The authors would like to thank Professor Howard Ceri from the Biological Sciences Department of the University of Calgary for providing bacterial strains. A. Kumar acknowledges support from NSERC. T. Thundat acknowledges financial support from the Canada Excellence Research Chair (CERC) program. The authors would also like to acknowledge help from Ms. Zahra Nikakhtari for help with videography.

Führen Sie die Versuchsprotokolle hier in der unten beschriebenen Reihenfolge. Mikro Protokolle zum Erzeugen der Mikrofluid-Plattform in Schritt 1. Schritt 2 beschrieben wird die Bakterienkultur Protokoll (2) und Schritt 3 betrifft die Anordnung der Versuchsaufbau (Figur 3). Schließlich wird die tatsächliche Versuchsschritt in Schritt 4 beschrieben. 1. Chipfertigungsverfahren HINWEIS: Die richtige Sicherheitsverfahren muss für die unten beschriebenen Verfahren befolgt werden. Wenden Sie sich an den institutionellen Sicherheitsbeauftragten für Details. <ol><li> Entwerfen Sie die Maske mit einer geeigneten Software (zB L-Edit). Der Kanal-Design besteht aus einem Hauptmikrokanal mit einer Breite von 625 um. Der zentrale Bereich des Kanals enthält ein Array von Mikrostellen 50 um Durchmesser, 25 um voneinander beabstandet sind (siehe Zusatzdateien). </li><li> Drucken Sie diesen Entwurf auf Glas (5 &quot;x 5&quot; Soda-Kalk-Glas), Die eine Dicke von 0,09 &quot;hat und von etwa 70 nm dicke Schicht aus Chrom (Cr) beschichtet, mit Maskierung, um eine Fotomaske vorzubereiten. Verwenden AZ400K Entwickler für 1 min. Dann Ätzen der Cr-Schicht mit Cr-Ätzmittel für ca. 1 min mit Azeton Streifen der Resist und reinigen Sie es mit kaltem Piranha-Lösung. (H 2 SO 4 und H 2 O 2 in einem Verhältnis von 3: 1). </li><li> Photolithographie <ol><li> Reinigen Sie ein Standard-4 &quot;Silizium-Wafer chemisch mit Piranha-Lösung für 20 min. </li><li> Spülen Sie die Wafer mit DI-Wasser und trocknen. </li><li> Heizen den Wafer auf einer heißen Platte (200 ° C für 15 min). </li><li> Beschichtung der Silizium-Wafer mit Fotolack. Hier ist der positive Photoresist AZ4620 wurde auf einem Siliziumwafer für 25 Sekunden Spin-beschichtet bei 2000 UpM auf eine 12,5 um dicke Schicht zu erhalten. </li><li> Entfernen des Lösungsmittels durch alle weichen Backen der Wafer auf einer heißen Platte durch Floaten der Wafer 90 s lang bei einem Stickstoffstrom bei 100 ° C aufweist. Dann halten Sie es im Vakuum bei ter dieselbe Temperatur für 60 Sekunden. </li><li> Legen Sie die Wafer in einem dunklen Kasten für 24 Stunden zur Entwässerung. </li><li> Setzen Sie das Wafer mit UV-Licht, um die entworfenen Muster auf den Fotolack übertragen. </li><li> Tauchen Sie die Wafer in Photoresist-Entwicklerlösung (AZ400K) für 240 Sekunden. Dann spülen Sie die Wafer mit Isopropyl-Alkohol und trocknen Sie es, indem Sie in einem Strom von Stickstoffgas. </li></ol></li><li> ICP-DRIE (Induktiv gekoppeltes Plasma - Deep Reactive Ion Etching) Prozess <ol><li> Gelten DRIE Ätzen. Wählen Sie die entsprechende Ätztiefe nach Endtiefe für Gerät erforderlich (50 um in dieser Untersuchung). Photoresist wirkt als Maskierungsschicht während dieses Prozesses. </li><li> Das restliche Photolack mit Aceton und reinigen Sie den Wafer. </li></ol></li><li> PDMS (Polydimethylsiloxan) Casting <ol><li> Verwenden Trichlormethylsilan (TCMS) für Silanisierung des Silizium Master-Form. Gießen Sie 2 oder 3 Tropfen Trichlormethylsilan in einem Fläschchen und legen Sie sie in einem Exsikkator neben demSilizium Master-Form. Lassen Sie 2-3 Stunden für die Silanisierung Vorgang abgeschlossen ist. </li><li> In einem separaten Behälter, mischen die Sylgard 184 Silikonbasis mit Härter Gewichtsverhältnis von 10: 1 bis PDMS vorzubereiten. Entgasen PDMS, indem man es Bedingungen (etwa 2 h) Vakuum. </li><li> Setzen Sie den Silizium Master-Form in einer Halterung. Dann gießen Sie die PDMS auf dem Silizium-Master-Form, um die PDMS-Stempel zu bilden. Sicherzustellen, dass keine Blasen in dem PDMS bilden bei diesem Vorgang. </li><li> Heilen die PDMS für 2 Stunden bei 80 ° C. </li><li> Ziehen Sie die PDMS-Stempel von der Master-Form. Dann schneiden die PDMS-Stempel in separate Mikrochips. Schließlich verwenden einen Schneidkern, um Löcher für den Einlass (en) und Steckdose (n) zu bohren. </li></ol></li><li> Verklebung von PDMS zu Glass <ol><li> Setzen Sie das Deckglas und PDMS-Stempel Sauerstoffplasma für 30 Sekunden. Bond PDMS-Stempel auf das Deckglas. </li><li> Um eine einwandfreie Abdichtung zwischen der PDMS-Stempel und dem Deckglas zu erreichen, zu tempern das Gerät, indem es in einem Ofen bei 70 ° C für 10 min. </li&gt; </ol></li></ol> 2. Bakterienkultur HINWEIS: Das richtige Biosicherheit Protokolle müssen für die Schritte 2-4 befolgt