We would like to acknowledge the significant contribution Dr. Shiwei Huang (Australian National University) in validating the method. Furthermore, we would like to thank Ms. Kasia Pietrajtis for helpful comments regarding Golgi cells and Mr. Vitaly Lerner for the cortex experimental data. This work was supported by PITN-GA-2009-238686 (CEREBNET), FP7-ICT (REALNET), ELSC and ISF.

Alle in diesem Protokoll beschriebenen experimentellen Verfahren wurden von der Hebräischen Universität Animal Care und Use Committee genehmigt. 1. Herstellung der Lösungen und Werkzeuge für Slicing <ol><li> Herstellung von 1 l physiologischen Standardlösung (SPS) mit den in Tabelle 1 beschriebenen Ionen. <ol><li> Vorbereitung einer Stammlösung, die die Salze von 10-fachen der Endkonzentration im Voraus in einem Speicherglasflasche mit 1000 ml entionisiertem Wasser (Leitfähigkeit von 0,055 &amp; mgr; S / cm) gefüllt. Hinzufügen Salze (NaCl, KCl, KH 2 PO 4 und MgSO 4), und Rühren, bis es vollständig gelöst ist. Bewahren Sie die Stammlösung in 4 ° C. </li><li> Die endgültige SPS-Lösung am Tag des Experiments. 100 ml der Stammlösung zu 700 ml gereinigtem Wasser unter Verwendung magnetischer Rührstab lösen das Glucose (3,6 g) und NaHCO 3 (2,18 g) und dann Hinzufügen von gereinigtem Wasser bis zu 1 l </li><li> Gleichgewicht kommen die solutiauf durch Begasung mit 95% O 2/5% CO 2 für ~ 20 min. Danach fügen Sie 2 ml 1 M CaCl 2 -Lösung. </li></ol></li><li> Montieren Sie folgende Werkzeuge (Abbildung 1). <ol><li> Bereiten Sie große Schere oder einem anderen Werkzeug für Enthauptung, kleine chirurgische Scheren zum Öffnen des Schädels, um feine Spitze Pinzette zum Anheben des Schädels, um das Gehirn freizulegen, Skalpell mit Klinge zum Sezieren den gewünschten Teil des Gehirns in Scheiben geschnitten werden und eine kleine Spachtel zur Manipulation der seziert Hirnteile. </li><li> Außerdem bereiten kleine Stücke von Filterpapier zur Entfernung von überschüssiger Flüssigkeit aus dem Gehirn, zwei kleine Petrischalen für das Gehirn in zwei 500 ml Becherglas zur Aufnahme erwärmt gereinigtes Wasser und SPS, und Cyanacrylat-Klebstoff zum Verkleben des Gehirns, die zerlegt werden Slicing Bühne. </li><li> Bereiten Sie eine kleine Bürste für die Handhabung der Scheiben während der Schneiden und einem breiten Mund Glas Pasteurpipette zur Bewegung der Scheiben von der Schneide Bad zur Erholung chamber. Desinfizieren Sie die Werkzeuge, um das Wachstum von Bakterien in den warmen Scheibe Bäder verhindern. Darüber hinaus verwenden saubere Laborhandschuhe. </li></ol></li><li> Bereiten Sie einen untergetauchten Slice Rückgewinnungskammer wie von Gibb und Edwards 15 beschrieben. Kontinuierlich Gas die SPS in ihm mit 95% O 2/5% CO 2 und halten bei 36 ° C. Stellen Sie sicher, dass die Begasung nicht in kleinen Blasen in der Badewanne, die Scheiben beschädigen könnten gefangen führen. </li><li> Warm ~ 300 ml der SPS bis 36 ° C auf einer Heizplatte mit Magnetrührer oder in einem Wasserbad. Wenn eine Heizplatte verwendet wird, kümmern sich um die Lösung von Überhitzung, die in Ionen Fällung führen kann. Im Falle kommt es vor, warme Frisch SPS statt Kühl die alte. </li><li> Bringen ~ 500 ml gereinigtem Wasser zum Kochen mit einem elektrischen Wasserkocher und in ein Becherglas, kombiniert 300 ml davon mit kaltem Wasser, um etwas wärmer Wasser als der Slicing Temperatur zu erhalten. Verwenden Sie diese erwärmt gereinigtes Wasser während der Enthauptung und verwenden Sie die Leistungsbezogenening des abgekochtes Wasser später für die Aufrechterhaltung der physiologischen Temperatur des Slicing-Bad. </li><li> Betäuben die Maus durch Injektion von 0,1 ml von Pentobarbital (60 mg / ml) intraperitoneal verabreicht. Nach