Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und dem BL567/3-1 Friedrich-Baur-Stiftung unterstützt. Wir möchten Roger Y. Tsien, Howard Hughes Medical Institute Laboratories an der University of California, San Diego danken für die Bereitstellung von uns mit Tag-RFP-T2. Wir anerkennen dankbar David Baltimore, California Institute of Technology, Pasadena, und Didier Trono, Universität Genf, Genf, für die uns die lentiviralen Plasmide FUGW und psPAX2/pMD2.G.

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Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen haben.

Die Vor-und Nachteile des TED Verfahren wurden ausgiebig in den letzten Publikationen 34,35 diskutiert. Im Vergleich zu anderen oben beschriebenen Verfahren umgeht das Problem der TED zu stören und Perfusion der Zellen. Darüber hinaus müssen zwei Aspekte hervorgehoben werden. Das Prinzip der TED für ER Calcium Imaging erfordert (1.) Die gezielte Expression eines aktiven Carboxylesterase in das ER-Lumen mit Hilfe von TED Vektor-Konstrukte und (2.) Die effiziente und bevorzugte Freisetzung von niedriger Aff...

Um physiologischen Calcium Reaktionen des ER zu beheben, haben wir eine neue Strategie, um das Einfangen von synthetischen Calcium sensitiven Farbstoffen in die Notaufnahme zu verbessern. Das Verfahren ermöglicht die direkte, nicht-störende Echtzeit-Überwachung des freien ER Calcium in Gegenwart von extrazellulärem Calcium. Funktion und Signalisierung von ER Calcium Calcium-Signale werden in verschiedenen Zelltypen, zB Muskelzellen, Neuronen und Gliazellen und ihre Funktionen reichen von der Vermittlung Muskelkontraktion zu einer Beteiligung an der synaptischen Übertragung in Lernen und Gedächtnis 1,2 gefunden. Änderungen im freien Calcium-Konzentration sind von hohem wissenschaftlichen Interesse, da Calcium in der Regulation der Gen-Transkription, Proliferation, neuronale Erregbarkeit, Zelltod und anderen Zelle Signalwege 1-7 beteiligt ist. All diese zellulären Calcium-Signale sind funktional verbunden sind und dazu beitragen, Calcium intrazellulärestore Dynamik 8-10. Ein gemeinsames Merkmal aller Calcium-Signale ist der Fluss von Kalzium zwischen dem extrazellulären Raum, die Cytosol und Organellen, vor allem die ER und Mitochondrien. Dies bewirkt dynamische Änderungen der Calciumkonzentration innerhalb dieser Organellen, die von verschiedenen Signalkomponenten erfasst werden. Im Allgemeinen ist die Calcium-Konzentration in der ER zwischen 100 bis 800 um, in das Cytosol der Calcium-Konzentration in der Nähe von 100 nm und in den extrazellulären Raum die Konzentration etwa 1-2 mM. Dementsprechend gibt es eine hohe chemische Antriebskraft für Calcium Strömung zum Cytosol 2,9,10. Die am häufigsten untersuchten ER abgeleiteten Calcium Signale abhängig von der Stimulation der G-Protein-gekoppelte Rezeptoren (GPCR), die dann aktiviert Phospholipase C (PLC). PLC erzeugt wiederum Inositol 1,4,5-triphosphat (IP 3) 1. Bei der Bindung von IP 3 seiner receptor (IP 3-Rec, Abbildung 1) in der ER-Membran, werden Kalzium-Ionen aus dem ER-Lumen freigesetzt. Historisch gesehen, war IP 3-vermittelte Calcium-Freisetzung aus dem ER ersten - obwohl indirekt - gemessen in acinar Zellen der Bauchspeicheldrüse durch Streb et al 1983 11.. Diese Veröffentlichung vorgeschlagen erstmals eine Signalkaskade mit Acetylcholin, Phospholipase C und IP 3. Diese Art der Calcium-Freisetzung wird allgemein als IP 3-induzierten Calcium-Freisetzung (IICR) (Abbildung 1). Kinase-abhängige Aktivierung von Phospholipase C &amp;ggr; durch Rezeptor-Tyrosinkinasen Verbindungen die Wirkung von Wachstumsfaktoren und neurotrophe Faktoren ER Calciumsignaltransduktion nach IP 3 Erhebung 12. Neben IICR kann Calciumerhöhung durch ionotropen Calcium Eintrag vermittelt werden, zum Beispiel über spannungsabhängigen Calcium-Kanäle (Ca V) und anschließender