Questo studio è stato finanziato dal Consiglio svedese della ricerca (K2008-57x-20 676-01-3).

1. Isolamento Exosome <ol><li> Crescere le cellule in mezzo con exosome senza siero. Pertanto, qualsiasi siero aggiunti al mezzo di coltura cellulare dovrebbe essere impoverito di esosomi da ultracentrifugazione a 120 000 xg per tutta la notte a 4 ° C prima dell&#39;uso. </li><li> Trasferire la sospensione di cellule di tubi conici. </li><li> Centrifugare a 300 xg per 10 minuti a 4 ° C per agglomerare le cellule. </li><li> Trasferire il surnatante per ultracentrifuga tubi e se non completamente pieno aggiungere PBS. </li><li> Centrifugare il campione a 16 500 xg per 20 minuti a 4 ° C per rimuovere ulteriori cellule e detriti cellulari. </li><li> Filtrare il surnatante con un filtro 0,2 micron per rimuovere le particelle più grandi di 200 nm. </li><li> Trasferire il surnatante filtrato per tubi ultracentrifuga nuove e sigillare i tubi prima ultracentrifuga a 120 000 xg per 70 minuti a 4 ° C per far sedimentare il esosomi. </li><li> Scartare il surnatante. </li><li> Per massimo recupero exosome, risospendere il exosome arricchireed pellet ripetutamente in un piccolo volume (circa 3 x 50 ml) di un buffer adeguato. Questo buffer dipende dal esperimenti previsti a valle dopo l&#39;isolamento exosome. Per esempio, tampone di lisi viene utilizzato per l&#39;isolamento delle proteine ​​e RNA, PBS viene utilizzato per la microscopia elettronica e di citometria a flusso e funzionale per gli studi medi possono essere preferiti. </li></ol> Nota; esosomi possono anche essere isolate da fluidi corporei diversi, come il plasma, utilizzando la stessa procedura per i terreni di coltura delle cellule. Per fluidi viscosi, può essere necessario diluire il campione con PBS prima della centrifugazione e dalla filtrazione passo. In relazione alla velocità di centrifugazione per il punto 5 di cui sopra, può essere aumentato a 29 500 xg, e il ultracentrifugazione al punto 7 può essere esteso a 90 minuti 18. Se il campione deve essere ulteriormente purificato il exosome pellet può essere quotata in un gradiente di saccarosio e il esosomi sarà principalmente si trovano nella frazione representing una densità di 1,13-1,19 g / ml 2. 2. Identificazione Exosome al microscopio elettronico <ol><li> Per ulteriori eliminare proteine ​​contaminanti, risospendere il pellet exosome arricchito in PBS e ultracentrifuga a 120 000 xg per 70 minuti a 4 ° C a ri-pellet il esosomi. </li><li> Prendete una piccola aliquota del campione per l&#39;isolamento delle proteine ​​e la misurazione delle proteine ​​totali. Assicurarsi che solo una piccola parte del campione è lisati e utilizzato per la misurazione delle proteine ​​e mantenere intatto il esosomi, risolto in PBS, separati o su ghiaccio a -80 ° C per ulteriori esperimenti. </li><li> Mettere una goccia, circa 10 mg di proteina exosomal del esosomi intatto risospeso in PBS, su un Parafilm. Poi, con una pinza, delicatamente la posizione di una griglia di carbonio rivestito formvar nichel sopra ogni goccia per 30-60 minuti. Assicurarsi che la griglia è posizionato con il lato di fronte al calo rivestimento contenente esosomi. </li><li> Luogo tre gocce, ogni microlitri 30, di PBS su tha Parafilm e lavare la griglia di posizionamento in sequenza la griglia sopra delle gocce di PBS, e utilizzare una carta assorbente in mezzo. Utilizzare la carta assorbente con delicatezza solo tenendolo vicino al lato della griglia, senza contatto con la superficie rivestita. </li><li> Fissare il campione mediante deposito un calo del 2% paraformaldeide sul Parafilm e posizionare la griglia nella parte superiore della goccia per 10 minuti. </li><li> Ripetere la fase di lavaggio di cui al punto 4, prima di immunostaining con un anticorpo appropriato. Gli anticorpi utilizzati sono anti-CD63 e anti-MHC di classe II. Microscopia elettronica può essere eseguita anche senza immunocolorazione come esosomi possono essere identificati esclusivamente in base alle dimensioni e morfologia. Tuttavia, si consiglia di valutare l&#39;, morfologia dimensioni e la presenza di una proteina di membrana per una convalida più conclusivo. </li><li> Trasferire la griglia per un calo del 30 microlitri della anticorpo primario di scelta e incubare per 40 minuti. Lavare, ripetendo il punto 4, ma usare lo 0,1% di BSA in PBS invece di PBS solo. </li><li> Ripetete il punto 7, ma con la nm-oro 10 anticorpo marcato secondario e lavare con PBS solo. </li><li> Post-fissare il campione con l&#39;aggiunta di un calo del 2,5% glutaraldeide al Parafilm e incubare la griglia nella parte superiore della goccia per 10 minuti. Ripetere il lavaggio al punto 4, ma utilizzano cinque gocce di acqua deionizzata invece di tre gocce di PBS. </li><li> Contrasto con il campione con l&#39;aggiunta di una goccia di acetato di uranile al 2% al Parafilm e incubare la griglia nella parte superiore della goccia per 15 minuti. </li><li> Incorpora il campione con l&#39;aggiunta di una goccia di metilcellulosa 0,13% e acetato di uranile 0,4% al Parafilm e incubare la griglia nella parte superiore della goccia per 10 minuti. </li><li> Rimuovere il liquido in eccesso con delicatezza usando una carta assorbente, prima di posizionare la griglia su un foglio con il lato rivestito e lasciare asciugare per 5 minuti. </li><li> Esaminare i preparativi con un microscopio elettronico o conservare le griglie in una scatola di griglia per il lavoro futuro. </li></ol> 3.Caratterizzazione Exosome mediante citometria di flusso Come esosomi sono troppo piccoli per essere rilevato da apparecchiature con corrente di citometria a flusso, è necessario legare