werden. Wenden Sie sich an den institutionellen Sicherheitsbeauftragten für Details. <ol><li> Bereiten LB-Agar-Platten <ol><li> 20 g Luria-Bertani (LB)-Agar (Miller)-Pulver und 500 ml ultrareinem Wasser in einen 1-l-Kolben. Rühren, um das Pulver aufzulösen. </li><li> Sterilisieren durch Autoklavieren bei 15 psi, 121 ° C für 15 min. </li><li> Lässt man den Kolben auf 50-55 ° C auf einer Bank oder in einem Wasserbad in der Biosicherheit Haube abkühlen. </li><li> Hinzufügen des Antibiotikums Tetracyclin bis zu einer Endkonzentration von 50 ug / ml zu erreichen. Gut mischen durch Verwirbelung. </li><li> Gießen Sie die Mischung in Platten. Füllen Sie jede Platte bis 02.01 - 03.02 voll. </li><li> Flamme Luftblasen kurz zu Pop, wenn sie zu bilden. Erstarrten Luftblasen sind schwer zu Bakterienkultur über zu verbreiten. </li><li> Die Platten werden bei Raumtemperatur über Nacht abkühlen. </li><li> Wenn sie cool sind,legte Platten wieder in ihre Hülle, den Beutel, Etikett (Antibiotikum und Datum), und bei 4 ° C. HINWEIS: Decken Sie das Lager von Platten mit Alufolie als Licht deaktiviert viele Antibiotika. </li></ol></li><li> LB Broth Herstellung <ol><li> 20 g Luria Bertani (LB)-Medium (Miller) Pulver und 1 l Reinstwasser in einen Kolben. Rühren, um das Pulver aufzulösen. </li><li> Sterilisieren durch Autoklavieren bei 15 psi, 121 ° C für 15 min. </li><li> Ermöglichen Kolben auf 50-55 ° C auf einer Bank oder in einem Wasserbad in der Biosicherheit Haube abkühlen. </li><li> Hinzufügen des Antibiotikums Tetracyclin bis zu einer Endkonzentration von 50 ug / ml zu erreichen. Gut mischen durch Verwirbelung. </li><li> Wenn kühl, legen Sie die etikettierte Flasche bei 4 ° C. HINWEIS: Decken Sie die Flasche mit Alufolie als Licht deaktiviert viele Antibiotika. </li></ol></li><li> Kulturbakterien auf einer LB-Agarplatte (Dieses Protokoll verwendet Pseudomonas fluorescens) <ol><li> Nehmen Sie die bakterielle Lager aus dem Gefrierschrank (-80 °, C) und legen Sie es auf Eis. </li><li> Legen Sie die -80 ° C bakterielle Lager und eine LB-Agar-Platte in einem biologischen Sicherheits Kapuze. </li><li> Streifen der Bakterienstamm auf eine LB-Agar-Platte in einem Zickzackmuster. Decken Sie die Agar-Platte und Inkubation bei 30 ° C es über Nacht. Schließlich speichern Sie die Platte im Kühlschrank bei 4 ° C. </li></ol></li><li> Bereiten Sie die Bakterienlösung (S1) <ol><li> Gießen Sie 50 ml LB-Medium Medien zu einer autoklavierten Kolben. Führen Sie diesen Vorgang in einer biologischen Sicherheits Kapuze. </li><li> Übertragen einer einzelnen Kolonie von der LB-Agar-Platte in den Kolben. Dieser Vorgang sollte auch in einem biologischen Sicherheitshaube durchgeführt werden. </li><li> Setzen Sie den Kolben in einem Schüttelinkubator bei 30 ° C und 150 rpm für eine ausreichende Zeit (4 h). </li></ol></li><li> Bereiten Sie die verdünnte Bakterienlösung (S2) <ol><li> Pour 5 ml LB-Brühe Medien in eine sterilisierte Kunststoffrohr. </li><li> Verdünnen S1 durch Mischen mit LB-Brühe Medien. Dann, Vortex die Lösung. Verdünnen Sie die Lösung zu dem gewünschten Optikal Dichte (OD bei 600 nm = 0,1 gemessen). HINWEIS: Biofilm Experimenten typischerweise OD-Werte in diesem Bereich. </li></ol></li></ol> 3. Bereiten Sie den Versuchsaufbau <ol><li> Mit einer Pinzette verbinden flexiblen Kunststoffrohren (0,20 &quot;ID) in den Einlaß (en) und Austrittsöffnung (en) des Mikrochips. Die Einlässe und Auslässe wurden zuvor in die PDMS Abschnitt der Mikrochip (Schritt 1.5.5) gebohrt. In dieser Untersuchung Der Mikrochip besteht aus zwei Eingängen und einem Ausgang. </li><li> Füllen Spritze (n) mit Bakterienlösung (S2-Lösung) und entfernen Sie alle Luftblasen in der Spritze (n). </li><li> Verbinden Spritze Spitze (n) (30 G 0,5 &quot;stumpfe Nadel) in Einlassrohr (en). Dann schließen Austrittsrohr (en) in den Behälter zu verschwenden. </li></ol> 4. Führen Sie das Experiment <ol><li> Die Spritze (s) an der Spitze der Spritze (s). </li><li> Ort und fix Spritze (s) auf die Spritzenpumpe. Dann legen Sie den Mikrochip unter einem optischen Mikroskop mit Objektiven von Desired Vergrößerung (zB 40x). Decken den Mikrochip mit einer lebenden Zelle Kammereinrichtung, um eine konstante Temperaturumgebung für das bakterielle Wachstum (30 ° C für P. fluorescens) aufrechtzuerhalten. </li><li> Stellen Sie die Pumpe auf den gewünschten Strömungsgeschwindigkeit der Pegel (zB 10 ul / h), und initiieren Flüssigkeitspump. </li><li> Wenn Bakterien in die Kammer eingeführt wird, wird auch die Biofilmbildung initiiert. Biofilmbildung und Reifung treten typischerweise über einen Zeitraum von mehreren Stunden oder sogar Tage. Beobachten und Bilder von Biofilmwachstum durch das Mikroskop. </li></ol>

