Die Autoren möchten dem Labor von Dr. Carol Kim für die Mikroinjektion Ausbildung, Clarissa Henry um Rat danken über die Beschleunigung Embryo-Entwicklung und Nutzung von Geräten, und Nathan Lawson für den Beitrag FLI1: EGFP Fisch. Wir danken Mitglieder der Wheeler-Labor und Shawn Wände für die kritische Durchsicht des Manuskripts. Wir möchten auch Mark Nilan für Fische Betreuung und Beratung, und Ryan Phennicie und Kristin Gabor für technische Beratung bezüglich dieses Projektes bedanken. Diese Arbeit wurde von einem MAFES Forschung Assistenzzeit an K. Brothers, ein MAFES Hatch Zuschuss E08913-08, und ein NIH NCRR Auszeichnung P20RR016463 zu R. Wheeler finanziert.

Alle Zebrafisch Pflege-Protokolle und Experimente wurden unter Institutional Animal Care und Use Committee (IACUC) Protokoll A2009-11-01 durchgeführt. 1. Morpholino und Larven Injection Dishes Experimentelle Dauer: * (10-15 Minuten) Schwierigkeitsgrad: * <ol><li> Für Ei-Injektionen, bereiten Sie einen 2% igen Lösung in sterilem Wasser und Mikrowelle. Wenn die Lösung abgekühlt ist schütten einen Teil davon in eine extra tiefe Petrischale (Fisher Scientific), bis er halb voll ist. Cool auf Eis und sicherstellen, dass die Platte waagerecht steht. </li><li> Sobald die Schale abgekühlt ist, gießen Sie einen 15-ml-Deckschicht aus 2% Agarose. Sprühen Sie ein Ei Injektion gerillten Kunststoff-Form (Adaptive Science Tools) mit sterilem Wasser aus einer Sprühflasche. Legen Sie das Werkzeug Nut Seite nach unten in die heiße Agarose. Wenn die Agarose abgekühlt ist, mit einem flachen Spatel aus Metall (VWR Scientific), die Form aus der AGA distanzierenstieg. Entfernen Sie langsam das Gitter aus der Agarose. Wrap Embryo Injektion Gerichte in Parafilm (VWR Scientific) und bei 4 ° C invertiert </li><li> Für Fisch-Larven-Injektionen, bereiten Sie einen 2% igen Lösung, wie beschrieben. Füllen Sie die Lösung in eine Standard-Größe Petrischale (VWR Scientific) und beiseite stellen, bis sie erstarrt. Wrap Larven Injektion Gerichte in Parafilm und lagern bei 4 ° C invertiert </li></ol> 2. Pilzkultur Vorbereitung Versuchsdauer: ** (30 Minuten) Schwierigkeitsgrad: ** <ol><li> Planen Hefeextrakt-Pepton-Dextrose (YPD)-Agarplatten: 10 g / l Hefeextrakt, 20 g / l Pepton, 20 g / l Dextrose und 20 g / l Agar in und Autoklaven. Für YPD-Flüssigkeit herzustellen 10 g / l Hefeextrakt, 20 g / l Pepton, 20 g / l Dextrose und Autoklav 20-30 Minuten bei 121 ° C </li><li> Zwei Tage vor dem Fisch-Infektionen bereiten einen Streifen Platte aus gefrorenemAktien von Candida albicans Kulturen auf YPD-Agar, um einzelne Kolonien zu erhalten. </li><li> Bei 37 ° C über Nacht. </li><li> Setzen Sie 5 ml YPD-Brühe in 16 x 150 mm Kulturröhrchen (VWR Scientific). </li><li> Am Tag vor der Fisch-Infektionen holen 1 kleine Kolonie an der YPD-Agar mit einem hölzernen Dübel (VWR Scientific). Setzen Sie den Stick in die Röhre Kultur und wirbeln um zu resuspendieren Kolonie in der YPD-Flüssigkeit. </li><li> Wachsen bei 37 ° C über Nacht auf einem TC-7 Tissue Culture Bandage mit einem 14-Zoll-Rad Reagenzglas (New Brunswick Scientific) ausgestattet. </li><li> Am nächsten Tag, der Spin-Down 1 ml Kultur bei 14000x g für 1 Minute in einem 1,7 ml Röhrchen (Axygen). Entfernen Sie den Überstand und das Pellet in Restflüssigkeit durch Vortexen (VWR Scientific). </li><li> 1 mL 1x Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (VWR Scientific) und Spin wie zuvor beschrieben. </li><li> Wiederholen Sie den PBS 3 x waschen. </li><li> Verdünnung 1:100 Verdünnung in 1x PBS (10 ul gewaschene C. albicans in 990 ul 1x PBS). </li><li> Rechnen Sie mit einer Zählkammer (VWR Scientific). </li><li> Verdünnen auf 10 7 Zellen / ml. </li></ol> 3. Zebrafisch-Infektionen Experimentelle Dauer: **** (1-3 Stunden) Schwierigkeitsgrad: **** <ol><li> Sammle Embryonen gemäß § 5 und lagern in Ei-Wasser, 60 mg / L Instant Ocean Salze (Fisher Scientific) in sterilem, deionisiertem Wasser. </li><li> Mit einem Binokular wie dem Olympus SZ61 (Olympus), dechorionate Embryonen auf Infektion Tag. Verwenden Sie Dumont Dumoxel Pinzette (VWR Scientific), um das Chorion 27 auseinander ziehen wie das Öffnen einer Tüte Chips oder sanft stoßen die Pinzette in der geschlossenen Position in die Chorion und dann langsam öffnen. Die Fische sollten Recht herausspringen des Chorion. </li><li> Swirl das extra tiefe Petrischale mit dem Deckel auf, um Fische in der Mitte der Schale zu bewegen. Übertragen Fische mit dem Deckel der Schale. Entfernen Sie Ei-Wasser-undersetzen Sie sie durch frische Medien. Fisch hinzufügen, um Medien. </li><li> Warme Gerichte Larven Injektion in einem Brutschrank bei 28 ° C. Bereiten Tricain Methansulfonat (Western Chemical Inc.) Verdünnung bei 200 ug / ml für Fische betäuben. </li><li> Zählen Sie die gewünschte Anzahl von Larven für Infektionsforschung (20-50 Fische). Setzen Sie Fisch in Tricain Methansulfonat Lösung und warten Sie 1-2 Minuten, bis sie zum Stillstand kommen. </li><li> Schalten Sie den MPPI-3 Einspritzeinheit (Applied Scientific Instruments). Sicherstellen, dass der Druckschalter ist auf &quot;Impuls&quot; und die &quot;Pulsdauer&quot; ist mit 3 bis 9 für die PSI-Gegendruck-Einheit eingestellt. Öffnen Sie das Ventil auf die Stickstoff-Tank, bis der Druck auf die Spritzeinheit 30 PSI liest. </li><li> Legen Sie eine gezogen Mikropipette 28 mit 5 ul gevortexten Candida albicans bei einer Konzentration von 1x10 7 Zellen / ml. Legen Sie die Mikropipette in der Mikropipette Halter (Applied Scientific Instruments). Füllen Sie eine leere extra tiefe Petrischale mit Wasser. Bewegen Sie die Mikropipette, bis die Spitze is in Sichtweite nur die Berührung der Oberfläche