il primo esosomi di perle legate agli anticorpi (Figura 1). Queste sfere possono essere acquistati come un prodotto già pronto o fatto in laboratorio con l&#39;anticorpo di scelta. A seconda della provenienza exosomal cellulari, gli anticorpi diversi possono essere accoppiati a perle che può essere sia di carattere magnetico o lattice. Al momento stiamo utilizzando anti-MHC di classe II o perle di rivestimento anti-CD63 per questa analisi. <ol><li> Per l&#39;uso di &quot;fatti in casa&quot; perle legate agli anticorpi, usiamo 4 sfere di lattice micron rivestita con anticorpi anti-CD63. Lavare 25 microlitri 4 sfere di lattice micron (30 x 10 6 perline) due volte in 100 l MES buffer, 3 000 xg per 15-20 minuti e ridisciogliere il pellet in 100 microlitri di buffer MES. Preparare la miscela di anticorpi che contiene un volume uguale di 12,5 mcg anticorpi con lo stesso volume di tampone MES. Aggiungere ilperline alla miscela di anticorpi ed incubare in agitazione tutta la notte a temperatura ambiente. Lavare le perline anticorpi per tre volte con PBS (3 000 xg per 20 minuti) e sciogliere il precipitato in 100 ml di buffer di memoria (con una concentrazione finale di 300 000 perline / mL). </li><li> Per ogni campione (ogni anticorpo), continuare con un volume pari a un minimo di 30 mg di proteina exosomal (del esosomi intatto risolto in PBS) per ~ 100 000 perle legate agli anticorpi. </li><li> Incubare esosomi e perline, in un volume totale di 300 ml PBS, durante la notte a 4 ° C sotto movimento dolce. </li><li> Blocco con l&#39;aggiunta di 300 ml di 200 mM glicina e incubare per 30 minuti. </li><li> Lavare i exosome-tallone complessi due volte in tampone di lavaggio (siero 1-3% in PBS), 600 xg per 10 minuti. </li><li> Incubare la exosome-tallone complessi con 50 microlitri di anticorpi IgG a 4 ° C. Lavare i exosome-tallone complessi due volte in tampone di lavaggio come descritto al punto 5. </li><li> Aggiungere 90 microlitri di buffer di lavaggio e 10 microlitrianticorpi di scelta (idealmente anti-CD9, anti-CD63 o anti-CD81) al exosome-tallone complessi e incubare per 40 minuti in movimento dolce. Lavare i exosome-tallone complessi due volte in tampone di lavaggio come descritto al punto 5. </li><li> Aggiungere 300 microlitri di buffer di lavaggio e acquisire dati in citometria a flusso. </li></ol> Come discusso in precedenza, perline diversi possono essere utilizzati, come sfere di lattice, come descritto nel protocollo o sfere magnetiche. Se grani magnetici sono utilizzati al posto, si prega di notare, che il protocollo è leggermente diverso. Il passo di blocco (punto 4) non è richiesto e il lavaggio viene effettuato inserendo il tubo in un supporto magnetico al posto di una centrifugazione. Il buffer di memoria usato per la &quot;casa&quot; perle legate agli anticorpi, contengono glicina 0,1% e 0,1% di sodio azid in PBS, con un pH di 7,2. Importante, assicurarsi di utilizzare il siero exosome impoverito per il tampone di lavaggio citometria a flusso (1-3% di siero in PBS), per evitare qualsiasiesosomi siero contaminare l&#39;analisi. Nota: durante l&#39;esecuzione di caratterizzazione exosome utilizzando anticorpi perline accoppiate, è importante riconoscere che è solo una sottopopolazione specifica, specifico per l&#39;anticorpo utilizzato, che è isolato e caratterizzato. 4. Rilevamento Exosome da Western Blot Western Blot è un metodo ben definito e noi non entreremo nei dettagli per quanto riguarda il metodo stesso, ma attenzione sull&#39;importanza di un isolamento delle proteine ​​adatto prima della Western Blot e gli anticorpi diversi utilizzati. <ol><li> Sciogliere il exosome pellet nel buffer di lisi di proteine ​​di scelta e di pipettaggio a fondo, seguito da vortice di miscelazione. Per ulteriori lisare il esosomi, sonicare il campione in un bagno d&#39;acqua da 3 x 5 minuti con vortice di miscelazione in mezzo. Infine centrifuga il campione, 13 000 xg per 5 minuti a temperatura ambiente, e trasferire il surnatante in una nuova provetta Eppendorf. </li><li> Misure le proteine ​​totali con un metodo di scelta e carico di 20-50 mg di proteine ​​per bene. </li><li> Separino e trasferire le proteine ​​con elettroforesi su gel e elettroblotting. </li><li> Blocco e lavare la membrana prima di eseguire immunocolorazione contro le proteine ​​arricchito in esosomi. </li><li> Rilevare la proteina specifica chemiluminescenza, sistema di imaging digitale e software di analisi. </li></ol> Poiché non vi sono marcatori exosome specifico, le proteine ​​che si arricchiscono in esosomi, da tutte le diverse origini cellulari, sono comunemente usati per il rilevamento exosome. Si tratta di proteine ​​come tetraspanins (ad esempio CD9, CD63 e CD81), citoscheletro proteina associata (ad es Ezrin) e le proteine ​​coinvolte nella biogenesi multivescicolari (ad esempio Tsg101 e Alix). Altre proteine ​​che sono comunemente rilevati in esosomi sono Flotillin, Hsc70 e proteine ​​rab diversi, ecc Tuttavia, ci sono anche proteine ​​specifiche delle cellule si trovano in esosomi come A33 (cellule epiteliali intestinali), CD3(Cellule T) e MHC di classe II (cellule presentanti l&#39;antigene). Così, a seconda del tipo di cellula da quello che il esosomi vengono rilasciati dai marcatori per la rilevazione può variare. Come altri compartimenti della cellula anche in grado di produrre vescicole, si raccomanda inoltre di determinare la presenza di proteine ​​di questi compartimenti, come reticolo endoplasmatico (ad esempio calnexin e Grp78) e l&#39;apparato di Golgi (ad esempio GM130). Così, la mancanza di queste proteine ​​indica contaminazione scarse o nulle vescicole di altri compartimenti nel campione studiato. 