Die Autoren bedanken sich bei Lloyd Ung für konstruktiven Input in frühen Versionen dieser Technik anerkennen, Dr. Jeremy Agresti für Druckdeckel Design-Tipps und Dr. Dongping Qi für seine Hilfe bei der Herstellung der Druckkappe. Wir sind dankbar, dass die Labors von M. und P. Teitell Gunaratne für die Bereitstellung einer Vielzahl von Zellproben zum Testen. Wir danken der National Science Foundation (Career Award DBI-1254185), der UCLA Jonsson Comprehensive Cancer Center und der UCLA klinische und translationale Wissenschaft Institut für die Unterstützung dieser Arbeit.

1. Mikrofluidik-Geräte-Design- HINWEIS: Das Gerätedesign hat vier grundlegende Funktionsbereiche: Eingangsöffnung, Zellenfilter, Verengung Array und Austrittsöffnung (Abbildung 1). Der Gesamtaufbau kann auf eine Vielzahl von Zelltypen angewendet werden, mit geringfügigen Anpassungen Dimensionen. Hier vorgesehen sind ein paar grundlegende Gestaltungsempfehlungen zusammen mit Geräteparameter, die wirksam für eine Auswahl von primären und immortalisierten Zellen sind. <ol><li> Wählen Sie die Breite der Verengung Anordnungskanäle (1B) auf etwa 30-50% des durchschnittlichen Zelldurchmesser ist; Diese Verengung zu Zelle Größenverhältnis führt zu erheblichen Zellverformung aber minimale Verstopfung. Bei einem Zelltyp, die zuvor nicht getestet wurde, ist es ratsam, eine Reihe von Verengung Breiten von ~ 30-50% Design der Zelldurchmesser, um die optimale Breite zu finden. Wie bei vielen Arten von mikrofluidischen Geräten können über 120 Gerätestammformen auf einer Sünde strukturiert werdenGLE 4 Zoll Silicium-Wafer, wodurch ein Array von unterschiedlichen Geräteausführungen in einem einzigen Herstellungsprozess hergestellt werden. </li><li> Wählen Sie die Kanalhöhe zumindest 50% der Zelldurchmesser ist; Dies gewährleistet die Zelle in 2 Dimensionen beschränkt. Um die Kanal Zusammenbruch während der Bindung zu verhindern, stellen Sie sicher, dass die Kanalseitenverhältnis ist nicht weniger als 1:10 (Höhe: Breite) in der gesamten Gerät. Für die Kanäle, die dieses Seitenverhältnis überschreiten darf, fügen Stützpfosten, um einen Zusammenbruch zu verhindern. Raumtragpfosten in einem Abstand, der mindestens das Zweifache der Zelldurchmesser, um Zellstrom nicht behindert wird. </li><li> Einen Filter in den Eintrittsöffnungen, um Schmutz zu entfernen und zu zerlegen Zellhaufen (Abbildung 1B). Anpassen der Größe und der Abstand der Filterstellen, so dass der Abstand zwischen den Stellen ungefähr gleich einem Zellendurchmesser ist. HINWEIS: Die untere Grenze der Strukturgröße ist durch die Auflösung, mit der die Lithographiemaske gedruckt eingestellt. Stellen Sie sicher, dass alle Funktionen innerhalb der reslösung Grenze durch die Maske Lieferanten festgelegt. </li></ol> 2. Lieferungen und Vorbereitung HINWEIS: Vor Beginn der Versuch, müssen die folgenden Punkte vorbereitet werden. Eine schematische Darstellung der gesamten Konfiguration ist in Abbildung 1 dargestellt. <ol><li> Herstellung der Gerätestamm Verwendung von Standardtechniken für lithographische Mikro 14,15. Überprüfen Sie, ob die Höhe der strukturierten Merkmale mit einem Profilometer. HINWEIS: Bei Master können leicht in einem Reinraum-Anlage hergestellt werden, haben einige Labors kostengünstig Lithografieverfahren zur Verwendung in einem Halb sauberen Umgebung entwickelten 16,17. </li><li> Bereiten Sie die Luftquelle für druckgetriebene Strömung mit einem Druckluftbehälter und die Abfolge der Luftregler und Armaturen (1A). <ol><li> Einrichtung einer Luftversorgungstank und Handregler. ANMERKUNG: Eine Zusammensetzung von 5% CO 2 in Luft unterhält eine ähnliche Umgebung wie ein typischer Zellkultur incubator, aber auch andere Gasgemische können ebenfalls verwendet werden. </li><li> Einrichtung eines elektronisch gesteuerten Druckregler in-line mit dem Handregler. Verwenden