des Wassers über Seziermikroskop und Nutzung Dumont Dumoxel Pinzette (VWR Scientific), um die Nadel etwa 3 mm von der Spitze der Pipette gezogen Clip. </li><li> Drücken Sie den Fußschalter (Applied Scientific Instruments) zu überprüfen, die Nadel wurde abgeschnitten. Sie sollten sehen, die Flüssigkeit zu dispergieren, wenn Sie erfolgreich waren. Der Durchmesser des flüssigen Bolus sollte nicht größer als der Durchmesser der Pupille des Prims 25 Zebrafischlarve (0,21 mm, was eine Kugel von 4,9 nL in Volumen). Passen Sie den Druck entsprechend, wenn die Flüssigkeit Bolus zu groß oder zu klein ist. </li><li> Betäuben die Fische in Tricain Methansulfonat (200 pg / ml). Sobald die Fische haben aufgehört sich zu bewegen, schwenken Sie die Schale mit dem Deckel auf, bis die Fische sind in der Mitte. Sammle 50 Fische mit einer Transferpipette (Fisher Scientific). Tippen Sie auf die Seite der Pipette, um die Fische gegen die Spitze zu begleichen. Vorsichtig pipettieren Fisch auf die Larven-Agarose Schüssel mit so wenig Flüssigkeit wie möglich. </li><li> Line-up den Fisch mit einer glatten Glasstab (darauf achten, nicht zu zerdrücken!). Saugen Sie so viel Flüssigkeit wie möglich aus der Schale. Verwenden Sie einen Kimwipe Docht entfernt, um keine Feuchtigkeit. </li><li> Positionieren Sie den Larven Agarose Gericht mit Fisch unter dem Mikroskop, bis Sie eine gute Sicht auf die Fische und die Nadel zur gleichen Zeit zu bekommen. Bewegen Sie das Glas Nadel gegen den Fisch. Vergrößern Sie sowohl den Fischen und Nadel, wie Sie die Nadel gegen die Fische zu positionieren. Bringen Sie den Glas-Nadel in das Ohr Vesikel 27, 29 (Ohr) des ersten Fisch. Du wirst wissen, wenn Sie die Nadel in die Fische sind umgezogen, weil, wenn Sie den Fußschalter (Applied Scientific Instruments) zu drücken, das Hinterhirn Ventrikel hebe leicht. </li><li> Drücken Sie den Fußschalter (Applied Scientific Instruments) und beobachten Sie die Flüssigkeit im Inneren des Fisches Hinterhirn Ventrikel 27 zu verteilen. Ziehen Sie die Nadel aus der Fisch-und Umzug in den nächsten Fisch. Wiederholen Sie den Vorgang, bis Sie alle Fische auf dem Teller haben, injiziert. Entfernen Sie alle dEAD Fisch und injizieren Ersatz zu halten, die Zahl richtig (50 Fische). Für jede Gruppe von 50 Fischen injiziert eine neue Mikroinjektionsnadel vorbereitet werden müssen, oder die C albicans lässt sich in der Unterseite der Nadel und verstopft, oder wirft die Konzentration injiziert. </li><li> Waschen Sie den Fisch aus der Schale, durch Verdrehen der Schale und Ei-Spritzen Wasser auf die Fische in ein sauberes extra tiefe Petrischale mit 60 ml Wasser-Ei. Es ist wichtig, nicht um die Fische auf dem Agarose länger als 15-20 Minuten zu verlassen, oder sie werden austrocknen und sterben. </li><li> Wiederholen Sie die gesamte Einspritzvorgang bis zum Ende. Vergessen Sie nicht, PBS und nicht-pathogene injiziert Kontrollen. </li><li> Wenn Sie fertig sind, halten die Fische bei 28 ° C </li><li> Schließen Sie das Ventil Stickstofftank. Bewegen Sie die Spritzeinheit Schalter von &quot;Puls&quot; bis &quot;stetig&quot;, um den Druck in der Tankleitung zu entlasten, sollte der Druck auf Null an dieser Stelle fallen zu lassen. Schalten Spritzeinheit zurück zu &quot;Puls&quot;. Schalten Sie die Spritzeinheit und säubern Sie den Arbeitsbereich. </li></ol&gt; 4. Vorbereiten der Fische für Imaging Versuchsdauer: ** (30 Minuten) Schwierigkeitsgrad: ** <ol><li> Bereiten Tricain Methansulfonat Lösung wie vorher (200 pg / ml). Raus aus infizierten Fischen, und überführen sie in Tricain. </li><li> Bereiten 47,9 ml 0,4% low-melt Agarose (VWR Scientific) in Ei-Wasser. Erhitzen Sie die Lösung durch die Mikrowelle. Abkühlen auf 37 ° C und Add Tricain Methansulfonat (200 pg / ml) zur Mischung </li><li> Sobald Fische werden in Tricain Methansulfonat, Pipette einzelnen Fische in eine Petrischale (VWR Scientific) mit 0,4% niedrig schmelzende Agarose (VWR Scientific) immobilisiert. </li><li> Anschließend bewegen Sie den Fisch aus niedrig schmelzenden Agarose in einzelne Vertiefungen einer Glasboden-Spiegel (MatTek Corporation) für die Bildgebung. Verwenden Sie so wenig niedrig schmelzende Agarose wie möglich, damit der Fisch liegt flach auf dem Boden der Schale. Verwenden Sie nur genug von der Tricain-Agarose zu füllen in derner Kreise der Glasboden Gericht. </li></ol> 5. Änderungen im Bereich der Protokolle Jupiter Mikropipetten für die Mikroinjektion Experimentelle Dauer: * (10-15 Minuten) Schwierigkeitsgrad: * <ol><li> Ziehen hohlen Glasstäbe BF120-69-10 (Sutter Instruments) mit einem Flaming Brown Feinpipettenziehvorrichtung Modell P-97 (Sutter Instruments) nach Yuan et al. 30. Wählen Sie Programm Nr. 7 mit der folgenden Bedingungen Hitze = 470, Velocity = 120, Time = 200. Das resultierende Nadel 8 mm von der Spitze und dem Kegel, einmal in 3 mm über die Spitze hat einen Durchmesser von etwa 10 um abgeschnitten. </li><li> Legen Sie eine Glasmikropipette in die Halterungen. Wählen Sie &quot;Ziehen&quot;. Der Heizfaden die Nadel nach den Programm-Parameter und der Glasstab wird in zwei gezogen Mikropipetten trennen zu erwärmen. Shop Mikropipetten in einer Pipette Aufbewahrungsbox (SuttER Instrumente). </li></ol> Embryo-Entnahme-, Morpholino-Injektion und Wartung Experimentelle Dauer: *** (1-2 Stunden) Schwierigkeitsgrad: *** <ol start="3"><li> Sammeln Embryonen gemäß den Verfahren von Rosen et al. 31. Verwenden Sie einen Kunststoff-Sieb (Wares von Knutsford), um Eier aus dem Laich-Tank (aquatische Habitate) zu sammeln. Halten Sie das Sieb auf den Kopf über eine extra tiefe Petrischale und spülen mit Wasser Tank, um Eier zu sammeln. </li><li> Für