This project was supported by grants NIH NIGMS 8P41 GM103540-28 and P50-GM076516

1. Probenvorbereitung <ol><li> Aufrechterhaltung CHOK1-Zellen in Gewebekulturflaschen mit DMEM mit 10% fötalem Rinderserum und 100 IU / ml Penicillin 50 ug / ml Streptomycin ergänzt. Die Zellen in einem 5% CO 2 befeuchteten Inkubator bei 37 ° C aufweist. </li><li> Ernte und dann die Platte CHOK1 Zellen auf einem 14 mm Durchmesser Mikro gut mit einer Oberfläche Dicke von 0,16 mm. Samenzellen für eine optimale Dichte für die Bildgebung, etwa 60-70% Konfluenz. </li><li> Zellen bei 37 ° C über Nacht inkubieren, 5% CO 2. In HBSS (Hank Kochsalzlösung), waschen die Zellen dreimal, und Inkubation Zellen in einer Lösung, die 50 nM Lysotracker DND26 grün und 150 nm von Tubulin-Tracker grün. Zellen Inkubation für 1 h bei 37 ° C aufweist. Optionaler Schritt: Vor der Inkubation, führen Sie eine zusätzliche Fleck mit einem mitochondrialen Matrix Färbung Farbstoff (25 nM). </li><li> Waschen Sie die Zellen dreimal in HBSS um ungebundenen Farbstoff zu entfernen. Fügen Sie frisches DMEM Wachstumsmedium vor der IMAGing die Zellen. </li></ol> 2. Mikroskop Konfigurationen Das Mikroskop für die in der Video-Protokoll beschrieben Partikelverfolgung auf dem Rahmen eines im Handel erhältlichen Umkehrmikroskop (4) zusammengebaut. Allerdings kommerziellen Module für 3D-Orbitalpartikelverfolgung sind jetzt verfügbar. <ol><li> Verwenden Sie ein Coherent Chameleon Ultra II-Ti: Sa Femtosekunden-Laseranregungslichtquelle, mit einer abstimmbaren Ausgangswellenlängenbereich zwischen 690 nm-1040 nm auf. </li><li> Sicherzustellen, dass der Laserstrahl in der hinteren Öffnung des Mikroskops unter Verwendung von IR-beschichtete Spiegel ausgerichtet ist. Der Laserstrahl wird mittels eines rotierenden Halbwellenplatte, gefolgt von einem linearen Polarisator Calcit gedämpft. Dämpfen den Strahl, so dass die mittlere Leistung an der Probe zwischen 0,5 und 2 mW. HINWEIS: Der Laserstrahl wird durch ein Paar von Galvanometer-Stellspiegeln, die Motorsteuerung der Position und der Trajektorie des fokussierten Strahls in der Probenebene reflektierte ermöglichen. In einetypische Konfiguration der kollimierte Laserstrahl-Austritts der Galvanometerspiegel expandiert (10x), die durch einen Strahlexpander, bevor sie in die Rückseite des Mikroskopobjektiv nach Reflexion am Kurzpass dichroitischer Spiegel. </li><li> Sammeln Sie das Fluoreszenzlicht aus der Probe, indem eine hohe numerische Apertur Wasser Objektiv (60x, NA 1.2) in den Strahlengang. Wähle ein Fluoreszenzfilterwürfel gemäß den gewünschten Emissionswellenlängen in einer oder beiden Kanalkonfiguration. Beschäftigen Emissionsbandpassfilter weiter wählen den Spektralbereich der emittierten Fluoreszenz. </li><li> Legen Sie die Probe auf einen motorisierten Tisch, und stellen Sie die Feinbewegung des Mikroskopobjektivs mit Hilfe einer objektiven Piezo-Controller. </li><li> Lenken das Licht von der Filterwürfel in Photovervielfacherröhren, wo das Signal diskriminiert und in ein digitales I / O-Datenerfassungskarte gesendet. HINWEIS: Computer erzeugten Wellenformen sind das analoge Ausgangssignal des I / O-Karte und provided den Scanner Steuerelektronik. Die Photonenzählung Eingabe von den Photomultipliern und das Ausgangssignal an den Scanner gemessen und über die I / O-Karte durch das Labor für Fluoreszenzdynamik SimFCS Software gesteuert. </li></ol> 3. Imaging <ol><li> Positionieren Sie die Zellen, die auf der Bühne und konzentrieren sich mit Durchlichtbeleuchtung. </li><li> Wechseln Sie zu Raster-Scan-Bildgebung, um die Zellen, die den Farbstoff aufgenommen haben zu identifizieren und die zugrunde liegenden Mikrotubuli zu visualisieren. Identifizieren Sie die erste Bereich, in dem Vesikel Bewegung vorhanden ist. </li><li> Sobald eine isolierte Vesikel identifiziert wird, legen Sie die folgenden Parameter für die Orbitalverfolgung: <ol><li> Wählen des Radius der Umlaufbahn, um die Größe der Kreisabtastung entsprechend der Größe der Teilchen verfolgt definieren. Für einen Punkt Emitter, stellen Sie den Radius der Umlaufbahn gleich der Taille des Point Spread Function (PSF) der Anregungsstrahl, um die Empfindlichkeit und Reaktion zu maximieren. </li><li> Stellen Sie die axialeAbstand zu dem Abstand zwischen den beiden Bahnen, die ausgeführt werden, um die Partikelposition in der axialen Richtung zu lokalisieren definieren. Stellen Sie den axialen Abstand zu 1,5-3 mal der PSF Taille. </li><li> Definieren Sie die Verweildauer je nach der Helligkeit des Teilchens, die Zeit auf jedem Punkt der Umlaufbahn, die auch die Foto-Bleichrate bestimmen verbrachte eingestellt. Verwenden Sie eine Verweildauer zwischen 10-100 us. </li><li> Die Anzahl der Punkte in jeder Umlaufbahn auf 64 oder 128 in den Orbit Perioden in der Größenordnung von 4-32 ms ergeben und bieten eine hohe zeitliche Auflösung für die Bestimmung der Partikelposition. </li></ol></li><li> Ändern des Gleichstromoffsetsignals an den Spiegel, um den Strahl auf den Teilchen durch die grafische Benutzerschnittstelle über eine Cursor-Auswahl in dem gerasterten Bild Zentrum geschickt. </li><li> Beginnen Tracking durch Umschalten des Mikroskop-Modus von Rasterbildern wird Orbital Scannen. </li><li> Aktivieren Sie die Feedback-und Datenerfassung. </li></ol> 4. Trajectcher Analyse <ol><li> Verwenden Sie die Software, um die an jedem Punkt entlang der Bahn und zu jedem Zeitpunkt in der Form einer &quot;Intensität Teppich &#39;gesammelt Fluoreszenz anzuzeigen. Die entlang der Teppich gesammelt Intensität Informationen über die Wechselwirkung des Teilchens mit anderen hellen Objekten. Die Software verwenden, um sowohl das Bahninformationen (über die Zeit der x, y-Scanner und der z -piezo dh die Verschiebung DC) als auch die Fluoreszenzintensität in Form von Zeitreihen von der Fotovervielfacherröhre über die Zeit gesammelt wurden. </li><li> Nutzen Sie die Zeit und die Reihendarstellung &#39;Intensität Teppich&#39; Informationen, die nur eine Region von Interesse in der Flugbahn zu wählen. </li><li> Verwenden Sie die Software, um eine 2D-Projektion des ausgewählten Teil der Partikelflugbahn an. Wählen Sie die entsprechenden Kontrollen Farbcode die Flugbahn nach der Partikelfluoreszenzintensität. </li><li> Wählen Sie die Option, um die p angezeigtArtikel Bahn in 3D, und Farbcode es nach der Fluoreszenzintensität. Drehen Sie die Flugbahn in 3D über die Steuerelemente, um die Funktionen des Lysosom Bewegung entlang der Mikrotubuli zu visualisieren. </li></ol>