einen elektropneumatischen Wandler zu regeln und eine stabile Druckabfall über den Kanal, mit Druckschwankungen von weniger als 2 kPa. Verwenden Sie den einfachen Code in LabVIEW geschrieben (Ergänzende Informationen) zur Eingabe der gewünschten Druck. HINWEIS: Der elektropneumatische Wandler verwendet eine interne Rückkopplungsschleife, um den Ventilausgangsdruck auf den vorgegebenen Druck in der mikrofluidischen Vorrichtung anpassen. </li><li> Einrichten einer Druckkammer, um eine Strömung der Zellsuspension zu fahren. Zusammenstellung eines Zellsuspensionskammer von einer Standard-Durchflusszytometer Rohr und einem maschinell bearbeiteten Kappe, die eine druckdichte Abdichtung an dem Rohr erzeugt. HINWEIS: Die Druckkammer Kappe enthält zwei Öffnungen: einen Einlass, der mit dem Druckluftbehälter verbunden ist, und einen Auslass, durch die Zellen fließt aus der Druckkammer in der Vorrichtung (Figure 2). </li></ol></li><li> Einrichten eines umgekehrten Mikroskop mit einer Kamera, die eine Erfassungsrate von mindestens 100 Bilder pro Sekunde, um Bilder von den Zellen durch die Verengung Array fließenden einzufangen ausgestattet. Schnittstelle wird die Kamera mit einem Video-Capture-Karte und einem Computer. </li><li> Wird eine Stammlösung des oberflächenaktiven Mittels 10% w / w Pluronic F-127 in Phosphat-gepufferter Salzlösung (PBS), wie die Zugabe einer geringen Menge an F127 zu dem Zellmedium Lösung wird zur Zelladhäsion an PDMS Wände minimieren. Um die F127-Lösung, Vortex und Wärme schonend bei 37 ° C vorbereiten, die F127 aufzulösen. Vor verwenden, übergeben Sie die Lösung durch einen 0,2 um Spritzenfilter und bei Raumtemperatur. Bereiten Sie die Tensid-Lösung im Voraus als Vortex und Filter wird Blasen, die für mehr als 24 Stunden anhalten wird zu generieren. </li></ol> 3. Mikrofluidik-Geräte-Fertigung <ol><li> Herzustellen PDMS-Block mit mikrofluidischen Kanälen. <ol><li> Mix PDMS gründlich einTA-Verhältnis von 1:10 (w / w) Härter zur Basis. </li><li> Gießen Sie die Mischung über die Gerätestamm (Schritt 2.1). Degas in einer Glasglocke mit angelegtem Vakuum, bis die eingeschlossenen Blasen verschwinden, oder für ca. 10-20 min. HINWEIS: Nach dieser Zeit kann es immer noch Blasen an der Luft-PDMS-Schnittstelle, die normal zu sein; diese werden in der Regel während des Backens zu zerstreuen. Es ist sehr wichtig, sicherzustellen, daß es keine verbleibenden Blasen benachbart zu den Kanälen. </li><li> Backen das entgaste Gerät bei 65 ° C für 4 h. Um die Kanäle vor dem Kollaps zu verhindern, backen Sie das Gerät über Nacht zur weiteren Vernetzung der PDMS für ein Gerät mit einem höheren Elastizitätsmodul, die resistenter gegen Kanal-Zusammenbruch ist. Jedoch beachten, dass Back erweitert versprödet auch die PDMS und kann zu Rissbildung beim Stanzen Löcher (Schritt 3.3) führen. </li></ol></li><li> Mikrofluidik-Geräte zu entfernen aus der Urform. Schneiden einzelnen mikrofluidischen Bauteilen aus der PDMS-Block mit einer Rasierklinge und entfernen Sie das Gerät aus der Mastäh. Starten Sie durch leichtes Anheben aus einer Ecke des Geräts; langsam und sanftes Peeling, im Gegensatz zu Aufhebung der PDMS-Block gerade nach oben, reduziert die Belastung auf beiden PDMS und den Master. </li><li> Stanzlöcher in der PDMS-Gerät an Anschluss-Ports für den Zugriff zwischen Schlauch und Mikrokanäle erstellen. Erstellen Löcher mit einem Stanzbiopsie, und stanzen von der Kanalseite durch an der Außenseite der Vorrichtung. HINWEIS: Eine Biopsie Punch mit einer 0,75 mm Bohrung schafft Löcher, die Schnittstelle perfekt mit Polyetheretherketon (PEEK)-Schlauch (Außendurchmesser = 1/32 &quot;oder 0,79 mm) oder Polyethylenschlauch (PE-20, Außendurchmesser = 0,043&quot; oder 1,09 mm ). Verwenden Sie einen Ringlicht zu helfen, zu visualisieren Löcher in Geräten mit flachen Kanälen 18. Seien Sie sicher, dass die