Die Autoren erkennen die Unterstützung des Australian Research Council durch das Kompetenzzentrum für Elektro-Materialien Wissenschaft.

Das Protokoll wurde von der La Trobe University (09-28P) und RMIT University Tierethikkommissionen (1315) genehmigt worden. 1. Vorbereitung der Elektrode und Vorläufige in vitro Test <ol><li> Bereiten Elektrodenbeschichtung Ablagerung Lösungen, zum Beispiel 10 mM 3,4-Ethylendioxythiophen (EDOT) und 0,1 M Natrium-para-Toluensulfonat (Na 2 Punkte) zu Poly-3 ,4-ethylendioxythiophen-PTS (PEDOT-Punkte) zu bilden. </li><li> Schließen Sie das Elektrodenarray mit einem Potentiostaten. </li><li> Legen Sie das Elektrodenarray in die Beschichtungslösung und festklemmen. </li><li> Legen Sie ein Platinnetz Gegenelektrode und Ag / AgCl-Referenzelektrode in die Beschichtungslösung und die Verbindung zu einem Potentiostaten. </li><li> Mit den Potentiostaten Kaution Beschichtungen auf den gewünschten Elektroden. Abscheidungsbedingungen (Potential, Strom und Zeit) werden in Abhängigkeit von den gewünschten Beschichtungen variieren. Für PEDOT-pTS Beschichtungen, eine angewandte potential von 1 V für 15, 30, 45 oder 60 Sekunden verwendet wurde. Vier Elektroden, die auf das Array mit der Beschichtung in einer versetzten Konfiguration (Fig. 1) aufgetragen werden. </li><li> Entfernen Sie die Elektroden-Array von der Abscheidungslösung und sanft mit deionisiertem Wasser abspülen. </li><li> Wiederholen Sie den Beschichtungsverfahren mit anderen Materialien, wie gewünscht. </li><li> Bereiten In-vitro-Testlösung (0,3 M Di-Natriumphosphat (Na 2 HPO 4) in VE-Wasser). </li><li> Schließen Sie das Elektrodenarray mit einem Potentiostaten. </li><li> Legen Sie das Elektrodenarray in die Testlösung und festklemmen. </li><li> Legen Sie ein Platinnetz Gegenelektrode und Ag / AgCl-Referenzelektrode in die Testlösung und eine Verbindung zu einem Potentiostaten. </li><li> Mit dem Potentiostaten, führen sequentielle elektrochemische Impedanzspektroskopie (EIS) (Potential 0 V Offset, Amplitude 10 mV, Frequenzbereich 10-100.000 Hz) und Cyclovoltammetrie (1 Zyklus, Potentialbereich 00,8 auf -0,8 V, Abtastrate 100 mV / sec) auf allen Elektroden. Ungeprüfte Elektroden in Ruhepotential gehalten und eine ruhige Zeit von 1 Sekunde zwischen jedem Test verwendet. Alle 32 Elektroden in Kontakt mit der Lösung für die gesamte Test-Session von 1 Stunde. </li><li> Entfernen Sie die Elektroden-Array von der Testlösung und sanft mit deionisiertem Wasser abspülen. </li><li> Führen Sie bei Bedarf weitere Analysen wie optische Mikroskopie. </li><li> Speicher-Sonden in einem trockenen Schutzbehälter, um eine Beschädigung und Verschlechterung der Elektrodenoberflächen zu verhindern. </li></ol> 2. Elektrodenimplantations <ol><li> Wiegen Sie die Ratte. </li><li> Injizieren Urethan (20% w / v in destilliertem Wasser, 1,3 g / kg ip) bei Nichtrück Anästhesie. </li><li> Stellen Sie sicher, Anästhesie Beginn durch Testen auf einer Zehe Prise Rückzug Reflex. Wenn Anästhesie nicht ausreichen, sollten zusätzliche Dosen verabreicht werden Urethan (0,3 g / kg ip). </li><li> Bewerben Auge Schmiermittel und dann rasieren den Kopf des einimal. </li><li> Legen Sie das Tier in Bauchlage auf einem homöothermen Platte und legen Sie eine rektale Sonde (37,5 ° C). </li><li> Legen Sie ein Ohr bar in die etwa erwarteten endgültigen Position innerhalb der stereotaktischen Rahmen, und stellen Sie dann das Tier, um das Ohr Bar im äußeren Gehörgang zu positionieren. </li><li> Richten Sie den zweiten Ohrbügel in der kontralateralen äußeren Gehörgang. Verschieben des Tieres in den Ohrstangen mit dem Zahnhalter auszurichten. </li><li> Mit Rattenzahnzange, öffnen Sie das Tier Kiefer, haken die oberen Schneidezähne über die Zahnhalter und klemmen Sie die Nase an Ort und Stelle. </li><li> Erstelle einen Einschnitt in der Haut des Kopfes, etwa 1 mm nach rechts von der Mittellinie und von 10 mm bis 10 mm rostral Schwanz von Lambda. </li><li> Fahren Sie die Haut und Muskeln seitlich aus dem Einschnitt, den parietalen und interparietal Knochen Mit 20% iger Wasserstoffperoxidlösung und eine Gaze aussetzen, reiben Sie die Oberfläche des freigelegten Knochen. </li><li> Bohren Sie ein Loch von etwa3 mm 2 in der interparietal Knochen nahe Lambda und der Mittellinie wie möglich und entfernen Sie die Knochen-Stecker. Mit einer sterilen Kochsalzlösung, spülen Sie das Loch, um jeden Knochen Staub oder Fragmente, die die Elektrode zu beschädigen, zu entfernen. </li><li> Mit stumpfen Schere stumpf, sezieren unter dem Genick und schaffen einen Hohlraum. Wickeln Sie ein Ag / AgCl-Draht in Watte, sättigen sie mit Kochsalzlösung und legen Sie dann die Referenzelektrode in den Hohlraum. </li><li> Einen Einschnitt in der Dura mater auf der Sagittalebene mit der Spitze einer Nadel. </li><li> Bringen