<ol>
	<li>Valiei, A., Kumar, A., Mukherjee, P. P., Liu, Y., Thundat, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+web+of+streamers:+biofilm+formation+in+a+porous+microfluidic+device.">A web of streamers: biofilm formation in a porous microfluidic device.</a> Lab Chip. 12, 5133-5137 (2012).</li><li>Costerton, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+Biofilms:+A+Common+Cause+of+Persistent+Infections.">Bacterial Biofilms: A Common Cause of Persistent Infections.</a> Science. 284, 1318-1322 (1999).</li><li>Flemming, H. C., Wingender, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+biofilm+matrix.">The biofilm matrix.</a> Nat Rev Microbiol. 8, 623-633 (2010).</li><li>Wong, G. C. L., O&#8217;Toole, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=All+together+now:+Integrating+biofilm+research+across+disciplines.">All together now: Integrating biofilm research across disciplines.</a> MRS Bulletin. 36, 339-342 (2011).</li><li>Yazdi, S., Ardekani, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+aggregation+and+biofilm+formation+in+a+vortical+flow.">Bacterial aggregation and biofilm formation in a vortical flow.</a> Biomicrofluidics. 6, 044114 (2012).</li><li>Rusconi, R., Lecuyer, S., Guglielmini, L., Stone, H. 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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biofilm+streamers+cause+catastrophic+disruption+of+flow+with+consequences+for+environmental+and+medical+systems.">Biofilm streamers cause catastrophic disruption of flow with consequences for environmental and medical systems.</a> P Natl Acad Sci USA. 110, 4345-4350 (2013).</li><li>Marty, A., Roques, C., Causserand, C., Bacchin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Formation+of+bacterial+streamers+during+filtration+in+microfluidic+systems.">Formation of bacterial streamers during filtration in microfluidic systems.</a> Biofouling. 28, 551-562 (2012).</li><li>Taherzadeh, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Computational+Study+of+the+Drag+and+Oscillatory+Movement+of+Biofilm+Streamers+in+Fast+Flows.">Computational Study of the Drag and Oscillatory Movement of Biofilm Streamers in Fast Flows.</a> Biotechnol Bioeng. 105, 600-610 (2010).</li><li>Vrouwenvelder, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+flow+regime+on+pressure+drop+increase+and+biomass+accumulation+and+morphology+in+membrane+systems.">Impact of flow regime on pressure drop increase and biomass accumulation and morphology in membrane systems.</a> Water Res. 44, 689-702 (2010).</li><li>Mitchell, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biofilm+enhanced+geologic+sequestration+of+supercritical+CO2.">Biofilm enhanced geologic sequestration of supercritical CO2.</a> International Journal of Greenhouse Gas Control. 3, 90-99 (2009).</li><li>Soleimani, S., Van Geel, P. J., Isgor, O. B., Mostafa, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+of+biological+clogging+in+unsaturated+porous+media.">Modeling of biological clogging in unsaturated porous media.</a> J Contam Hydrol. 106, 39-50 (2009).</li><li>Kumar, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscale+confinement+features+can+affect+biofilm+formation.">Microscale confinement features can affect biofilm formation.</a> Microfluid Nanofluid. 14, 895-902 (2013).</li><li>Neethirajan, S., et al., Bhushan, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Encylopedia of Nanotechnology. , (2012).</li><li>Barathi, S., Vasudevan, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utilization+of+petroleum+hydrocarbons+by+Pseudomonas+fluorescens+isolated+from+a+petroleum-contaminated+soil.">Utilization of petroleum hydrocarbons by Pseudomonas fluorescens isolated from a petroleum-contaminated soil.</a> Environ Int. 26, 413-416 (2001).</li><li>Das, S., Kumar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Formation+and+post-formation+dynamics+of+bacterial+biofilm+streamers+as+highly+viscous+liquid+jets.">Formation and post-formation dynamics of bacterial biofilm streamers as highly viscous liquid jets.</a> arXiv preprint arXiv:1312.6056. , (2013).</li><li>Shaw, T., Winston, M., Rupp, C. J., Klapper, I., Stoodley, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Commonality+of+elastic+relaxation+times+in+biofilms.">Commonality of elastic relaxation times in biofilms.</a> Phys Rev Lett. 93, (2004).</li><li>Berejnov, V., Djilali, N., Sinton, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lab-on-chip+methodologies+for+the+study+of+transport+in+porous+media:+energy+applications.">Lab-on-chip methodologies for the study of transport in porous media: energy applications.</a> Lab Chip. 8, 689-693 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Wir haben gezeigt, einen einfachen Mikrofluidik-Gerät, das poröse Medien für das Studium Biofilmentwicklung in komplexen Lebensräumen nachahmt. Es gibt mehrere wichtige Schritte, die das Ergebnis der Experimente bestimmen. Sie enthalten Gerätegeometrie. Während die Post Geometrie variieren kann, ist ausreichend Platz für porenLuftSchlangen zu bilden notwendig. Darüber hinaus Valiei et al. 1 haben gezeigt, dass Streamer Bildung nur in einer bestimmten Durchflussbereich auftritt. Bei Flussraten...