ein paar Minuten kontrollieren, ob das Tier nicht zu stark Zehe oder Schwanz drückt reagieren, um den Mangel der Empfindung zu ermitteln. </li></ol> 2. Präparieren des Gehirns <ol><li> Enthaupten Sie die Maus schnell durch Schneiden der Hals mit den großen Schere in der Nähe der Rückseite des Schädels, und lassen Sie den Kopf in den Becher mit erwärmtem gereinigtem Wasser abzuspülen überschüssiges Blut sinken. </li><li> Setzen Sie das Foramen magnum in den Schädel unter der Nackenmuskulatur und der Haut, möglicherweise das Entfernen des Hals mit dem kleinen Schere. </li><li> Ziehen Sie die Haut auf der Oberseite des Schädels in der Lage sein, um die Schädelnähte deutlich sehen, um das Öffnen des Schädels Führer sein. </li><li> Schneiden Sie den Schädel öffnen, indem Sie die untere Spitze der kleinen Schere durch das Foramen magnum und sofort wandeln sie in Richtungdie laterale Seite. Vorsichtig entlang der Seitenkante des Scheitelbeins bis zu einer Stelle hinter den Augen und dem frontoparietal Naht abgeschnitten; dann biegen Sie in Richtung der Mitte des Schädels und über die Mittellinie auf die andere Seite des Schädels geschnitten (siehe grüne gestrichelte Linie in Abbildung 2a). </li><li> Mit feiner Spitze Pinzette, heben Sie den Schädel von der frontoparietal Ecke und ziehen Sie sie schräg nach oben und zur Seite, um das Gehirn ausgesetzt werden (siehe gelben gestrichelten Pfeil in Abbildung 2a). Stellen Sie sicher, dass der Schädel ist nicht auf einen Knochen oder Haut des Kopfes angebracht ist, so dass das Gehirn wird an Ort und Stelle bleiben, wenn der Schädel wird angehoben. Im Falle, dass das Gehirn mit dem Schädel bewegen, verwenden Sie die kleine Schere, jede Bindegewebe zwischen dem Schädel und dem Gehirn zu entfernen. </li><li> Wenn das Gehirn ausgesetzt ist, nicht zulassen das Gehirn trocken sein. So führen Sie die nächsten Schritte, während die Schädel und das Gehirn in einer Petrischale mit erwärmt gefüllt, vergast SPS. </li><li> Nehmen Sie den Teil des Gehirns für e verwendetXperiment vom Rest des Gehirns mit einem Skalpell und einem Spatel. Im Falle der Verwendung des Kleinhirns, lösen sich von der Vorderhirn durch einen einzigen Schnitt durch das Mittelhirn und Pons (entlang der roten Linien in den 2B-D) und verschieben Sie sie in eine kleine Petrischale, die frisch enthält, vergast SPS. </li><li> Entfernen Sie den Hirnstamm, eine gerade und breite Basis für die Verklebung das Gehirn Schneidstufe beim Schneiden das Kleinhirn in horizontaler Ebene zu bilden. Kurz legen Sie das Kleinhirn auf einem nassen Stück Filterpapier, so dass die Seite, die aus dem Vorderhirn geschnitten wurde nach unten zeigt. <ol><li> Schneiden Sie den Hirnstamm mit einem Skalpell, um die Basis zu bilden (wie bei der blauen Linie in 2B angegeben) und schicken Sie das Kleinhirn an die SPS. Wenn andere Ebenen der Schneid nötig sind, schneiden Sie die Kleinhirn-Block entsprechend (blaue Linien in den 2C &amp; D). </li></ol></li></ol> 3. Schneiden des Gehirns <ol><li> Bereiten Sie den Schneidstufe durch die Ermittlung, dass es dry, bevor ein kleiner Tropfen Superkleber in der Mitte der Bühne. </li><li> Heben Sie das Gehirn Block von der SPS mit einem Spatel mit der richtigen Seite nach oben, und entfernen Sie überschüssige Flüssigkeit aus dem Gehirn mit kleinen Stücken von Filterpapier. Dann, mit einem einzigen Bewegung, schieben das Gehirn vor dem Spatel auf die Tropfen Kleber auf der Bühne. </li><li> Um das Gehirn vor dem Trocknen und den Kleber vom Laufen auf den Seiten des Gewebes zu verhindern, ein paar Tropfen von SPS mit einer Pasteurpipette und platzieren Sie den Schneidstufe in der Schneidekammer. Ausrichten des Gehirns blockieren, so dass die