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	<li>So, P. T., Dong, C. Y., Masters, B. R., Berland, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+photon+excitation+fluorescence+microscopy.">Two photon excitation fluorescence microscopy.</a> Annu Rev Biomed Eng. 2, 399-429 (2000).</li><li>Dupont, A., Lamb, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanoscale+three+dimensional+single+particle+tracking.">Nanoscale three dimensional single particle tracking.</a> Nanoscale. 3, 4532-4541 (2011).</li><li>Estrada, L. C., Gratton, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+nanometer+images+of+biological+fibers+by+directed+motion+of+gold+nanoparticles.">3D nanometer images of biological fibers by directed motion of gold nanoparticles.</a> Nano Lett. 11, 4656-4660 (2011).</li><li>Kis-Petikova, K., Gratton, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distance+measurement+by+circular+scanning+of+the+excitation+beam+in+the+two+photon+microscope.">Distance measurement by circular scanning of the excitation beam in the two photon microscope.</a> Microscopy Research and Technique. 63, 34-49 (2004).</li><li>Levi, V., Ruan, Q., Gratton, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3+D+particle+tracking+in+a+two+photon+microscope+application+to+the+study+of+molecular+dynamics+in+cells.">3 D particle tracking in a two photon microscope application to the study of molecular dynamics in cells.</a> Biophys J. 88, 2919-2928 (2005).</li><li>Lund, F. 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S., Gratton, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+particle+tracking+on+the+two+photon+microscope.">3D particle tracking on the two photon microscope.</a> Multiphoton Microscopy in the Biomedical Sciences. 2, 247-258 (2001).</li><li>Konig, K., So, P. T. C., Mantulin, W. W., Gratton, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+response+to+near-infrared+femtosecond+laser+pulses+in+two+photon+microscopes.">Cellular response to near-infrared femtosecond laser pulses in two photon microscopes.</a> Optics Letters. 22, 135-136 (1997).</li><li>Caviston, J. P., Holzbaur, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microtubule+motors+at+the+intersection+of+trafficking+and+transport.">Microtubule motors at the intersection of trafficking and transport.</a> Trends Cell Biol. 16, 530-537 (2006).</li><li>Cardarelli, F., Lanzano, L., Gratton, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capturing+directed+molecular+motion+in+the+nuclear+pore+complex+of+live+cells.">Capturing directed molecular motion in the nuclear pore complex of live cells.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109, 9863-9868 (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Trotz der enormen Fortschritte der Fluoreszenzmikroskopie-Techniken und Instrumente in den letzten Jahren erreichen Bahnen der fluoreszierenden Teilchen in drei Dimensionen mit einer hohen zeitlichen Auflösung ist eine Herausforderung im Bereich geblieben. Wenn hohe zeitliche Auflösung wurde Tracking Teilchen in zwei Dimensionen erreicht, die Erweiterung zu der axialen Richtung führt typischerweise zu einer drastischen Reduktion der Frequenzgang des Systems 10. In diesem Video-...