Kürzlich haben wir gezeigt, bakterielle Biofilmbildung Dynamik in einem Mikrofluidik-Vorrichtung, die porösen Medien 1 nachahmt. Bakterielle Biofilme sind im Wesentlichen Kolonien von Bakterien, die Oberfläche aggregiert von extrazellulären polymeren Substanzen (EPS) 2-4 eingeschlossen sind. Diese dünnen Schichten von Bakterien bilden können, in fast jede denkbare Nische, die von glatten Oberflächen auf die viel komplexer Lebensraum von porösen Medien. Valiei et al. 1 verwendet eine Mikrofluidik-Vorrichtung mit einem Array von Mikrosäulen, um eine poröse Struktur zu simulieren und Medien untersucht Biofilmbildung bei dieser Vorrichtung als eine Funktion der Fluidströmungsrate. Sie fanden, dass in einer bestimmten Strömungsregime begann Faden Biofilme als Luftschlangen bekannt, zwischen verschiedenen Säulen entstehen. Schlangen können sich in einem angebunden werden, oder an beiden Enden an festen Oberflächen, aber der Rest der Struktur ist in Flüssigkeit suspendiert. Streamer Bildung beginnt in der Regel nach einer ersten Schicht von Biofilm gebildet hat sein Format undIonen können die langfristige Entwicklung der Biofilm in solchen komplexen Lebensräume diktieren. Vor kurzem haben mehrere Forscher die Dynamik der Streamer Bildung untersucht. Yazdi et al. 5 zeigte, dass die Luftschlangen können in Wirbelströme aus einer oszillierenden Blase Ursprung zu bilden. In einem anderen Experiment Rusconi et al. 6 untersucht die Wirkung der Kanalkrümmung und Kanalgeometrie auf die Bildung von Streamern. Sie fanden heraus, dass die Luftschlangen in gekrümmten Abschnitten von Mikrokanälen zu bilden, und Streamer Morphologie an Beweglichkeit zusammen. Neuere Forschungen haben gezeigt, dass Luftschlangen können weitreichende Auswirkungen in verschiedenen natürlichen und künstlichen Szenarien haben, wie sie als Vorläufer zur Bildung von reifen Strukturen in porösen Schnittstellen fungieren können, führen zu schnellen und katastrophalen Biofilm Proliferation in einer biomedizinischen Systemen und auch zu erheblichen Fluss Struktur-Wechselwirkungen, etc 1,7-9. Luftschlangen bilden Biofilm ich oftn komplexen Lebensräumen wie poröse Medien. Verständnis Biofilmwachstum in porösen Medien-Umgebung relevant zu mehreren ökologischen und industriellen Prozessen wie der biologischen Abwasserbehandlung 10, die Aufrechterhaltung Bohrloch Integrität in Situationen, wie beispielsweise CO 2 Erfassung 11 und ein Verstopfen der Poren im Boden 12. Beobachten Biofilmbildung in solchen komplexen Lebensräumen oft schwierig sein, aufgrund der Opazität des porösen Mediums. In solchen Situationen können Mikrofluidik basierend porösen Medien Plattformen sehr vorteilhaft erweisen, da sie in Echtzeit und in situ-Überwachung zu ermöglichen. Ein weiterer Vorteil der Mikrofluidik ist die Möglichkeit, mehrere Bioreaktoren auf einem Bio-Mikrofluidik-Plattform zu bauen und gleichzeitig ermöglichen die Online-Überwachung und / oder Einbau von Sensoren. Die Flexibilität, mehrere Laborversuche in einem Gerät und die Fähigkeit, signifikante relevanten Daten für eine präzise statistische Analyse zu sammeln implementieren ist ein wichtiger advantage von mikrofluidischen Systemen 13,14. In Zusammenhang mit der obigen Diskussion würde das Verständnis Streamer Bildung Dynamik in einem porösen Medium Umgebung vorteilhaft, mehrere Anwendungen. In dieser Studie, entwickeln wir das Protokoll für die Untersuchung von Streamer-Bildung in einem Gerät, das imitiert porösen Medien. Herstellung von mikrofluidischen Plattform, sind notwendige Schritte für die Zellkultur und Experimente beschrieben. In unseren Experimenten wurde die Wildtyp-Bakterienstamm Pseudomonas fluorescens beschäftigt. P. fluorescens, natürlich im Boden gefunden, spielt eine Schlüsselrolle bei der Aufrechterhaltung der Bodenökologie 15. Der Bakterienstamm eingesetzt worden gentechnisch verändert, um das grün fluoreszierende Protein (GFP) exprimieren konstitutiv.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1038">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:255px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:339px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">Flourescent Microscope</td>
			<td style="width:255px;">Nikon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">LB agar</td>
			<td style="width:255px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">BP1425-500</td>
			<td>suspend 40 g in 1 L of purified water</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">LB broth</td>
			<td style="width:255px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">BP1427-500</td>
			<td>suspend 20 g in 1 L of purified water</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">Biosafety hood</td>
			<td style="width:255px;">Microzone corporation</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">Petri-dish</td>
			<td style="width:255px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">875712</td>
			<td>sterile 100mmx15mm polystyrene petri dish</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:325px;">Incubator shaker</td>
			<td>New Brunswick Scientific</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:339px;">Excella E24incubator shaker series</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">50 mL sterilized centrifuge tube</td>
			<td style="width:255px;">Corning</td>
			<td style="width:119px;">430828</td>
			<td>Polypropylene Rnase-/Dnase-free</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">Tetracycline free base</td>
			<td style="width:255px;">MP Biomedicals</td>
			<td style="width:119px;">103012</td>
			<td>50 ug/mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">SYLGARD 184 silicone</td>
			<td style="width:255px;">Dow Corning Corporation</td>
			<td style="width:119px;">68037-59-2</td>
			<td>Elastomer Base and curing agent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">Positive photoresist (AZ4620)</td>
			<td style="width:255px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:325px;">Plastic tube</td>
			<td style="width:255px;">Cole- Parmer</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