Biopsie Punch ist scharf; nach wiederholter Anwendung die Schnittkante abstumpft und die Biopsie Punch sollten entsorgt und ersetzt werden. </li><li> Spülen Sie die PDMS-Gerät mit Isopropanol (HPLC-Qualität), um Staub und Brocken eingereicht von PDMS zu entfernen. Stellen Sie sicher, dass diegestanzten Löcher sind frei von Fremdkörpern, indem ein stetiger Strom von reinem Isopropanol aus einer Spritzflasche durch die Löcher. Föhnen mit gefilterter Luft. Nach der Reinigung Ort PDMS-Blöcke mit Kanälen nach oben in eine saubere Petrischale auf Sauberkeit Gerät zu erhalten. Falls erforderlich, speichern Geräte in dieser Form bis Bindung. </li><li> Reinigen Sie das Glassubstrat durch Spülen mit Methanol (HPLC-Qualität), föhnen mit gefilterter Luft, und auf eine 200 ° C Warmhalteplatte für 5-10 min, um sicherzustellen, das Glas ist absolut sauber und trocken vor der Plasmabehandlung. HINWEIS: Das Glassubstrat der Boden jeder Kanal bildet. Typischerweise ein Glasobjektträger genügt, da ein 10X oder 20X Ziel ist ideal zur Abbildung mehrere Kanäle parallel. Für eine höhere Auflösung Bildgebung, verbinden Sie das Gerät an einem Deckglas (# 1.5 Dicke). </li><li> Verbinden die PDMS-Gerät auf das Glassubstrat. <ol><li> Sauerstoffplasma-Behandlung der Kanalseite der PDMS-Block und 1 Seite eines Glasobjektträgers. HINWEIS: Wit einem Handabgabeeinheit, mit einem Behandlungszeit von 1 min, aber die Optimierung der Behandlungszeit für jedes Sauerstoff-Plasma-Vorrichtung. </li><li> Platzieren der Kanalseite der PDMS auf der behandelten Seite der Glas unmittelbar nach der Behandlung. </li><li> Halten Sie durch leichten Druck zusammen für ~ 10 Sekunden, um die Bindung zu fördern. Bake der gesamten Vorrichtung bei einer erhöhten Temperatur (60-80 ° C) für mindestens 15 min auf Haftfestigkeit zu verbessern. </li></ol></li></ol> 4. Verformen Zellen durch verengte Kanäle <ol><li> Überprüfen Sie die Mikrofluidik-Vorrichtung unter dem Mikroskop. Stellen Sie sicher, dass die Kanäle nicht zusammengebrochen oder gebrochen ist und dass beide Einlass und Auslass Löcher sind direkt in die Gerätekanäle durch die Verwendung eines Low-Power-Objektiv (10-fach). Bestimmen Sie defekte Geräte, indem man die Oberfläche der PDMS mit einer Rasierklinge und für Experimente nutzen sie nicht. </li><li> Vorbereitung der Zellkulturproben, die untersucht werden. Kulturzellen unter Standardbedingungen. <ol><li> Foder beispielsweise Kultur HL-60-Zellen in RPMI-1640-Medium mit 1% Penicillin-Streptomycin-Lösung und 10% fötalem Rinderserum und 5% CO 2 Inkubator bei 37 ° C ergänzt. </li><li> Für adhärenten Zellen, ernten sie durch Trypsinierung und resuspendieren in frischem Wachstumsmedium. Verwenden Sie ein Standard-Protokoll Trypsinierung; zum Beispiel, fügen ~ 0,5 ml Trypsin in einen Kolben mit 25 cm 2 Kulturbereich und resuspendieren in ~ 30 ml frischem Medium. Unterscheiden HL-60-Zellen in neutrophile Typ-Zellen von all-trans-Retinsäure (ATRA) in einer Endkonzentration von 5 uM pro 1 x 10 5 Zellen / ml, wie zuvor beschrieben 19,20. </li><li> Zentrifugation der Zellen bei 300 × g für 3 min, sorgfältig den Überstand aspirieren und resuspendieren Zellen an die entsprechende endgültige Dichte in frischem Kulturmedium mit 0,1% v / v F-127. </li></ol></li><li> Zählen Sie die Zellen mit einem Coulter Counter, Hämazytometer oder Durchflusszytometer. Einstellen der Zellsuspension in einer Dichte von 1 × 10 6 bis 5 × 10 <sbis&gt; 6 Zellen / ml. Sobald die Suspensionsdichte festgelegt ist, zu ergänzen, mit rund 0,1% v / v F-127. HINWEIS: Die Zelldichte und der Tensidkonzentration muss je nach den besonderen Zellsysteme modifiziert werden; Tabelle 1 stellt eine Aufzeichnung der zuvor verwendeten Konzentrationen an Zellen und F-127 für unterschiedliche Zelltypen. </li><li> Zeigen Zellsuspension in einem Durchflusszytometer Rohr und an der Druckkappe. Vor