Bereiche von Interesse (zB Kleinhirnrinde) sind gegenüber der Klinge und somit zur geringsten mechanischen Druck, bevor es geschnitten unterworfen werden. </li><li> Schneiden Sie jede Scheibe nach den Anweisungen des Herstellers, während er ständig Begasung des SPS in der Schneidkammer sowie die Temperatur bei 34 bis 37 ° C. Halten Sie die Temperatur der Schneidkammer in diesem Bereich durch Befüllen des external Kammer der Slicer mit erwärmtem gereinigtem Wasser und Ersetzen des Wassers, wenn die Temperatur zu niedrig fällt. HINWEIS: Die Slicing Parameter müssen experimentell für jede Art von Gewebe und Nervenzellen, die untersucht werden gefunden werden. Im Falle des Campden SMZ 700 Schneider mit Keramikschaufeln und zerebelläre Golgi-Zellen verwenden 0,75 mm Schwingungsamplitude bei 65 Hz und die Vorschubgeschwindigkeit von 0,05 mm / sec; für Kleinhirnkern Neuronen höherer Amplitude und Frequenz (1 mm und 90 Hz, jeweils) und langsamer Vorschubgeschwindigkeit (0,01-0,02 mm / sec) empfohlen. Für beide Golgi und Kleinhirnkernneuronen sollte Schichtdicke 300 &amp; mgr; m. </li><li> Während der Schneiden, erlauben nicht die Scheiben an sich selbst zu falten. Verhindern Sie dies, indem Sie vorsichtig unterstützt sie mit einer weichen Bürste, vorzugsweise nur in Bereichen, die nicht von Interesse für das Experiment sind Berühren der Scheibe. Achten Sie darauf, den Pinsel vom Berühren der Vibratom Klinge zu verhindern; insbesondere im Falle der keramischen Blätter, sogar ein leichter Kontaktkann die Klinge beschädigen. </li><li> Bewegen Sie jede Scheibe von der Schneidekammer zu einer Erholung / Haltekammer mit einem breiten Mund, feuerpolierte Glaspasteurpipette. </li><li> Lassen Sie die Scheiben ruhen in der Kammer für mindestens 1 Stunde vor dem Start des Experiments. Dies ermöglicht den Abbau geschädigter oder sterbende Zellen und Gewebe und führt zu einer saubereren Scheibenoberfläche bei. Während der ersten Stunde, Halten der Temperatur des SPS in der Kammer im Bereich von 34-36 ° C; sicherzustellen, dass die Scheiben nicht durch Luftblasen, die die Scheiben beschädigen oder sie schwimmen kann berührt. </li></ol> 4. Experiment <ol><li> Nach 1 Stunde, lassen die Erholung Kammertemperatur abkühlen auf RT (17-25 ° C). Anmerkung: Dies kann die Zeitdauer, während der die Scheiben durch die Verlangsamung des Wachstums von Bakterien und Zellstoffwechsels verwendet werden, zu verlängern. Dieser Zeitraum ist abhängig von der Gehirnregion und Zelltyp. Beispielsweise können bestimmte Arten von Golgi-Zellen gefunden werden gesund in Scheiben zu sein8 Stunden nach dem Schneiden während andere Arten dauern nur 6 Stunden. </li><li> Nach 1 Stunde wurde aus dem Slicing geben, verwenden Sie die Scheiben für die verschiedenen elektrophysiologischen Experimenten. </li></ol>

<ol>
	<li>Skrede, K., Westgaard, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+transverse+hippocampal+slice:+a+well-defined+cortical+structure+maintained+in+vitro.">The transverse hippocampal slice: a well-defined cortical structure maintained in vitro.</a> Brain Research. 35, 589-593 (1971).</li><li>Aghajanian, G., Rasmussen, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+studies+in+the+facial+nucleus+illustrating+a+simple+new+method+for+obtaining+viable+motoneurons+in+adult+rat+brain+slices.">Intracellular studies in the facial nucleus illustrating a simple new method for obtaining viable motoneurons in adult rat brain slices.</a> Synapse. 3, 331-338 (1989).</li><li>Gueritaud, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+activity+of+rat+ocular+motoneurons+recorded+in+vitro.">Electrical activity of rat ocular motoneurons recorded in vitro.</a> Neuroscience. 24, 837-852 (1988).