protocol for biofilm streamer formation in a microfluidic device with micro-pillars

Verschiedene Bakterienarten besitzen die Fähigkeit, an Oberflächen anzubringen und zu kolonisieren sie in Form von dünnen Filmen als Biofilme bezeichnet. Biofilme, die in porösen Medien wachsen relevant sind mehrere Industrie-und Umweltprozesse, wie die Abwasserbehandlung und die CO 2-Sequestrierung. Wir verwendeten Pseudomonas fluorescens, ein gram-negatives Bakterium Aerobic, um die Biofilmbildung in einem mikrofluidischen Gerät, ahmt porösen Medien zu untersuchen. Mikrofluidik-Vorrichtung besteht aus einem Array von Mikrostellen, die unter Verwendung von Soft-Lithographie hergestellt wurden. Anschließend Biofilmbildung in diesen Geräten mit Fluss wurde untersucht, und wir zeigen die Bildung von Biofilmen als Fadenluftschlangen in unserem Gerät bekannt. Die detaillierten Protokolle für die Herstellung und Montage der Mikrofluidvorrichtung sind hier zusammen mit den Bakterienkulturprotokolle bereitgestellt. Detaillierte Verfahren für Experimente mit der mikrofluidischen Vorrichtung sind auch zusammen mit Vertreter vorgestelltErgebnisse.

Unter Verwendung des oben erwähnten Mikro Protokoll wurde eine PDMS basierend mikrofluidischen Vorrichtung konstruiert. 1 zeigt die rasterelektronenmikroskopische (REM) Aufnahmen der PDMS-Gerät. 1A zeigt die Eingangsabschnitt der Vorrichtung. Ein gabelförmigen Eingang wird erstellt, um Druckkopf über das Gerät auszugleichen. Weitere REM-Aufnahmen zeigten auch, dass die Säulenwände fast senkrecht (Abbildung 1b). Die kultivierten Bakterienlösung (2)</stron...

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Protocol for Biofilm Streamer Formation in a Microfluidic Device with Micro-pillars

Protocols for the study of biofilm formation in a microfluidic device that mimics porous media are discussed. The microfluidic device consists of an array of micro-pillars and biofilm formation by Pseudomonas fluorescens in this device is investigated.

Protokoll für Biofilm Streamer Formation in einem Mikrofluidik-Gerät mit Micro-Säulen

Several bacterial species possess the ability to attach to surfaces and colonize them in the form of thin films called biofilms. Biofilms that grow in ...

protocol-for-biofilm-streamer-formation-microfluidic-device-with

Research

JoVE Journal

Bioengineering

12.1K Aufrufe.  University of Alberta. Protocols for the study of biofilm formation in a microfluidic device that mimics porous media are discussed. The microfluidic device consists of an array of micro-pillars and biofilm formation by Pseudomonas fluorescens in this device is investigated. 

