technology to define a population of resident lung MSC. The definition of this population in vivo pulmonary tissue using a define set of markers facilitates the repeated isolation of a well-characterized stem cell population by flow cytometry and the study of a specific cell type and function.

Isolation &amp; Characterization of Hoechstlow CD45negative Mouse Lung Mesenchymal Stem Cells

In this article we demonstrate the isolation of murine resident lung mesenchymal stem cells (lung MSC), their expansion, characterization and analysis of immunomodulatory properties.

Isolation und Charakterisierung von Hoechst Low CD45 Negative Mouse Lung mesenchymalen Stammzellen

Tissue resident mesenchymal stem cells (MSC) are important regulators of tissue repair or regeneration, fibrosis, inflammation, angiogenesis and tumor ...

Isolation, Culture, and Functional Characterization of Adult Mouse Cardiomyoctyes

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of heart disease. In particular, the ability to study ion homeostasis, ion channel function, cellular excitability and excitation-contraction coupling and their alterations in diseased conditions and by disease-causing mutations have led to significant insights into cardiac diseases. Furthermore, the lack of an adequate immortalized cell line to mimic adult CMs, and the limitations of neonatal CMs (which lack many of the structural and functional biomechanics characteristic of adult CMs) in culture have hampered our understanding of the complex interplay between signaling pathways, ion channels and contractile properties in the adult heart strengthening the importance of studying adult isolated cardiomyocytes. Here, we present methods for the isolation, culture, manipulation of gene expression by adenoviral-expressed proteins, and subsequent functional analysis of cardiomyocytes from the adult mouse. The use of these techniques will help to develop mechanistic insight into signaling pathways that regulate cellular excitability, Ca2+ dynamics and contractility and provide a much more physiologically relevant characterization of cardiovascular disease.

Here we describe the isolation of adult mouse cardiomyoctyes using a Langendorff perfusion system. The resulting cells are Ca2+-tolerant, electrically quiescent and can be cultured and transfected with adeno- or lentiviruses to manipulate gene expression. Their functionality can also be analyzed using the MMSYS system and patch clamp techniques.

Isolierung, Kultur, und funktionelle Charakterisierung der erwachsenen Maus Cardiomyoctyes

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of ...

Isolation and Characterization of Microvesicles from Peripheral Blood

The release of extracellular vesicles (EVs) including small endosomal-derived exosomes (Exos, diameter &#60; 100 nm) and large plasma membrane-derived microvesicles (MVs, diameter &#62; 100 nm) is a fundamental cellular process that occurs in all living cells. These vesicles transport proteins, lipids and nucleic acids specific for their cell of origin and in vitro studies have highlighted their importance as mediators of intercellular communication. EVs have been successfully isolated from various body fluids and especially EVs in blood have been identified as promising biomarkers for cancer or infectious diseases. In order to allow the study of MV subpopulations in blood, we present a protocol for the standardized isolation and characterization of MVs from peripheral blood samples. MVs are pelleted from EDTA-anticoagulated plasma samples by differential centrifugation and typically possess a diameter of 100 - 600 nm. Due to their larger size, they can easily be studied by flow cytometry, a technique that is routinely used in clinical diagnostics and available in most laboratories. Several examples for quality control assays of the isolated MVs will be given and markers that can be used for the discrimination of different MV subpopulations in blood will be presented.

Extracellular vesicles present in blood have been suggested as novel biomarkers for various diseases. Here, we present a protocol for the isolation of large plasma membrane-derived microvesicles from peripheral blood samples and their subsequent analysis by conventional flow cytometry and Western Blotting.

Isolierung und Charakterisierung von Mikrovesikeln aus peripherem Blut

The release of extracellular vesicles (EVs) including small endosomal-derived exosomes (Exos, diameter &#60; 100 nm) and large plasma membrane-derived ...

Isolation and Characterization of Adult Cardiac Fibroblasts and Myofibroblasts

Cardiac fibrosis in response to injury is a physiological response to wound healing. Efforts have been made to study and target fibroblast subtypes that mitigate fibrosis. However, fibroblast research has been hindered due to the lack of universally acceptable fibroblast markers to identify quiescent as well as activated fibroblasts. Fibroblasts are a heterogenous cell population, making them difficult to isolate and characterize. The presented protocol describes three different methods to enrich fibroblasts and myofibroblasts from uninjured and injured mouse hearts. Using a standard and reliable protocol to isolate fibroblasts will enable the study of their roles in homeostasis as well as fibrosis modulation.

