Wir danken Chuck Scott McKnight und Victor von der CBS Scientific Company Inc. ( <a href="http://www.cbsscientific.com/" target="_blank">www.cbsscientific.com</a> ) für technische Unterstützung und die Herstellung des 3D-Kammer, Gasaustausch Einheit und fügt. Diese Arbeit wurde von den National Institutes of Health (Zuschüsse R21DK067084 und R43CA141782 zu SKK) unterstützt.

1. Bereiten Sie die Ober-und Niederösterreich Einsätze für Zellwachstum durch Collagen Coating <ol><li> Berechnen Sie die Anzahl der Einsätze für das Experiment benötigt. Setzen Sie jeden Einsatz in einem separaten sterilen Petrischale (35 x 10 mm) und sterilisieren durch Bestrahlung (11 Gy). </li><li> Bereiten Sie die Kollagen-Lösung für die Beschichtung von Membranen: 50 ug / ml, 154 ul pro Einsatz (einfügen Fläche 1,54 cm 2). </li><li> Legen Sie einige Tropfen (~ 20 ul pro Tropfen) von Kollagen-Lösung in einem Kreis auf der Oberfläche des Einsatzes Membran (lassen Sie sich nicht die Pipettenspitze berühren Sie die Oberfläche) und dann vorsichtig den Rest der aliquote zu einem großen Tropfen auf das Formular Membranfläche. Sicherstellen, dass die Kollagenlösung halbkugelförmigen bleibt und nicht von der Membranoberfläche abzulassen. </li><li> Decken Sie die Petrischale mit einem Deckel und Inkubation für 1 Stunde bei Raumtemperatur auf einer ebenen Fläche. </li><li> Saugen Sie die Kollagen-Lösung und waschen Sie die Membran einmal durch Abdecken mit 160 ul PBS. </li><li> Aspirate der PBS und ersetzen Sie den Deckel. Wenn Sie noch am selben Tag, platzieren Sie den Petrischale in einem trockenen Ort bei Raumtemperatur. Andernfalls setzen Sie die Schüssel bei 4 ° C und verwenden Sie den Einsatz innerhalb von 7 Tagen. </li></ol> 2. Kultur Endothelial Zellen auf der oberen Einsätze <ol><li> Bereiten EG Suspension in gewünschten Kulturmedium. Stellen Sie sicher, dass die Lebensfähigkeit der Zellen&gt; 98% ist und sofort verwenden. </li></ol> Hinweis: Für den menschlichen Nabelschnur-EC (HUVEC), 4 x 10 5 Zellen in 160 ul pro Einsatz verwendet wird. <ol start="2"><li> Nehmen Sie die Petrischalen mit Kollagen-beschichteten Einsätze in Abschnitt 1 hergestellt; entfernen Sie nicht die Einsätze von den Gerichten. Legen Sie mehrere kleine Tropfen der Zellsuspension (etwa 20 ul pro Tropfen) in einem Kreis auf der Oberfläche des Kollagen-Membran (lassen Sie sich nicht die Pipettenspitze berühren die Oberfläche) und dann vorsichtig den Rest der Zellsuspension zu bilden, ein großer Tropfen. Stellen Sie sicher, dass die Zellsuspension hemis bleibt<html> asphärischen und nicht von der Membranoberfläche abzulassen. </li><li> Ersetzen Sie die Deckel und vorsichtig die Gerichte in einer 5% CO 2 Zellkulturbrutschrank und inkubieren (ohne Schütteln) bei 37 ° C für 30 min, um die Zellen an die Membran zu befestigen. </li><li> Vorsichtig 5 ml Kulturmedium zu jeder Petrischale sicherzustellen, dass der Einsatz auf dem Boden der Schale bleibt und wird vollständig vom Medium bedeckt. Ersetzen Sie die Deckel und sorgfältig das Geschirr wieder in den Inkubator. Kultur die Zellen bei 37 ° C über Nacht. </li><li> Verwenden Sie den gleichen Ansatz für die zweite (optional) unteren Einsatz mit Zellen, die die lokalen Mikroumgebung, die unterhalb des Einsatzes mit der EC-Schicht platziert werden vorzubereiten. </li></ol> Hinweis: Wenn die unteren Einsätze in den Experimenten enthalten sind, die oberen und unteren Einsätze werden zunächst miteinander, bevor die Einsätze in der 3D-Gerät (4B) verbunden. e &quot;&gt; 3. Montieren Sie das Gerät 3D-Flow-Kammer <ol><li> Schrauben Sie die oberen und unteren Platten, verbinden Sie die Platten an den Gasaustausch Gerät mit Schlauch, legen Sie die zusammengebaute Vorrichtung in eine saubere Plastiktüte und sterilisieren die Tasche und Inhalt durch Bestrahlung (11 Gy). </li><li> Entfernen Sie ein Tablett-Regal aus der Zellkultur-Inkubator, Ort in eine sterile Gewebekultur Kapuze, Spray mit 70% Ethanol, abwischen, und dann decken Sie das Fach mit einem großen sterilen Serviette. </li><li> Setzen Sie den bestrahlten Plastiktüte in die Haube, entfernen Sie das Gerät aus der Tasche und auf der sterilen Brutkasten Fach. Verbinden Sie das Gerät, um die peristaltische Pumpe mit dem Schlauch versehen. Programmieren Sie die Pumpe für eine optimale Geschwindigkeit von 0,2 ml / min. </li></ol> Hinweis: Um die Pumpe mit der Steckdose verbinden, extrudieren die Stromkabel durch das Loch in der Rückseite des Inkubators. Verwenden Räuber Stecker um das Kabel, um sicherzustellen, dass das Loch luftdicht ist. <ol start="4"><li&gt; Platz 5 - 7 ml gewünschten Kulturmedium in ein steriles 15 ml Röhrchen (für den &quot;Einlass&quot;). </li></ol> 4. Prime 3D-Flow-Kammer Gerät <ol><li> Trennen Sie den Zulaufschlauch aus der Steckdose, indem das Metall Nadel aus dem Schlauch (verwenden kleinen sterilen Servietten, um die Sterilität des Schlauches zu halten). Verwenden Sie die Metall-Nadel mit dem Schlauch als &quot;Einlass&quot; und das Ende des Schlauchs getrennt als &quot;Auslauf&quot;. Legen Sie die Metall-Nadel Einlass in die 15-ml-Tube mit den Medien; platzieren Sie den Ausgang in den leeren 15-ml-Tube. </li><li> Schalten Sie die Pumpe so die Strömung gegen den Uhrzeigersinn und stellen Sie die Durchflussmenge bei 0,2 ml / min. Erlauben den Unterdruck, um das Medium aus dem Einlass 15 ml Röhrchen ziehen in die Rohrleitung und die Pumpe, wenn das Medium das Ende des Schlauches unmittelbar vor der Vorrichtung (2, Stop # 1) verbindet. </li><li> Lösen Sie die oberen und unteren Platten des Gerätes. Entfernen Sie vorsichtig die obere Platte und Platz 1.500 - 1.550 ul medium (entweder Medium allein oder zuzüglich der experimentellen Chemokine) in die unteren Vertiefungen. Achten Sie darauf, die gut enthält ausreichend Medium, um eine Halbkugel, die ungefähr 1 erreicht bilden - 2 mm über die untere Platte. </li><li> Übertragen Sie die vorbereiteten Einsatz aus der Petrischale in die Vertiefungen der unteren Platte mit einer sterilen Pinzette, darauf achten, dass keine Luftblasen unter den Einsätzen gefangen sind. Saugen jedes Medium, das auf der Oberfläche der unteren Platte, um sicherzustellen, dass die Platte trocken bleibt geöffnet. Legen Sie die obere Platte wieder auf der unteren Platte und verbinden die Platten mit den Schrauben. </li><li> Unmittelbar nach der peristaltischen Pumpe drehen und ermöglichen Medium, durch das 3D-Gerät fließen. Erhöhen das Auslaßende der Vorrichtung und zur Erhaltung der Kammer in dieser Position, um die Bildung von Blasen in den Raum zwischen den Platten zu verhindern. </li><li> Lassen Sie das Medium, um die Kammer und den Schlauch, der die Kammer der Gasaustausch Einheit zu füllen. Stoppen Sie die Pumpe sofort, bevor das Medium erreicht das Gas eXchange-Einheit (Abbildung 2; Stop # 2). Platz 3 ml Medium in den Gasaustausch Einheit, an der Pumpe ein, und lassen die Luftblasen durch den Gasaustausch Einheit entkommen. Elevate den Gasaustausch Einheit, damit das Medium, um den Schlauch Verlassen des Gasaustauscheinheit füllen und die Pumpe, wenn das Medium erreicht 2 - 3 cm vor dem Ende der Ablaufschlauch (Abbildung 2, Stop # 3). </li><li> Schließen Sie den Eingang Metall Nadel an der Steckdose mit kleinen sterilen Servietten. Programmieren der Pumpe so strömt das Medium in die entgegengesetzte Richtung (im Uhrzeigersinn) in Richtung der Gasaustausch sowie Gewährleistung Luftblasen entfernt werden, sobald sie die Gasaustauscheinheit erreichen. Überprüfen Sie, dass keine Luftblasen im System verbleiben. </li><li> Programmieren Sie die Pumpe so strömt das Medium gegen den Uhrzeigersinn. 100 l des Tests Zellsuspension zum Gasaustausch Einheit. Schließen Sie den Deckel des Gasaustauscheinheit, legen Sie das Fach mit dem funktionierenden System zurück in den Inkubator, und lassen Sie die Test-Zellen circulate im 3D-Gerät bei 37 ° C für die gewünschte Zeit. </li></ol> Hinweis: Reinigen Sie das Stromkabel der Pumpe mit 70% Ethanol und legen Sie sie in dem Inkubator. 5. Beenden Sie den Test und sammeln Proben für Assay <ol><li> Entfernen Sie das Fach mit dem funktionierenden System aus dem Inkubator und in der Kapuze. Stoppen Sie die Pumpe, trennen Sie das Ein-und Auslass, und legen Sie die Enden in leere sterile 15 ml Röhrchen. </li><li> Schalten Sie die Pumpe und sammeln die Zellsuspension aus dem System; Ort der Zellsuspension auf Eis, gegebenenfalls bis zur Verwendung. </li><li> Demontieren Sie die Kammer durch Entfernen der Schrauben und Abheben der oberen Platte. Entfernen Sie die Einsätze aus der unteren Platte und übertragen Sie sie auf Petrischalen. </li></ol> Hinweis: Die Einsätze können gefärbt zu visualisieren und zu zählen Zellen in situ (Kristallviolett 0,05% in dH 2 O) oder Trypsin behandelt, um die EG weiter sammelnTests. <ol start="4"><li> Das Medium entfernt und die Zellen aus den unteren Vertiefungen in und Zentrifugenröhrchen für 5 min bei 210 x g. Der Überstand wird abgenommen, waschen und resuspendieren, wie gewünscht, und die Verarbeitung der Zellen je nach den spezifischen experimentellen Ziele (weiter unten diskutiert). </li></ol>