Morpholino Vorbereitung, fügen Sie 300 ul sterilem Wasser auf 300 Nanomol Morpholino (GeneTools, LLC). Daraus ergibt sich eine Arbeitsgruppe Bestand von 1,0 mm. </li><li> Überprüfen der Konzentration des Morpholino unter Verwendung eines Nanodrop (Thermo Scientific). Wählen Sie &quot;Nukleinsäure und ändern Sie den Typ auf Probe&quot; Anderen &quot;und Wellenlänge auf 265. Geben Sie die Konstante durch Multiplikation des Molekulargewicht des Morpholino durch 1000 dividiert durch die absorptivity-Koeffizienten in der Morpholino-Oligo Karteikarte notiert. </li><li> Blank die NanoDrop mit 2 ul 0,1 N HCl. Verdünnen Sie 5 ul der Morpholino-Lösung in 95 ul 0,1 N HCl (20x Verdünnung). Setzen Sie 2 ul der Verdünnung auf dem Podest, und klicken Sie NanoDrop Maßnahme. Multiplizieren Sie die Konzentration mit dem Verdünnungsfaktor (20). Man erhält eine Arbeitskonzentration von Morpholino ist. Um die millimolaren Konzentration zu berechnen unterteilen die Konzentration durch das Molekulargewicht der Morpholino erhalten. </li><li> Bereiten Sie eine Bilanz der Arbeit in Danieau Morpholino-Puffer (58 mM NaCl, 0,7 mM KCl, 0,4 mM MgSO 4, 0,6 mM Ca (NO 3) 2, 5,0 mM HEPES, pH 7,6) und 0,01% Phenolrot (VWR Scientific). </li><li> Für Morpholino Injektion Arbeiten folgen dem Protokoll nach Rosen et al. Und 31 Yuan et al. 30. Spülen Sie Morpholino Injektion Gerichte mit Ei-Wasser und warm bei 28 ° C für 15 Minuten. Entfernen von Wasser aus Injektion Gerichte und ein Line-Up-cell Embryonen in die Nuten der Injektion Schüssel (hergestellt aus Abschnitt 1) ​​mit einer Pipette. Jede Platte wird ein Fassungsvermögen von ungefähr 250 Eier. Inject 1-2 Zell-Stadium Embryonen mit Morpholino. Eier werden in der Ein-Zellen-Stadium für 15 Minuten 27 verbleiben. </li><li> Spülen Sie injizierten Eier mit Ei-Wasser, wenn Sie fertig (sterilem, deionisiertem Wasser mit 60 mg / L Instant Ocean Salze) werden in 60 ml Ei-Wasser in extra tiefe Petrischalen. Morpholino Injektion Speisen wiederverwendet werden kann. Spülen Sie mit Ei-Wasser, wenn Sie fertig und bei 4 ° C lagern invertiert </li><li> Für die Lagerung von Embryonen mit 60 ml Wasser, um Ei-Schale. Zählen Sie 110 Embryonen mit einer Transferpipette in separaten extra tiefe Petrischalen mit 60 ml Wasser-Ei. In 0,00003% Methylenblau um das mikrobielle Wachstum und inkubieren Embryonen bei 28 ° C verhindern </li><li> Zur Beschleunigung der Entwicklung von Embryonen zu halten Embryo Geschirr bei 33 ° C für 24 Stunden und Bühne nach Kimmel et al. 27, so dass Embryonen zu einem Kopf entwickelnStamm Winkel von 75 ° (25 Prim Stadium 27). </li><li> Für Larven-Infektion Arbeit zu halten Embryonen bei 28 ° C nach der Injektion mit C. albicans. </li><li> Jeder Tag ersetzen Embryo Gerichte mit 60 ml frisches Ei-Wasser. </li></ol> Imaging Experimentelle Dauer: ***** (1-5 Stunden) Schwierigkeitsgrad: *** <ol start="14"><li> Bereiten Sie Fisch in niedrig schmelzende Agarose (gemäß Abschnitt 4.2) mit Tricain im Glasboden Imaging-Gerichte (MatTek Corporation) wie oben beschrieben. Anschließend wird die Schale auf einem Olympus IX-81 (Olympus) inverse Mikroskop Bühne. Bringen Sie den Fisch in den Fokus unter 4x Vergrößerung unter Differential Interferenz Kontrast (DIC) Licht. Bilder können mit 4x, 20x erfasst werden, und 40-facher Vergrößerung an der DIC, TRITC (Tetramethylrhodamin-Isothiocyanat) und FITC (Fluoresceinisothiocyanat) Filter-Einstellungen. </li><li> Verwenden Sie eine Olympus IX-81 mit einem inversen Mikroskop FV-1000 Laser-Scanning-konfokalen System nach Ariga et al. 32. Führen Sie Zeit-Verläufe bei 40-facher Vergrößerung, indem Sie Z-Stapel mit 1 bis 1,5 mu m Scheiben jede Stunde der Infektion. </li><li> Für lange Zeit natürlich Bildgebung von 2 Stunden oder mehr, legen Sie eine Schicht von niedrig schmelzenden Agarose auf der Oberseite des Fisches in der Imaging-Schüssel alle 2-3 Stunden. Dies verhindert die Agarose vor dem Austrocknen und Zerkleinern der Fisch während es abgebildet wird. Für längere Zeit Kurse mit einer kleinen Anzahl von Fischen, verwenden Sie ein beheiztes Stufe (Bioptechs Inc.) bis 28 ° C während der Infektionen zu halten. </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse Ein Beispiel für eine erfolgreiche Rautenhirn Ventrikels C albicans-Infektion in einem Zebrafischlarve bei 5 Stunden nach der Infektion (hpi) und 24 hpi ist in (1). Makrophagen-artigen Zellen, die mit C verschlungen albicans im Rautenhirn Ventrikel bei 5 hpi gesehen. Bis zum 24. HPI, C. albicans ist in Makrophagen-artigen Zelles in der dorsalen Schwanz Gewebe indikativen von disseminierten Candidiasis. Diese Infektion Ergebnis ist stark abhängig von einer genauen Injektion von 10-15 Hefe-Form C. albicans in das Hinterhirn Ventrikels. Screening der infizierten Fische sofort nach der Injektion kann dies sicherstellen. <img alt="1" src="/files/ftp_upload/4051/4051fig1.jpg" /> Abbildung 1 Transgene FLI1:. EGFP 22, 33 Larve mit CaF2-yCherry Candida albicans und abgebildet intravital durch konfokale Mikroskopie infiziert. (AC) 5 Stunden nach der Infektion (A) Infizierte Larve mit EGFP-exprimierenden Makrophagen-ähnlichen Zellen am Ort der Infektion (Hinterhirn Ventrikel) Maßstab = 100 um. (B und C) Stärker vergrößerte Bilder der gleiche Fisch, zeigt C. albicans innerhalb von Fresszellen. Maßstab = 100 mu m für B und 10 um für C (DF) 24 Stunden nach der Infektion (D) Infizierte Larve mit disseminierter Candidiasis mit CaF2-yCherry C. albicans innerhalb EGFP Macrophage-Zellen, die in der dorsalen Schwanz Gewebe. Maßstab = 100 um. (E und F) Stärker vergrößerte Bilder der gleiche Fisch, zeigt C. albicans im Gewebe Schwanz. Maßstab = 100 um.