Serie: Protocol for Biofilm Streamer Formation in a Microfluidic Device with Micro-pillars

Microfluidic Device for Recreating a Tumor Microenvironment in Vitro

We have developed a microfluidic device that mimics the delivery and systemic clearance of drugs to heterogeneous three-dimensional tumor tissues in vitro. Nutrients delivered by vasculature fail to reach all parts of tumors, giving rise to heterogeneous microenvironments consisting of viable, quiescent and necrotic cell types. Many cancer drugs fail to effectively penetrate and treat all types of cells because of this heterogeneity. Monolayers of cancer cells do not mimic this heterogeneity, making it difficult to test cancer drugs with a suitable in vitro model. Our microfluidic devices were fabricated out of PDMS using soft lithography. Multicellular tumor spheroids, formed by the hanging drop method, were inserted and constrained into rectangular chambers on the device and maintained with continuous medium perfusion on one side. The rectangular shape of chambers on the device created linear gradients within tissue. Fluorescent stains were used to quantify the variability in apoptosis within tissue. Tumors on the device were treated with the fluorescent chemotherapeutic drug doxorubicin, time-lapse microscopy was used to monitor its diffusion into tissue, and the effective diffusion coefficient was estimated. The hanging drop method allowed quick formation of uniform spheroids from several cancer cell lines. The device enabled growth of spheroids for up to 3 days. Cells in proximity of flowing medium were minimally apoptotic and those far from the channel were more apoptotic, thereby accurately mimicking regions in tumors adjacent to blood vessels. The estimated value of the doxorubicin diffusion coefficient agreed with a previously reported value in human breast cancer. Because the penetration and retention of drugs in solid tumors affects their efficacy, we believe that this device is an important tool in understanding the behavior of drugs, and developing new cancer therapeutics.

Microfluidic Device for Recreating a Tumor Microenvironment in Vitro

We present the procedure for fabrication and operation of a microfluidic device that recreates heterogeneous tumor microenvironments in vitro. The variability in apoptosis within tumor tissue was quantified using fluorescent stains and the effective diffusion coefficient of the chemotherapeutic drug doxorubicin into tumor tissue was evaluated.

Mikrofluidik-Vorrichtung für die Neuerstellung eines Tumor-Mikroumgebung<em&gt; In Vitro</em

We have developed a microfluidic device that mimics the delivery and systemic clearance of drugs to heterogeneous three-dimensional tumor tissues in ...

Forschung

Biotechnik

A Microfluidic Device for Studying Multiple Distinct Strains

The study of cell responses to environmental changes poses many experimental challenges: cells need to be imaged under changing conditions, often in a comparative manner. Multiwell plates are routinely used to compare many different strains or cell lines, but allow limited control over the environment dynamics. Microfluidic devices, on the other hand, allow exquisite dynamic control over the surrounding conditions, but it is challenging to image and distinguish more than a few strains in them. Here we describe a method to easily and rapidly manufacture a microfluidic device capable of applying dynamically changing conditions to multiple distinct yeast strains in one channel. The device is designed and manufactured by simple means without the need for soft lithography. It is composed of a Y-shaped flow channel attached to a second layer harboring microwells. The strains are placed in separate microwells, and imaged under the exact same dynamic conditions. We demonstrate the use of the device for measuring protein localization responses to pulses of nutrient changes in different yeast strains.

We present a simple method to produce microfluidic devices capable of applying similar dynamic conditions to multiple distinct strains, without the need for a clean room or soft lithography.

Einer mikrofluidischen Vorrichtung für ein Studium mehrere verschiedene Stämme

The study of cell responses to environmental changes poses many experimental challenges: cells need to be imaged under changing conditions, often in a ...

Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and used to dictate the shape as well as the diameter of a core stream.&#160;Grooves in the top and bottom of a microfluidic channel were designed to direct the sheath fluid and shape the core fluid.&#160;By matching the viscosity and hydrophilicity of the sheath and core fluids, the interfacial effects are minimized and complex fluid shapes can be formed.&#160;Controlling the relative flow rates of the sheath and core fluids determines the cross-sectional area of the core fluid.&#160;Fibers have been produced with sizes ranging from 300 nm to ~1 mm, and fiber cross-sections can be round, flat, square, or complex as in the case with double anchor fibers. Polymerization of the core fluid downstream from the shaping region solidifies the fibers.&#160;Photoinitiated click chemistries are well suited for rapid polymerization of the core fluid by irradiation with ultraviolet light.&#160;Fibers with a wide variety of shapes have been produced from a list of polymers including liquid crystals, poly(methylmethacrylate), thiol-ene and thiol-yne resins, polyethylene glycol, and hydrogel derivatives. Minimal shear during the shaping process and mild polymerization conditions also makes the fabrication process well suited for encapsulation of cells and other biological components.

Two adjacent fluids passing through a grooved microfluidic channel can be directed to form a sheath around a prepolymer core; thereby&#160;determining both shape and cross-section. Photoinitiated polymerization, such as thiol click chemistry, is well suited for rapidly solidifying the core fluid into a microfiber with predetermined size and shape.

Mikrofluidische Herstellung von Polymer- und Biohybridfasern mit vorgefertigter Größe und Form

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and ...