Zahlreiche Ansätze sind bisher entwickelt worden, um fluoreszierende Partikel in drei Dimensionen unter Verwendung eines Mikroskops zu verfolgen. Die meisten Ansätze beruhen auf der Verwendung von schnellen Kameras ideal geeignet, um in zwei Dimensionen, die typischerweise mit individuellen Änderungen der Emissionsoptik des Mikroskops kombiniert Verfolgung in axialer Richtung zu erreichen verfolgen. Laser-Scanning-Mikroskop (entweder konfokale oder zwei Photonen) üblicherweise eine Leuchtstoffpartikel durch Ausführen einer zeitlichen Abfolge von Z-Stapeln zu verfolgen, wobei dieses Verfahren typischerweise zeitaufwendig und liefert angemessene zeitliche Auflösung (10 Hz), wenn das Teilchen verfolgt wird in der Mitte eines kleinen Rasterabbildungsbereich durch eine aktive Rückkopplungsmechanismus 2 gehalten. Die Idee der Verriegelungs, um die Partikel der Boden der Orbitalverfolgungsverfahren. Anstelle von einer Rasterabtastung einer Kreisbahn um den fluoreszierenden Teilchen durchgeführt. Die Intensität der Fluoreszenz entlangdie Umlaufbahn genau lokalisiert die Partikelposition 4. Die lokalisierte Position des Partikels kann dann verwendet werden, um die Mikroskopscanner und Wieder Zentrum der Umlaufbahn von der Partikelposition zu betätigen. Die Galvanometer-Scannern des Mikroskops durch eine analoge Spannung angetrieben. Die Wechselstromkomponente dieser Spannung ermöglicht die Durchführung einer Umlaufbahn mit dem fokussierten Laserstrahl, dh einer Sinus und einer zur X und Y Scanspiegel angewendet wird es Durchführen einer kreisförmigen Umlaufbahn Kosinuswelle. Der Gleichstrom-Offset des Signals erleichtert das Ändern der Position der Bahn entfernt. Sobald eine Umlaufdauer bestimmt wird und die Wellenform des Wechselspannungssignals konfiguriert ist, muss das Rückführsystem, um nur die DC-Komponente des Signals zu aktualisieren. Eine Software in der Lage, die von den Detektoren gesammelten Fluoreszenzsignal ausgelesen wird benötigt, um die Scanner und den Detektoren zu steuern, um die Position des Teilchens zu berechnen und zu aktualisieren, die DC ausgesetzt. Für eine erfolgreiche Rückmeldung Abbilden einer sorgfältigen Auswahl der Bahndaten (Größe und Timing) erforderlich ist, und diese Parameter auf der Basis der Eigenschaften der Leuchtstoffpartikel, die es notwendig, zu verfolgen ist, eingestellt werden. Die physikalischen und mathematischen Grundlagen der Technik wurden in der Vergangenheit 4,5 für 2D-und 3D-Anwendungen beschrieben. In diesem Protokoll beschreiben wir kurz die wesentlichen Hardware-Komponenten der Einrichtung, und genauer die Wahl der Parameter und die Probenvorbereitung für einen typischen Versuch erlaubt uns folgende Verschiebung eines Lysosom mit hoher zeitlicher Auflösung in einer lebenden Zelle erforderlich.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="525">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:197px;">Name</td>
			<td style="width:160px;">Company</td>
			<td style="width:168px;">Model</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Lysotracker DND 26</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>L-7526</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">tubuline tracker Green</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>T34075</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Mitotracker RED</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>M7512</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Coherent Chamelon- ultra II TI</td>
			<td>Coherent</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Calcite polarize</td>
			<td>Melles Griot Glan&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Galvanometer-motor mirror</td>
			<td>Cambridge technologies</td>
			<td>M 6350</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Dichroic mirror</td>
			<td>Chroma technologies</td>
			<td>700 DCSPXR</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Motorized stage</td>
			<td>ASI</td>
			<td>MS2000</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Piezo&#160;</td>
			<td>PI</td>
			<td>P721-LLQ</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Photomultiplier tube</td>
			<td>Hamamatsu</td>
			<td>H7422P-40</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Data acquisition card</td>
			<td>IO tech</td>
			<td>PCI 1128-4000</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Imaging software</td>
			<td>LFD</td>
			<td>Global for images-SimFCS</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