Sie die Elektroden-Array an die Elektrode Manipulator und mit einem 19 ° Winkel rostro-kaudale stellen Sie ihre Position über der Öffnung. Fügen Sie manuell die Elektrode ca. 2 mm in das Gehirn in Richtung des Colliculus inferior. </li><li> Befestigen Sie den Lautsprecher an der linken Hohl Ohr-Bar. </li><li> Sicherstellen, dass der Verstärker eingeschaltet ist. Dann überprüfen Tier Anästhesie vor der Versiegelung die Aufnahmekammer. </li></ol> 3.In-vivo-Tests <ol><li> Geben Sie weißes Rauschen Bursts (Gaussian verteilt Lärm, 1-44 kHz, 10 ms Anstiegs-Abfallzeit) und überwachen die Aktivitäten auf jeder Elektrode. Die maximale Geschwindigkeit, mit der platzt geliefert werden sollte ist eine Burst alle 200 msec. </li><li> Mit dem motorisierten Microdrive, langsam legen Sie die Elektroden-Array, bis akustisch getragene Tätigkeit basiert auf den drei am meisten distalen Elektroden auf jeder Schaft aufgezeichnet (die Anzahl und Position der Elektroden Aufzeichnungsaktivität kann mit Platzierung der Elektroden oder Elektroden-Design variieren). </li><li> Führen Sie die akustische Stimulation-Protokoll mit 300 Wiederholungen von 50 msec weißes Rauschen Bursts (Gauß-verteiltem Rauschen, 1-44 kHz, 10 ms Anstiegs-Abfallzeit) mit einer 1 Sek. Wiederholungsrate bei 70 dB, und notieren Sie die Mehrfach-Aktivität an jeder Elektrode ( 24,4 kHz Samplingrate). </li><li> Langsam legen Sie die Elektrodenanordnung weitere 200 μ m in den IC, um jede Elektrode in etwa die gleiche Position wie die mehr distalen Elektrode von th positionierenE anfänglichen Aufnahmeposition. </li><li> Wiederholen Sie die akustische Stimulation und neuronale Aufnahmeprotokoll. </li><li> Weiterhin Einsetzen der Elektrodenanordnung in 200 μ m und Durchführen der Schritte akustische Stimulation und neuronale Aufnahmeprotokoll, bis alle Elektroden akustisch angetrieben Aktivität von mindestens 3 Stufen (typischerweise 8-12 Elektrodenpositionen insgesamt) aufgezeichnet. </li><li> Fahren Sie das Elektrodenarray in 200 μ m-Schritte und weiter die Durchführung der akustischen Stimulation und neuronale Aufnahmeprotokoll, bis der erste Elektrodenarray Position erreicht ist. </li><li> Das Elektrodenarray vorsichtig von Hand zurückzuziehen. </li><li> Spritzen Sie eine Überdosis Natrium-Pentobarbital (Lethobarb, 200 mg / kg ip), das Tier einschläfern. </li><li> Vorsichtig spülen Sie die Elektrodenarray mit destilliertem Wasser. Dann speichern Sonden in einem trockenen Schutzbehälter, um Schäden und Abbau der Elektrodenoberflächen zu verhindern. </li></ol> 4. Post-Implantation in vitro Testing <ol><li> Vorsichtig spülen Sie die Elektrodenarray mit destilliertem Wasser, um Verunreinigungen zu entfernen. </li><li> Schließen Sie das Elektrodenarray mit einem Potentiostaten. </li><li> Legen Sie das Elektrodenarray in die Testlösung und festklemmen. </li><li> Legen Sie ein Platinnetz Gegenelektrode und Ag / AgCl-Referenzelektrode in die Testlösung und die Verbindung zum Potentiostaten. </li><li> Mit dem Potentiostaten, führen sequentielle elektrochemische Impedanzspektroskopie (EIS) (Potential 0 V Offset, Amplitude 10 mV, Frequenzbereich 10-100.000 Hz) und Cyclovoltammetrie (1 Zyklus, Potentialbereich 0,8 bis -0,8 V, Abtastrate 100 mV / sec ) für alle Elektroden. Ungeprüfte Elektroden in Ruhepotential gehalten und eine ruhige Zeit von 1 Sekunde zwischen jedem Test verwendet. Alle 32 Elektroden in Kontakt mit der Lösung für die gesamte Test-Session von 1 Stunde. </li><li> Entfernen Sie die Elektroden-Array von der Testlösung und sanft mit deionisiertem Wasser abspülen. </li><li> Pschnüren das Elektrodenarray in einer enzymatischen Reinigungslösung für 24 Stunden. </li><li> Entfernen Sie die Elektroden-Array von der Lösung und spülen mit destilliertem Wasser. </li><li> Schließen Sie das Elektrodenarray mit einem Potentiostaten. </li><li> Legen Sie das Elektrodenarray in die Testlösung und festklemmen. </li><li> Legen Sie ein Platinnetz Gegenelektrode und Ag / AgCl-Referenzelektrode in die Testlösung und die Verbindung zum Potentiostaten. </li><li> Mit dem Potentiostaten, führen sequentielle elektrochemische Impedanzspektroskopie (EIS) (Potential 0 V Offset, Amplitude 10 mV, Frequenzbereich 10-100.000 Hz) und Cyclovoltammetrie (1 Zyklus, Potentialbereich 0,8 bis -0,8 V, Abtastrate 100 mV / sec ) für alle Elektroden. Ungeprüfte Elektroden in Ruhepotential gehalten und eine ruhige Zeit von 1 Sekunde zwischen jedem Test verwendet. Alle 32 Elektroden in Kontakt mit der Lösung für die gesamte Test-Session von 1 Stunde. </li><li> Entfernen Sie die Elektroden-Array von der Testlösung undsanft mit deionisiertem Wasser abspülen. </li><li> Speicher-Sonden in einem trockenen Schutzbehälter, um eine Beschädigung und Verschlechterung der Elektrodenoberflächen zu verhindern. </li></ol>