</li><li>Lipton, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Making+the+best+of+brain+slices:+comparing+preparative+methods.">Making the best of brain slices: comparing preparative methods.</a> Journal of Neuroscience Methods. 59, 151-156 (1995).</li><li>Richerson, G., Messer, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+composition+of+experimental+solutions+on+neuronal+survival+during+rat+brain+slicing.">Effect of composition of experimental solutions on neuronal survival during rat brain slicing.</a> Experimental Neurology. 131, 133-143 (1995).</li><li>Brahma, B., Forman, R., Stewart, E., Nicholson, C., Rice, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ascorbate+inhibits+edema+in+brain+slices.">Ascorbate inhibits edema in brain slices.</a> Journal of Neurochemistry. 74, 1263-1270 (2000).</li><li>Moyer, J. 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C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Journal of Neuroscience. 26 (41), 10590-10598 (2006).</li><li>Voets, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+principle+of+temperature-dependent+gating+in+cold-+and+heat-sensitive+TRP+channels.">The principle of temperature-dependent gating in cold- and heat-sensitive TRP channels.</a> Nature. 430, 748-754 (2004).</li><li>Coulter, D. A., Huguenard, J. R., Prince, D. 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Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebellar+Inhibitory+Input+to+the+Inferior+Olive+Decreases+Electrical+Coupling+and+Blocks+Subthreshold+Oscillations.">Cerebellar Inhibitory Input to the Inferior Olive Decreases Electrical Coupling and Blocks Subthreshold Oscillations.</a> Neuron. 81 (6), 1389-1400 (2014).</li><li>Bourne, J. N., Kirov, S. A., Sorra, K. E., Harris, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Warmer+preparation+of+hippocampal+slices+prevents+synapse+proliferation+that+might+obscure+LTP-related+structural+plasticity.">Warmer preparation of hippocampal slices prevents synapse proliferation that might obscure LTP-related structural plasticity.</a> Neuropharmacology. 52, 55-59 (2007).</li><li>Kirov, S. A., Sorra, K. E., Harris, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slices+have+more+synapses+than+perfusion-fixed+hippocampus+from+both+young+and+mature+rats.">Slices have more synapses than perfusion-fixed hippocampus from both young and mature rats.</a> J. Neurosci. 19, 2876-2886 (1999).</li><li>Kirov, S. A., Petrak, L. J., Fiala, J. C., Harris, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dendritic+spines+disappear+with+chilling+but+proliferate+excessively+upon+rewarming+of+mature+hippocampus.">Dendritic spines disappear with chilling but proliferate excessively upon rewarming of mature hippocampus.</a> Neuroscience. 127, 69-80 (2004).</li><li>Tanaka, Y., Tanaka, Y., Furuta, T., Yanagawa, Y., Kaneko, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+cutting+solutions+on+the+viability+of+GABAergic+interneurons+in+cerebral+cortical+slices+of+adult+mice.">The effects of cutting solutions on the viability of GABAergic interneurons in cerebral cortical slices of adult mice.</a> J. Neurosci. Methods. 171, 181-125 (2008).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Wir zeigen ein Verfahren zur Herstellung von akuten Gehirnschnitten von Mäusen in physiologischer statt eiskalter Temperatur. Es wurde gezeigt, dass 11 die Qualität der Scheiben in warmen Bedingungen erhaltenen überlegen ist, wenn sie mit denen mit kalten Bedingungen hergestellt verglichen, vorausgesetzt, daß die Schneidklinge eine minimale vertikale Vibration. Slicing in physiologischer Temperatur können physiologische Artefakte durch die niedrige Temperatur verursacht werde...