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Cascade LifeSciences Inc. besitzt exklusive Rechte an US-Patent Nr. 7.927.867 B2 &quot;Device zur Auswertung in vitro Zellwanderung unter Strömungsbedingungen und Methoden für deren Verwendungen&quot;. SKK ist ein Erfinder des 3D Fließkammer Gerätetechnik und eine wissenschaftliche Mitbegründer und Gesellschafter der Cascade LifeSciences Inc.

Die 3D-Gerät kann eine nützliche Technik für die Forschung in verschiedenen Bereichen wie Stammzellbiologie, vaskuläre Biologie, Hämatologie, Onkologie, Autoimmunerkrankungen und Entzündungen sein. Die 3D-Gerät ist besonders nützlich für die Forscher studieren hämatopoetische, mesenchymale, neuronalen und andere Stammzellen, um die molekularen Mechanismen, die die einzelnen Schritte der Stammzelle Extravasation Kaskade zu untersuchen. Forscher, die Zellwanderung kann auch mit diesem Gerät die unterschiedlichen Mechanismen der wandernden T-und B-Lymphozyten, Monozyten, Neutrophilen, Eosinophilen, NK-Zellen und anderen wandernden Zellen zu untersuchen. In Gefäßbiologie, wird das Gerät nützlich sein für die Beurteilung der Wirkung der lokalen Mikroumgebung auf die Fähigkeit der EG Zellrekrutierung zu unterstützen und die Blut-Hirn-Schranke in vitro nachzuahmen. Für Forscher mit Schwerpunkt auf Krankheitsentstehung, kann das Gerät verwendet werden, um die Migration von zytotoxischen T-Zellen in der Bauchspeicheldrüse bei Typ-I-Diabetes, die mi studierengration von Eosinophilen in die Lunge von Asthma-Patienten, die Migration von Neutrophilen, Monozyten und Lymphozyten in entzündeten Stellen in einer Vielzahl von Erkrankungen, die Rekrutierung von Zellen zur Heilung Websites gewickelt, die Interaktion von zytotoxischen T-Zellen mit dem Neovaskulatur und Rekrutierung von zytotoxischen T-Zellen in Tumoren. Die neuartige 3D-Gerät wird auch ein nützliches Werkzeug für die translationale Wissenschaft und für die präklinische Entwicklung von Arzneimitteln und Screening. Zum Beispiel kann das Gerät verwendet, um die Herstellung von therapeutischen Zellsuspensionen für die intravenöse Verabreichung zu optimieren, um die Einstellung von therapeutischen Zellen an verletztes Gewebe im Vergleich zu normalem Gewebe zu testen, und die Rolle der spezifischen Organ oder Gewebe Endothel und Mikroumgebung in diese zu untersuchen Prozess. Für Entwicklung von Medikamenten, könnte das Gerät verwendet, um Wirkstoffkandidaten zu testen, die auf Tumorzellen und blockiert jeden Schritt der Extravasation Kaskade, die Migration Zellen als ein Medikament liefern testeny Fahrzeug Tumorstellen, um Medikamente, die die Funktion der menschlichen Organ-spezifische Endothel oder der lokalen Gewebe-spezifischen Mikroumgebung zu regulieren und Kombinationen von Medikamenten, die verschiedenen Schritte des Homing-Kaskade regulieren testen testen. Schließlich, wenn es in einem High-Throughput-System überführt, kann die Vorrichtung für das Screening kleiner Moleküle, Peptide und Antikörper, die Target-Moleküle vermittelt Zelltransportsignal verwendet werden. Technische Details und Tipps Rollen und die Adhäsion unter Fluss sind die entscheidenden Schritte in der Extravasation Kaskade und tragen wesentlich zur Effizienz der Zellwanderung in vivo. Bemerkenswert ist, diese Schritte nicht auf statische Tests in vitro beitragen. Allerdings sind statische Transmigration Assays, als negative Kontrollen in Experimenten Testen der Auswirkungen von Scherspannung auf das Überleben der Zelle und die Funktion, einschließlich der Fähigkeit von EG niedrig Affinitätswechselwirkungen (Rollen) und eine gute Haftung zu unterstützen. Die Wahl des Mediums für Experimente in der 3D-Gerät ist wichtig. Medien enthalten verschiedene Wachstumsfaktoren, die das Überleben der zirkulierenden Zellen beeinflussen, vor allem während der langen Inkubationszeit kann. Darüber hinaus sind die Konzentrationen von Ca 2 + und Mg 2 +, kann die adhäsive Wechselwirkungen unter den Bedingungen der physiologischen Strömung beeinflussen, variieren beträchtlich in kommerziellen Kulturmedien. Weitere technische Details, die berücksichtigt werden bei der Planung von Experimenten mit dem 3D-Gerät soll im Folgenden erörtert werden. Auswahl des EG Monoschicht Die Zelloberfläche Unterschrift des EG wird durch verschiedene Parameter, einschließlich der Arten und Gewebe des Ursprungs und die Bedingungen der Zellkultur, die Berücksichtigung in der experimentellen Design berücksichtigt werden sollten beeinflusst. Einige häufig verwendete EC zählen unter anderem Lungen-abgeleitet mikrovaskulären EC (LDMVEC), Knochenmark-abgeleitete EC (BMDEC), brain-derived EC (BDEC) und HUVEC.Die Eigenschaften von EC variieren auch mit ihrer Herkunft. Zum Beispiel BMDEC konstitutiv Selektine und VCAM-1, die für die Rollen und Haftung sind, während BDEC, LDMVEC und HUVEC nicht äußern diese Moleküle unter normalen Bedingungen. Daher kann Einsätze mit BDEC, LDMVEC und HUVEC beschichtet mit TNF α (10 ng / ml, 4 h) oder andere Faktoren zu imitieren Entzündung und induzieren die Expression von Homing-Moleküle vorbehandelt werden. Testen Übersprechen mit der lokalen Mikroumgebung Es gibt ein wachsendes Interesse an Verständnis, wie die lokale Mikroumgebung die Funktionen der EG regelt und beteiligt sich in Zelle Extravasation. Unsere Ergebnisse zeigen, daß das Einsetzen einer Monoschicht von Stromazellen unter dem EC Monoschicht erhöht Extravasation von zirkulierenden Zellen. Dieser Befund zeigt, dass Übersprechen zwischen EG und Stroma die Fähigkeit der Gemeinschaft zur Extravasation von zirkulierenden Zellen unterstützen verbessert. Moreover, könnte das Einführen von Zellen von verschiedenen Mikroumgebung (zB mesenchymale Stammzellen, Fibroblasten, Tumorzellen, Astrozyten) helfen, spezifische Gefäßbetten imitieren. Insbesondere könnte eine Kombination von brain-derived EG und Astrozyten einen sinnvollen Ansatz, um die Blut-Hirn-Schranke zu imitieren sein. Ebenso Zellen von Patienten oder normalen Zellen in vitro manipuliert erhalten, könnte dazu beitragen, eine bestimmte Mimik erkrankten Mikroumgebung. In unseren Studien haben wir niedrigere Einsätze mit Stromazellen gewachsen zu 50% Konfluenz. Obwohl die optimale Dichte microenvironmental Zellen der Einsätze von den Zielen der Studie abhängen wird, kann dieser leicht verändert und gesteuert werden. Auswählen einer Schubspannung Rate Die Scherspannung von 0,8 dyn / cm 2 wurde hier, weil dies von Von Andrian et al nachgewiesen werden. die Schubspannung sein im Knochenmark microvasculature, wo hämatopoetischen Vorläuferzellen verlassen die Durchblutung an und geben Geweben unter normalen physiologischen Bedingungen 15. Im Gegensatz dazu sind höhere Schubspannung in größeren Gefäßen, wo Zelle Extravasation begrenzt beobachtet. Daher könnte eine hohe Schubspannung Preise als zusätzliche Kontrollen für Experimente untersuchen Extravasation von verschiedenen Zelltypen verwendet werden. Das Überleben von Zellen unter Schubspannung hängt von mehreren Faktoren ab, einschließlich der Zelltyp und ex vivo-Therapien (Gontscharowa et al., Unveröffentlichte Beobachtungen), und sollte daher sorgfältig während des Tests ausgewertet werden. Handy Empfindlichkeit zu unterschiedlichen Schubspannung (Scherspannung Widerstand) konnte durch die Programmierung der peristaltischen Pumpe, um die Scherspannung Rate schrittweise zu erhöhen von 0,8 dyn / cm 2 bis 6 dyn / cm 2 ausgewertet werden. Während dieser Tests können Zellen periodisch von der Gasaustauschkammer gesammelt werden, um Zelltod mit überwachen,sagt wie Trypanblauausschluß, Annexin V und PI-Färbung und Apoptose Marker Ausdruck. Wenn Experimente sind entworfen, um die Scherbeanspruchung Widerstand der ex vivo veränderten Zellen oder Zellen aus Parenchym abgeleitet testen, empfiehlt es sich, weitere positive Kontrollen, wie Blut übertragbaren Zellen, die in den Experimenten enthalten sind. Auswahl des Einsatzes Porengröße und ECM Beschichtung Einsätze sind mit mehreren Porengrößen (3, 5 und 8 um) zur Verfügung. Die Wahl der Porengröße hängt von der Größe und Eigenschaften der zirkulierenden Zellen Test abhängen, ist das auch der Fall für statische Transwell-Assays. Einsätze mit einer großen Porengröße (8 um) werden empfohlen, um Extravasation von großen Zellen wie Tumorzellen epithelialen Ursprungs testen. Leukozyten oder hämatopoetische Stammzellen sind häufiger mit 5 um Pore Einsätzen getestet und 3 um Pore Einsätze sind am besten für die