<ol>
	<li>Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addressing+Neurological+Disorders+With+Neuromodulation.">Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).</li><li>Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inferior+Colliculus+Responses+to+Multichannel+Microstimulation+of+the+Ventral+Cochlear+Nucleus:+Implications+for+Auditory+Brain+Stem+Implants.">Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants.</a> J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).</li><li>Perlmutter, J. S., Mink, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+Brain+Stimulation.">Deep Brain Stimulation.</a> Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).</li><li>Weaver, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bilateral+Deep+Brain+Stimulation+vs+Best+Medical+Therapy+for+Patients+With+Advanced+Parkinson+Disease.">Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease.</a> J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).</li><li>Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+cell+loss+accompanies+the+brain+tissue+response+to+chronically+implanted+silicon+microelectrode+arrays.">Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays.</a> Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).</li><li>McConnell, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implanted+neural+electrodes+cause+chronic,+local+inflammation+that+is+correlated+with+local+neurodegeneration.">Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration.</a> J. Neural Eng. 6, (2009).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+of+the+interface+between+neural+tissue+and+chronically+implanted+intracortical+microelectrodes.">Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes.</a> IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).</li><li>Rousche, P. J., Normann, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+recording+capability+of+the+Utah+Intracortical+Electrode+Array+in+cat+sensory+cortex.">Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex.</a> J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).</li><li>Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+neural+recording+characteristics+of+wire+microelectrode+arrays+implanted+in+cerebral+cortex.">Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex.</a> Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).</li><li>Harris, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conducting+polymer+coated+neural+recording+electrodes.">Conducting polymer coated neural recording electrodes.</a> J. Neural Eng. 10, (2013).</li><li>Bard, A. J., Faulkner, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrochemical Methods. , (2001).</li><li>Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+neural+recordings+using+silicon+microelectrode+arrays+electrochemically+deposited+with+a+poly(3,4-ethylenedioxythiophene)+(PEDOT)+film.">Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film.</a> J. Neural Eng. 3, 59 (2006).</li></ol>