Analyzing Mixing Inhomogeneity in a Microfluidic Device by Microscale Schlieren Technique

In this paper, we introduce the use of microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. The microscale schlieren system is constructed from a Hoffman modulation contrast microscope, which provides easy access to the rear focal plane of the objective lens, by removing the slit plate and replacing the modulator with a knife-edge. The working principle of microscale schlieren technique relies on detecting light deflection caused by variation of refractive index1-3. The deflected light either escapes or is obstructed by the knife-edge to produce a bright or a dark band, respectively. If the refractive index of the mixture varies linearly with its composition, the local change in light intensity in the image plane is proportional to the concentration gradient normal to the optical axis. The micro-schlieren image gives a two-dimensional projection of the disturbed light produced by three-dimensional inhomogeneity.
To accomplish quantitative analysis, we describe a calibration procedure that mixes two fluids in a T-microchannel. We carry out a numerical simulation to obtain the concentration gradient in the T-microchannel that correlates closely with the corresponding micro-schlieren image. By comparison, a relationship between the grayscale readouts of the micro-schlieren image and the concentration gradients presented in a microfluidic device is established. Using this relationship, we are able to analyze the mixing inhomogeneity from associate micro-schlieren image and demonstrate the capability of microscale schlieren technique with measurements in a microfluidic oscillator4. For optically transparent fluids, microscale schlieren technique is an attractive diagnostic tool to provide instantaneous full-field information that retains the three-dimensional features of the mixing process.

Herein, we describe a procedure that employs microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. Through calibration, distribution of concentration gradient can be derived from the micro-schlieren image.

Analyse von Misch Inhomogenität in einer mikrofluidischen Vorrichtung von Microscale Schlieren Technik

In this paper, we introduce the use of microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. The microscale schlieren ...

Co-culture of Living Microbiome with Microengineered Human Intestinal Villi in a Gut-on-a-Chip Microfluidic Device

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human gut-on-a-chip microphysiological device. We recapitulate the intestinal lumen-capillary tissue interface in a microfluidic device, where physiological mechanical deformations and fluid shear flow are constantly applied to mimic peristalsis. In the lumen microchannel, human intestinal epithelial Caco-2 cells are cultured to form a &#39;germ-free&#39; villus epithelium and regenerate small intestinal villi. Pre-cultured microbial cells are inoculated into the lumen side to establish a host-microbe ecosystem. After microbial cells adhere to the apical surface of the villi, fluid flow and mechanical deformations are resumed to produce a steady-state microenvironment in which fresh culture medium is constantly supplied and unbound bacteria (as well as bacterial wastes) are continuously removed. After extended co-culture from days to weeks, multiple microcolonies are found to be randomly located between the villi, and both microbial and epithelial cells remain viable and functional for at least one week in culture. Our co-culture protocol can be adapted to provide a versatile platform for other host-microbiome ecosystems that can be found in various human organs, which may facilitate in vitro study of the role of human microbiome in orchestrating health and disease.

We describe an in vitro protocol to co-culture gut microbiome and intestinal villi for an extended period using a human gut-on-a-chip microphysiological system.

Co-Kultur des Lebens Microbiome mit mikro humanen intestinalen Villi in ein Gut-on-a-Chip-Mikrofluidik-Vorrichtung

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human ...

Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the spheroid cultures, a perfusable vascular network in the spheroids remains a critical challenge for long-term culture required to maintain and develop their functions, such as protein expressions and morphogenesis. The protocol presents a novel method to integrate a perfusable vascular network within the spheroid in a microfluidic device. To induce a perfusable vascular network in the spheroid, angiogenic sprouts connected to microchannels were guided to the spheroid by utilizing angiogenic factors from human lung fibroblasts cultured in the spheroid. The angiogenic sprouts reached the spheroid, merged with the endothelial cells co-cultured in the spheroid, and formed a continuous vascular network. The vascular network could perfuse the interior of the spheroid without any leakage. The constructed vascular network may be further used as a route for supply of nutrients and removal of waste products, mimicking blood circulation in vivo. The method provides a new platform in spheroid culture toward better recapitulation of living tissues.

The protocol describes how to engineer a perfusable vascular network in a spheroid. The spheroid's surrounding microenvironment is devised to induce angiogenesis and connect the spheroid to the microchannels in a microfluidic device. The method allows the perfusion of the spheroid, which is a long-awaited technique in three-dimensional cultures.

Perfusable vaskuläre Netzwerk mit einem Gewebe-Modell in einem mikrofluidischen Gerät

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the ...

A Microfluidic Platform for Stimulating Chondrocytes with Dynamic Compression

Mechanical stimuli are known to modulate biological functions of cells and tissues. Recent studies have suggested that compressive stress alters growth plate cartilage architecture and results in growth modulation of long bones of children. To determine the role of compressive stress in bone growth, we created a microfluidic device actuated by pneumatic pressure, to dynamically (or statically) compress growth plate chondrocytes embedded in alginate hydrogel cylinders. In this article, we describe detailed methods for fabricating and characterizing this device. The advantages of our protocol are: 1) Five different magnitudes of compressive stress can be generated on five technical replicates in a single platform, 2) It is easy to visualize cell morphology via a conventional light microscope, 3) Cells can be rapidly isolated from the device after compression to facilitate downstream assays, and 4) The platform can be applied to study mechanobiology of any cell type that can grow in hydrogels.