dem Anschluss der Schläuche an die Mikrofluidik-Vorrichtung, bis die Zellsuspension ergibt sich aus der Spitze der Schläuche den Druck auf ungefähr 14-21 kPa und bündig. Dies wird helfen, um Luftblasen in dem Schlauch und der Vorrichtung zu minimieren. </li><li> Führen Sie die Spitze des Schlauches, die die Zellsuspension in das Gerät Einlass. Wenn das Gerät mit einem Deckglas geklebt, stellen Sie das Gerät auf einer ebenen, festen Oberfläche wie dem Mikroskoptisch, bevor Sie den Schlauch; das Deckglas ist zerbrechlich und kann sonst brechen. </li><li> Legen Sie ein Stück Schlauch into der Ausgangsöffnung und Route in ein Leerrohr für Abfallsammel zB eine leere Falcon-Röhrchen auf der Seite des Mikroskoptisch geklebt. Konsistenz der Gesamtströmungswiderstand der Vorrichtung zwischen den Experimenten, dass der Einlass und der Auslass Schlauch ist mit dem gleichen Durchmesser und etwa die gleiche Länge für jedes Experiment. </li><li> Sanft Rampe den Druck auf etwa 28 kPa oder bis die Zellen durch die Kanäle fließen. Positionieren der Vorrichtung, so daß mehrere Kanäle in dem Sichtfeld und sind senkrecht zur Unterseite des Bildschirms. Wenn die Kamera durch Datengröße beschränkt ist, erwerben mehrere Videos, eine ausreichende Anzahl unabhängiger Datenpunkte zu erzeugen. Passen Sie die Bildrate für die gewünschten Datenausgabe wie nötig. Um Änderungen in der Zellform zu erfassen, verwenden Hochgeschwindigkeits-Imaging bei 300 Bildern pro Sekunde (fps); zu Laufzeiten von Zellen zu messen, verwenden Bildraten von etwa 100 fps. </li></ol> 5. Datenanalyse <ol><li> Öffnen Sie die Datei Master_script.m (Herunterladbare Zusatz Datei) und starten Sie das Programm. </li><li> Wählen Sie das erste Video aus dem Windows-Explorer-Fenster, das angezeigt wird analysiert werden. Geben Sie die Framerate für das ausgewählte Video und drücken Sie die Eingabetaste. HINWEIS: Eine Figur wird angezeigt, dass der Benutzer aufgefordert, eine rechteckige Fenster Zuschneiden für das erste Video zu wählen. </li><li> Auswählen eines Fensters, das alle Kanäle von links nach rechts schneidet, umfasst und die Kanäle nur über den ersten Kolben der Anordnung von Kanälen an der Oberseite und Unterseite (3). </li><li> Wählen Sie die Regionen aus der Verengung zugeschnittene Bild. Achten Sie besonders auf eine feste Pixelabstand zwischen den oberen und unteren Fensterrand für jedes Video eingestellt zu halten. HINWEIS: Die obere Fensterkante gibt die oberste Verengung und unteren Fensterrand gibt die unterste Einschnürung (Abbildung 4); Zwischen Einschnürungen sind von dieser Benutzereingaben angenähert. Als nächstes zeigt die s der Algorithmusegmentation von Zellen für die ersten 50 Rahmen jedes Video (Bild 5). </li><li> Überwachen die linke obere Bild (5A) eng zu bestimmen, ob der Algorithmus genauen Lokalisieren Zellen; eine binarisierten Bild auf der Videoquelle überlagert, um die Position der identifizierten Zellen zu demonstrieren. HINWEIS: Die verschiedenen Fenster, (5B-5D) sind für die Code-Diagnose und zeigen die Videobilder nach bestimmten Bildverarbeitungsoperationen. </li><li> Wählen Sie das nächste Video aus dem Windows-Explorer-Fenster bearbeitet werden. HINWEIS: Der Algorithmus Wiederholen Sie die Schritte 5,2-5,5 für jedes Video ausgewählt. </li><li> Wählen Sie Abbrechen, wenn alle gewünschten Videos haben über die Windows-Explorer-Fenster hinzugefügt, um die Funktion, die die Video-Liste vollständig ist weisen. HINWEIS: Der Algorithmus wird die restlichen Operationen ohne Benutzereingriff durchführen. Dies wird etwa 1-2 Stunden dauern, abhängig von der Anzahl der Videos bearbeitet und Computer performance. Nach der Fertigstellung wird der Algorithmus ein Histogramm der Laufzeit-Daten zu erzeugen und speichern Sie die Daten im Verzeichnis als MATLAB .mat Datei und einer Microsoft Excel XLS-Datei. </li></ol>