Dieses Protokoll liefert ein Verfahren für den Vergleich von neuralen Aufzeichnungselektrodenbeschichtungen in einem Tier. Die Elektrodenkonstruktion verwendet wird, ist ideal für die Implantation in einem Ratten Colliculus inferior (IC), mit Abmessungen von einer ähnlichen Größenordnung. Variationen dieses Elektrode, wie mehr Platz zwischen Schäfte würde verhindern, dass alle Schäfte in der Ratte IC in der gleichen Zeit, während längere Schenkel und einen größeren Abstand zwischen den Elektroden zu erhöhen...

Nervenimplantate werden zunehmend für die Forschung verwendet werden, die Steuerung der Prothetik und der Behandlung von Erkrankungen, wie Parkinson-Krankheit, Epilepsie und sensorischen Verlust 1,2. Messen und / oder Steuern sowohl der chemischen und elektrischen Zusammensetzung des Gehirns ist die Basis für alle Nervenimplantate. Jedoch ist es wichtig, eine Behandlung, nur wenn das neuronale Gewebe in aberranten Zustand Nebenwirkungen reduzieren 3 verabreichen. Zum Beispiel Gehirnstimulatoren für Epilepsie-Behandlung sollte nur einen elektrischen Impuls an das Gehirn während einer Beschlagnahme gelten. Einige Nebenwirkungen können Dystonie, Gedächtnisverlust, Verwirrtheit, Beeinträchtigung der kognitiven Funktion, induziert Halluzinationen, Depressionen oder Anti-Depression 3,4 sein. In vielen Geräten ist ein geschlossenes Kreislaufsystem daher erforderlich, die elektrische Aktivität zu erfassen und Stimulation ausgelöst wird, wenn ein anormaler Zustand festgestellt wird. Aufnahme Elektroden werden auch verwendet, um zu steuern proprothetischen Geräte. Es ist kritisch, um die Ziel neuronale Aktivität mit der höchstmöglichen Signal-zu-Rausch-Verhältnis, um die genaueste Auslösung und Gerätesteuerung zu erreichen aufzuzeichnen. Ein großes Signal-zu-Rausch-Verhältnis ist auch für Forschungsanwendungen sehr wünschenswert, da mehr zuverlässige Daten erhalten werden können, was zu weniger Testpersonen erforderlich. Dies ermöglicht auch ein besseres Verständnis der Mechanismen und Signalwege in neuronalen Stimulation und Aufzeichnung beteiligt. Nach ein neuronales Implantat in das Gehirn platziert worden sind, wird eine Immunantwort ausgelöst 5,6. Der Zeitverlauf der Reaktion ist im allgemeinen in akuten und chronischen Phasen unterteilt, die jeweils aus verschiedenen biologischen Prozessen 7. Die Immunantwort kann dramatische Auswirkungen auf die Leistung des Implantats, wie z. B. Isolierung von den Elektroden von den Zielneuronen durch Einkapselung in einer glialen Narbe oder chemischen Abbau der Implantatmaterialien 8 haben.Dies kann das Signal-zu-Rausch-Verhältnis eines Aufzeichnungselektrode und die Ausgangsleistung einer Stimulationselektrode und zum Ausfall der Elektrode 9 zu reduzieren. Die sorgfältige Auswahl der Implantat-Design und Materialien sind notwendig, um über die Implantatversagen Lebenszeit zu verhindern. Viele verschiedene Materialien und Implantat-Designs sind kürzlich entwickelt worden, um das Signal-zu-Rausch-Verhältnis und Stabilität des Implantats für neuronale Aufnahme zu verbessern. Elektrodenmaterialien sind Platin, Iridium, Wolfram, Iridiumoxid, Tantaloxid, Graphen, Kohlenstoff-Nanoröhren, dotierte leitende Polymere und kürzlich Hydrogele enthalten. Getestet Substratmaterialien gehören auch Silizium, Siliziumoxid, Siliziumnitrid, Seide, Teflon, Polyimid und Silikon. Verschiedene Modifikationen Elektrode wurden ebenfalls untersucht, unter Verwendung von Beschichtungen, wie Laminin, Neurotrophine oder selbstorganisierte Monolagen und Anwendungen mit elektrochemischen, Plasma und optische Techniken. Implantatdesign-, 2 - oder 3-dimensional mit den Elektroden in der Regel an der Spitze eines isolierenden Sonde oder an der Kante eines Schaftes zum Durchdringen von Elektroden oder in einem 2-dimensionalen Array für Kortexoberfläche Implantate s könnte 1 sein. Unabhängig von Elektroden-Design oder Material hat typischerweise bisherigen Literatur demonstriert die Leistungsfähigkeit des neuen Implantats ohne Bezugnahme auf andere Implantat-Konstrukte. Dies verhindert, dass eine systematische Bewertung ihrer Eigenschaften. Dieses Protokoll liefert ein Verfahren für den Vergleich verschiedener Elektrodenmaterialien über eine Reihe von analytischen und elektrophysiologischen Techniken. Es ist auf einem kürzlich erschienenen Artikel, die 4 verschiedene dotierte leitende Polymerbeschichtungen (Polypyrrol (ppy) und Poly-3 ,4-ethylendioxythiophen (PEDOT) mit Sulfat-dotierte (SO 4) oder p-Toluolsulfonat (PTS)) und 4 verglichen basierend unterschiedliche Beschichtungsdicken 10. Dieser Artikel gefunden, ein Material, PEDOT-pTS mit einem 45 sec Abscheidungszeitden höchsten Signal-zu-Rausch-Verhältnis und Spike Zahl mit der kleinsten Grundrauschen und dass diese Parameter waren abhängig von der Elektrodenimpedanz. PEDOT-pTS angezeigt auch überlegen akuten Biostabilität Vergleich zu den anderen dotierten leitenden Polymeren und nackten Iridium-Elektroden. Das Protokoll ermöglicht die kritischen Parameter, die die Signal-zu-Rausch-Verhältnis und die Stabilität bestimmt und verwendet, um die Leistung der neuronalen Aufnahme Elektroden weiter zu verbessern.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1217">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Programmable Attenuator</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PA5</td>