Calcium-induzierten Calcium-Freisetzung (IKRK) von ryanodine reRezeptoren (RyR). IICR und CICR sind physiologisch Calcium-Shop-Eintrag (SOCE) verknüpft. SOCE umfasst die Wirkung von STIM (Stroma interagierende Molekül), die ein Sensor für ER Calcium-Freisetzung ist. STIM hat sich gezeigt, extrazellulären Calcium Eintrag durch transient receptor potential-Kanäle (Trp) 13, Orai Kalziumkanäle 14 und sogar spannungsabhängigen Calcium-Kanäle 15 (Abbildung 1) zu stimulieren. Loss of ER Calcium wird dynamisch durch die Wirkung der sarco-endoplasmatischen Retikulum Calcium ATPase (SERCA), die aktiv Pumpen Calcium in die ER gerettet. Das Blockieren der SERCA mit Medikamenten wie thapsigargin enthüllt einen kontinuierlichen Verlust von Kalzium ER zum Zytosol. Das ER Calcium &quot;Leck&quot; wird durch ER intramembrane Porenkomplexe wie Sec61 Protein-Komplex 16,17 (Abbildung 1) verursacht. In 1998 veröffentlichte Berridge ein Modell, das &quot;Neuron innerhalb eines Neurons model&quot;, which schlägt ein Prinzip physiologische Rolle des ER bei der Integration von neuronalen Calcium-5. Dieses Modell berücksichtigt die Existenz eines kontinuierlichen ER-Membran-System bildet eine intrazelluläre &quot;Bild&quot; des neuronalen Plasmamembran 5. Diese binäre eukaryotischen Membran-System wurde behauptet, eine Grundvoraussetzung für zeitliche und räumliche Integration von schnellen und langsamen Calcium-Signale in Neuronen. Calcium-Signale auftreten, die entweder gleichzeitig oder anschließend in verschiedenen Stacheln oder Dendriten des gleichen Neurons zu der Zelle soma oder Kern über das ER, wo sie bis 5,18 summiert verliehen. Dann kann ihre Summe haben Auswirkungen auf die Erregbarkeit des Neurons, die Regulierung der Gen-Transkription oder Integration von Signalkaskaden. Somit unterstützt die ER die Integration von Calcium-Signale. Eine Voraussetzung für dieses Konzept ist die Kontinuität des ER in einer einzigen Zelle, die durch mehrere Studien in Anspruch genommen wurde und das hat zumindest für somato-d erwiesenendritic Bereichen und kurze Strecke axonalen Projektionen 19-21. Ob es ER Kontinuität innerhalb langen axonalen Projektionen ist eine Angelegenheit der Debatte. Strategien, um den Fluss der freien Calcium über die ER-Membran zu messen Calcium-Signale werden am häufigsten in das Cytosol 22,23 überwacht. Es kann daher nicht leicht zu unterscheiden, ob Ca2 + in das Cytosol von extrazellulären oder intrazellulären Speichern 6,24 fließenden werden. Um diese Beschränkung zu überwinden, wurden methodische Strategien zur direkten ER Calcium Imaging entwickelt. Zusammenfassend sind die folgenden Strategien: (1) ER-Protein gezielt gentechnisch-Indikatoren 25-27 Protein-basierten Low-Affinität Ca 2 +-Indikatoren verwenden die Biolumineszenz Protein GFP Äquorin oder in Kombination mit einem Calcium-sensitiven Proteins.. Diese gentechnisch veränderten Ca 2 +-Indikatoren (GeCIS) kannder ER mit Hilfe eines Signalpeptids ausgerichtet sein und sich aktiv an der ER mit einem Aufbewahren und Abrufen Motiv gehalten. Gemeinsame ER Ca 2 +-Indikatoren basieren auf der Cameleon-Prinzip und sind die Cameleon YC4.3 26,28; Cameleon Split YC7.3ER 29 und 30 Cameleon D1. (2) Direkter Esterase-basierte Farbstoff Laden von AM-Ester niedriger Affinität Ca 2 + Indikatoren 31,32. AM-Derivate der Indikatorfarbstoffe (Mag-Fura2-AM, Mag-Fluo4-AM oder Fluo5N-AM) gehen die biologischen Membranen in einem lipophilen, Calcium-und Kleinschreibung Zustand. Dann wird in das Cytosol und im ER freizugeben endogene Esterasen gespalten des AM-Estergruppe und die Ca 2 +-Indikator, hinterlässt eine bestimmte Menge des aktiven Farbstoff im Cytosol und im ER. Daher ist dieser Ansatz unter den Bedingungen einer hohen Calcium-Konzentration in der ER nützlich, solange der cytosolischen Calciumkonzentration bleibt weit unter dem deNachweisgrenze der