Prüfung Extravasation von s vorbehaltenKleine Zellen. Allerdings ist die Messzelle Größe allein nicht der einzige wichtige Faktor, und wir empfehlen Testen Einsätze mit mehreren Porengrößen. In unseren ersten Studien testeten wir verschiedene ECM für ihre Fähigkeit, das Wachstum von EC an den Einsätzen zu unterstützen und Schubspannung für&gt; 4 h standhalten. Das ECM getesteten Matrigel, Poly-D-Lysin, Fibronectin, Laminin, Typ I Kollagen, Hydrogel, Meta-Keratin I, II, III, IV, und extrazellulären. Die besten Ergebnisse für die EG-Wachstum wurden mit extrazellulären, Fibronektin und Kollagen erhalten. Doch in unseren Händen, extrazellulären bei 0,8 g / cm 2 deutlich reduziert die Seelenwanderung von Test-Zellen durch die Membran. Daher verwenden wir jetzt Fibronektin (5 ug / cm 2) oder Kollagen (5 ug / cm 2) für die Beschichtung von Einsätzen. Allerdings wird die optimale Wahl von ECM wahrscheinlich sowohl von der Art der EG und den Transmigratory Eigenschaften der Test-Zellen beeinflusst werden. Ein Vorversuch durchgeführt werden, um die Integri testenty des EG-Monoschicht auf ausgewählte ECM gewachsen. Zum Beispiel, statt pre-beschichteten Wendeschneidplatten mit EC Monoschichten in Petrischalen mit Kulturmedium gefüllt, legen Sie die Gerichte auf einem Schüttler bis Schubspannung (niedrige Einstellung) zu erstellen, und Inkubation bei 37 ° C und 5% CO 2 für 12 Stunden. Die Integrität der EG nach der Einwirkung der Scherbeanspruchung unter Verwendung Kristallviolettfärbung werden. Auswahl der optimalen Test Zellkonzentrationen Die Fähigkeit von Zellen, um den Test zu beenden Zirkulation hängt von vielen Besonderheiten der einzelnen Zelltyp. Um signifikante Ergebnisse zu erzeugen, muss die umlaufende Zelldichte optimiert, um sicherzustellen, dass eine ausreichende Anzahl von Zellen in den positiven Kontrollvertiefungen zu migrieren. Daher empfehlen wir Vorversuche mit einer Reihe von Zelldichten (zB 10 3 / ml bis 10 7 / ml), die Beziehung zwischen der Anzahl der Zellen in das System geladen und verstehendie Zahl der Zellen, die Transmigration unterziehen. Darüber hinaus kann das optimale zirkulierende Konzentration im gleichen Zelltyp von verschiedenen Quellen unterscheiden. Zum Beispiel sind CD34 +-Zellen eine heterogene Zellpopulation, die sowohl hämatopoetischen Stammzellen und engagiert linienspezifischen Vorläuferzellen. Sie aus dem Knochenmark erzielt werden kann, mobilisierte periphere Blut und Nabelschnurblut. Die CD34 +-Zellen aus diesen drei Quellen besitzen unterschiedliche Fähigkeiten Homing und engrafting 16-18, so dass die Bedingungen für die Prüfung dieser Zellen in der 3D-Gerät sollte vor einem Full-Scale-Studie optimiert werden. Auswahl optimaler Zellzirkulation Zeit Die optimale Zirkulationszeit sollte empirisch für jeden Zelltyp bestimmen. Die minimale Zeit für die Zirkulation erforderlich konnte aus den Ergebnissen der statischen Zellmigrationsassays extrapoliert werden, aber dies kann exten werdended, wenn die Zellen einer Scherbeanspruchung unterworfen werden. Pilotstudien testen Umlaufzeiten zwischen 4 und 96 Stunden empfohlen. Der Gasaustausch Einheit Der Hauptzweck des Gaswechsel-Einheit ist, um die optimale Konzentration des CO 2 in dem Medium, welches durch den 3D-Vorrichtung, ähnlich wie bei den Standard-Einstellungen in Gewebekultur Inkubatoren halten. Der Gasaustausch Gerät kann auch zum Hinzufügen von Test-Zellen und Verbindungen und für das Sammeln von Sonden und Proben während des Tests verwendet werden. Auswertung der Versuchsergebnisse Zellzahlen Zirkulierenden Zellen können zu unterschiedlichen Zeiten während des Experiments durch den Gasaustausch Einheit abgetastet werden. Am Ende des Experiments, könnten die verbleibenden Zellen im Kreislauf vom Auslass gesammelt werden. Wenn das 3D-Vorrichtung am Ende des Experiments wird zerlegt, kann die transmigrierten Zellen aus den unteren Vertiefungen geerntet und gesammelt foder weiteren Analyse. Wenn die Eingangs-Zellen unmarkiert sind, können die transmigrierten Zellen mit Trypanblau und Live / Dead-Zellen mikroskopisch aufgezählt gefärbt werden. Alternativ könnten die Eingangs-Zellen, die mit einem der vielen &quot;Zelle tracker&quot; Farbstoffe für Live Cell Imaging vor dem Einlegen in das 3D-Gerät gekennzeichnet sein, in diesem Fall, transmigrierten Die geernteten Zellen zur Quantifizierung der Fluoreszenz sollte lysiert werden. Auswahl des optimalen Stichprobengröße Um statistische Analyse zu ermöglichen, muss eine Stichprobe gewählt werden, dass ca. 80% Strom zu versorgen, um die hypothetischen Unterschied in den mittleren prozentualen Veränderungen zwischen beiden Gruppen, wenn sie bei einem Signifikanzniveau von 0,05 getestet mit einem zweiseitigen t-Test zu ermitteln. Basierend auf unserer Erfahrung mit Knochenmarkzellen, verwenden wir drei Wells pro experimentelle Bedingung für den 3D-Gerät Experimente. Allerdings wird die optimale Stichprobengröße mit dem Ziel des Experiments variieren und sollte bestimmt werden empirically. Multiple Regression statistische Tests, zweiseitigen t-Tests und Analysen der Varianz können statistische Relevanz der Ergebnisse zu überprüfen. Auswahl von Chemokinen Wie bei allen Seelenwanderung Assays wird die Wahl von Lockstoff durch die Eigenschaften der Test-Zellen und das Ziel der Studie diktiert werden. SDF-1 ist ein gut etabliertes Lockstoff für hämatopoetische Zellen. In unseren Händen, war eine Konzentration von 50 ng / ml SDF-1 optimal Extravasation von Knochenmark gewonnenen hämatopoetischen Vorläuferzellen stimulieren. Wir verwenden auch C3a und bFGF als Lockstoffe für mesenchymale Stammzellen 19. Wir empfehlen jedoch, Titration jeweils Chemokin-und Cross-Titration Kombinationen von Chemokinen, die optimale Konzentrationsbereich vor einer Full-Scale-Studie identifizieren. Für bestimmte Zelltypen, kann eine Kombination von chemotaktischen Faktoren vorteilhaft sein. Wenn Chemokine für spezifische Prüf-Zellen sind unbekannt oder nicht verfügbar ist, conkonditionierten Medien von stimulierten Lymphozyten, Fibroblasten und anderen Zellen als Quelle für chemische Lockstoffe verwendet werden. Auswahl der ausgelesenen Parameter Die Vielseitigkeit des 3D-Gerät erweitert die Art der Seelenwanderung Experimenten, die durchgeführt werden können, und der Erfolg der Experimente wird auf nachdenkliche Erörterung und Gestaltung der Anzeige-Parameter abhängen. In der Regel Zellen aus dem oberen (Umluft) Kammer und die untere (statisch) Fach sollte für die Lebensfähigkeit gleichzeitig als Zellzählung getestet werden. Einige Zellen besitzen eine geringe Toleranz gegenüber dem physiologischen Schubspannung in der Mikrovaskulatur beobachtet. In diesem Fall wird die Anzahl der toten Zellen in der oberen Kammer erhöht werden. Die Zahl der anhaftenden Zellen verhaftet (oder gefangen) auf der EC-Schicht kann durch Immunzytochemie von Markern speziell von den Test-Zellen exprimiert ausgewertet werden. Antikörper, die für CD31 und vWF verwendet werdenEG zu erkennen und Diskriminierung zwischen den Test-und EC-Zellen zu ermöglichen. Darüber hinaus sollte die Integrität des EG Monoschicht am Ende jedes Tests überwacht werden. Die Arten von Analysen mit den gesammelten Zellen durchgeführt wird auf der Ermittler experimentelle Ziele ab, konnte aber die Analyse von Veränderungen in der Genexpression von Mikroarrays und qPCR, Oberflächenmolekül Expression durch FACS-Analyse, die Aktivierung von Signalwegen durch FACS und Western Blot und Faktor enthalten Sekretion mittels ELISA. Eine riesige Auswahl an funktionalen Tests sind auf den gesammelten Zellen in vitro möglich, da durch unsere eigene Arbeit, in denen wir die kultiviert transmigrierten Knochenmarkzellen, die hämatopoetischen Vorläuferzellen (Abbildung 3) aufzuzählen belegt. Die gesammelten Proben können auch in einer Vielzahl von in-vivo-Tests überprüft werden. Ein wichtiger Parameter, die helfen, das Verhalten der Testzellen in vivo vorherzusagen ist neigenrenz von einigen Zellen zu Aggregaten unter verschiedenen Scherraten Stress bilden. Zum Beispiel könnte therapeutische Zellen, die Aggregatbildung in der 3D-Gerät zu unterziehen haben eine größere Neigung zur Klumpenbildung nach intravenöser Verabreichung zu bilden und zu akuten Gefäßverschluss in vivo (Gontscharowa et al., Unveröffentlichte Beobachtungen). Aggregatbildung konnte mikroskopisch durch Abtasten der Testzellen während oder nach Beendigung des 3D-Gerät Experiments überwacht werden.