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Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offen zu legen.

Hier bieten wir eine umfassende experimentelle Verfahren zur Analyse der Verformung von Zellen im Transit durch schnürt mikrofluidischen Kanälen mit druckgetriebenen Strömung. Ein MATLAB-Skript ermöglicht die automatisierte Datenverarbeitung (ergänzendes Material); eine aktualisierte Version des Codes eingehalten wird ( <a href="www.ibp.ucla.edu/research/rowat" target="_blank">www.ibp.ucla.edu/research/rowat</a> ). Im weiteren Sinne können die hier vorgestellten Techniken in vielen Zellbasis mikrofluidischen Tests...

Veränderungen in der Zellform kritisch in zahlreichen biologischen Kontext. Beispielsweise Erythrozyten und Leukozyten zu verformen durch die Kapillaren, die kleiner ist als ihre eigenen Durchmesser 1 sind. Bei der Metastasierung, müssen Krebszellen durch die engen Zwischenräume sowie gewundenen Gefäßsystem und lymphatischen Netze zu verformen, um an sekundären Standorten 2 Samen. Um das physikalische Verhalten einzelner Zellen zu untersuchen, präsentieren mikrofluidischen Systemen eine ideale Plattform, die individuell auf eine Reihe von Zellverhalten einschließlich ihrer Fähigkeit, durch enge Spalte 3 zu migrieren und zu passiv durch Mikrometermaßstab Verengungen 3 9 verformen studieren. Polydimethylsiloxan (PDMS) Mikrofluidik-Vorrichtungen optisch transparent sind, so dass Zellverformungen mittels Lichtmikroskopie sichtbar gemacht und unter Verwendung von Bildverarbeitungshilfsmittel analysiert werden. Darüber hinaus können Anordnungen von Verengungen genau definiert werden, wodurch Analyse von mehreren Zellen gleichzeitig mit einerDurch dass viele bestehende Techniken 10,11 übersteigt. Hier präsentieren wir Ihnen ein detailliertes Versuchsprotokoll zur Sondierung Zelle Verformbarkeit mit der &quot;Handy-Deformer&quot; PDMS mikrofluidischen Vorrichtung. Die Vorrichtung ist so ausgelegt, dass die Zellen durch sequentielle Passage Einschnürungen; Diese Geometrie ist in physiologischen Zusammenhängen, wie beispielsweise Lungen Kapillarbett 12 gemeinsam. Um die Zell Verformbarkeit messen, bietet Laufzeit eine bequeme Metrik, die leicht als die Zeit für eine individuelle Zelle dazu, durch eine einzige Engstelle 4,6 erforderlich ist, gemessen. Um einen konstanten Druckabfall über die verengten Kanäle während der Zell Transit zu gewährleisten, verwenden wir druckgetriebenen Strömung. Unser Protokoll enthält detaillierte Anweisungen zur Einrichtung Konstruktion und Herstellung, Betrieb der Vorrichtung durch Druck angetriebenen Strömungs, Aufbereitung und Darstellung von Zellen, als auch die Bildverarbeitung, um die Zeit für Zellen, die durch eine Reihe von Verengungen verformen messen. Wir sindbeide Geräteausführungen und Vision der Datenverarbeitung als Zusatzcode-Dateien. Als ein repräsentatives Beispiel von Daten, zeigen wir Zelldurchgangszeit durch eine Reihe von Verengungen in Abhängigkeit von der Anzahl der Einschnürungen agiert. Analyse der Zeitskala für Zellen Transit wenn schmale Verengungen einer mikrofluidischen Vorrichtung kann Unterschiede in der Verformbarkeit von einer Vielzahl von Zelltypen 4,5,13 offenbaren. Die hier gezeigte Gerät eindeutig blickt Zelle Transit durch eine Reihe von Mikrometermaßstab Einschnürungen; Dieses Design emuliert den gewundenen Weg, die Zellen zu erleben im Umlauf und ermöglicht auch zusätzliche Sondierung physikalischen Eigenschaften der Zellen, wie zB Entspannungszeit.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="573">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:71px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Pluronic F-127 Block Copolymer Surfactant&#160;</td>
			<td style="width:71px;">Fisher Scientific&#160;</td>
			<td style="width:119px;">8409400</td>
			<td style="width:167px;">Produced by BASF, also available through Sigma</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">PDMS base and crosslinker</td>
			<td style="width:71px;">Essex Brownell</td>
			<td style="width:119px;">DC-184-1.1</td>
			<td style="width:167px;">Product commonly named Sylgard 184 Elastomer</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Oxygen plasma discharge unit</td>
			<td style="width:71px;">Enercon</td>
			<td style="width:119px;">Dyne-A-Mite 3D Treater</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Biopsy Punch, Harris Uni-Core (0.75 mm)</td>
			<td style="width:71px;">Ted Pella, Inc.</td>
			<td style="width:119px;">15072</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Fingertight Ferrule, 1/32&#34;</td>
			<td style="width:71px;">Upchurch Scientific</td>
			<td style="width:119px;">UP-F-113</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Fingertight III Fitting, 10-32</td>
			<td style="width:71px;">Upchurch Scientific</td>
			<td style="width:119px;">UP-F-300X</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">polyetheretherketone (PEEK) tubing, outer diameter = 1/32&#34;or 0.79 mm</td>
			<td style="width:71px;">Valco</td>
			<td style="width:119px;">TPK.515-25M</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">polyethylene (PE-20) tubing, 0.043&#34; or 1.09 mm</td>
			<td style="width:71px;">Becton Dickinson</td>
			<td style="width:119px;">427406</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Pressure regulator</td>
			<td style="width:71px;">Airgas or Praxair</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Polyurethane tubing, 5/32&#8221; OD</td>
			<td style="width:71px;">McMaster Carr</td>
			<td style="width:119px;">5648K284</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Push-to-connect fittings</td>
			<td style="width:71px;">McMaster Carr</td>
			<td style="width:119px;">5111K91</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Voltage to Pressure (E/P) Electropneumatic Converter</td>
			<td style="width:71px;">Omega</td>
			<td style="width:119px;">IP413-020</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">16-bit,250 kS/S, 80 Analog Inputs Multifunction DAQ</td>
			<td style="width:71px;">National Instruments</td>
			<td style="width:119px;">NI PCI 6225-779295-01</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">Analog Connector Block-Screw Terminal</td>
			<td style="width:71px;">National Instruments</td>
			<td style="width:119px;">SCB-68-776844-01</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">LabView System Design Software</td>
			<td style="width:71px;">National Instruments</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">Matlab Software</td>
			<td style="width:71px;">The MathWorks, Inc.</td>
			<td style="width:119px;">Matlab R2012a</td>
			<td style="width:167px;">Code requires the Image Processing Toolbox</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;width:216px;">Shielded Cable</td>
			<td style="width:71px;">National Instruments</td>
			<td style="width:119px;">SHC68-68</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a microfluidic technique to probe cell deformability