5. Isolamento di exosomal RNA e l&#39;RNA analisi <ol><li> Sciogliere il exosome pellet in tampone di lisi RNA di scelta e di eseguire l&#39;estrazione dell&#39;RNA. Diversi kit di isolamento dell&#39;RNA può essere utilizzato a seconda esperimenti a valle, ma i metodi basati colonna fornisce campioni con uno spettro più ampio di RNA. Attualmente stiamo utilizzando miRCURY RNA Isolation Kit da Exiqon, ma altri kit può essere adatto a seconda della scdomanda ientific a portata di mano. </li><li> Quando si esegue l&#39;isolamento di RNA è importante lavorare in un ambiente privo di RNasi. Pertanto l&#39;uso di acidi nucleici e priva di nucleasi puntali e pulire sia da banco e attrezzature esenti da inquinanti ed RNasi. </li><li> Per l&#39;isolamento di RNA, utilizzando miRCURY kit di purificazione dell&#39;RNA, sciogliere il exosome pellet in 350 ml di soluzione di lisi ed eseguire vortice di miscelazione per 15 secondi. </li><li> Aggiungere 200 ml di etanolo al 95% e vortice di miscelazione per 10 secondi. </li><li> Inserire una colonna in un tubo di raccolta e trasferimento dei esosomi lisato alla colonna e centrifugare 1 minuto a 14 000 x g. </li><li> Lavare tre volte con l&#39;aggiunta di 400 ml di Wash Solution alla colonna contenente l&#39;RNA exosomal e centrifugare per 1 minuto a 14 000 x g. </li><li> Centrifugare la colonna per 2 minuti a 14 000 xg per assicurarsi che la colonna sia asciutta e collocare la colonna a secco in un RNasi-free provetta Eppendorf. </li><li> Aggiungere 50 microlitri Elution Buffer alla colonna e centrifugare per 2<html> minuti a 200 xg, seguito da 1 minuto a 14 000 x g. </li><li> Continuare con la isolato RNA o conservata in -80 ° C. </li></ol> Per il rilevamento e l&#39;analisi del RNA totale estratto exosomal, utilizzare un Agilent 2100 Bioanalyzer con l&#39;RNA 6000 Nano Kit o RNA 6000 Pico. L&#39;analisi mostra il rendimento exosomal RNA e distribuzione delle dimensioni. 6. Rappresentante Risultati Esosomi sono troppo piccole per essere rilevate con i metodi disponibili citometria a flusso, e sono quindi collegato legate agli anticorpi perle prima di essere analizzati (Figura 1). Come exosome-tallone complessi in grado di aggregare la citometria a flusso scatter plot può contenere diverse popolazioni di singole, doppie e triple perline (Figura 2A). La freccia indica il singolo perle che vengono ulteriormente analizzate. Un CD63 positivo solo perline exosome popolazione rispetto al suo controllo isotipo è mostrato in Figura 2B. e_content &quot;&gt; A causa delle piccole dimensioni delle esosomi, possono solo essere visualizzati direttamente con il microscopio elettronico, e non al microscopio ottico. tipiche caratteristiche morfologiche di esosomi hanno una forma rotonda e 30-100 nm vescicole membrana dimensioni. Nella Figura 3, microscopia elettronica fotografie mostrano esosomi immunostained (A) con oro-anticorpo marcato per CD63 (indicata dalla freccia) e non immunostained esosomi (B). Per determinare che le vescicole isolate sono davvero esosomi e per caratterizzare ulteriormente le proteine ​​exosomal, Western Blot è comunemente usato. Figura 4 mostra l&#39;assenza di calnexin, un marcatore reticolo endoplasmatico. Questo indica la contaminazione &#39;di vescicole dal reticolo endoplasmatico. Inoltre, la Figura 4 mostra la presenza di CD81 in esosomi, che è un tetraspanin comunemente arricchito in esosomi. RNA cellulare sono presenti soprattuttos RNA ribosomiale (rRNA), visto come i due picchi importanti per la subunità 18S e 28S rRNA in un&#39;analisi Bioanalyzer (Figura 5A). Tuttavia, l&#39;RNA exosomal differiscono nella loro profilo come esosomi mancano i due picchi rRNA (18S e 28S) e sono arricchiti in RNA breve come mRNA e miRNA (Figura 5B). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3037/3037fig1.jpg" /> Figura 1. A causa delle piccole dimensioni del esosomi (30-100 nm), non si può distinguere dal rumore di fondo e, quando analizzati con citometria a flusso. Pertanto, è necessario allegare a sfere legate agli anticorpi prima della esosomi vengono analizzati, che poi possono essere visualizzate dal laser. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3037/3037fig2.jpg" /> Figura 2. Il exosome-perle complesso può aggregare con perline doppie e triple a vicenda e formano (A). La freccia sta dimostrando l&#39;unico tallone-exo<html> alcuni popolazione che è recintato e utilizzato per ulteriori analisi. Questa popolazione sarà direttamente a fronte di un controllo isotipico (grigio pieno di picco) per determinare la presenza di molecole di membrana delle esosomi. Esosomi CD63 positivo (nero punta aperta) sono mostrate nella figura B. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3037/3037fig3.jpg" /> Figura 3. Microscopio elettronico di esosomi con la tipica morfologia e le dimensioni (40-80 nm) (A e B). La freccia in figura A indica la particella d&#39;oro della anticorpo secondario, controllare che questo exosome hanno CD63 sulla superficie della membrana. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3037/3037fig4.jpg" /> Figura 4. Risultati Western blot che mostra l&#39;assenza della proteina reticolo endoplasmatico calnexin ma la presenza della proteina comunemente arricchito in esosomi, tetraspanin CD81. ve_content &quot;&gt; <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/3037/3037fig5.jpg" /> Figura 5. Bioanalyzer risultati mostrano la presenza di RNA nelle cellule (A) e esosomi (B). Le frecce indicano la subunità 18S e 28S rRNA presenti nelle cellule. Come exosomal RNA virile contenere piccoli RNA rRNA poca o nessuna è identificata in esosomi.