This article provides detailed methods for fabricating and characterizing a pneumatically actuating microfluidic device for chondrocyte compression.

Eine mikrofluidische Plattform zur Stimulierung von Chondrozyten mit dynamischer Kompression

Mechanical stimuli are known to modulate biological functions of cells and tissues. Recent studies have suggested that compressive stress alters growth ...

Establishing Single-Cell Based Co-Cultures in a Deterministic Manner with a Microfluidic Chip

Cell co-culture assays have been widely used for studying cell-cell interactions between different cell types to better understand the biology of diseases including cancer. However, it is challenging to clarify the complex mechanism of intercellular interactions in highly heterogeneous cell populations using conventional co-culture systems because the heterogeneity of the cell subpopulation is obscured by the average values; the conventional co-culture systems can only be used to describe the population signal, but are incapable of tracking individual cells behavior. Furthermore, conventional single-cell experimental methods have low efficiency in cell manipulation because of the Poisson distribution. Microfabricated devices are an emerging technology for single-cell studies because they can accurately manipulate single cells at high-throughput and can reduce sample and reagent consumption. Here, we describe the concept and application of a microfluidic chip for multiple single-cell co-cultures. The chip can efficiently capture multiple types of single cells in a culture chamber (~46%) and has a sufficient culture space useful to study the cells&#39; behavior (e.g., migration, proliferation, etc.) under cell-cell interaction at the single-cell level. Lymphatic endothelial cells and oral squamous cell carcinoma were used to perform a single-cell co-culture experiment on the microfluidic platform for live multiple single-cell interaction studies.

This report describes a microfluidic chip-based method to set up a single cell culture experiment in which high-efficiency pairing and microscopic analysis of multiple single cells can be achieved.

Etablierung von Single-Cell-basierten Kokulturen auf deterministischem Weg mit einem mikrofluidischen Chip

Cell co-culture assays have been widely used for studying cell-cell interactions between different cell types to better understand the biology of diseases ...

Generation of Dynamical Environmental Conditions using a High-Throughput Microfluidic Device

Mimicking in vivo environmental conditions is crucial for in vitro studies on complex life machinery. However, current techniques targeting live cells and organs are either highly expensive, like robotics, or lack nanoliter volume and millisecond time accuracy in liquid manipulation. We herein present the design and fabrication of a microfluidic system, which consists of 1,500 culture units, an array of enhanced peristaltic pumps and an on-site mixing modulus. To demonstrate the capacities of the microfluidic device, neural stem cell (NSC) spheres are maintained in the proposed system. We observed that when the NSC sphere is exposed to CXCL in day 1 and EGF in day 2, the round-shaped conformation is well maintained. Variation in the input order of 6 drugs causes morphological changes to the NSC sphere and the expression level representative marker for NSC stemness (i.e., Hes5 and Dcx). These results indicate that dynamic and complex environmental conditions have great effects on NSC differentiation and self-renewal, and the proposed microfluidic device is a suitable platform for high throughput studies on the complex life machinery.

We present a microfluidic system for high throughput studies on complex life machinery, which consists of 1500 culture units, an array of enhanced peristaltic pumps and an on-site mixing modulus. The microfluidic chip allows for the analysis of the highly complex and dynamic micro-environmental conditions in vivo.

Erzeugung dynamischer Umgebungsbedingungen mit einem hochdurchsatzstarken mikrofluidischen Gerät

Mimicking in vivo environmental conditions is crucial for in vitro studies on complex life machinery. However, current techniques targeting live cells and ...

Aufbau einer mikrofluidischen Vorrichtung zur kombinatorischen Steckerherstellung

Bilayer Microfluidic Device for Combinatorial Plug Production

Droplet microfluidics is a versatile tool that allows the execution of a large number of reactions in chemically distinct nanoliter compartments. Such systems have been used to encapsulate a variety of biochemical reactions - from incubation of single cells to implementation of PCR reactions, from genomics to chemical synthesis. Coupling the microfluidic channels with regulatory valves allows control over their opening and closing, thereby enabling the rapid production of large-scale combinatorial libraries consisting of a population of droplets with unique compositions. In this paper, protocols for the fabrication and operation of a pressure-driven, PDMS-based bilayer microfluidic device that can be utilized to generate combinatorial libraries of water-in-oil emulsions called plugs are presented. By incorporating software programs and microfluidic hardware, the flow of desired fluids in the device can be controlled and manipulated to generate combinatorial plug libraries and to control the composition and quantity of constituent plug populations. These protocols will expedite the process of generating combinatorial screens, particularly to study drug response in cells from cancer patient biopsies.

Autor im Rampenlicht: Integration von computergestützten und experimentellen Ansätzen in der Präzisionsonkologie

The fabrication of a polydimethylsiloxane (PDMS)-based bilayer device for the production of combinatorial libraries in water-in-oil emulsions (plugs) is presented here. The necessary hardware and software required to automate plug production are detailed in the protocol, and the production of a quantitative library of fluorescent plugs is also demonstrated.

Zweischichtiges mikrofluidisches Gerät für die kombinatorische Steckerproduktion

Droplet microfluidics is a versatile tool that allows the execution of a large number of reactions in chemically distinct nanoliter compartments. Such ...