Hier werden wir ausführlich die Konstruktion, Herstellung und Verwendung von Mikrofluid-Vorrichtung, um die Verformbarkeit der eine große Anzahl von einzelnen Zellen in einer effizienten Weise zu bewerten. Typischerweise können Daten für ~ 10 2 Zellen in einem 1 h Experiment gewonnen werden. Ein automatisiertes Bildanalyseprogramm ermöglicht die effiziente Post Experiment Analyse von Bilddaten, so dass die Verarbeitung innerhalb weniger Stunden zu sein. Unsere Vorrichtung Geometrie ist einzigartig, da Zellen müssen durch eine Reihe von Mikrometermaßstab Einschnürungen zu verformen, wodurch die anfängliche Verformung und zeitabhängige Relaxation von einzelnen Zellen, die untersucht werden. Die Anwendbarkeit dieses Verfahrens auf die menschliche promyelozytische Leukämie (HL-60-Zellen) nachgewiesen wird. Fahren Zellen durch Mikrometermaßstab Verengungen mit druckgetriebenen Strömung verformen, beobachten wir, dass die menschliche Promyelozyten (HL-60-Zellen) kurzzeitig verschließen die erste Engstelle für eine mittlere Zeit von 9,3 ms vor schneller Passage durch die nachfolgenden constrictIonen mit einer mittleren Laufzeit von 4,0 ms pro Verengung. Dagegen all-trans-Retinsäure-behandelten (Neutrophile-Typ) HL-60-Zellen zu verschließen, die erste Einschnürung für nur 4,3 ms vor Passage durch die nachfolgenden Einschnürungen mit einer mittleren Durchgangszeit von 3,3 msec. Diese Methode kann Einblick in die viskoelastischen Eigenschaften von Zellen zu schaffen, und schließlich zeigen die molekularen Ursachen für dieses Verhalten.

Um die Verformbarkeit der verschiedenen Zelltypen, Menschen myeloischen Leukämie-Zellen (HL-60), differenziert neutrophilen Zellen, Maus-Lymphozyten-Zellen und menschlichen Eierstockkrebszelllinien (OVCAR8, HEYA8) untersuchen werden mit der &quot;Handy-Deformer&quot; Mikrofluidik-Technik ausgewertet. Repräsentative Ergebnisse für die Laufzeit des HL-60 und Neutrophilen-Typ HL-60-Zellen zeigen den Zeitplan für eine einzelne Zelle dazu, durch eine Reihe von Engstellen, wie in Abbildung 6 dargestellt. ...

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A Microfluidic Technique to Probe Cell Deformability

Wir zeigen eine Mikrofluidik-basierten Assay, um die Zeitskala für Zellen für den Transit durch eine Sequenz von Mikrometermaßstab Verengungen zu messen.

Ein Mikrofluidiktechnik to Cell Verformbarkeit Sonde

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an ...

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11.2K Aufrufe.  University of California, Los Angeles.  Wir zeigen eine Mikrofluidik-basierten Assay, um die Zeitskala für Zellen für den Transit durch eine Sequenz von Mikrometermaßstab Verengungen zu messen. 

Serie: A Microfluidic Technique to Probe Cell Deformability

Systematic Analysis of In Vitro Cell Rolling Using a Multi-well Plate Microfluidic System

A major challenge for cell-based therapy is the inability to systemically target a large quantity of viable cells with high efficiency to tissues of interest following intravenous or intraarterial infusion. Consequently, increasing cell homing is currently studied as a strategy to improve cell therapy. Cell rolling on the vascular endothelium is an important step in the process of cell homing and can be probed in-vitro using a parallel plate flow chamber (PPFC). However, this is an extremely tedious, low throughput assay, with poorly controlled flow conditions. Instead, we used a multi-well plate microfluidic system that enables study of cellular rolling properties in a higher throughput under precisely controlled, physiologically relevant shear flow1,2. In this paper, we show how the rolling properties of HL-60 (human promyelocytic leukemia) cells on P- and E-selectin-coated surfaces as well as on cell monolayer-coated surfaces can be readily examined. To better simulate inflammatory conditions, the microfluidic channel surface was coated with endothelial cells (ECs), which were then activated with tumor necrosis factor-&#945; (TNF-&#945;), significantly increasing interactions with HL-60 cells under dynamic conditions. The enhanced throughput and integrated multi-parameter software analysis platform, that permits rapid analysis of parameters such as rolling velocities and rolling path, are important advantages for assessing cell rolling properties in-vitro. Allowing rapid and accurate analysis of engineering approaches designed to impact cell rolling and homing, this platform may help advance exogenous cell-based therapy.

Systematic Analysis of In Vitro Cell Rolling Using a Multi-well Plate Microfluidic System

This study used a multi-well plate microfluidic system, significantly increasing throughput of cell rolling studies under physiologically relevant shear flow. Given the importance of cell rolling in the multi-step cell homing cascade and the importance of cell homing following systemic delivery of exogenous populations of cells in patients, this system offers potential as a screening platform to improve cell-based therapy.

Systematische Analyse von<em&gt; In-vitro-</em&gt; Zellroll Mit einer Multi-Well-Platte mikrofluidischen System

A major challenge for cell-based therapy is the inability to systemically target a large quantity of viable cells with high efficiency to tissues of ...

Forschung

Biotechnik

Cell Squeezing as a Robust, Microfluidic Intracellular Delivery Platform

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This technology has shown potential in addressing previously challenging applications; including, delivery to primary immune cells, cell reprogramming, carbon nanotube, and quantum dot delivery. This vector-free microfluidic platform relies on mechanical disruption of the cell membrane to facilitate cytosolic delivery of the target material. Herein, we describe the detailed method of use for these microfluidic devices including, device assembly, cell preparation, and system operation. This delivery approach requires a brief optimization of device type and operating conditions for previously unreported applications. The provided instructions are generalizable to most cell types and delivery materials as this system does not require specialized buffers or chemical modification/conjugation steps. This work also provides recommendations on how to improve device performance and trouble-shoot potential issues related to clogging, low delivery efficiencies, and cell viability.