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JL è un co-proprietario di un brevetto relativo all&#39;utilizzo di esosomi come vettori per il trasferimento di RNA nelle cellule.

Quando si studia il contenuto molecolare e / o funzione di esosomi, è fondamentale utilizzare un metodo di isolamento di alta qualità che fornisce un rendimento adeguato e il grado più basso possibile di contaminazione. La metodologia descritta nel presente documento è un approccio ben definito esosomi per isolare e studiare il loro contenuto di RNA e la funzione biologica. Inoltre, l&#39;importanza della caratterizzazione del esosomi isolato, da una combinazione di diversi metodi, tra cui la microscopia elettronica, citofluorimetria, e Western Blot, viene evidenziato. Quando si isola esosomi, la prima fase di centrifugazione (300 xg) è usato per le celle a pellet che potrebbero essere presenti nella sospensione cellulare o il fluido biologico studiato. La centrifugazione secondo a 16 500 xg deve essere sufficientemente forte per pellet di cellule morte, più grandi detriti, corpi apoptotici e altri organuli. Dopo questo centrifugazione, alcuni protocolli includono una nano-filtrazione passo, ma alcuni investigators hanno escluso questo passaggio. Tuttavia, sottolineiamo l&#39;importanza di frammenti di sradicare e vescicole più grandi di 200 nm e, pertanto consigliamo vivamente tra cui una fase di filtrazione. Se un isolamento più severi è necessario, a 100 nm, i filtri possono essere usati, ma è da notare che se i liquidi viscosi sono utilizzati, questi filtri possono facilmente ostruirsi e materiale exosomal è perduto. Inoltre, a 100 nm di filtrazione possono influenzare la morfologia del esosomi e inoltre se esosomi sono in larga scala potrebbero essere persi. Così, la 200 filtri nm sembra opportuno per l&#39;isolamento exosome. Dopo la filtrazione, l&#39;ultracentrifugazione obbligatoria a 120.000 xg viene utilizzato per far sedimentare il esosomi. Il esosomi può essere ulteriormente lavate con PBS, legati a microsfere legate agli anticorpi e lavata, o posta su un gradiente di saccarosio per rimuovere le proteine ​​contaminazione. Tuttavia, questo può essere un processo risorsa molto lunghi che sostengono di non essere necessaria, soprattutto se il volume del campione di partenza è di piccole dimensioni e / o il contenuto di RNA of il esosomi è bassa, come misure supplementari in modo sostanziale diminuire la ulteriore materiale. Tuttavia, ancora una volta, la natura delle vescicole isolate dovrebbero essere provata dalla presenza e assenza di alcune proteine. Fino ad oggi, nessun marcatore proteico assolutamente unica per esosomi è stato identificato per verificare che il campione contiene esosomi e nient&#39;altro. Di conseguenza, una combinazione di metodi sono necessari per caratterizzare la esosomi, compresa la determinazione della dimensione e morfologia del esosomi al microscopio elettronico. Inoltre, la purezza del campione può essere determinata mediante microscopia elettronica, in quanto questo metodo in grado di fornire una panoramica del livello di contaminazione del campione, per esempio con vescicole più grandi, come microparticelle, corpi apoptotici o detriti cellulari. Inoltre, il contenuto proteico del esosomi può essere determinata mediante citometria di flusso e Western Blot, e la combinazione di questi due metodi si ottiene un&#39;analisi sia della membrana legati (es. CD63 eCD81) e interiorizzato le proteine ​​(ad esempio Tsg101 e Alix) del esosomi. Rilevamento di proteine ​​arricchiti in esosomi, come CD63, Tsg101 e Alix, e l&#39;assenza di proteine ​​come la proteina calnexin reticolo endoplasmatico, è un&#39;indicazione che il exosome arricchito pellet è davvero esosomi e vescicole non contaminare da altri compartimenti della cellula. Il profilo del RNA che viene rilevato in esosomi è fondamentalmente diversa da quella del RNA presenti nelle cellule intatte. Così, l&#39;RNA exosomal analizzato da Bioanalyzer o in gel a base di approcci di analisi di RNA non hanno le due cime per la subunità 18S e 28S rRNA, che sono importanti nell&#39;analisi di RNA cellulare. Abbiamo quindi sostenere che l&#39;accertamento di eventuali quantità significative di rRNA in un campione indica che l&#39;RNA totale estratto non è di origine exosomal da solo, e quindi che il metodo di isolamento deve essere migliorata e di qualità assicurata.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del reagente </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Commenti (opzionale) </td></tr><tr><td> Isolamento Exosome </td></tr><tr><td> Optima L-90K Ultracentrifuga </td><td> Beckman Coulter </td><td> 65670 </td><td></td></tr><tr><td> Quick-sigillo ultracentrifuga tubi </td><td> Beckman Coulter </td><td></td><td> A seconda del rotore utilizzati tubi diversi sono necessari. Ti70 (342.414), Ti45 (345776) </td></tr><tr><td> Quick-Seal tubo cordless Topper kit </td><td> Beckman Coulter </td><td> 358312 </td><td></td></tr><tr><td> Filtropur Filtro siringa, 0.20μm </td><td> Sarstedt </td><td> 83.1826.001 </td><td> Per fluidi viscosi e / o grandi volumi, un sistema di filtrazione a vuoto, 0,2 micron, da VWR International può essere utilizzato al posto (514-0600). </td></tr><tr><td> Microscopia elettronica a </td></tr><tr><td> Formvar / griglie di carbonio rivestiti in nichel </td><td> Ted Pella Inc </td><td> 1GN200 </td><td></td></tr><tr><td> Mouse-anti-CD63 umano </td><td> BD Bioscience </td><td> 556019 </td><td> Finale conc: 0.05μg/μl </td></tr><tr><td> Isotipo di controllo; IgG1κ (MOPC 21) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> M9269 </td><td> Finale conc: 0.05μg/μl </td></tr><tr><td> IgG anti-topo coniugato oro, a 10 nm </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> G7777 </td><td> Conc finale: 1% </td></tr><tr><td> LEO 912AB Omega microscopio elettronico </td><td> Carl Zeiss NTS </td><td></td><td> O apparecchiature equivalenti. </td></tr><tr><td> Citometria a flusso </td></tr><tr><td> 4 _m aldehyd / solfato di lattice perline </td><td> Dinamica interfacciale </td><td> 12-4000 </td><td></td></tr><tr><td> Anticorpi per il rivestimento delle sfere di lattice </td><td></td><td></td><td> Per esempio anti-CD63 da Bioscience BD (556019) </td></tr><tr><td> Intelli-Mixer RM-2L </td><td> ELMI </td><td></td><td> O apparecchiature equivalenti. </td></tr><tr><td> IgG da siero umano </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> I4506 </td><td></td></tr><tr><td> Anticorpi per il rilevamento </td><td> BD Bioscience </td><td></td><td> Per esempio: PE anti-CD63 (556.020) PE anti-CD9 (555.372) Isotipo PE anti-CD81 (555.676) di controllo (555.749) </td></tr><tr><td> BD FACSAria </td><td> BD Bioscience </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Western Blot </td></tr><tr><td> Transsonic T 490 DH </td><td> ELMA </td><td></td><td> O apparecchiature equivalenti. </td></tr><tr><td> Isolamento di exosomal RNA e l&#39;RNA analisi </td></tr><tr><td> miRCURY RNA Isolation Kit </td><td> Exiqon A / S </td><td> 300110 </td><td></td></tr><tr><td> Agilent 2100 Bioanalyzer </td><td> Agilent Technologies </td><td> G2939A </td><td></td></tr></tbody></table>