Handy Extravasation ist der Prozess, durch den zirkulierenden Zellen verlassen die Blutbahn und ist eine wichtige Komponente für viele physiologische Reaktionen im Körper. Das Verfahren ist auch für die Geweberegeneration wichtig, da zum Beispiel, wenn therapeutische Zellen aus dem Gewebe in die Blutgefäße (oder intravenös injiziert) mobilisiert durch das Gefäßsystem wandern und verlassen die Zirkulation zu Websites von Verletzungen oder Degeneration. Extravasation ist auch ein wichtiger Bestandteil der Pathogenese vieler Krankheiten, einschließlich Entzündung, Immunabwehr, Autoimmunität und der Metastasierung. Extravasation ist ein komplexes mehrstufiges Verfahren, die die Interaktion von zirkulierenden Zellen, die mit Endothelzellen (EC) unter Bedingungen physiologische Strömung umfasst. Das Verfahren umfasst (a) Zelle Walzen, (b) eine feste Haftung an der luminalen Oberfläche der EG, und (c) Seelenwanderung in der EG. Wichtig ist, dass jeder Schritt des Extravasation Kaskade von einer Teilmenge von c geregeltell typspezifischen und Spezies-spezifischen Molekülen. Allerdings sind die genauen molekularen Mechanismen, die Extravasation von spezifischen Zellpopulationen regulieren nicht gut verstanden, vor allem wegen der technischen Schwierigkeit, rekapituliert die Bedingungen in den Blutkreislauf. Die neuartige 3D hier beschriebene Gerät wurde entwickelt, um diese technischen Herausforderungen überwunden werden können und Experimente durchgeführt werden, die unser Verständnis der Biologie der Zelle Migration zu verbessern. Die Moleküle, die Zellwanderung zu vermitteln sind wichtige therapeutische Ziele. Ein detailliertes Verständnis der molekularen Ereignisse, die die Migration von spezifischen Zelltypen steuern wird bei der Identifizierung neuer Targets für die therapeutische Förderung oder Hemmung der Extravasation unterstützen. Zum Beispiel würde Eingriffe, die die Wanderung von therapeutischen Stammzellen (ob von Erwachsenen, Neugeborenen oder auch aus fetalem Gewebe abgeleitet) in Richtung Stelle einer Verletzung oder Degeneration Verbesserung von großem Nutzen bei der Geweberegeneration werden.Es besteht ein wachsendes Interesse in der in-vitro-Herstellung von therapeutischen Stammzellen, einschließlich Zellen aus pluripotenten Quellen abgeleitet und in ex vivo manipuliert adulten Stammzellen (erweitert, genetisch manipuliert und mit verschiedenen Enzymen vorbehandelt) 1. Es besteht daher ein Bedarf an neuen Technologien, um die Qualität der Stammzellen zu bewerten, bevor sie für therapeutische Zwecke verwendet werden. Unter anderen Parametern, müssen die Zellen in der Lage, effizient verlassen den Kreislauf, weil Behandlungen für multifokale Störungen können die intravenöse Verabreichung der Stammzellen 2 erfordern. Tatsächlich ist eine der aktuellen Herausforderungen in der Stammzellbiologie, die extrem niedrige Effizienz zu überwinden, mit denen Stammzellen beherbergt Websites von Gewebeschäden 3-6, Hervorhebung der Notwendigkeit, diese Lücke in unserem Verständnis von Stammzellen Migration anzugehen. Im Gegensatz dazu, dass Strategien Block Zellmigration durch Referenzieren auf bestimmte Moleküle wäre nützlich für die Behandlung von inentzündlichen und Autoimmunerkrankungen sowie metastasiertem Krebs. So, das Verständnis der molekularen Mechanismen, die die Wechselwirkungen zwischen zirkulierenden Zellen und EG während der Zell-Migration und Extravasation vermitteln ist relevant für translationale Medizin und Wirkstoffforschung sowie der Grundlagenforschung. Derzeit gibt es eine Reihe von Methoden zur Verfügung, um verschiedene Aspekte der Zellwanderung studieren. Allerdings haben diese Methoden Nachteile, die mit der neuen 3D-Gerät überwunden werden können. Tiermodelle: Tiermodelle, wie immungeschwächten Mäusen und genetisch manipulierte Mäuse, wurden nützliche Werkzeuge, um die Migration von menschlichen Zellen in vivo zu untersuchen. Jedoch ist ein erheblicher Nachteil für diese Modelle, daß menschliche Zellen schlecht Interaktion mit Adhäsionsmolekülen vorliegenden on mouse EC, teilweise aufgrund artspezifischen Sequenz Unterschiede in viele Moleküle der Zelloberfläche. Somit ist die Verwendung von Nagetieren studierenmenschlichen Zelle Migration unwahrscheinlich ist authentisch spiegeln die Ereignisse in der menschlichen Organ-spezifische Gefäßbetten. Darüber hinaus in vivo Modelle sind nicht geeignet für das Hochdurchsatz-Screening von Wirkstoffkandidaten. Die herkömmliche in vivo Modelle mit zu Zelle Homing studieren nicht zwischen den verschiedenen Stufen des Extravasation Kaskade unterscheiden, so dass es schwer zu identifizieren und gezielt neue Moleküle Homing. Die Intravitalmikroskopie Ansatz wurde entwickelt, um diesem Bedarf zu begegnen und wurde informativ, jedoch ist diese Technik sehr zeit-und arbeitsintensiv 7,8. Statische Seelenwanderung Assays: Transwell oder Boyden-Kammer-Assays Maßnahme Zellwanderung in einer porösen Membran und sind weit verbreitet in der Migrationsforschung verwendet. Der Test hat den Vorteil, dass es verwendet werden kann, um nicht nur Zellmigration und Zell-extrazelluläre Matrix (ECM)-Interaktionen zu untersuchen, sondern auch Chemokin-vermittelte Migration von Zellenin einer EG-Monoschicht auf der porösen Membranen entwickelt. Leider unterscheiden sich der Phänotyp und Funktion der EG unter statischen Bedingungen erheblich von denen unter physiologischen fließen 9,10. So müssen die chemotaktische Ereignisse, die in Transwell-Assays nicht auftreten getreu nachahmen, die Wechselwirkungen zwischen wandernden Zellen und EG unter Scherbeanspruchung. Darüber hinaus bedeutet die &quot;rollenden&quot; Schritt des Homing-Kaskade, die eine zusätzliche Dimension der Selektivität ergänzt die allgemeine Prozess, nicht in statischen Transwell-Assays auftreten. Während also diese Technologie nicht zulässt quantitative Auswertung von Chemokin-vermittelten Zell-Migration in der EG Monoschicht wird durch seine Unfähigkeit, die Scherspannung, die den Blutfluss in vivo nachahmt bereitzustellen begrenzt. Assays unter Schubspannung: Wandschubspannung ist bekannt, dass eine wichtige Rolle bei der Regulierung der EG-Funktion 9,10 spielen. Scherkräfte induzieren schnelle Aktivierung von Signalkaskaden, umschriftription Faktoren und differentiellen Genexpression in EG 11,12. Diese Information führte zu der Entwicklung der nächsten Generation von Adhäsionsassays - parallel laminare Strömung Kammern und Kapillaren - zu studieren und rollenden Adhäsion von Zellen an EG unter den Bedingungen der Schubspannung 7,13. Der limitierende Faktor für diese Tests ist, dass sie messen nur Rollen und Haftung, aber nicht zwischen einem haftenden Zelle, die fortfahren würde, transmigrate und einem Anhänger, die Zelle &quot;verhaftet&quot; auf dem EG Monoschicht und würde nicht transmigrate unterscheiden. Darüber hinaus können diese Tests nicht messen Migration von Zellen zu einer Chemokingradienten. Mehrere Berichte haben die Fähigkeit von anhaftenden Zellen zu unter einer EG Monoschicht auf Glasplättchen unter den Bedingungen der Strömung 14 gewachsen kriechen beschrieben. Die Grenzen dieser kriechen Technik sind: sie analysiert nur eine begrenzte Anzahl von Zellen, es ist nicht quantitativ, sondern analysiert Zelle kriechen auf der Matrix und CELl Oberfläche, aber nicht die Migration in Richtung eines chemotaktischen Gradienten, und es nicht zulassen, die transmigrierten Zellen isoliert werden. Obwohl dieser Test hat den Vorteil der Anwendung von Scherspannung auf den EG-Monoschicht, kann es nicht zu quantifizieren Migration von Zellen zu einer Chemokingradienten. Die neuartige 3D-Technologie hier beschriebenen überwindet viele dieser Mängel durch die Kombination von Querkraft (oberes Fach) mit einer statischen Chemokingradienten (untere Kammer) und erlaubt quantitative Auswertung von jedem Schritt der Extravasation Kaskade (Abbildung 1). Das Gerät kann auch verwendet werden, um zu untersuchen, wie Übersprechen zwischen der EG und der Mikroumgebung der Fähigkeit der EG Extravasation von zirkulierenden Zellen unterstützt beeinflusst werden. Das folgende Protokoll beschreibt den Schritt-für-Schritt-Methode für die Verwendung der 3D Fließkammer Gerät.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Reagent/Material</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>PVC tubing (bore 1.42, wall 0.8)</td>
 <td>Watson-Marlow Limitid</td>
 <td>981.0142.000</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>3D Chamber</td>
 <td>C.B.S.Scientific</td>
 <td>FC-1000</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Gas exchange unit</td>
 <td>C.B.S.Scientific</td>
 <td>FCR-1000</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Inserts</td>
 <td>C.B.S.Scientific</td>
 <td>FCI-1005U</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Collagen Bovine,Type I</td>
 <td>BD Biosciences</td>
 <td>354231</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Hydrochloric Acid 0.1M</td>
 <td>VWR</td>
 <td>BDH3200-1</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>PBS</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>14190</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>HUVEC</td>
 <td>Lonza</td>
 <td>CC- 2517</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>EGM Bullet Kit (cc - 3121 &#38; cc - 4133)</td>
 <td>Lonza</td>
 <td>CC - 3124</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Trypsin Neutralizing Solution</td>
 <td>Lonza</td>
 <td>CC-5002</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Trypsin</td>
 <td>Lonza</td>
 <td>CC-5012</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>HEPES</td>
 <td>Lonza</td>
 <td>CC-5024</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>SDF-1</td>
 <td>R7D System</td>
 <td>460-SD</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Extracel Trial 2.5 Kit</td>
 <td>Glycosam Byosystems</td>
 <td>GS211</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Fibronectin, human , nature</td>
 <td>BD Biosciences</td>
 <td>356008</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Poly-D-lysine</td>
 <td>Millipore</td>
 <td>A-003-E</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>BD Matrigel</td>
 <td>BD Biosciences</td>
 <td>354277</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Human Brain Microvascular Endothelial Cells</td>
 <td>ScienCell</td>
 <td>1000</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Endotelial Cell Medium (ECM) for brain cells</td>
 <td>ScienCell</td>
 <td>1001</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Trypan Blue</td>
 <td>StemCells Tecnologies</td>
 <td>7050</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>TNF-alfa, 10 &mu;g</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>PHC3015</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>VCAM-1, mouse anti-human, CD106-FITC</td>
 <td>Southern Bioteck</td>
 <td>9519-02</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Propidium Iodide Staining Solutuion</td>
 <td>BD Pharmingen</td>
 <td># 556463</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Frozen Human Cord Blood CD34+ cells</td>
 <td>StemCell</td>
 <td>CB007F</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Frozen Human Cord Blood CD34+ cells</td>
 <td>Zenbio</td>
 <td>SER - CD34-F</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>MethoCult GF M3434</td>
 <td>StemCells Tecnologies</td>
 <td>GFM3434</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Mouse Methylcellulose complete media</td>
 <td>R&#38;D</td>
 <td>HSC007</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Anti-Von Willibrand Factor antibody</td>
 <td>abcam</td>
 <td>C# ab11713</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Petry dish (35 x 10 mm)</td>
 <td>VWR</td>
 <td>CA25373-041</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>15 ml tubes</td>
 <td>VWR Fisher</td>
 <td>21008 - 918</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Tissue culture flasks 75cm2</td>
 <td>VWR</td>
 <td>BD353136</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Cristal violet</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>C-3886-25G</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dissecting forceps, curved</td>
 <td>VWR</td>
 <td>82027-384</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>1,000 &mu;l Pipette tips</td>
 <td>VWR</td>
 <td>83007-380</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>1 - 200 &mu;l Pipette tips</td>
 <td>VWR</td>
 <td>37001-530</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Equipment</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Peristaltic pump</td>
 <td>Watson-Marlow Limitid</td>
 <td>403U/VM3</td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