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This protocol provides detailed steps on how to use the system for a broad range of applications.

Zellzusammendrücken als Robust, Mikrofluidik Intrazelluläre Delivery Platform

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This ...

Analyzing Mixing Inhomogeneity in a Microfluidic Device by Microscale Schlieren Technique

In this paper, we introduce the use of microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. The microscale schlieren system is constructed from a Hoffman modulation contrast microscope, which provides easy access to the rear focal plane of the objective lens, by removing the slit plate and replacing the modulator with a knife-edge. The working principle of microscale schlieren technique relies on detecting light deflection caused by variation of refractive index1-3. The deflected light either escapes or is obstructed by the knife-edge to produce a bright or a dark band, respectively. If the refractive index of the mixture varies linearly with its composition, the local change in light intensity in the image plane is proportional to the concentration gradient normal to the optical axis. The micro-schlieren image gives a two-dimensional projection of the disturbed light produced by three-dimensional inhomogeneity.
To accomplish quantitative analysis, we describe a calibration procedure that mixes two fluids in a T-microchannel. We carry out a numerical simulation to obtain the concentration gradient in the T-microchannel that correlates closely with the corresponding micro-schlieren image. By comparison, a relationship between the grayscale readouts of the micro-schlieren image and the concentration gradients presented in a microfluidic device is established. Using this relationship, we are able to analyze the mixing inhomogeneity from associate micro-schlieren image and demonstrate the capability of microscale schlieren technique with measurements in a microfluidic oscillator4. For optically transparent fluids, microscale schlieren technique is an attractive diagnostic tool to provide instantaneous full-field information that retains the three-dimensional features of the mixing process.

Herein, we describe a procedure that employs microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. Through calibration, distribution of concentration gradient can be derived from the micro-schlieren image.

Analyse von Misch Inhomogenität in einer mikrofluidischen Vorrichtung von Microscale Schlieren Technik

In this paper, we introduce the use of microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. The microscale schlieren ...

Microfluidic Genipin Deposition Technique for Extended Culture of Micropatterned Vascular Muscular Thin Films

The chronic nature of vascular disease progression requires the development of experimental techniques that simulate physiologic and pathologic vascular behaviors on disease-relevant time scales. Previously, microcontact printing has been used to fabricate two-dimensional functional arterial mimics through patterning of extracellular matrix protein as guidance cues for tissue organization. Vascular muscular thin films utilized these mimics to assess functional contractility. However, the microcontact printing fabrication technique used typically incorporates hydrophobic PDMS substrates. As the tissue turns over the underlying extracellular matrix, new proteins must undergo a conformational change or denaturing in order to expose hydrophobic amino acid residues to the hydrophobic PDMS surfaces for attachment, resulting in altered matrix protein bioactivity, delamination, and death of the tissues.
Here, we present a microfluidic deposition technique for patterning of the crosslinker compound genipin. Genipin serves as an intermediary between patterned tissues and PDMS substrates, allowing cells to deposit newly-synthesized extracellular matrix protein onto a more hydrophilic surface and remain attached to the PDMS substrates. We also show that extracellular matrix proteins can be patterned directly onto deposited genipin, allowing dictation of engineered tissue structure. Tissues fabricated with this technique show high fidelity in both structural alignment and contractile function of vascular smooth muscle tissue in a vascular muscular thin film model. This technique can be extended using other cell types and provides the framework for future study of chronic tissue- and organ-level functionality.

We present a method for microfluidic deposition of patterned genipin and fibronectin on PDMS substrates, allowing extended viability of vascular smooth muscle cell-dense tissues. This tissue fabrication method is combined with previous vascular muscular thin film technology to measure vascular contractility over disease-relevant time courses.

Mikrofluidischen Genipin Abscheidetechnik für Extended Kultur von mikrostrukturierten Vascular Muscular Thin Films

The chronic nature of vascular disease progression requires the development of experimental techniques that simulate physiologic and pathologic vascular ...

Using Adhesive Patterning to Construct 3D Paper Microfluidic Devices

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol adhesive through a metal stencil, the overall amount of adhesive used in assembling paper microfluidic devices can be significantly reduced. We show on a simple 4-layer planar paper microfluidic device that the optimal adhesive application technique and device construction style depends heavily on desired performance characteristics. By moderately increasing the overall area of a device, it is possible to dramatically decrease the wicking time and increase device success rates while also reducing the amount of adhesive required to keep the device together. Such adhesive application also causes the adhesive to form semi-permanent bonds instead of permanent bonds between paper layers, enabling single-use devices to be non-destructively disassembled after use. Nonplanar 3D origami devices also benefit from the semi-permanent bonds during folding, as it reduces the likelihood that unrelated faces may accidently stick together. Like planar devices, nonplanar structures see reduced wicking times with patterned adhesive application vs uniformly applied adhesive.

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct 3D paper microfluidic devices. This method of adhesive application forms semi-permanent bonds between layers, enabling single-use devices to be non-destructively disassembled after use and to ease folding complex nonplanar structures.