isolation and characterization of rna-containing exosomes

Il campo di ricerca exosome è in rapida espansione, con un drammatico aumento in pubblicazioni negli ultimi anni. Queste piccole vescicole (30-100 nm) di origine endocitico sono stati proposti per funzionare come un modo per reticolociti per sradicare il recettore della transferrina, mentre maturando negli eritrociti 1, e sono stati in seguito chiamato esosomi. Esosomi si formano per gemmazione interna del tardo endosomi, producendo corpi multivescicolari (MVBs), e vengono rilasciati nell&#39;ambiente da parte del MVBs fusione con la membrana plasmatica 2. Dal momento che la prima scoperta di esosomi, una vasta gamma di cellule hanno dimostrato di rilasciare queste vescicole. Esosomi sono state rilevate anche in diversi liquidi biologici, tra cui plasma, liquido di lavaggio nasale, nella saliva e nel latte materno 3-6. Inoltre, è stato dimostrato che il contenuto e la funzione di esosomi dipende dalla cellula di origine e le condizioni in cui sono prodotti. Una varietà di funzioni sono state demoniconcentrati per esosomi, come l&#39;induzione di tolleranza nei confronti degli allergeni 7,8, l&#39;eradicazione di tumori nei topi stabilita 9, l&#39;inibizione e l&#39;attivazione delle cellule natural killer 10-12, la promozione della differenziazione in cellule T regolatorie 13, la stimolazione della proliferazione delle cellule T 14 e induzione di apoptosi delle cellule T 15. Anno 2007 abbiamo dimostrato che esosomi rilasciati dai mastociti contengono RNA messaggero (mRNA) e microRNA (miRNA), e che l&#39;RNA possono essere trasportati da una cellula all&#39;altra attraverso esosomi. Nelle cellule del destinatario, l&#39;mRNA spola da esosomi ha dimostrato di essere tradotta in proteine, il che suggerisce una funzione di regolamentazione del trasferimento RNA 16. Inoltre, abbiamo anche dimostrato che esosomi derivate da cellule cresciute in condizioni di stress ossidativo può indurre tolleranza contro lo stress ulteriore cellule riceventi e, quindi, suggerire una funzione biologica della navetta exosomal RNA 17. Terreni di coltura delle cellule e fluidi biologici contain una miscela di vescicole e sparso frammenti. Un metodo di isolamento di alta qualità per esosomi, seguita dalla caratterizzazione e identificazione dei esosomi e il loro contenuto, è dunque cruciale distinguere esosomi da vescicole e altre particelle. Qui vi presentiamo un metodo per l&#39;isolamento di esosomi da entrambi terreno di coltura cellulare e fluidi corporei. Questo metodo di isolamento si basa sulla centrifugazione e ripetuti passaggi di filtrazione, seguito da un passo ultracentrifugazione finale in cui il esosomi sono pellet. Importanti metodi per identificare il esosomi e caratterizzano la morfologia exosomal e del contenuto proteico sono evidenziati, tra cui la microscopia elettronica, citometria a flusso e Western Blot. La purificazione del RNA totale exosomal si basa sulla cromatografia su colonna e la resa exosomal RNA e distribuzione delle dimensioni viene analizzato con un Bioanalyzer.