Obtaining a pure population of fibroblasts is crucial to studying their role in wound repair and fibrosis. Described here is a detailed method to isolate fibroblasts and myofibroblasts from uninjured and injured mouse hearts followed by characterization of their purity and functionality by immunofluorescence, RTPCR, fluorescence-assisted cell sorting, and collagen gel contraction.

Isolierung und Charakterisierung von adulten Herz-Fibroblasten und Myofibroblasten

Cardiac fibrosis in response to injury is a physiological response to wound healing. Efforts have been made to study and target fibroblast subtypes that ...

Isolation and Characterization of Exosomes from Skeletal Muscle Fibroblasts

Exosomes are small extracellular vesicles released by virtually all cells and secreted in all biological fluids. Many methods have been developed for the isolation of these vesicles, including ultracentrifugation, ultrafiltration, and size exclusion chromatography. However, not all are suitable for large scale exosome purification and characterization. Outlined here is a protocol for establishing cultures of primary fibroblasts isolated from adult mouse skeletal muscles, followed by purification and characterization of exosomes from the culture media of these cells. The method is based on the use of sequential centrifugation steps followed by sucrose density gradients. Purity of the exosomal preparations is then validated by western blot analyses using a battery of canonical markers (i.e., Alix, CD9, and CD81). The protocol describes how to isolate and concentrate bioactive exosomes for electron microscopy, mass spectrometry, and uptake experiments for functional studies. It can easily be scaled up or down and adapted for exosome isolation from different cell types, tissues, and biological fluids.

This protocol illustrates the 1) the isolation and culture of primary fibroblasts from the adult mouse gastrocnemius muscle as well as 2) purification and characterization of exosomes using a differential ultracentrifugation method combined with sucrose density gradients followed by western blot analyses.

Isolierung und Charakterisierung von Exosomen aus Skelettmuskelfibroblasten

Exosomes are small extracellular vesicles released by virtually all cells and secreted in all biological fluids. Many methods have been developed for the ...

Isolation and Characterization of Mouse Primary Liver Sinusoidal Endothelial Cells

Liver sinusoidal endothelial cells (LSECs) are specialized endothelial cells located at the interface between the circulation and the liver parenchyma. LSECs have a distinct morphology characterized by the presence of fenestrae and the absence of basement membrane. LSECs play essential roles in many pathological disorders in the liver, including metabolic dysregulation, inflammation, fibrosis, angiogenesis, and carcinogenesis. However, little has been published about the isolation and characterization of the LSECs. Here, this protocol discusses the isolation of LSEC from both healthy and nonalcoholic fatty liver disease (NAFLD) mice. The protocol is based on collagenase perfusion of the mouse liver and magnetic beads positive selection of nonparenchymal cells to purify LSECs. This study characterizes LSECs using specific markers by flow cytometry and identifies the characteristic phenotypic features by scanning electron microscopy. LSECs isolated following this protocol can be used for functional studies, including adhesion and permeability assays, as well as downstream studies for a particular pathway of interest. In addition, these LSECs can be pooled or used individually, allowing multi-omics data generation including RNA-seq bulk or single cell, proteomic or phospho-proteomics, and Assay for Transposase-Accessible Chromatin using sequencing (ATAC-seq), among others. This protocol will be useful for investigators studying LSECs&#39; communication with other liver cells in health and disease and allow an in-depth understanding of the role of LSECs in the pathogenic mechanisms of acute and chronic liver injury.

Here we outline and demonstrate a protocol for primary mouse liver sinusoidal endothelial cell (LSEC) isolation. The protocol is based on liver collagenase perfusion, nonparenchymal cell purification by low-speed centrifugation, and CD146 magnetic bead selection. We also phenotype and characterize these isolated LSECs using flow cytometry and scanning electron microscopy.

Isolierung und Charakterisierung von primären Leber-Sinus-Endothelzellen der Maus

Liver sinusoidal endothelial cells (LSECs) are specialized endothelial cells located at the interface between the circulation and the liver parenchyma. ...