Mit Adhesive Patterning 3D Paper Mikrofluidik-Vorrichtungen bauen

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol ...

A Microfluidic Platform for High-throughput Single-cell Isolation and Culture

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet high-throughput, method to perform single-cell culture experiments. Here, we report a microfluidic chip-based strategy for high-efficiency single-cell isolation (~77%) and demonstrate its capability of performing long-term single-cell culture (up to 7 d) and cellular heterogeneity analysis using clonogenic assay. These applications were demonstrated with KT98 mouse neural stem cells, and A549 and MDA-MB-435 human cancer cells. High single-cell isolation efficiency and long-term culture capability are achieved by using different sizes of microwells on the top and bottom of the microfluidic channel. The small microwell array is designed for precisely isolating single-cells, and the large microwell array is used for single-cell clonal culture in the microfluidic chip. This microfluidic platform constitutes an attractive approach for single-cell culture applications, due to its flexibility of adjustable cell culture spaces for different culture strategies, without decreasing isolation efficiency.

Here, we present a protocol for isolating and culturing single cells with a microfluidic platform, which utilizes a new microwell design concept to allow for high-efficiency single cell isolation and long-term clonal culture.

Ein Mikrofluidik-Plattform für Hochdurchsatz-Einzelzell-Isolierung und Kultur

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet ...

Rapid Subtractive Patterning of Live Cell Layers with a Microfluidic Probe

The microfluidic probe (MFP) facilitates performing local chemistry on biological substrates by confining nanoliter volumes of liquids. Using one particular implementation of the MFP, the hierarchical hydrodynamic flow confinement (hHFC), multiple liquids are simultaneously brought in contact with a substrate. Local chemical action and liquid shaping using the hHFC, is exploited to create cell patterns by locally lysing and removing cells. By utilizing the scanning ability of the MFP, user-defined patterns of cell monolayers are created. This protocol enables rapid, real-time and spatially controlled cell patterning, which can allow selective cell-cell and cell-matrix interaction studies.

We present a protocol to perform subtractive patterning of live cell monolayers on a surface. This is achieved by local and selective lysis of adherent cells using a microfluidic probe (MFP). The cell lysate retrieved from local regions can be used for downstream analysis, enabling molecular profiling studies.

Schnelle Subtraktive Patterning von Live Cell-Schichten mit einer Mikrofluidik-Probe

The microfluidic probe (MFP) facilitates performing local chemistry on biological substrates by confining nanoliter volumes of liquids. Using one ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

Mehrstufige Höhenverstellbarem Lithografie für Valved Mehrschichtige Mikrofluidiksysteme

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Large-area Scanning Probe Nanolithography Facilitated by Automated Alignment and Its Application to Substrate Fabrication for Cell Culture Studies

Scanning probe microscopy has enabled the creation of a variety of methods for the constructive (&#39;additive&#39;) top-down fabrication of nanometer-scale features. Historically, a major drawback of scanning probe lithography has been the intrinsically low throughput of single probe systems. This has been tackled by the use of arrays of multiple probes to enable increased nanolithography throughput. In order to implement such parallelized nanolithography, the accurate alignment of probe arrays with the substrate surface is vital, so that all probes make contact with the surface simultaneously when lithographic patterning begins. This protocol describes the utilization of polymer pen lithography to produce nanometer-scale features over centimeter-sized areas, facilitated by the use of an algorithm for the rapid, accurate, and automated alignment of probe arrays. Here, nanolithography of thiols on gold substrates demonstrates the generation of features with high uniformity. These patterns are then functionalized with fibronectin for use in the context of surface-directed cell morphology studies.

Here we present a protocol for wide-area scanning probe nanolithography enabled by the iterative alignment of probe arrays, as well as the utilization of lithographic patterns for cell-surface interaction studies.

Großflächige Scan Sonde Nanolithografie erleichtert durch automatische Ausrichtung und seine Anwendung auf Substrat Herstellung für Zell-Kultur-Studien

Scanning probe microscopy has enabled the creation of a variety of methods for the constructive (&#39;additive&#39;) top-down fabrication of ...

A Novel Tenorrhaphy Suture Technique with Tissue Engineered Collagen Graft to Repair Large Tendon Defects

Surgical management of large tendon defects with tendon grafts is challenging, as there are a finite number of sites where donors can be readily identified and used. Currently, this gap is filled with tendon auto-, allo-, xeno-, or artificial grafts, but clinical methods to secure them are not necessarily translatable to animals because of the scale. In order to evaluate new biomaterials or study a tendon graft made up of collagen type 1, we have developed a modified suture technique to help maintain the engineered tendon in alignment with the tendon ends. Mechanical properties of these grafts are inferior to the native tendon. To incorporate engineered tendon into clinically relevant models of loaded repair, a strategy was adopted to offload the tissue engineered tendon graft and allow for the maturation and integration of the engineered tendon in vivo until a mechanically sound neo-tendon was formed. We describe this technique using incorporation of the collagen type 1 tissue engineered tendon construct.

In this paper, we present an in vitro and in situ protocol to repair a tendon gap of up to 1.5 cm by filling it with engineered collagen graft. This was performed by developing a modified suture technique to take the mechanical load until the graft matures into the host tissue.