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Isolation and Characterization of RNA-Containing Exosomes

In questo documento vengono utilizzati dei metodi per la purificazione isolamento, e la rilevazione di esosomi, nonché le tecniche per l&#39;analisi del loro contenuto molecolare. Questi metodi sono adattabili per l&#39;isolamento exosome da supporti sia la cultura di cellule e fluidi biologici, e può al di là di analisi del contenuto molecolare essere utile anche per studi funzionali.

Isolamento e caratterizzazione di RNA contenenti esosomi

The field of exosome research is rapidly expanding, with a dramatic increase in publications in recent years. These small vesicles (30-100 nm) of ...

isolation-and-characterization-of-rna-containing-exosomes

Research

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Biology

99.2K Views.  University of Gothenburg. In questo documento vengono utilizzati dei metodi per la purificazione isolamento, e la rilevazione di esosomi, nonché le tecniche per l'analisi del loro contenuto molecolare. Questi metodi sono adattabili per l'isolamento exosome da supporti sia la cultura di cellule e fluidi biologici, e può al di là di analisi del contenuto molecolare essere utile anche per studi funzionali.

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Generation of RNA/DNA Hybrids in Genomic DNA by Transformation using RNA-containing Oligonucleotides

Synthetic short nucleic acid polymers, oligonucleotides (oligos), are the most functional and widespread tools of molecular biology. Oligos can be produced to contain any desired DNA or RNA sequence and can be prepared to include a wide variety of base and sugar modifications. Moreover, oligos can be designed to mimic specific nucleic acid alterations and thus, can serve as important tools to investigate effects of DNA damage and mechanisms of repair. We found that Thermo Scientific Dharmacon RNA-containing oligos with a length between 50 and 80 nucleotides can be particularly suitable to study, in vivo, functions and consequences of chromosomal RNA/DNA hybrids and of ribonucleotides embedded into DNA. RNA/DNA hybrids can readily form during DNA replication, repair and transcription, however, very little is known about the stability of RNA/DNA hybrids in cells and to which extent these hybrids can affect the genetic integrity of cells. RNA-containing oligos, therefore, represent a perfect vector to introduce ribonucleotides into chromosomal DNA and generate RNA/DNA hybrids of chosen length and base composition. Here we present the protocol for the incorporation of ribonucleotides into the genome of the eukaryotic model system yeast /Saccharomyces cerevisiae/. Yet, our lab has utilized Thermo Scientific Dharmacon RNA-containing oligos to generate RNA/DNA hybrids at the chromosomal level in different cell systems, from bacteria to human cells.

This work shows how to form an RNA/DNA hybrid at the chromosomal level and reveal transfer of genetic information from RNA to genomic DNA in yeast cells.

Generazione di DNA / RNA ibrido nel DNA genomico da trasformazione utilizzando RNA contenenti oligonucleotidi

Synthetic short nucleic acid polymers, oligonucleotides (oligos), are the most functional and widespread tools of molecular biology. Oligos can be ...

Ricerca

Biologia

Isolation &#38; Characterization of Hoechstlow CD45negative Mouse Lung Mesenchymal Stem Cells

Tissue resident mesenchymal stem cells (MSC) are important regulators of tissue repair or regeneration, fibrosis, inflammation, angiogenesis and tumor formation. Taken together these studies suggest that resident lung MSC play a role during pulmonary tissue homeostasis, injury and repair during diseases such as pulmonary fibrosis (PF) and arterial hypertension (PAH). Here we describe a technology to define a population of resident lung MSC. The definition of this population in vivo pulmonary tissue using a define set of markers facilitates the repeated isolation of a well-characterized stem cell population by flow cytometry and the study of a specific cell type and function.

Isolation & Characterization of Hoechstlow CD45negative Mouse Lung Mesenchymal Stem Cells

In this article we demonstrate the isolation of murine resident lung mesenchymal stem cells (lung MSC), their expansion, characterization and analysis of immunomodulatory properties.

Isolamento e caratterizzazione di Hoechst Basso CD45 Negativo Mouse cellule staminali mesenchimali del polmone

Tissue resident mesenchymal stem cells (MSC) are important regulators of tissue repair or regeneration, fibrosis, inflammation, angiogenesis and tumor ...

Isolation, Culture, and Functional Characterization of Adult Mouse Cardiomyoctyes

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of heart disease. In particular, the ability to study ion homeostasis, ion channel function, cellular excitability and excitation-contraction coupling and their alterations in diseased conditions and by disease-causing mutations have led to significant insights into cardiac diseases. Furthermore, the lack of an adequate immortalized cell line to mimic adult CMs, and the limitations of neonatal CMs (which lack many of the structural and functional biomechanics characteristic of adult CMs) in culture have hampered our understanding of the complex interplay between signaling pathways, ion channels and contractile properties in the adult heart strengthening the importance of studying adult isolated cardiomyocytes. Here, we present methods for the isolation, culture, manipulation of gene expression by adenoviral-expressed proteins, and subsequent functional analysis of cardiomyocytes from the adult mouse. The use of these techniques will help to develop mechanistic insight into signaling pathways that regulate cellular excitability, Ca2+ dynamics and contractility and provide a much more physiologically relevant characterization of cardiovascular disease.