niedriger Affinität Indikatoren, insbesondere während der charakteristischen Calcium-Signale (zB nM bis niedrig uM). (3) AM-Ester Belastung in Kombination mit Plasmamembran Permeabilisierung 32. Ein verbleibender zytosolischen Ca 2 +-Indikator durch Plasmamembran Permeabilisierung mit geringen Mengen eines &quot;mild&quot; Reinigungsmittel (z. B. Saponin) in einem künstlichen intrazelluläre Puffer entfernt. Somit können die intrazellulären Membranen angeregt werden, zB mit IP 3 in der intrazellulären Puffer direkt durch &quot;Poren&quot; in der Plasmamembran. (4) Dialyse des Cytosol unter Whole-Cell-Konfiguration und gleichzeitige Messungen von Ca 2 + in das ER-Lumen und das Cytosol 32,33. Zelle zuerst mit einer niedrigen Affinität Ca 2 +-Indikator (zB Mag-Fura2 geladen AM, ratiometrischen, UV-Licht). Danach mit Hilfe eines Patch-Pipette, verbleibende cytosolic niedriger Affinität Ca 2 +-Indikator aus dem Cytosol mit einem Puffer, der eine hohe Affinität Ca 2 +-Indikator (zB Fluo-3, sichtbares Licht) dialysiert. Diese Strategie ermöglicht die gleichzeitige Aufnahme von zytosolischen und ER abgeleiteten Signale. (5) Gezielte-Esterase-induzierte Farbstoffbeladung 8,34. A Carboxylesterase (CES) mit dem Lumen des ER gezielte und bietet eine hohe Esterase-Aktivität für eine effiziente Abfangen des AM-Ester Form niedriger Affinität Ca 2 +-Indikatoren. Gezielte-Esterase-induzierten Farbstoff Belastung (TED) Zur Verbesserung der Ausrichtung der niedriger Affinität Ca 2 + Indikatoren zur ER-Lumen, wurde TED entwickelt. TED erfordert die Überexpression eines ER gezielte Maus Carboxylesterase (CES2) (Abbildung 2), die über Expressionskonstrukte erreicht wird. Zellen, die ein rekombinantes CES-Konstrukt mit dem AM-Ester Form eines Calcium inkubiertIndikator-Farbstoff (Fluo5N-AM, Abbildung 2). Dann wird in dem ER wird der Farbstoff auf die Ca 2 + umgewandeltes empfindlich, undurchlässigen Membran Ca 2 +-Indikator-Komplex (Fluo5N/Ca 2 +) durch die hohe Esterase daher Einfangen der Farbstoff in einer hohen Konzentration in der ER-Lumen 8 , 34. Die Methode ist besonders nützlich, um ER Calcium-Freisetzung über die IICR-Bahnen zum Beispiel untersuchen, über metabotropic, purinergen-oder Glutamat-Rezeptoren 8,34 und ER Calciumentzug visualisieren über &quot;Leck-Kanäle&quot; direkt, zum Beispiel nach Blockade der SERCA 17 , 34. Um unsere Erfahrungen die Low-Affinität Ca 2 +-Indikator Fluo5N-AM ist derzeit die beste verfügbare Indikator mit dem TED Farbstoffbeladung Strategie zu verwenden. Fluo5N-AM hat eine geringe Affinität für Ca 2 + (Dissoziationskonstante K D ~ 90 pM, Abbildung 2), ist fast nicht fluoreszierenden in seine AM-Form, sondern bietet eine hohe Fluoreszenzemission auf Calcium Bindung 8,34. Die Fluo5N/Ca 2 +-Komplex mit einer Standard-Lichtquelle von ~ 490 nm, die über die normalen Farbstoffen wie FITC, Alexa 488 oder eGFP entspricht angeregt werden. Cytosolic Calcium-Signale kaum erreichen eine Konzentration in den niedrigen pM-Bereich und werden daher kaum von Fluo5N im Cytosol 35 erkannt. Um die TED Leistung zu verbessern, wurden mehrere rekombinanten Vektor-Konstrukte entwickelt (Abbildung 3). Ursprünglich ist TED Vektoren auf der kodierenden Sequenz des CES2 (Refseq Zugangsnummer NM_145603, CES2c) und am besten TED Leistung bezogen mit stabilen Expression CES Konstrukte beobachtet. New TED Vektoren exprimieren ein Kernelement CES2 fusioniert mit dem roten fluoreszierenden Proteins TagRFP-T2 36. Diese Vektoren haben den Vorteil, dass sie verwendet werden, um zu identifizieren transduzierten Zellen und die rote Fluoreszenz als interne Kontrolle für die Normalisierung der Veränderungen in Fluo5N/Ca 2 verwenden werden + Fluoreszenz. Die rote Fluoreszenz bietet auch die Möglichkeit, die strukturellen Verteilung der ER und ER Änderungen in Dynamik unter Stimulationsbedingungen visualisieren.