3d orbital tracking in a modified two-photon microscope: an application to the tracking of intracellular vesicles

Das Ziel dieses Video-Protokoll ist zu diskutieren, wie mit einer modifizierten Zwei-Photonen-Mikroskop 1 durchzuführen und zu analysieren, eine dreidimensionale Fluoreszenzorbitalpartikelverfolgung Experiment. Wie zu herkömmlichen Ansätzen (Rasterabtastung oder Weitfeld basierend auf einem Stapel von Frames) gegenüberliegt, kann die 3D-Tracking-Orbital zu lokalisieren und zu verfolgen mit hoher räumlicher (10 nm Genauigkeit) und zeitliche Auflösung (50 Hz Frequenzgang) die 3D-Verschiebung ein bewegtes fluoreszierende Partikel auf Längenskalen von Hunderten von Mikrometern 2. Das Verfahren basiert auf einem Algorithmus, der die Rückkopplungs Hardware eines Zwei-Photonen-Laser-Scanning-Mikroskop, um eine Kreisbahn um das Objekt auszuführen steuert basierend verfolgt werden: Der Rückkopplungsmechanismus wird das fluoreszierende Objekt in der Mitte durch die Steuerung der Verschiebung zu halten der Abtaststrahl 3-5. Um die Vorteile dieser Technik zu demonstrieren, folgten wir einem sich schnell bewegenden Organelle, das Lysosom, in aliving Zelle 6,7. Zellen wurden nach Standardprotokollen überzogen, und unter Verwendung eines im Handel Lysosom Farbstoff. Wir besprechen kurz die Hardware-Konfiguration und im Detail die Steuer-Software, um eine 3D-Orbital Tracking-Experiment in lebenden Zellen durchzuführen. Diskutieren wir im Detail die um die Rastermikroskop zu steuern und zu ermöglichen, die Bewegung des Strahls in einer geschlossenen Bahn um die Teilchen erforderlichen Parameter. Wir schließen, durch den Nachweis, wie diese Methode effektiv verwendet, um die schnelle Bewegung eines markierten Lysosom an Mikrotubuli in 3D in einer lebenden Zelle zu verfolgen. Lysosomen mit Geschwindigkeiten im Bereich von 0,4-0,5 um / s bewegen, in der Regel Anzeige einer gerichteten Bewegung entlang der Mikrotubuli-Netzwerk 8.

Nach diesem Protokoll schnelle 3D-Einzelpartikelverfolgung kann in lebenden Zellen mit einer modifizierten Zwei-Photonen-Mikroskop, um die Verschiebung des Fluoreszenz-markierten Lysosomen verfolgen durchgeführt werden. Die durchgeführte Experiment besteht aus einer isolierten Verfolgung Lysosom bewegenden im Inneren der Zelle nach dem Endosom Reifungsprozess 9. Die Lysosomen wurden mit einem fluoreszierenden grünen Farbstoff angefärbt und bei 930 nm zu nutzen 2-Photonen-Anregung angeregt wird. Unsere Dat...

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3D Orbital Tracking in a Modified Two-photon Microscope: An Application to the Tracking of Intracellular Vesicles

In this video protocol we track - at high speed and in three dimensions - fluorescently labeled lysosomes within living cells, using the orbital tracking method in a modified two-photon microscope.

3D-Tracking-Orbital in einer modifizierten Zwei-Photonen-Mikroskop: einen Antrag bei der Verfolgung von intrazellulären Vesikeln

The objective of this video protocol is to discuss how to perform and analyze a three-dimensional fluorescent orbital particle tracking experiment using a ...

3d-orbital-tracking-modified-two-photon-microscope-an-application-to

Research

JoVE Journal

Bioengineering

10.1K Aufrufe.  University of California, Irvine. In this video protocol we track - at high speed and in three dimensions - fluorescently labeled lysosomes within living cells, using the orbital tracking method in a modified two-photon microscope. 