Here we describe the isolation of adult mouse cardiomyoctyes using a Langendorff perfusion system. The resulting cells are Ca2+-tolerant, electrically quiescent and can be cultured and transfected with adeno- or lentiviruses to manipulate gene expression. Their functionality can also be analyzed using the MMSYS system and patch clamp techniques.

Isolamento, Cultura e caratterizzazione funzionale di topo adulto Cardiomyoctyes

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of ...

Isolation and Characterization of Microvesicles from Peripheral Blood

The release of extracellular vesicles (EVs) including small endosomal-derived exosomes (Exos, diameter &#60; 100 nm) and large plasma membrane-derived microvesicles (MVs, diameter &#62; 100 nm) is a fundamental cellular process that occurs in all living cells. These vesicles transport proteins, lipids and nucleic acids specific for their cell of origin and in vitro studies have highlighted their importance as mediators of intercellular communication. EVs have been successfully isolated from various body fluids and especially EVs in blood have been identified as promising biomarkers for cancer or infectious diseases. In order to allow the study of MV subpopulations in blood, we present a protocol for the standardized isolation and characterization of MVs from peripheral blood samples. MVs are pelleted from EDTA-anticoagulated plasma samples by differential centrifugation and typically possess a diameter of 100 - 600 nm. Due to their larger size, they can easily be studied by flow cytometry, a technique that is routinely used in clinical diagnostics and available in most laboratories. Several examples for quality control assays of the isolated MVs will be given and markers that can be used for the discrimination of different MV subpopulations in blood will be presented.

Extracellular vesicles present in blood have been suggested as novel biomarkers for various diseases. Here, we present a protocol for the isolation of large plasma membrane-derived microvesicles from peripheral blood samples and their subsequent analysis by conventional flow cytometry and Western Blotting.

Isolamento e caratterizzazione di microvescicole da sangue periferico

The release of extracellular vesicles (EVs) including small endosomal-derived exosomes (Exos, diameter &#60; 100 nm) and large plasma membrane-derived ...

Isolation, Characterization, and Differentiation of Cardiac Stem Cells from the Adult Mouse Heart

Myocardial infarction (MI) is a leading cause of morbidity and mortality around the world. A major goal of regenerative medicine is to replenish the dead myocardium after MI. Although several strategies have been used to regenerate myocardium, stem cell therapy remains a major approach to replenish the dead myocardium of an MI heart. Accumulating evidence suggests the presence of resident cardiac stem cells (CSCs) in the adult heart and their endocrine and/or paracrine effects on cardiac regeneration. However, CSC isolation and their characterization and differentiation toward myocardial cells, especially cardiomyocytes, remains a technical challenge. In the present study, we provided a simple method for the isolation, characterization, and differentiation of CSCs from the adult mouse heart. Here, we describe a density gradient method for the isolation of CSCs, where the heart is digested by a 0.2% collagenase II solution. To characterize the isolated CSCs, we evaluated the expression of CSCs/cardiac markers Sca-1, NKX2-5, and GATA4, and pluripotency/stemness markers OCT4, SOX2, and Nanog. We also determined the proliferation potential of isolated CSCs by culturing them in a Petri dish and assessing the expression of the proliferation marker Ki-67. For evaluating the differentiation potential of CSCs, we selected seven- to ten-days cultured CSCs. We transferred them to a new plate with a cardiomyocyte differentiation medium. They are incubated in a cell culture incubator for 12 days, while the differentiation medium is changed every three days. The differentiated CSCs express cardiomyocyte-specific markers: actinin and troponin I. Thus, CSCs isolated with this protocol have stemness and cardiac markers, and they have a potential for proliferation and differentiation toward cardiomyocyte lineage.

The overall goal of this article is to standardize the protocol for the isolation, characterization, and differentiation of cardiac stem cells (CSCs) from the adult mouse heart. Here, we describe a density gradient centrifugation method to isolate murine CSCs and elaborated methods for CSC culture, proliferation, and differentiation into cardiomyocytes.

Isolamento, caratterizzazione e differenziamento di cellule staminali cardiache dal cuore di topo adulto

Myocardial infarction (MI) is a leading cause of morbidity and mortality around the world. A major goal of regenerative medicine is to replenish the dead ...

Isolation and Characterization of Adult Cardiac Fibroblasts and Myofibroblasts

Cardiac fibrosis in response to injury is a physiological response to wound healing. Efforts have been made to study and target fibroblast subtypes that mitigate fibrosis. However, fibroblast research has been hindered due to the lack of universally acceptable fibroblast markers to identify quiescent as well as activated fibroblasts. Fibroblasts are a heterogenous cell population, making them difficult to isolate and characterize. The presented protocol describes three different methods to enrich fibroblasts and myofibroblasts from uninjured and injured mouse hearts. Using a standard and reliable protocol to isolate fibroblasts will enable the study of their roles in homeostasis as well as fibrosis modulation.

Obtaining a pure population of fibroblasts is crucial to studying their role in wound repair and fibrosis. Described here is a detailed method to isolate fibroblasts and myofibroblasts from uninjured and injured mouse hearts followed by characterization of their purity and functionality by immunofluorescence, RTPCR, fluorescence-assisted cell sorting, and collagen gel contraction.

Isolamento e caratterizzazione di fibroblasti cardiaci adulti e miofibroblasti

Cardiac fibrosis in response to injury is a physiological response to wound healing. Efforts have been made to study and target fibroblast subtypes that ...

Isolation and Characterization of Exosomes from Skeletal Muscle Fibroblasts

Exosomes are small extracellular vesicles released by virtually all cells and secreted in all biological fluids. Many methods have been developed for the isolation of these vesicles, including ultracentrifugation, ultrafiltration, and size exclusion chromatography. However, not all are suitable for large scale exosome purification and characterization. Outlined here is a protocol for establishing cultures of primary fibroblasts isolated from adult mouse skeletal muscles, followed by purification and characterization of exosomes from the culture media of these cells. The method is based on the use of sequential centrifugation steps followed by sucrose density gradients. Purity of the exosomal preparations is then validated by western blot analyses using a battery of canonical markers (i.e., Alix, CD9, and CD81). The protocol describes how to isolate and concentrate bioactive exosomes for electron microscopy, mass spectrometry, and uptake experiments for functional studies. It can easily be scaled up or down and adapted for exosome isolation from different cell types, tissues, and biological fluids.