<table border="1">
	 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalogue Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>(S)-3,5-DHPG (Dihydroxyphenylglycine)</td>
 <td>Tocris</td>
 <td>0805</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>5';-ATP-Na2, ATP disodium salt hydrate</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>A26209-1G</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>B-27 supplement,50x</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>17504-044</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Carbamoylcholine chloride (Charbachol)</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>C4382-1g</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Cyclopiazonic acid (CPA)</td>
 <td>Ascent scientific</td>
 <td>Asc-300</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dimethylsulfoxide (DMSO)</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>D2650</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>DMEM with Glutamax</td>
 <td>Invitrogen-Gibco</td>
 <td>31966-047</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dulbecco's PBS without Ca/Mg 1x</td>
 <td>PAA</td>
 <td>H15-002</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Fetal calf serum</td>
 <td>Invitrogen-Gibco</td>
 <td>10270-106</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Fluo-5N-AM, 10 x 50 &mu;g</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>F14204</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Glutamate</td>
 <td>Ascent scientific</td>
 <td>Asc-049</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Glutamax</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>35050-038</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ham's F12 nutrients mixture</td>
 <td>Invitrogen-Gibco</td>
 <td>21765-029</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Hank's BSS(1x) without Ca,without Mg, with Phenol Red, HBSS</td>
 <td>PAA Laboratories</td>
 <td>H15-010</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Horse serum</td>
 <td>SHD3250YK</td>
 <td>Linearis</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ionomycin Ca2+ salt</td>
 <td>Ascent scientific</td>
 <td>Asc-116</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>murine EGF </td>
 <td>PreproTech</td>
 <td>315-09</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>N2 supplement 100x</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>17502-048</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Neurobasal medium</td>
 <td>Invitrogen-Gibco</td>
 <td>21103-049</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Pluronic F127, low UV absorbance,2g</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>P6867</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Poly-DL-ornithine hydrobromide PORN</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>P8638</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Poly-D-lysine hydrobromide</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>P7280</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Poly-L-Lysin</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>P2636</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Thapsigargin</td>
 <td>Calbiochem</td>
 <td>586005-1mg</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>TryLE Express</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>12605-028</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Trypsin</td>
 <td>Worthington</td>
 <td>LS-003707</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Trypsininhibitor from Glycine MAX (soybean)</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>T6522</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Materials</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Confocal system: inverted laser scanning microscope: FV1000 with IX81</td>
 <td>Olympus</td>
 <td></td>
 <td>user-specific configuration</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Confocal system: laser combiner FV10 and diode lasers (405, 473, 559, 635)</td>
 <td>Olympus</td>
 <td></td>
 <td>user-specific configuration</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Confocal system: scan head FV10-SPD with spectraldetector</td>
 <td>Olympus</td>
 <td></td>
 <td>user-specific configuration</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Heater controller TC-344B</td>
 <td>Warner Instruments</td>
 <td>64-0101</td>
 <td>to control in line solution heater</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>NIH ImageJ software</td>
 <td>WS Rasband, ImageJ, US National Institutes of Health, <a href="http://rsb.info.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsb.info.nih.gov/ij/</a>, 1997--2006</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Objective: UAPON20XW340 NA 0,7 WD 0,35</td>
 <td>Olympus</td>
 <td>N2709100</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Objective: UPLFLN40XO</td>
 <td>Olympus</td>
 <td>N1478700</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Objective: UPLSAPO60XO/1.35, WD=0.15</td>
 <td>Olympus</td>
 <td>N1480700</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Perfusion chamber, inverse</td>
 <td>custom-made</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Perfusion chamber, RC-49FS</td>
 <td>Warner Instruments</td>
 <td>W4 64-1709 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Perfusion tube: PT-49</td>
 <td>Warner Instruments</td>
 <td>64-1730</td>
 <td>for perfusion</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Peristaltic pump MiniPlus 3 (4 channels)</td>
 <td>Gilson</td>
 <td>n.a. </td>
 <td>perfusion pump</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Single inline solution heater SH-27B</td>
 <td>Warner Instruments</td>
 <td>64-0102</td>
 <td>controlled by heater controller</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Suction tubes: ST3R</td>
 <td>Warner Instruments</td>
 <td>64-1407</td>
 <td>for perfusion</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Heating insert: Tempocontrol 37-2 digital 2-channel</td>
 <td>Pecon</td>
 <td>n.a. </td>
 <td></td>
 </tr>
	 </tbody>
 </table>