			<td style="width:600px;">Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Electrostatic speaker driver</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">ED1</td>
			<td>Drives the electrostatic speakers (EC1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Coupled electrostatic speaker</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">EC1</td>
			<td>Delivers sound to the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Processing base station</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RZ2</td>
			<td>Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Preamplifier</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PZ2-256</td>
			<td>256-channel high impedance preamplifier</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multifunction Processor</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RX6</td>
			<td>Used to generate acoustic stimuli</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">Multichannel electrode</td>
			<td style="width:195px;">NeuroNexus Technologies</td>
			<td style="width:179px;">A4 &#215; 8&#8211;5mm-200-200-413</td>
			<td>4-shank 32-channel electrode array</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Potentiostat</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI660B</td>
			<td>Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multiplexer</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI684</td>
			<td>Switches between electrodes on the potentiostat</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">di-sodium phosphate</td>
			<td style="width:195px;">Fluka</td>
			<td style="width:179px;">71644</td>
			<td>Used in the test solution</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">3,4-ethylenedioxythiophene (EDOT)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">483028</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:244px;">para-toluene sulfonate (Na2pTS)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">152536</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Urethane</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">U2500</td>
			<td>Used to anaesthetise the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Silver/Silver chloride electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI111</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Platinum electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">MW4130</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Motorized microdrive</td>
			<td style="width:195px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:179px;">DR1000</td>
			<td>To control the electrode array position during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Enzymatic cleaner</td>
			<td style="width:195px;">Advanced Medical Optics</td>
			<td style="width:179px;">Ultrazyme</td>
			<td>Cleans the protein off the electrode array after implantation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Acoustic enclosure</td>
			<td style="width:195px;">TMC Ametek</td>
			<td style="width:179px;">83-501</td>
			<td>Isolates the animal from acoustic and electrical noise</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Stereotaxic frame</td>
			<td style="width:195px;">David Kopf Instruments</td>
			<td style="width:179px;">1430</td>
			<td>Secures and positions the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Temperature controller</td>
			<td style="width:195px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:179px;">ATC1000</td>
			<td>Controls the animal temperature</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Bone drill</td>
			<td style="width:195px;">KaVo Dental</td>
			<td style="width:179px;">K5Plus</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Aspirator</td>
			<td style="width:195px;">Flaem</td>
			<td style="width:179px;">Suction pro</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a method for systematic electrochemical and electrophysiological evaluation of neural recording electrodes