a novel three-dimensional flow chamber device to study chemokine-directed extravasation of cells circulating under physiological flow conditions

Extravasation von zirkulierenden Zellen aus dem Blut spielt eine zentrale Rolle in vielen physiologischen und pathophysiologischen Prozessen, einschließlich Stammzellen Homing und Metastasierung. Die dreidimensionale Fließkammer Gerät (im Folgenden die 3D-Gerät) ist eine neuartige Technologie, die in vitro physiologischer Scherspannung erschafft und ermöglicht jedem Schritt der Zelle Extravasation Kaskade quantifiziert werden. Die 3D-Gerät besteht aus einem oberen Abteil, in dem die interessierenden Zellen zirkulieren unter Scherbelastung und einer unteren Kammer des statischen Vertiefungen, die Lockstoffe von Interesse enthalten. Die beiden Kammern sind durch poröse Einsätze mit einer Monoschicht aus Endothelzellen (EC) beschichtet getrennt. Ein optionaler zweiter Einsatz mit microenvironmental Zellen von Interesse kann sofort unter der EC-Schicht platziert werden. Ein Gasaustausch Gerät ermöglicht die optimale CO 2 Spannung gehalten werden und bietet einen Zugangspunkt hinzuzufügen oder zu entziehen Zellen oder Verbindungen, die während derExperiment. Die Testzellen zirkulieren in der oberen Kammer an der gewünschten Scherbeanspruchung (Volumenstrom) durch eine peristaltische Pumpe gesteuert. Am Ende des Versuches werden die zirkulierende und migriert Zellen für weitere Analysen gesammelt. Die 3D-Gerät kann verwendet werden, um Zellrollen auf und Haftung der EG unter Scherbeanspruchung, Seelenwanderung in Reaktion auf Chemokin-Gradienten, Beständigkeit gegen Scherspannung, Cluster-Bildung und das Überleben der Zelle zu untersuchen. Darüber hinaus ermöglicht das optionale zweite Einsatz die Auswirkungen von Übersprechen zwischen EG und microenvironmental Zellen untersucht werden. Die translationale Anwendungen der 3D-Gerät gehören Testen von Wirkstoffkandidaten, die auf die Zellwanderung und die Vorhersage der In-vivo-Verhalten von Zellen nach intravenöser Injektion. Somit ist die neue 3D-Gerät ein vielseitiges und preiswertes Tool, um die molekularen Mechanismen, die zellulären Extravasation vermitteln studieren.