direct imaging of er calcium with targeted-esterase induced dye loading (ted)

Visualisierung Kalziumdynamik ist wichtig, die Rolle von Calcium in der Zellphysiologie zu verstehen. Um Kalzium Dynamik zu untersuchen, wurden synthetische fluoreszierenden Ca 2 + Indikatoren populär geworden. Hier zeigen wir, TED (= gezielte-Esterase-induzierten Farbstoff Laden), eine Methode, um die Freisetzung von Ca 2 + zu verbessern Indikatorfarbstoffe in das ER-Lumen verschiedener Zelltypen. Bisher wurde in TED-Zelllinien, Gliazellen und Neuronen in vitro verwendet. TED basiert auf effizienten, rekombinanten Targeting von einer hohen Aktivität Carboxylesterase dem ER-Lumen mit Vektor-Konstrukte, die ausdrückliche Carboxylesterasen (CES). Die neuesten TED Vektoren enthalten ein Kernelement CES2 fusioniert an ein rot fluoreszierendes Protein, wodurch gleichzeitige zweifarbige Bildgebung. Die Dynamik des freien Calcium in der ER sind in einer Farbe abgebildet, während die entsprechende ER Struktur erscheint in rot. Zu Beginn des Verfahrens werden die Zellen mit einem Lentivirus transduziert. Anschließend werden die infizierten Zellen einere auf Deckgläsern ausgesät, um endlich ermöglichen Live Cell Imaging. Dann lebenden Zellen werden mit dem Acetoxymethylester (AM-Ester) Form niedriger Affinität Ca 2 + inkubiert Indikatoren, zum Beispiel Fluo5N-AM, Mag-Fluo4-AM, oder Mag-Fura2-AM. Die Esterase-Aktivität im ER spaltet hydrophoben Seitenketten vom AM Form des Ca 2 +-Indikator und einem hydrophilen fluoreszierenden Farbstoff / Ca 2 +-Komplex gebildet wird, und eingeschlossen in das ER-Lumen. Nach Farbstoffbeladung, werden die Zellen mit einem invertierten konfokalen Laser-Scanning-Mikroskop analysiert. Die Zellen werden kontinuierlich mit Ringer-ähnliche Lösungen perfundiert und die ER Calcium Dynamik direkt visualisiert Zeitraffer-Bildgebung. Calcium-Freisetzung aus dem ER wird durch eine Abnahme der Fluoreszenz-Intensität in Regionen von Interesse identifiziert, während das Nachfüllen der ER Calcium Speicher erzeugt eine Zunahme der Fluoreszenzintensität. Schließlich wird die Änderung in der Fluoreszenzintensität über die Zeit durch Berechnung der AF / F 0 bestimmt.