Neue Materialien und Designs für Neuroimplantate werden in der Regel getrennt geprüft werden, mit einer Demonstration von Leistung, aber ohne Bezug auf andere Implantateigenschaften. Dies verhindert eine rationale Auswahl eines bestimmten Implantats als optimal für eine bestimmte Anwendung und der Entwicklung von neuen Materialien auf der Basis der kritischen Leistungsparameter. Dieser Artikel entwickelt ein Protokoll für die in vitro-und in vivo-Tests von neuralen Aufzeichnungselektroden. Empfohlene Parameter für elektrochemische und elektrophysiologische Tests sind mit die wichtigsten Schritte und mögliche Probleme diskutiert dokumentiert. Diese Methode eliminiert oder reduziert die Auswirkungen von vielen in einfacher in-vivo-Tests Paradigmen, vor allem Schwankungen in Elektrode / Neuron Abstand zwischen Tier und Modellen vorhanden systematische Fehler. Das Ergebnis ist eine starke Korrelation zwischen der kritischen in vitro-und in vivo-Reaktionen, wie z. B. Impedanz und signal-Rausch-Verhältnis. Dieses Protokoll kann leicht an andere Elektrode Materialien und Designs zu testen. Die in-vitro-Techniken können zu jedem anderen zerstörungsfreien Methode erweitert, um weitere wichtige Leistungsindikatoren zu bestimmen. Die zur chirurgischen Ansatz in der Hörbahn verwendeten Prinzipien können auch auf andere Regionen oder neuralen Gewebes verändert werden.

Eine typische Elektrodenanordnung für diese verwendete Experimentalprotokoll ist in Fig. 1 gezeigt. Es gibt 32 Iridium-Elektroden auf 4 Schäfte mit 413 μ m 2 Nenn geometrische Fläche und einem 200 μ m Steigung. Jede zweite Elektrode auf dem Array ist mit einem von vier unterschiedlichen Elektrodenbeschichtungen mit 1-4 beschichtet wurde. Die Lacke wurden im Hinblick auf ihre chemische, mechanische und elektrochemische Eigenschaften gewählt. Wie bereits erwähnt, 1...

Watch this Scientific Journal Video about A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes at JoVE.com

A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

Verschiedene Elektrodenbeschichtungen beeinflussen neuronale Aufnahmeleistung durch Änderungen an elektrochemischen, chemischen und mechanischen Eigenschaften. Vergleich der in vitro-Elektroden ist relativ einfach, jedoch Vergleich der in vivo-Reaktion wird typischerweise durch Variationen Elektrode / Neuron Abstand zwischen Tieren und kompliziert. Dieser Artikel bietet eine robuste Methode, um neuronale Aufzeichnungselektroden vergleichen.

Eine Methode zur systematischen Elektrochemische und elektrophysiologische Bewertung der Neural Aufzeichnungselektroden

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

a-method-for-systematic-electrochemical-electrophysiological

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.3K Aufrufe.  La Trobe University.  Verschiedene Elektrodenbeschichtungen beeinflussen neuronale Aufnahmeleistung durch Änderungen an elektrochemischen, chemischen und mechanischen Eigenschaften. Vergleich der in vitro-Elektroden ist relativ einfach, jedoch Vergleich der in vivo-Reaktion wird typischerweise durch Variationen Elektrode / Neuron Abstand zwischen Tieren und kompliziert. Dieser Artikel bietet eine robuste Methode, um neuronale Aufzeichnungselektroden vergleichen. 