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Der Zebrafisch Mikroinjektion hier vorgestellte Verfahren unterscheidet sich von Gutzman et al. 34 in diesem Hier zeigen wir Injektion durch die Ohr-Vesikel in die Herzkammer Rautenhirn von 36 bis 48 hpf Larven. Die Methode, die wir beschreiben, erlaubt das gleichmäßige Injektion von 10-15 Hefe in die Ventrikel mit eingeschränkter Hinterhirn Gewebeschädigung. Dieses Protokoll erzeugt eine zunächst lokale Infektion, die im ganzen Körper ausbreitet um 24 hpi (Abbildung 1) und fü...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare (optional) </td></tr><tr><td> Laichbehältern </td><td> Aquatischer Lebensräume </td><td> 2L </td><td></td></tr><tr><td> 1,7 ml Röhrchen </td><td> Axygen </td><td> MCT-175-C </td><td></td></tr><tr><td> Instant Ocean </td><td> Fisher Scientific </td><td> S17957C </td><td></td></tr><tr><td> Extra tiefe Petrischalen </td><td> Fisher Scientific </td><td> 08 bis 757-11Z </td><td></td></tr><tr><td> Standard-Petrischalen </td><td> VWR Scientific </td><td> 25384-302 </td><td></td></tr><tr><td> Transferpipetten </td><td> Fisher Scientific </td><td> 13 bis 711-7M </td><td></td></tr><tr><td> Hefeextrakt </td><td> VWR wissenschaftlichFIC </td><td> 90000-726 </td><td></td></tr><tr><td> Pepton </td><td> VWR Scientific </td><td> 90000-264 </td><td></td></tr><tr><td> Traubenzucker </td><td> Fisher Scientific </td><td> D16-1 </td><td></td></tr><tr><td> Agar </td><td> VWR Scientific </td><td> 90000-760 </td><td></td></tr><tr><td> Einweg Hämocytometer </td><td> VWR Scientific </td><td> 82030-468 </td><td></td></tr><tr><td> Phosphate Buffered Saline </td><td> VWR Scientific </td><td> 12001-986 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont Pinzetten Dumoxel </td><td> VWR Scientific </td><td> 100501-806 </td><td></td></tr><tr><td> Holzdübel </td><td> VWR Scientific </td><td> 10805-018 </td><td></td></tr><tr><td> Kimwipes </td><td> VWR Scientific </td><td> 300053-964 </td><td></td></tr><tr><td> Low MeltAgarose </td><td> VWR Scientific </td><td> 12001-722 </td><td></td></tr><tr><td> Agarose zur Injektion Gerichte </td><td> VWR Scientific </td><td> 12002-102 </td><td></td></tr><tr><td> Flaming Brown Feinpipettenziehvorrichtung </td><td> Sutter Instruments </td><td> P-97 </td><td></td></tr><tr><td> Hohle Glasstäbe </td><td> Sutter Instruments </td><td> BF120-69-10 </td><td> Für Glasstäbe glatten Glas durch Erhitzen über Bunsenbrenner </td></tr><tr><td> Pipette Aufbewahrungsbox </td><td> Sutter Instruments </td><td> BX10 </td><td></td></tr><tr><td> MPPI-3 Einspritzsystem </td><td> Applied Scientific Instrumentation </td><td> MPPI-3 </td><td></td></tr><tr><td> Back-Pressure-Einheit </td><td> Applied Scientific Instrumentation </td><td> BPU </td><td></td></tr><tr><td> Mikropipette Holder Kit </td><td> Applied Scientific Instrumentation </td><td> MPIP </td><td></td></tr><tr><td> Foot Switch </td><td> Applied Scientific Instrumentation </td><td> FSW </td><td></td></tr><tr><td> Mikromanipulator </td><td> Applied Scientific Instrumentation </td><td> MM33 </td><td></td></tr><tr><td> Magnetfuß </td><td> Applied Scientific Instrumentation </td><td> Magnetfuß </td><td></td></tr><tr><td> Tricaine Methansulfonat </td><td> Westlichen Chemical Inc. </td><td> MS-222 </td><td></td></tr><tr><td> Binokular </td><td> Olymp </td><td> SZ61 oben SZX-ILLB2-100 Basis </td><td></td></tr><tr><td> Konfokalmikroskop </td><td> Olymp </td><td> IX-81 mit FV-1000 Laser-Scanning-konfokalen System </td><td></td></tr><tr><td> TC-7 Tissue Culture Roller Trommel mit 14-Zoll-Rad Reagenzglas </td><td> New Brunswick Scientific </td><td> TC-7 </td><td></td></tr><tr><td> Imaging Dishes </td><td> MatTek GmbH </td><td> P24G-1.0-10-F </td><td></td></tr><tr><td> Pipettenspitzen zum Be-Nadeln </td><td> Eppendorf </td><td> 930001007 </td><td></td></tr><tr><td> Teller gießen Gitter </td><td> Adaptive Science Tools </td><td> TU-1 </td><td></td></tr><tr><td> Heiztisch </td><td> Bioptechs Inc. </td><td> Delta-T-5 </td><td></td></tr><tr><td> Flachen Spatel </td><td> VWR Scientific </td><td> 82027-486 </td><td></td></tr><tr><td> Kunststoffsieben </td><td> Wares von Knutsford Online </td><td> 12 cm </td><td></td></tr><tr><td> Parafilm </td><td> VWR Scientific </td><td> 52858-000 </td><td></td></tr><tr><td> Vortex Genie </td><td> VWR Scientific </td><td> 14216-184 </td><td></td></tr><tr><td> 16 x 150 mm Kulturröhrchen </td><td> VWR Scientific </td><td> 60825-435 </td><td></td></tr><tr><td> NanoDrop </td><td> Thermo Scientific </td><td> ND 2000 </td><td></td></tr><tr><td> Phenolrot </td><td> VWR Scientific </td><td> 97062-478 </td><td></td></tr><tr><td> HCl </td><td> VWR Scientific </td><td> 87003-216 </td><td></td></tr><tr><td> NaCl </td><td> VWR Scientific </td><td> BDH4534-500GP </td><td></td></tr><tr><td> KCl </td><td> VWR Scientific </td><td> BDH4532-500GP </td><td></td></tr><tr><td> MgSO 4 </td><td> VWR Scientific </td><td> BDH0246-500GP </td><td></td></tr><tr><td> Ca (NO 3) 2 </td><td> VWR Scientific </td><td> BDH0226-500GP </td><td></td></tr><tr><td> HEPES </td><td> VWR Scientific </td><td> BDH4520-500GP </td><td></td></tr&gt; <tr><td> Morpholinos </td><td> GeneTools, LLC </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