Das murine Knochenmark-abgeleitete EC Linie STR-12 wurde auf Einsätze mit 5 um Poren gewachsen. Die Rate der EC Wachstum wurde unter einem Mikroskop beobachtet, und wenn die EC 100% konfluent waren, wurden die Einsätze in die Vertiefungen in der unteren Kammer des 3D-Gerät übertragen. Unmittelbar vor dem Aufstellen der Einsätze wurden die Vertiefungen von der unteren Kammer mit Kulturmedium allein (negative Kontrolle) oder mit Medium mit Stromazellen abgeleiteten Faktor-1 (, 5 ng / ml und 50 ng / ml SDF-1) ergänzt gefüllt. Danach wurde das 3D Gerät montiert und die Kammer wurde mit Medium gefüllt, wie in der beschriebenen Protokoll. Die Testzellen in der oberen Kammer der Vorrichtung zirkuliert wurden frisch murine Knochenmarkszellen (3,5 x 10 6 Zellen pro Kammer) geerntet. Eine definierte Scherspannung von 0,8 dyn / cm 2 wurde durch Einstellung der peristaltischen Pumpe Geschwindigkeit von 0,2 ml / min aufgetragen. Der gesamte Arbeitsbereich System wurde dann in der 5% CO 2-Inkubator bei 37 ° C und der ce platziertlls durften zirkulieren und mit dem EG-Monoschicht für 4 Stunden zu interagieren. Am Ende dieser Zeit wurden die zirkulierenden Zellen gesammelt, die Kammer abgebaut wurde, und die Einsätze entfernt wurden, wie in dem beschriebenen Protokoll. Die transmigrierten Zellen wurden aus den unteren Vertiefungen, gewaschen, in frischem Medium resuspendiert geerntet und in Methylcellulose Kulturen mit hämatopoetischen Wachstumsfaktoren für Kolonie-bildenden Zellen (CFC)-Test (3) ergänzt. Wie erwartet, fanden wir eine signifikant höhere Anzahl von CFC hatte in der EG Monoschicht in die Vertiefungen mit 50 ng / ml SDF-1 als Vertiefungen mit 5 ng / ml SDF-1 oder Medium allein migriert. Wie wir bereits beschrieben, sind keine der aktuellen In-vitro-Techniken zur Verfügung, um die Zellwanderung studieren kann die Prüfung der Wirkung der lokalen Mikroumgebung auf die Fähigkeit der EG Extravasation von wandernden Zellen unterstützt. Um zu veranschaulichen, wie das mit dem 3D-Vorrichtung erreicht werden kann, haben wiruntersucht Extravasation von zirkulierenden hämatopoetischen Zellen in einer Schicht aus EG und einer Schicht aus Stromazellen des Knochenmarks. Dazu wurde eine zweite (untere) einfügen, die eine Schicht aus Stromazellen der obere Einsatz mit der EC Monoschicht in der unteren Platte (4) nebeneinander angeordnet sind. Das Experiment wurde dann, wie oben beschrieben, und die transmigrierten Zellen wurden aus den Vertiefungen geerntet und gezählt. Die Ergebnisse zeigten, daß das Einsetzen einer zusätzlichen Schicht aus Stromazellen unter dem EC Monoschicht erhöhte signifikant die Migration von hämatopoetischen Zellen auf SDF-1 (Abbildung 4). Dieser Befund steht im Einklang mit der Vorstellung, dass die lokale Mikroumgebung auf die Rekrutierung von zirkulierenden Zellen des Gewebes beiträgt. <img alt="Abbildung 1" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50959/50959fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50959/50959fig1.jpg" /> <strong&gt; Abbildung 1. Die 3D Fließkammer Gerät. A: Die hermetisch dichte 3D-Vorrichtung besteht aus zwei durch eine auswechselbare poröse Membran (PM) getrennt. EC auf der Membran, die dann eine Sperre zwischen der oberen und unteren Kammern gewachsen. Definierte Scherspannungen sind an der oberen Kammer des 3D-Gerät durch Perfusion Medien unter Verwendung einer konstanten Infusion Schlauchpumpe eingesetzt. Zirkulierenden Zellen sind entweder nicht-wechselwirkende (NIC), mit dem EG-transient interagieren (&#39;roll&#39;; RC), oder sich an der EG-(AC). Eine Subpopulation von anhaftenden Zellen transmigriert über die EC-Schicht an der unteren statischen Abteil des Gerätes (TM) B:. Eine Draufsicht Zeichnung (oberes Feld) des 3D-Gerät. Der horizontale Schnitt (unten) zeigt die Position der oberen Membran (rot), die untere Membran (grün) und den Boden des Bohrlochs (blau) C:. Die isometric Ansicht zeigt die Bestandteile des Gerätes: vier Schrauben, ein Acryl oberen Block, eine obere Kammer Dichtung, oberen und unteren Membranen unteren O-Ring und eine 3-well Acryl unteren Block D:. Ein Foto von der 3D-Strömung Kammer mit einer peristaltischen Pumpe und einem Gasaustausch verbunden. Das System befindet sich in einem sterilen Abzug zusammengebaut und dann zu einem Zellkulturbrutschrank übertragen. <img alt="Abbildung 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50959/50959fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50959/50959fig2.jpg" /> Abbildung 2. Eine schematische Darstellung des 3D-Gerätesystem. Die Zeichnung zeigt die drei Anschläge erforderlich, um das System zu montieren. Das Kulturmedium wird in vom Einlass durch den Unterdruck durch die peristaltische Pumpe erzeugt wird gezeichnet. Die Strömung des Mediums wird durch Stop # 1 geschlossen, damit die Einsätze in das Gerät gestellt werden. Nachdem die Kammer geschlossen ist, ist die Pumpe SchaltCHED wieder und die Kammer unmittelbar mit Medium zu verhindern, Trocknen der Zellen, die auf den Einsätzen gewachsen gefüllt. Stop # 2 ermöglicht mittel-bis in den Gasaustausch Einheit platziert werden. Stop # 3 wird der Durchfluss für die Verbindung von dem Einlass und Auslass gestoppt werden. Die Strömung kann im Uhrzeigersinn oder gegen den Uhrzeigersinn gerichtet werden, um Luftblasen durch den Gasaustausch beim Ausbauen über einen Schalter an der Pumpe. <img alt="Abbildung 3" fo:content-width="5.75in" fo:src="/files/ftp_upload/50959/50959fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50959/50959fig3.jpg" /> Abbildung 3. Die 3D-Gerät unterstützt SDF-1-vermittelte Transmigration von hämatopoetischen Vorläuferzellen unter Bedingungen der physiologischen Schubspannung. A: Drei Geräte (mit jeweils 3 Brunnen in der unteren Kammer) wurden montiert und parallel laufen. Medium allein oder Medium, das SDF-1 in 5 oder 50 ng / ml in die untere Kammer Vertiefungen gegeben. Murine bone Knochenmarkzellen durften in den Geräten für 4 Stunden zirkulieren. Danach wurde jede Vorrichtung zerlegt und die Zellen, die auf SDF-1 (gelb) transmigrierten hatten, wurden von den unteren Vertiefungen gesammelt, gezählt und kultiviert in Methylcellulose mit hämatopoetischen Wachstumsfaktoren (GF) ergänzt. Vierzehn Tage später wurden die Kolonien unter dem Mikroskop hat B:. Die Zahl der Vorläuferzellen (Kolonie-bildende Zellen, CFC) aus den unteren Kammern gewonnen wird als Mittelwert ± SD von drei Vertiefungen pro Zustand dargestellt. * P &lt;0,05. <img alt="Fig. 4" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50959/50959fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50959/50959fig4.jpg" /> Abbildung 4. Der Effekt der Mikroumgebung zu Wechselwirkungen zwischen hämatopoetischen Zellen und Endothelzellen. A: Die Abbildung zeigt die Position eines zweiten porösen Membran mit kultivierten stRomals Fibroblasten (SF) unter der oberen Membran mit EC. . Weitere Abkürzungen sind wie für 1A B beschrieben. Die zusätzliche Membran (untere Einsatz) mit kultivierten SF wurde unter der oberen Membran eingefügt C: drei Geräte (mit je 3 Vertiefungen) parallel laufen gelassen wurden. Medium allein oder Medium, das SDF-1 bei 50 ng / ml SDF-1 in die untere Kammer Vertiefungen gegeben. Die negative Kontrolle Kammern weggelassen SC, SDF-1, oder beides. Knochenmarkszellen wurden für 4 Stunden bei 37 ° C zirkulieren Danach wurde jede Vorrichtung zerlegt und die transmigrierten Zellen wurden aus der unteren Kammer Vertiefungen gesammelt und gezählt. Die Anzahl der transmigrierten Zellen gewonnen wird als Mittelwert ± SD von drei Vertiefungen pro Zustand dargestellt. * P &lt;0,05.

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A Novel Three-dimensional Flow Chamber Device to Study Chemokine-directed Extravasation of Cells Circulating under Physiological Flow Conditions

Die dreidimensionale Strömungskammer Vorrichtung ist eine neuartige<em&gt; In vitro</em&gt; Technologie für die quantitative und stufenweise Auswertung der Extravasation Kaskade von zirkulierenden Zellen unter Bedingungen physiologischer Scherspannung. Das Gerät füllt daher eine kritische Notwendigkeit für grundlegende, präklinischen und klinischen Studien der Zellwanderung.

A Novel Dreidimensionale-Flow-Kammer-Geräte zu Chemokine gerichtet Extravasation von zirkulierenden Zellen unter physiologischen Bedingungen zu studieren Durchfluss

Extravasation of circulating cells from the bloodstream plays a central role in many physiological and pathophysiological processes, including stem cell ...

a-novel-three-dimensional-flow-chamber-device-to-study-chemokine

Research

JoVE Journal

Bioengineering

18.3K Aufrufe.  Torrey Pines Institute for Molecular Studies. Die dreidimensionale Strömungskammer Vorrichtung ist eine neuartige In vitro Technologie für die quantitative und stufenweise Auswertung der Extravasation Kaskade von zirkulierenden Zellen unter Bedingungen physiologischer Scherspannung. Das Gerät füllt daher eine kritische Notwendigkeit für grundlegende, präklinischen und klinischen Studien der Zellwanderung.

Serie: A Novel Three-dimensional Flow Chamber Device to Study Chemokine-directed Extravasation of Cells Circulating under Physiological Flow Conditions

The Three-Dimensional Human Skin Reconstruct Model: a Tool to Study Normal  Skin and Melanoma Progression

Most in vitro studies in experimental skin biology have been done in 2-dimensional (2D) monocultures, while accumulating evidence suggests that cells behave differently when they are grown within a 3D extra-cellular matrix and also interact with other cells (1-5). Mouse models have been broadly utilized to study tissue morphogenesis in vivo. However mouse and human skin have significant differences in cellular architecture and physiology, which makes it difficult to extrapolate mouse studies to humans. Since melanocytes in mouse skin are mostly localized in hair follicles, they have distinct biological properties from those of humans, which locate primarily at the basal layer of the epidermis. The recent development of 3D human skin reconstruct models has enabled the field to investigate cell-matrix and cell-cell interactions between different cell types. The reconstructs consist of a "dermis" with fibroblasts embedded in a collagen I matrix, an "epidermis", which is comprised of stratified, differentiated keratinocytes and a functional basement membrane, which separates epidermis from dermis. Collagen provides scaffolding, nutrient delivery, and potential for cell-to-cell interaction. The 3D skin models incorporating melanocytic cells recapitulate natural features of melanocyte homeostasis and melanoma progression in human skin. As in vivo, melanocytes in reconstructed skin are localized at the basement membrane interspersed with basal layer keratinocytes. Melanoma cells exhibit the same characteristics reflecting the original tumor stage (RGP, VGP and metastatic melanoma cells) in vivo. Recently, dermal stem cells have been identified in the human dermis (6). These multi-potent stem cells can migrate to the epidermis and differentiate to melanocytes.