Serie: A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

Chirurgische Implantation von Elektroden für die Neural Chronische Aufnahme Single Unit Activity und Electrocorticographic Signale

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Forschung

Neurowissenschaften

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

Reproduzierbare Maus Ischiasnerv Crush und anschließende Bewertung der Regeneration von Whole mount Muskelanalyse

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

Die Erstellung eines Awake Mausklick für Aufnahme neuronalen Antworten und Einspeisen von Tracer

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

Vorderhirn Elektrophysiologische Aufzeichnung im Larven Zebrafisch

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Elektrophysiologische Aufnahme im Gehirn von erwachsenen Zebrafisch Intact

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Die extrazelluläre Aufnahme neuronaler Aktivität in Kombination mit Microiontophoretic Anwendung von neuroaktiven Substanzen in Awake Mäuse

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Elektrophysiologische Verfahren zur Aufzeichnung von intrazellulärer Spannung Antworten von<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorezeptoren und Inter auf Lichtreize<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Fabrication of High Contact-Density, Flat-Interface Nerve Electrodes for Recording and Stimulation Applications

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic applications. This protocol describes a fabrication technique of a modified cylindrical nerve cuff electrode to meet these criteria. Minimum computer-aided design and manufacturing (CAD and CAM) skills are necessary to consistently produce cuffs with high precision (contact placement 0.51 &#177; 0.04 mm) and various cuff sizes. The precision in spatially distributing the contacts and the ability to retain a predefined geometry accomplished with this design are two criteria essential to optimize the cuff&#39;s interface for selective recording and stimulation. The presented design also maximizes the flexibility in the longitudinal direction while maintaining sufficient rigidity in the transverse direction to reshape the nerve by using materials with different elasticities. The expansion of the cuff&#39;s cross sectional area as a result of increasing the pressure inside the cuff was observed to be 25% at 67 mm Hg. This test demonstrates the flexibility of the cuff and its response to nerve swelling post-implant. The stability of the contacts&#39; interface and recording quality were also examined with contacts&#39; impedance and signal-to-noise ratio metrics from a chronically implanted cuff (7.5 months), and observed to be 2.55 &#177; 0.25 k&#8486; and 5.10 &#177; 0.81 dB respectively.

This article provides a detailed description on the fabrication process of a high contact-density flat interface nerve electrode (FINE). This electrode is optimized for recording and stimulating neural activity selectively within peripheral nerves.

Die Herstellung von High-Kontakt-Dichte, Flach-Interface Nerve Elektroden für die Aufnahme und Stimulation Anwendungen

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic ...

A Micro-CT-based Method for Characterizing Lesions and Locating Electrodes in Small Animal Brains

Lesion and electrode location verification are traditionally done via histological examination of stained brain slices, a time-consuming procedure that requires manual estimation. Here, we describe a simple, straightforward method for quantifying lesions and locating electrodes in the brain that is less laborious and yields more detailed results. Whole brains are stained with osmium tetroxide, embedded in resin, and imaged with a micro-CT scanner. The scans result in 3D digital volumes of the brains with resolutions and virtual section thicknesses dependent on the sample size (12&#8211;15 and 5&#8211;6 &#181;m&#160;per voxel for rat and zebra finch brains, respectively). Surface and deep lesions can be characterized, and single tetrodes, tetrode arrays, electrolytic lesions, and silicon probes can also be localized. Free and proprietary software allows experimenters to examine the sample volume from any plane and segment the volume manually or automatically. Because this method generates whole brain volume, lesions and electrodes can be quantified to a much higher degree than in current methods, which will help standardize comparisons within and across studies.

This article describes a straightforward method to prepare small animal brains for micro-CT imaging, in which lesions can be quantified and electrodes located with high precision in the context of the whole brain.

Ein Mikro-CT-basierte Verfahren zur Charakterisierung von Läsionen und Lokalisierung von Elektroden in kleinen tierischen Gehirnen

Lesion and electrode location verification are traditionally done via histological examination of stained brain slices, a time-consuming procedure that ...