This protocol illustrates the 1) the isolation and culture of primary fibroblasts from the adult mouse gastrocnemius muscle as well as 2) purification and characterization of exosomes using a differential ultracentrifugation method combined with sucrose density gradients followed by western blot analyses.

Isolamento e caratterizzazione di esosomi da fibroblasti muscolari scheletrici

Exosomes are small extracellular vesicles released by virtually all cells and secreted in all biological fluids. Many methods have been developed for the ...

Isolation and Characterization of Mouse Primary Liver Sinusoidal Endothelial Cells

Liver sinusoidal endothelial cells (LSECs) are specialized endothelial cells located at the interface between the circulation and the liver parenchyma. LSECs have a distinct morphology characterized by the presence of fenestrae and the absence of basement membrane. LSECs play essential roles in many pathological disorders in the liver, including metabolic dysregulation, inflammation, fibrosis, angiogenesis, and carcinogenesis. However, little has been published about the isolation and characterization of the LSECs. Here, this protocol discusses the isolation of LSEC from both healthy and nonalcoholic fatty liver disease (NAFLD) mice. The protocol is based on collagenase perfusion of the mouse liver and magnetic beads positive selection of nonparenchymal cells to purify LSECs. This study characterizes LSECs using specific markers by flow cytometry and identifies the characteristic phenotypic features by scanning electron microscopy. LSECs isolated following this protocol can be used for functional studies, including adhesion and permeability assays, as well as downstream studies for a particular pathway of interest. In addition, these LSECs can be pooled or used individually, allowing multi-omics data generation including RNA-seq bulk or single cell, proteomic or phospho-proteomics, and Assay for Transposase-Accessible Chromatin using sequencing (ATAC-seq), among others. This protocol will be useful for investigators studying LSECs&#39; communication with other liver cells in health and disease and allow an in-depth understanding of the role of LSECs in the pathogenic mechanisms of acute and chronic liver injury.

Here we outline and demonstrate a protocol for primary mouse liver sinusoidal endothelial cell (LSEC) isolation. The protocol is based on liver collagenase perfusion, nonparenchymal cell purification by low-speed centrifugation, and CD146 magnetic bead selection. We also phenotype and characterize these isolated LSECs using flow cytometry and scanning electron microscopy.

Isolamento e caratterizzazione di cellule endoteliali sinusoidali primarie del fegato di topo

Liver sinusoidal endothelial cells (LSECs) are specialized endothelial cells located at the interface between the circulation and the liver parenchyma. ...

Isolation and Characterization of Intact Phycobilisome in Cyanobacteria

In cyanobacteria, phycobilisome is a vital antenna protein complex that harvests light and transfers energy to photosystem I and II for photochemistry. Studying the structure and composition of phycobilisome is of great interest to scientists because it reveals the evolution and divergence of photosynthesis in cyanobacteria. This protocol provides a detailed and optimized method to break cyanobacterial cells at low cost by a bead-beater efficiently. The intact phycobilisome can then be isolated from the cell extract by sucrose gradient ultracentrifugation. This method has demonstrated being suitable for both model and non-model cyanobacteria with different cell types. A step-by-step procedure is also provided to confirm the integrity and property of phycobiliproteins by 77K fluorescence spectroscopy and SDS-PAGE stained by zinc sulfate and Coomassie Blue. The isolated phycobilisome can also be subjected to further structural and compositional analyses. Overall, this protocol provides a helpful starting guide that allows researchers unfamiliar with cyanobacteria to quickly isolate and characterize intact phycobilisome.

The current protocol details the isolation of phycobilisomes from cyanobacteria by centrifugation through a discontinuous sucrose density gradient. The fractions of intact phycobilisomes are confirmed by 77K fluorescent emission spectrum and SDS-PAGE analysis. The resulting phycobilisome fractions are suitable for negative staining of TEM and mass spectrometry analysis.

Isolamento e caratterizzazione del ficobilisoma intatto nei cianobatteri

In cyanobacteria, phycobilisome is a vital antenna protein complex that harvests light and transfers energy to photosystem I and II for photochemistry. ...

Isolation and Characterization of Cyanobacterial Extracellular Vesicles

Cyanobacteria are a diverse group of photosynthetic, Gram-negative bacteria that play critical roles in global ecosystems and serve as essential biotechnology models. Recent work has demonstrated that both marine and freshwater cyanobacteria produce extracellular vesicles -&#160;small membrane-bound structures released from the outer surface of the microbes. While vesicles likely contribute to diverse biological processes, their specific functional roles in cyanobacterial biology remain largely unknown. To encourage and advance research in this area, a detailed protocol is presented for isolating, concentrating, and purifying cyanobacterial extracellular vesicles. The current work discusses methodologies that have successfully isolated vesicles from large cultures of Prochlorococcus, Synechococcus, and Synechocystis. Methods for quantifying and characterizing vesicle samples from these strains are presented. Approaches for isolating vesicles from aquatic field samples are also described. Finally, typical challenges encountered with cyanobacterial vesicle purification, methodological considerations for different downstream applications, and the trade-offs between approaches are also discussed.

The present protocol providesdetailed descriptions for isolation, concentration,and characterization of extracellular vesicles from cyanobacterial cultures. Approaches for purifying vesicles from cultures at different scales, trade-offs among methodologies, and considerations for working with field samples are also discussed.