non-invasive imaging of disseminated candidiasis in zebrafish larvae

Multipel Candidiasis durch das Pathogen Candida albicans ist ein klinisch bedeutendes Problem in Krankenhauspatienten mit einer 30 bis 40% auf Mortalität 6 zugeordnet ist. Systemische Candidiasis wird normalerweise durch angeborene Immunität kontrolliert, und Individuen mit genetischen Defekten in angeborenen Immunsystems Zellbestandteile wie Phagozyten NADPH-Oxidase sind anfälliger für Candidämie 09.07. Sehr wenig ist über die Dynamik von C bekannt albicans Interaktion mit Zellen des angeborenen Immunsystems in vivo. In umfangreichen in-vitro-Studien haben ergeben, dass außerhalb des Wirtes C. albicans keimt innerhalb von Makrophagen, und wird schnell durch Neutrophile 10-14 zerstört. In-vitro-Studien, aber nützlich, kann nicht rekapitulieren die komplexe in vivo-Umgebung, die zeitabhängige Dynamik Cytokinspiegel, extrazelluläre Matrix-Anhänge, Kontakte und interzellulären 10 enthält, 15-18 </sup&gt;. Um den Beitrag dieser Faktoren bei der Wirt-Pathogen-Interaktion zu untersuchen, ist es wichtig, ein Modell zu finden Organismus, diese Aspekte der Infektion nicht-invasiv zu visualisieren in einer Live-Host intakt. Die Zebrafischlarve bietet eine einzigartige und vielseitige Wirbeltier-Wirt für das Studium der Infektion. In den ersten 30 Tagen der Entwicklung Zebrafischlarven haben nur angeborene Immunabwehr 2, 19-21, Vereinfachung der Untersuchung von Krankheiten wie der disseminierten Candidiasis, die in hohem Maße von der angeborenen Immunität sind. Die geringe Größe und Transparenz der Zebrafischlarven erlauben Abbildungen von Infektionen Dynamik auf zellulärer Ebene sowohl für Wirt und Pathogen. Transgene Larven mit fluoreszierenden Zellen des angeborenen Immunsystems können bestimmte Zelltypen in 22-24 Infektion beteiligt zu identifizieren. Geändert Antisense-Oligonukleotide (Morpholinos) kann verwendet werden, um knock down verschiedenen Immun-Komponenten wie Phagozyten NADPH-Oxidase und studieren die Veränderungen als Reaktion auf Funga werdenl 5-Infektion. Zusätzlich zu den ethischen und praktischen Vorteile der Verwendung einer kleinen unteren Wirbeltieren, bietet das Zebrafisch-Larven die einzigartige Möglichkeit, das Bild Feldschlacht zwischen Erreger und Wirt sowohl intravital und in Farbe. Der Zebrafisch hat, um Modell-Infektion wurde für eine Reihe von humanpathogenen Bakterien verwendet, und war maßgeblich an der großen Fortschritte in unserem Verständnis der Mykobakterieninfektion 3, 25. Doch erst in jüngster Zeit viel größer Krankheitserregern wie Pilzen verwendet worden, um Larven infizieren 5, 23, 26, und bis heute hat es nicht eine detaillierte visuelle Beschreibung der Methodik Infektion. Hier präsentieren wir unsere Techniken für Hinterhirn Ventrikel Mikroinjektion von prim 25 Zebrafisch, darunter Modifikationen an unseren früheren Protokollen. Unsere Ergebnisse unter Verwendung der Zebrafisch-Larven-Modell für die Pilzinfektion aus in vitro Studien divergieren und verstärken die Notwendigkeit, die Wirt-Erreger-Intera untersuchenktion in der komplexen Umgebung des Wirtes statt des vereinfachten Systems der Petrischale 5.

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Non-invasive Imaging of Disseminated Candidiasis in Zebrafish Larvae

Die rasante Entwicklung, geringe Größe und Transparenz der Zebrafisch sind enorme Vorteile für das Studium der angeborenen Immunabwehr Kontrolle der Infektion<sup&gt; 4.1</sup&gt;. Hier zeigen wir Techniken zur Infektion mit dem Zebrafisch-Larven Pilzpathogen<em&gt; Candida albicans</em&gt; Durch Mikroinjektion, Methodik kürzlich verwendet, um Phagozyten NADPH-Oxidase-Aktivität in Kontrolle von Pilz-Dimorphismus implizieren<sup&gt; 5</sup&gt;.