Dieses Protokoll stellt eine unterbrechungsfreie Ansatz für die direkte Bildgebung der freien ER Calcium. Low-Affinität synthetischen Ca 2 + Indikatoren gelöst und eingeschlossen in das ER-Lumen mit Hilfe eines ER gezielt rekombinanten Esterase Enzymaktivität. Verbesserte Belastung der Ca 2 +-Indikator Farbstoffe zum ER-Lumen ermöglicht eine direkte und schnelle Darstellung von ER Kalzium-Speicher der Dynamik. Zelltypen für TED Die Durchf...

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Direct Imaging of ER Calcium with Targeted-Esterase Induced Dye Loading TED

Gezielte-Esterase-induzierten Farbstoff Belastung (TED) unterstützt die Analyse der intrazellulären Kalzium-Speicher der Dynamik von Fluoreszenz-Bildgebung. Das Verfahren stützt sich auf Targeting eines rekombinanten Carboxylesterase zum Endoplasmatischen Retikulum (ER), wo es verbessert die lokale Entlarvung von synthetischen niedriger Affinität Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Indikatorfarbstoffe in das ER-Lumen.

Direct Imaging von Calcium ER mit Targeted-Esterase Induzierte Dye Loading (TED)

Visualization of calcium dynamics is important to understand the role of calcium in cell physiology. To examine calcium dynamics, synthetic fluorescent ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Direct Imaging of ER Calcium with Targeted-Esterase Induced Dye Loading (TED)

19.1K Aufrufe.  University of Wuerzburg. Gezielte-Esterase-induzierten Farbstoff Belastung (TED) unterstützt die Analyse der intrazellulären Kalzium-Speicher der Dynamik von Fluoreszenz-Bildgebung. Das Verfahren stützt sich auf Targeting eines rekombinanten Carboxylesterase zum Endoplasmatischen Retikulum (ER), wo es verbessert die lokale Entlarvung von synthetischen niedriger Affinität Ca 2 + Indikatorfarbstoffe in das ER-Lumen.