Isolation and Characterization of Intact Phycobilisome in Cyanobacteria

In cyanobacteria, phycobilisome is a vital antenna protein complex that harvests light and transfers energy to photosystem I and II for photochemistry. Studying the structure and composition of phycobilisome is of great interest to scientists because it reveals the evolution and divergence of photosynthesis in cyanobacteria. This protocol provides a detailed and optimized method to break cyanobacterial cells at low cost by a bead-beater efficiently. The intact phycobilisome can then be isolated from the cell extract by sucrose gradient ultracentrifugation. This method has demonstrated being suitable for both model and non-model cyanobacteria with different cell types. A step-by-step procedure is also provided to confirm the integrity and property of phycobiliproteins by 77K fluorescence spectroscopy and SDS-PAGE stained by zinc sulfate and Coomassie Blue. The isolated phycobilisome can also be subjected to further structural and compositional analyses. Overall, this protocol provides a helpful starting guide that allows researchers unfamiliar with cyanobacteria to quickly isolate and characterize intact phycobilisome.

The current protocol details the isolation of phycobilisomes from cyanobacteria by centrifugation through a discontinuous sucrose density gradient. The fractions of intact phycobilisomes are confirmed by 77K fluorescent emission spectrum and SDS-PAGE analysis. The resulting phycobilisome fractions are suitable for negative staining of TEM and mass spectrometry analysis.

Isolierung und Charakterisierung intakter Phycobilisomen in Cyanobakterien

In cyanobacteria, phycobilisome is a vital antenna protein complex that harvests light and transfers energy to photosystem I and II for photochemistry. ...

Isolation and Characterization of Cyanobacterial Extracellular Vesicles

Cyanobacteria are a diverse group of photosynthetic, Gram-negative bacteria that play critical roles in global ecosystems and serve as essential biotechnology models. Recent work has demonstrated that both marine and freshwater cyanobacteria produce extracellular vesicles -&#160;small membrane-bound structures released from the outer surface of the microbes. While vesicles likely contribute to diverse biological processes, their specific functional roles in cyanobacterial biology remain largely unknown. To encourage and advance research in this area, a detailed protocol is presented for isolating, concentrating, and purifying cyanobacterial extracellular vesicles. The current work discusses methodologies that have successfully isolated vesicles from large cultures of Prochlorococcus, Synechococcus, and Synechocystis. Methods for quantifying and characterizing vesicle samples from these strains are presented. Approaches for isolating vesicles from aquatic field samples are also described. Finally, typical challenges encountered with cyanobacterial vesicle purification, methodological considerations for different downstream applications, and the trade-offs between approaches are also discussed.

The present protocol providesdetailed descriptions for isolation, concentration,and characterization of extracellular vesicles from cyanobacterial cultures. Approaches for purifying vesicles from cultures at different scales, trade-offs among methodologies, and considerations for working with field samples are also discussed.

Isolierung und Charakterisierung von zyanobakteriellen extrazellulären Vesikeln

Cyanobacteria are a diverse group of photosynthetic, Gram-negative bacteria that play critical roles in global ecosystems and serve as essential ...

Isolation and Characterization of the Immune Cells from Micro-dissected Mouse Choroid Plexuses

The brain is no longer considered as an organ functioning in isolation; accumulating evidence suggests that changes in the peripheral immune system can indirectly shape brain function. At the interface between the brain and the systemic circulation, the choroid plexuses (CP), which constitute the blood-cerebrospinal fluid barrier, have been highlighted as a key site of periphery-to-brain communication. CP produce the cerebrospinal fluid, neurotrophic factors, and signaling molecules that can shape brain homeostasis. CP are also an active immunological niche. In contrast to the brain parenchyma, which is populated mainly by microglia under physiological conditions, the heterogeneity of CP immune cells recapitulates the diversity found in other peripheral organs. The CP immune cell diversity and activity change with aging, stress, and disease and modulate the activity of the CP epithelium, thereby indirectly shaping brain function. The goal of this protocol is to isolate murine CP and identify about 90% of the main immune subsets that populate them. This method is a tool to characterize CP immune cells and understand their function in orchestrating periphery-to-brain communication. The proposed protocol may help decipher how CP immune cells indirectly modulate brain function in health and across various disease conditions.

This study uses flow cytometry and two different gating strategies on isolated perfused mice brain choroid plexuses; this protocol identifies the main immune cell subsets that populate this brain structure.

Isolierung und Charakterisierung der Immunzellen aus mikrodissektierten Maus-Aderhautplexus

The brain is no longer considered as an organ functioning in isolation; accumulating evidence suggests that changes in the peripheral immune system can ...

Methods Article

Isolierung und Charakterisierung von RNA-haltigen Exosomen