In this report, we describe the three-dimensional skin reconstruct model which mimics human skin in architecture and composition. Melanocyte physiology, melanoma progression and the fate of dermal stem cells have been investigated using the skin reconstruct model. The model is also useful as a preclinical tool for drug assessment.

Die dreidimensionalen humanen Haut Rekonstruieren Modell: ein Tool für normale Haut und Melanom Progression Study

Most in vitro studies in experimental skin biology have been done in 2-dimensional (2D) monocultures, while accumulating evidence suggests that cells ...

Forschung

Biotechnik

Planar and Three-Dimensional Printing of Conductive Inks

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical devices1-3. In this paper, we focus on one- (1D), two- (2D), and three-dimensional (3D) printing of conductive metallic inks in the form of flexible, stretchable, and spanning microelectrodes.
Direct-write assembly4,5 is a 1-to-3D printing technique that enables the fabrication of features ranging from simple lines to complex structures by the deposition of concentrated inks through fine nozzles (~0.1 - 250 &mu;m). This printing method consists of a computer-controlled 3-axis translation stage, an ink reservoir and nozzle, and 10x telescopic lens for visualization. Unlike inkjet printing, a droplet-based process, direct-write assembly involves the extrusion of ink filaments either in- or out-of-plane. The printed filaments typically conform to the nozzle size. Hence, microscale features (&lt; 1 &mu;m) can be patterned and assembled into larger arrays and multidimensional architectures.
In this paper, we first synthesize a highly concentrated silver nanoparticle ink for planar and 3D printing via direct-write assembly. Next, a standard protocol for printing microelectrodes in multidimensional motifs is demonstrated. Finally, applications of printed microelectrodes for electrically small antennas, solar cells, and light-emitting diodes are highlighted.

Planar and three-dimensional printing of conductive metallic inks is described. Our approach provides new avenues for fabricating printed electronic, optoelectronic, and biomedical devices in unusual layouts at the microscale.

Planar-und Drei-Dimensional Printing von Leitfähige Druckfarben

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical ...

Parallel-plate Flow Chamber and Continuous Flow Circuit to Evaluate Endothelial Progenitor Cells under Laminar Flow Shear Stress

The overall goal of this method is to describe a technique to subject adherent cells to laminar flow conditions and evaluate their response to well quantifiable fluid shear stresses1.
Our flow chamber design and flow circuit (Fig. 1) contains a transparent viewing region that enables testing of cell adhesion and imaging of cell morphology immediately before flow (Fig. 11A, B), at various time points during flow (Fig. 11C), and after flow (Fig. 11D). These experiments are illustrated with human umbilical cord blood-derived endothelial progenitor cells (EPCs) and porcine EPCs2,3.
This method is also applicable to other adherent cell types, e.g. smooth muscle cells (SMCs) or fibroblasts.
The chamber and all parts of the circuit are easily sterilized with steam autoclaving. In contrast to other chambers, e.g. microfluidic chambers, large numbers of cells (&gt; 1 million depending on cell size) can be recovered after the flow experiment under sterile conditions for cell culture or other experiments, e.g. DNA or RNA extraction, or immunohistochemistry (Fig. 11E), or scanning electron microscopy5. The shear stress can be adjusted by varying the flow rate of the perfusate, the fluid viscosity, or the channel height and width. The latter can reduce fluid volume or cell needs while ensuring that one-dimensional flow is maintained. It is not necessary to measure chamber height between experiments, since the chamber height does not depend on the use of gaskets, which greatly increases the ease of multiple experiments. Furthermore, the circuit design easily enables the collection of perfusate samples for analysis and/or quantification of metabolites secreted by cells under fluid shear stress exposure, e.g. nitric oxide (Fig. 12)6.

We are describing a method to subject adherent cells to laminar flow shear stress in a sterile continuous flow circuit. The cells' adhesion, morphology can be studied through the transparent chamber, samples obtained from the circuit for metabolite analysis and cells harvested after shear exposure for future experiments or culture.

Parallel-Platten-Flow-Kammer und Continuous Flow Circuit endothelialen Vorläuferzellen unter Laminar Flow Schubspannung Bewerten

The overall goal of this method is to describe a technique to subject adherent cells to laminar flow conditions and evaluate their response to well ...

Three-dimensional Cell Culture Model for Measuring the Effects of Interstitial Fluid Flow on Tumor Cell Invasion

The growth and progression of most solid tumors depend on the initial transformation of the cancer cells and their response to stroma-associated signaling in the tumor microenvironment 1. Previously, research on the tumor microenvironment has focused primarily on tumor-stromal interactions 1-2. However, the tumor microenvironment also includes a variety of biophysical forces, whose effects remain poorly understood. These forces are biomechanical consequences of tumor growth that lead to changes in gene expression, cell division, differentiation and invasion3. Matrix density 4, stiffness 5-6, and structure 6-7, interstitial fluid pressure 8, and interstitial fluid flow 8 are all altered during cancer progression.
Interstitial fluid flow in particular is higher in tumors compared to normal tissues 8-10. The estimated interstitial fluid flow velocities were measured and found to be in the range of 0.1-3 &mu;m s-1, depending on tumor size and differentiation 9, 11. This is due to elevated interstitial fluid pressure caused by tumor-induced angiogenesis and increased vascular permeability 12. Interstitial fluid flow has been shown to increase invasion of cancer cells 13-14, vascular fibroblasts and smooth muscle cells 15. This invasion may be due to autologous chemotactic gradients created around cells in 3-D 16 or increased matrix metalloproteinase (MMP) expression 15, chemokine secretion and cell adhesion molecule expression 17. However, the mechanism by which cells sense fluid flow is not well understood. In addition to altering tumor cell behavior, interstitial fluid flow modulates the activity of other cells in the tumor microenvironment. It is associated with (a) driving differentiation of fibroblasts into tumor-promoting myofibroblasts 18, (b) transporting of antigens and other soluble factors to lymph nodes 19, and (c) modulating lymphatic endothelial cell morphogenesis 20.
The technique presented here imposes interstitial fluid flow on cells in vitro and quantifies its effects on invasion (Figure 1). This method has been published in multiple studies to measure the effects of fluid flow on stromal and cancer cell invasion 13-15, 17. By changing the matrix composition, cell type, and cell concentration, this method can be applied to other diseases and physiological systems to study the effects of interstitial flow on cellular processes such as invasion, differentiation, proliferation, and gene expression.

Interstitial fluid flow is elevated in solid tumors and can modulate tumor cell invasion. Here we describe a technique to apply interstitial fluid flow to cells embedded in a matrix and then measure its effects on cell invasion. This technique can be easily adapted to study other systems.

Dreidimensionale Zellkultur-Modell zur Messung der Auswirkungen der interstitiellen Flüssigkeit Flow auf Tumorzellinvasion

The growth and progression of most solid tumors depend on the initial transformation of the cancer cells and their response to stroma-associated signaling ...

Investigating the Three-dimensional Flow Separation Induced by a Model Vocal Fold Polyp

The fluid-structure energy exchange process for normal speech has been studied extensively, but it is not well understood for pathological conditions. Polyps and nodules, which are geometric abnormalities that form on the medial surface of the vocal folds, can disrupt vocal fold dynamics and thus can have devastating consequences on a patient&#39;s ability to communicate. Our laboratory has reported particle image velocimetry (PIV) measurements, within an investigation of a model polyp located on the medial surface of an in&#160;vitro driven vocal fold model, which show that such a geometric abnormality considerably disrupts the glottal jet behavior. This flow field adjustment is a likely reason for the severe degradation of the vocal quality in patients with polyps. A more complete understanding of the formation and propagation of vortical structures from a geometric protuberance, such as a vocal fold polyp, and the resulting influence on the aerodynamic loadings that drive the vocal fold dynamics, is necessary for advancing the treatment of this pathological condition. The present investigation concerns the three-dimensional flow separation induced by a wall-mounted prolate hemispheroid with a 2:1 aspect ratio in cross flow, i.e. a model vocal fold polyp, using an oil-film visualization technique. Unsteady, three-dimensional flow separation and its impact of the wall pressure loading are examined using skin friction line visualization and wall pressure measurements.

Vocal fold polyps can disrupt vocal fold dynamics and thus can have devastating consequences on a patient&#39;s ability to communicate. Three-dimensional flow separation induced by a wall-mounted model polyp and its impact on the wall pressure loading are examined using particle image velocimetry, skin friction line visualization, and wall pressure measurements.

Untersuchung der dreidimensionalen Strömungstrennung, die durch ein Modell Vocal Fold Polyp induziert wird

The fluid-structure energy exchange process for normal speech has been studied extensively, but it is not well understood for pathological conditions. ...