Nicht-invasive Bildgebung von disseminierter Candidiasis in Zebrafischlarven

Disseminated candidiasis caused by the pathogen Candida albicans is a clinically important problem in hospitalized individuals and is associated with a 30 ...

non-invasive-imaging-of-disseminated-candidiasis-in-zebrafish-larvae

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

14.6K Aufrufe.  University of Maine. Die rasante Entwicklung, geringe Größe und Transparenz der Zebrafisch sind enorme Vorteile für das Studium der angeborenen Immunabwehr Kontrolle der Infektion 4.1. Hier zeigen wir Techniken zur Infektion mit dem Zebrafisch-Larven Pilzpathogen Candida albicans Durch Mikroinjektion, Methodik kürzlich verwendet, um Phagozyten NADPH-Oxidase-Aktivität in Kontrolle von Pilz-Dimorphismus implizieren 5.

Serie: Non-invasive Imaging of Disseminated Candidiasis in Zebrafish Larvae

Non-invasive Imaging of Leukocyte Homing and Migration in vivo

Two-photon (2P) microscopy is a high resolution imaging technique that has been broadly adapted by biologists. The value of 2P microscopy is that it provides rich spatiotemporal information regarding cell behaviors within intact tissues and in live mice. Leukocyte recruitment plays a significant role in host defense against infection and when unchecked, can contribute to inflammatory and autoimmune diseases. Studying leukocyte recruitment in vivo is technically challenging since cells are moving rapidly within vessels located deep within light scattering tissues. To date, most intravital imaging studies require surgical preparation to expose the blood vessels and tissues. To avoid the tissue damage and inflammation induced by surgery itself, here, we describe a non-invasive single-cell imaging approach that can be used to study leukocyte trafficking in the mouse footpad and phalanges. We discuss the technical aspects of our 2P imaging preparation and walk the reader through a typical experiment from initial set up to execution and data collection.

Non-invasive Imaging of Leukocyte Homing and Migration in vivo

Here, we describe a non-invasive two-photon (2P) microscopy approach to study leukocyte homing in the mouse footpad. We discuss the technical aspects of our tissue imaging preparation and walk the reader through a typical experiment from initial set up to execution and data collection.

Nicht-invasive Bildgebung von Leukozyten Homing und Migration In vivo</em

Two-photon (2P) microscopy is a high resolution imaging technique that has been broadly adapted by biologists.  The value of 2P microscopy is that it ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Non-invasive Optical Imaging of the Lymphatic Vasculature of a Mouse

The lymphatic vascular system is an important component of the circulatory system that maintains fluid homeostasis, provides immune surveillance, and mediates fat absorption in the gut. Yet despite its critical function, there is comparatively little understanding of how the lymphatic system adapts to serve these functions in health and disease1. Recently, we have demonstrated the ability to dynamically image lymphatic architecture and lymph "pumping" action in normal human subjects as well as in persons suffering lymphatic dysfunction using trace administration of a near-infrared fluorescent (NIRF) dye and a custom, Gen III-intensified imaging system2-4. NIRF imaging showed dramatic changes in lymphatic architecture and function with human disease. It remains unclear how these changes occur and new animal models are being developed to elucidate their genetic and molecular basis. In this protocol, we present NIRF lymphatic, small animal imaging5,6 using indocyanine green (ICG), a dye that has been used for 50 years in humans7, and a NIRF dye-labeled cyclic albumin binding domain (cABD-IRDye800) peptide that preferentially binds mouse and human albumin8. Approximately 5.5 times brighter than ICG, cABD-IRDye800 has a similar lymphatic clearance profile and can be injected in smaller doses than ICG to achieve sufficient NIRF signals for imaging8. Because both cABD-IRDye800 and ICG bind to albumin in the interstitial space8, they both may depict active protein transport into and within the lymphatics. Intradermal (ID) injections (5-50 &mu;l) of ICG (645 &mu;M) or cABD-IRDye800 (200 &mu;M) in saline are administered to the dorsal aspect of each hind paw and/or the left and right side of the base of the tail of an isoflurane-anesthetized mouse. The resulting dye concentration in the animal is 83-1,250 &mu;g/kg for ICG or 113-1,700 &mu;g/kg for cABD-IRDye800. Immediately following injections, functional lymphatic imaging is conducted for up to 1 hr using a customized, small animal NIRF imaging system. Whole animal spatial resolution can depict fluorescent lymphatic vessels of 100 microns or less, and images of structures up to 3 cm in depth can be acquired9. Images are acquired using V++ software and analyzed using ImageJ or MATLAB software. During analysis, consecutive regions of interest (ROIs) encompassing the entire vessel diameter are drawn along a given lymph vessel. The dimensions for each ROI are kept constant for a given vessel and NIRF intensity is measured for each ROI to quantitatively assess "packets" of lymph moving through vessels.

Recently developed imaging techniques using near-infrared fluorescence (NIRF) may help elucidate the role the lymphatic system plays in cancer metastasis, immune response, wound repair, and other lymphatic-associated diseases.

Nicht-invasive optische Abbildung des lymphatischen Gefäßsystem eines Maus

The lymphatic  vascular system is an important component of the circulatory system that  maintains fluid homeostasis, provides immune surveillance, and ...

Non-Invasive Model of Neuropathogenic Escherichia coli Infection in the Neonatal Rat

Investigation of the interactions between animal host and bacterial pathogen is only meaningful if the infection model employed replicates the principal features of the natural infection. This protocol describes procedures for the establishment and evaluation of systemic infection due to neuropathogenic Escherichia coli K1 in the neonatal rat. Colonization of the gastrointestinal tract leads to dissemination of the pathogen along the gut-lymph-blood-brain course of infection and the model displays strong age dependency. A strain of E. coli O18:K1 with enhanced virulence for the neonatal rat produces exceptionally high rates of colonization, translocation to the blood compartment and invasion of the meninges following transit through the choroid plexus. As in the human host, penetration of the central nervous system is accompanied by local inflammation and an invariably lethal outcome. The model is of proven utility for studies of the mechanism of pathogenesis, for evaluation of therapeutic interventions and for assessment of bacterial virulence.

Non-Invasive Model of Neuropathogenic Escherichia coli Infection in the Neonatal Rat

Here, a procedure is described for the establishment of systemic infection in the neonatal rat with cultures of Escherichia coli K1. This non-invasive procedure permits colonization of the gastrointestinal tract, translocation of the pathogen to the systemic circulation, and invasion of the central nervous system at the choroid plexus.

Nichtinvasive Modell Neuropathogenic<em&gt; Escherichia coli</em&gt; Infektion in der neonatalen Ratten

Investigation of the interactions between animal host and bacterial pathogen is only meaningful if the infection model employed replicates the principal ...

Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Thymectomy in neonatal rodents is an established and reliable procedure for immunological studies. However, in adult rats, complications of hemorrhage and pneumothorax from pleural disruption can result in a significant mortality rate. This protocol is a simple method of rat thymectomy that utilizes a mini-sternotomy and endotracheal intubation. Intubation is accomplished with a non-invasive and easily reproducible method and allows for positive pressure ventilation to prevent pneumothorax and a controlled airway that allows sufficient time for careful thymus dissection to minimize pleural disruption. A 1.5 cm sternal incision decreases contact with mediastinal vessels and pleura, while still providing full visualization of the thymus. Following exposure of the mediastinum, the thymus is removed by blunt dissection under magnification. The pleural space is then sealed by suture closure of the pre-tracheal muscles followed by the application of surgical glue. The thorax is then closed by suture closure of the sternum, followed by suture closure of the skin. All thymectomies were complete as evidenced by immunohistochemical (IHC) staining of mediastinal tissue, and absence of na&#239;ve T-cells by flow cytometry, and the procedure had a 96% survival rate. This method is suitable when complete thymectomy with minimal complications is desired for further immunological studies in athymic adult rats.

Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described.

Komplette Thymektomie bei erwachsenen Ratten mit Nicht-invasive Intubation

Thymectomy in neonatal rodents is an established and reliable procedure for immunological studies. However, in adult rats, complications of hemorrhage and ...

Modeling Mucosal Candidiasis in Larval Zebrafish by Swimbladder Injection

Early defense against mucosal pathogens consists of both an epithelial barrier and innate immune cells. The immunocompetency of both, and their intercommunication, are paramount for the protection against infections. The interactions of epithelial and innate immune cells with a pathogen are best investigated in vivo, where complex behavior unfolds over time and space. However, existing models do not allow for easy spatio-temporal imaging of the battle with pathogens at the mucosal level.
The model developed here creates a mucosal infection by direct injection of the fungal pathogen, Candida albicans, into the swimbladder of juvenile zebrafish. The resulting infection enables high-resolution imaging of epithelial and innate immune cell behavior throughout the development of mucosal disease. The versatility of this method allows for interrogation of the host to probe the detailed sequence of immune events leading to phagocyte recruitment and to examine the roles of particular cell types and molecular pathways in protection. In addition, the behavior of the pathogen as a function of immune attack can be imaged simultaneously by using fluorescent protein-expressing C. albicans. Increased spatial resolution of the host-pathogen interaction is also possible using the described rapid swimbladder dissection technique.
The mucosal infection model described here is straightforward and highly reproducible, making it a valuable tool for the study of mucosal candidiasis. This system may also be broadly translatable to other mucosal pathogens such as mycobacterial, bacterial or viral microbes that normally infect through epithelial surfaces.

In vivo spatio-temporal interactions of pathogen and immune defenses at the mucosal level are not easily imaged in existing vertebrate hosts. The method presented here describes a versatile platform to study mucosal candidiasis in live vertebrates using the swimbladder of the juvenile zebrafish as an infection site.

Modellierung Mucosal Candidiasis in Zebrafisch-Larven von Schwimmblase Injection

Early defense against mucosal pathogens consists of both an epithelial barrier and innate immune cells. The immunocompetency of both, and their ...

Non-invasive Imaging of the Innate Immune Response in a Zebrafish Larval Model of Streptococcus iniae Infection

The aquatic pathogen, Streptococcus iniae, is responsible for over 100 million dollars in annual losses for the aquaculture industry and is capable of causing systemic disease in both fish and humans. A better understanding of S. iniae disease pathogenesis requires an appropriate model system. The genetic tractability and the optical transparency of the early developmental stages of zebrafish allow for the generation and non-invasive imaging of transgenic lines with fluorescently tagged immune cells. The adaptive immune system is not fully functional until several weeks post fertilization, but zebrafish larvae have a conserved vertebrate innate immune system with both neutrophils and macrophages. Thus, the generation of a larval infection model allows the study of the specific contribution of innate immunity in controlling S. iniae infection.
The site of microinjection will determine whether an infection is systemic or initially localized. Here, we present our protocols for otic vesicle injection of zebrafish aged 2-3 days post fertilization as well as our techniques for fluorescent confocal imaging of infection. A localized infection site allows observation of initial microbe invasion, recruitment of host cells and dissemination of infection. Our findings using the zebrafish larval model of S. iniae infection indicate that zebrafish can be used to examine the differing contributions of host neutrophils and macrophages in localized bacterial infections. In addition, we describe how photolabeling of immune cells can be used to track individual host cell fate during the course of infection.

Non-invasive Imaging of the Innate Immune Response in a Zebrafish Larval Model of Streptococcus iniae Infection

Here, we present a protocol for the generation and imaging of a localized bacterial infection in the zebrafish otic vesicle.

Nicht-invasive Bildgebung von der angeborenen Immunantwort in einem Zebrafisch-Larven Modell<em&gt; Streptococcus iniae</em&gt; Infektions

The aquatic pathogen, Streptococcus iniae, is responsible for over 100 million dollars in annual losses for the aquaculture industry and is capable of ...

A Non-invasive and Technically Non-intensive Method for Induction and Phenotyping of Experimental Bacterial Pneumonia in Mice

Although community-acquired pneumonia remains a major public health problem, murine models of bacterial pneumonia have recently facilitated significant preclinical advances in our understanding of the underlying cellular and molecular pathogenesis. In vivo mouse models capture the integrated physiology and resilience of the host defense response in a manner not revealed by alternative, simplified ex vivo approaches. Several methods have been described in the literature for intrapulmonary inoculation of bacteria in mice, including aerosolization, intranasal delivery, peroral endotracheal cannulation under &#39;blind&#39; and visualized conditions, and transcutaneous endotracheal cannulation. All methods have relative merits and limitations. Herein, we describe in detail a non-invasive, technically non-intensive, inexpensive, and rapid method for intratracheal delivery of bacteria that involves aspiration (i.e., inhalation) by the mouse of an infectious inoculum pipetted into the oropharynx while under general anesthesia. This method can be used for pulmonary delivery of a wide variety of non-caustic biological and chemical agents, and is relatively easy to learn, even for laboratories with minimal prior experience with pulmonary procedures. In addition to describing the aspiration pneumonia method, we also provide step-by-step procedures for assaying the subsequent in vivo pulmonary innate immune response of the mouse, in particular, methods for quantifying bacterial clearance and the cellular immune response of the infected airway. This integrated and simple approach to pneumonia assessment allows for rapid and robust evaluation of the effect of genetic and environmental manipulations upon pulmonary innate immunity.