Human Cartilage Tissue Fabrication Using Three-dimensional Inkjet Printing Technology

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and regenerative medicine. With digital control&#160;cells, scaffolds, and growth factors can be precisely deposited to the desired two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) locations rapidly. Therefore, this technology is an ideal approach to fabricate tissues mimicking their native anatomic structures. In order to engineer cartilage with native zonal organization, extracellular matrix composition (ECM), and mechanical properties, we developed a bioprinting platform using a commercial inkjet printer with simultaneous photopolymerization capable for 3D cartilage tissue engineering. Human chondrocytes suspended in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) were printed for 3D neocartilage construction via layer-by-layer assembly. The printed cells were fixed at their original deposited positions, supported by the surrounding scaffold in simultaneous photopolymerization. The mechanical properties of the printed tissue were similar to the native cartilage. Compared to conventional tissue fabrication, which requires longer UV exposure, the viability of the printed cells with simultaneous photopolymerization was significantly higher. Printed neocartilage demonstrated excellent glycosaminoglycan (GAG) and collagen type II production, which was consistent with gene expression. Therefore, this platform is ideal for accurate cell distribution and arrangement for anatomic tissue engineering.

The methods described in this paper show how to convert a commercial inkjet printer into a bioprinter with simultaneous UV polymerization. The printer is capable of constructing 3D tissue structure with cells and biomaterials. The study demonstrated here constructed a 3D neocartilage.

Menschliches Knorpelgewebe Herstellung unter Verwendung von dreidimensionalen Inkjet-Drucktechnologie

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and ...

Assessing Leukocyte-endothelial Interactions Under Flow Conditions in an Ex Vivo Autoperfused Microflow Chamber Assay

Leukocyte-endothelial interactions are early and critical events in acute and chronic inflammation and can, when dysregulated, mediate tissue injury leading to permanent pathological damage. Existing conventional assays allow the analysis of leukocyte adhesion molecules only after the extraction of leukocytes from the blood. This requires the blood to undergo several steps before peripheral blood leukocytes (PBLs) can be ready for analysis, which in turn can stimulate PBLs influencing the research findings. The autoperfused micro flow chamber assay, however, allows scientists to study early leukocytes functional dysregulation using the systemic flow of a live mouse while having the freedom of manipulating a coated chamber. Through a disease model, the functional expression of leukocyte adhesion molecules can be assessed and quantified in a micro-glass chamber coated with immobilized endothelial adhesion molecules ex vivo. In this model, the blood flows between the right common carotid artery and left external jugular vein of a live mouse under anesthesia, allowing the interaction of native PBLs in the chamber. Real-time experimental analysis is achieved with the assistance of an intravital microscope as well as a Harvard Apparatus pressure device. The application of a flow regulator at the input point of the glass chamber allows comparable physiological flow conditions amongst the experiments. Leukocyte rolling velocity is the main outcome and is measured using the National Institutes of Health open-access software ImageJ. In summary, the autoperfused micro flow chamber assay provides an optimal physiological environment to study leukocytes endothelial interaction and allows researchers to draw accurate conclusions when studying inflammation.

Assessing Leukocyte-endothelial Interactions Under Flow Conditions in an Ex Vivo Autoperfused Microflow Chamber Assay

Here, we present a protocol that allows the investigator to assess leukocyte recruitment dynamics ex vivo by connecting a chamber coated with endothelial-derived adhesion molecules to the circulatory system of a mouse. This method offers significant advantages since it allows for leukocyte assessment under relative biological conditions.

Bewertung der Leukozyten-Endothel-Interaktionen unter Strömungsbedingungen in einem<em&gt; Ex vivo</em&gt; Autoperfused Microflow Chamber Assay

Leukocyte-endothelial interactions are early and critical events in acute and chronic inflammation and can, when dysregulated, mediate tissue injury ...

In Vitro Model of Physiological and Pathological Blood Flow with Application to Investigations of Vascular Cell Remodeling

Vascular disease is a common cause of death within the United States. Herein, we present a method to examine the contribution of flow dynamics towards vascular disease pathologies. Unhealthy arteries often present with wall stiffening, scarring, or partial stenosis which may all affect fluid flow rates, and the magnitude of pulsatile flow, or pulsatility index. Replication of various flow conditions is the result of tuning a flow pressure damping chamber downstream of a blood pump. Introduction of air within a closed flow system allows for a compressible medium to absorb pulsatile pressure from the pump, and therefore vary the pulsatility index. The method described herein is simply reproduced, with highly controllable input, and easily measurable results. Some limitations are recreation of the complex physiological pulse waveform, which is only approximated by the system. Endothelial cells, smooth muscle cells, and fibroblasts are affected by the blood flow through the artery. The dynamic component of blood flow is determined by the cardiac output and arterial wall compliance. Vascular cell mechano-transduction of flow dynamics may trigger cytokine release and cross-talk between cell types within the artery. Co-culture of vascular cells is a more accurate picture reflecting cell-cell interaction on the blood vessel wall and vascular response to mechanical signaling. Contribution of flow dynamics, including the cell response to the dynamic and mean (or steady) components of flow, is therefore an important metric in determining disease pathology and treatment efficacy. Through introducing an in vitro co-culture model and pressure damping downstream of blood pump which produces simulated cardiac output, various arterial disease pathologies may be investigated.

In Vitro Model of Physiological and Pathological Blood Flow with Application to Investigations of Vascular Cell Remodeling

This protocol replicates physiological or pathological blood flow in vitro to aid in determining cell response in disease pathologies. By introducing a pressure damping chamber downstream of a blood pump, blood flow across the vasculature can be recapitulated and imposed on a monolayer of vascular endothelium or a mimetic co-culture.

In-vitro-Modell von physiologischen und pathologischen Blutfluss mit Anwendung auf Untersuchungen der Gefäßzell Remodeling

Vascular disease is a common cause of death within the United States. Herein, we present a method to examine the contribution of flow dynamics towards ...

Double Emulsion Generation Using a Polydimethylsiloxane (PDMS) Co-axial Flow Focus Device

Double emulsions are useful in a number of biological and industrial applications in which it is important to have an aqueous carrier fluid. This paper presents a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device capable of generating water/oil/water double emulsions using a coaxial flow focusing geometry that can be fabricated entirely using soft lithography. Similar to emulsion devices using glass capillaries, double emulsions can be formed in channels with uniform wettability and with dimensions much smaller than the channel sizes. Three dimensional flow focusing geometry is achieved by casting a pair of PDMS slabs using two layer soft lithography, then mating the slabs together in a clamshell configuration. Complementary locking features molded into the PDMS slabs enable the accurate registration of features on each of the slab surfaces. Device testing demonstrates formation of double emulsions from 14 &#181;m to 50 &#181;m in diameter while using large channels that are robust against fouling and clogging.

Double Emulsion Generation Using a Polydimethylsiloxane PDMS Co-axial Flow Focus Device

Microfluidic double emulsions generation typically involves devices with patterned wettability or custom-fabricated glass components. Here we describe the fabrication and testing of an all polydimethylsiloxane (PDMS) double emulsion generator that does not require surface treatment or complicated fabrication processes, and is capable of producing double emulsions down to 14 &#181;m.

Doppelemulsion Erstellung Mit einem Polydimethylsiloxan (PDMS) Co-Axial Flow Fokus Geräte-

Double emulsions are useful in a number of biological and industrial applications in which it is important to have an aqueous carrier fluid. This paper ...

Development of a Multicellular Three-dimensional Organotypic Model of the Human Intestinal Mucosa Grown Under Microgravity

Because cells growing in a three-dimensional (3-D) environment have the potential to bridge many gaps of cell cultivation in 2-D environments (e.g., flasks or dishes). In fact, it is widely recognized that cells grown in flasks or dishes tend to de-differentiate and lose specialized features of the tissues from which they were derived. Currently, there are mainly two types of 3-D culture systems where the cells are seeded into scaffolds mimicking the native extracellular matrix (ECM): (a) static models and (b) models using bioreactors. The first breakthrough was the static 3-D models. 3-D models using bioreactors such as the rotating-wall-vessel (RWV) bioreactors are a more recent development. The original concept of the RWV bioreactors was developed at NASA&#39;s Johnson Space Center in the early 1990s and is believed to overcome the limitations of static models such as the development of hypoxic, necrotic cores. The RWV bioreactors might circumvent this problem by providing fluid dynamics that allow the efficient diffusion of nutrients and oxygen. These bioreactors consist of a rotator base that serves to support and rotate two different formats of culture vessels that differ by their aeration source type: (1) Slow Turning Lateral Vessels (STLVs) with a co-axial oxygenator in the center, or (2) High Aspect Ratio Vessels (HARVs) with oxygenation via a flat, silicone rubber gas transfer membrane. These vessels allow efficient gas transfer while avoiding bubble formation and consequent turbulence. These conditions result in laminar flow and minimal shear force that models reduced gravity (microgravity) inside the culture vessel. Here we describe the development of a multicellular 3-D organotypic model of the human intestinal mucosa composed of an intestinal epithelial cell line and primary human lymphocytes, endothelial cells and fibroblasts cultured under microgravity provided by the RWV bioreactor.

Cells growing in a three-dimensional (3-D) environment represent a marked improvement over cell cultivation in 2-D environments (e.g., flasks or dishes). Here we describe the development of a multicellular 3-D organotypic model of the human intestinal mucosa cultured under microgravity provided by rotating-wall-vessel (RWV) bioreactors.

Entwicklung eines unter Schwerelosigkeits Vielzellige Dreidimensionale Organotypischen Modell des menschlichen Darmschleimhaut Grown

Because cells growing in a three-dimensional (3-D) environment have the potential to bridge many gaps of cell cultivation in 2-D environments (e.g., ...