Several methods have been described in the literature for modeling bacterial pneumonia in mice. Herein, we describe a non-invasive, inexpensive, rapid method for inducing pneumonia via aspiration (i.e., inhalation) of a bacterial inoculum pipetted into the oropharynx. Downstream methods for assessment of the pulmonary innate immune response are also detailed.

Ein Nicht-invasive und in technischer Hinsicht nicht intensive Verfahren zur Induktion und Phänotypisierung für experimentelle bakterielle Pneumonie bei Mäusen

Although community-acquired pneumonia remains a major public health problem, murine models of bacterial pneumonia have recently facilitated significant ...

Non-invasive In Vivo Fluorescence Optical Imaging of Inflammatory MMP Activity Using an Activatable Fluorescent Imaging Agent

This paper describes a non-invasive method for imaging matrix metalloproteinases (MMP)-activity by an activatable fluorescent probe, via in vivo fluorescence optical imaging (OI), in two different mouse models of inflammation: a rheumatoid arthritis (RA) and a contact hypersensitivity reaction (CHR) model. Light with a wavelength in the near infrared (NIR) window (650 - 950 nm) allows a deeper tissue penetration and minimal signal absorption compared to wavelengths below 650 nm. The major advantages using fluorescence OI is that it is cheap, fast and easy to implement in different animal models.
Activatable fluorescent probes are optically silent in their inactivated states, but become highly fluorescent when activated by a protease. Activated MMPs lead to tissue destruction and play an important role for disease progression in delayed-type hypersensitivity reactions (DTHRs) such as RA and CHR. Furthermore, MMPs are the key proteases for cartilage and bone degradation and are induced by macrophages, fibroblasts and chondrocytes in response to pro-inflammatory cytokines. Here we use a probe that is activated by the key MMPs like MMP-2, -3, -9 and -13 and describe an imaging protocol for near infrared fluorescence OI of MMP activity in RA and control mice 6 days after disease induction as well as in mice with acute (1x challenge) and chronic (5x challenge) CHR on the right ear compared to healthy ears.

Non-invasive In Vivo Fluorescence Optical Imaging of Inflammatory MMP Activity Using an Activatable Fluorescent Imaging Agent

This paper explains the application of fluorescent imaging using an activatable optical imaging probe to visualize the in vivo activity of key matrix metalloproteinases in two different experimental models of inflammation.

Nicht-invasiv<em&gt; In vivo</em&gt; Fluoreszenzoptische Bildgebung der entzündlichen MMP-Aktivität unter Verwendung eines aktivierbaren Fluoreszenzbildgebers

This paper describes a non-invasive method for imaging matrix metalloproteinases (MMP)-activity by an activatable fluorescent probe, via in vivo ...

A Non-invasive Way to Isolate and Phenotype Cells from the Conjunctiva

Traditionally, ocular surface cytology is studied with techniques such as spatula technology and brush technology. The problem with these techniques is that they may induce traumatic lesions on the surface of the eye, which can progress to scarring, eyelid deformity, limbal stem cell deficiency and in some cases, cause great discomfort to the subject. To avoid these clinical problems, impression cytology (IC) was developed to diagnose dry eye disease and later neoplasia, atopic disease, vernal keratoconjunctivitis and keratoconjunctivitis sicca. Typically, clinicians manually cut filter papers into required shapes and apply these to the ocular surface. Here, we describe how to perform IC using a commercially available medical device. This technique is explained here followed by immunophenotyping by flow cytometry. This technique requires less manual handling and causes less injury to the ocular surface.

The exposed normal ocular surface consists of cornea and conjunctiva. Epithelial cells, goblet cells and immune cells are present in the conjunctiva. Here, a non-invasive, technique of impression cytology is described using an impression cytology device and flow cytometry to analyze immune cells in the conjunctiva.

Ein nicht-invasiver Weg, um Zellen aus der Conjunctiva zu isolieren und zu phenotypen

Traditionally, ocular surface cytology is studied with techniques such as spatula technology and brush technology. The problem with these techniques is ...

Detection of Enterohemorrhagic Escherichia Coli Colonization in Murine Host by Non-invasive In Vivo Bioluminescence System

Enterohemorrhagic E. coli (EHEC) O157:H7, which is a foodborne pathogen that causesdiarrhea, hemorrhagic colitis (HS), and hemolytic uremic syndrome (HUS), colonize to the intestinal tract of humans. To study the detailed mechanism of EHEC colonization in vivo, it is essential to have animal models to monitor and quantify EHEC colonization. We demonstrate here a mouse-EHEC colonization model by transforming the bioluminescent expressing plasmid to EHEC to monitor and quantify EHEC colonization in living hosts. Animals inoculated with bioluminescence-labeled EHEC show intense bioluminescent signals in mice by detection with a non-invasive in vivo imaging system. After 1 and 2 days post infection, bioluminescent signals could still be detected in infected animals, which suggests that EHEC colonize in hosts for at least 2 days. We also demonstrate that these bioluminescent EHEC locate to mouse intestine, specifically in the cecum and colon, from ex vivo images. This mouse-EHEC colonization model may serve as a tool to advance the current knowledge of the EHEC colonization mechanism.

Detection of Enterohemorrhagic Escherichia Coli Colonization in Murine Host by Non-invasive In Vivo Bioluminescence System

A detailed protocol of a mouse model for enterohemorrhagic E. coli (EHEC) colonization by using bioluminescence-labeled bacteria is presented. The detection of these bioluminescent bacteria by a non-invasive in vivo imaging system in live animals can advance our current understanding of EHEC colonization.

Erkennung von Enterohemorrhagic Escherichia Coli Besiedlung in murinen Host durch nicht-invasive In Vivo Biolumineszenz-System

Enterohemorrhagic E. coli (EHEC) O157:H7, which is a foodborne pathogen that causesdiarrhea, hemorrhagic colitis (HS), and hemolytic uremic syndrome ...