Das Ziel der vorgestellten Methode ist es, qualitativ hochwertige akuten Hirnschnitten für die in vitro elektrophysiologischen Experimenten bekommen, vor allem bei der Verwendung von Erwachsenen oder sogar alte Tiere. Die akute Hirnschneidverfahren, wie von Skrede und Westgaard 1 in zwei eleganten Sätzen beschrieben, hat sich zu einer der Grundlagen der modernen neurowissenschaftlichen Forschung und wird weltweit in unzähligen Variationen beschäftigt. Die Qualität der Schichten wird in der Anzahl der lebenden Neuronen pro Schicht reflektiert wird, die Zeitdauer, während welcher die Zellen behalten ihre elektrophysiologischen und morphologischen Eigenschaften als auch die Integrität des Gewebes. Außerdem ist die maximale Dauer für einen stabilen Aufzeichnungen hängt von der Qualität der Schichten. Somit entlang der Jahrzehnte die ursprüngliche Schneidverfahren wurde weiter von einzelnen Forschungsgruppen entwickelt Scheibe Erholung nach dem Schneiden 2-10, die durch komplexe Modifikationen der Zusammensetzung der Schneide erweitern or Recovery-Lösungen (wie Hinzufügen Ascorbat, Thioharnstoff oder auch H 2 O 2) als auch intrakardiale Perfusion vorge des Tieres mit gekühlten physiologischen Lösungen. Wie kürzlich gezeigt, 11 scheint physiologischer Temperatur während des Schneidens als vorteilhafter als Kühl neuronale Gesundheit; die Verbesserung ist auffälligsten bei der Arbeit mit Erwachsenen (2-8 Monate) Nagetiere. Vermeidung dramatische Temperaturänderungen verhindert Artefakte aufgrund von temperaturabhängigen Prozesse in den Zellen, wie Plastizität 13 und Ionenkanäle Kinetik 13,14. Solche Änderungen können Membranspannung und der intrazellulären Calcium-Signalgebung, spitze Schwelle beeinflussen, und Spike Form. Die &quot;heiße&quot; akute Schnittpräparat hier vorgestellte Verfahren ist ein allgemeines Verfahren zur Gewinnung hochwertiger akuten Hirnschnitten von jeder Region des Gehirns, einschließlich des Kleinhirns, die Cortex und Hippocampus, Hirnstammkerne 16 &lt;/ Sup&gt; und Riechkolben, die beide in Ratten und Mäusen. Bemerkenswert ist, erfordert die physiologische Temperatur Slicing Verfahren, dass die Schneidklinge schwingt nahezu perfekt horizontal und ist ohne bauliche Mängel. Eine solche Präzision vielleicht nicht erreichbar mit älteren Slicer Modelle; In solchen Fällen empfehlen wir die Durchführung der Schnittpräparat in eiskalten Bedingungen wie die niedrige Temperatur scheint das Gewebe widerstandsfähiger gegen mechanische Beschädigungen, auch wenn auf Kosten der Stoffwechselfehler zu machen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="574">
	<tbody>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:140px;">Name</td>
			<td style="width:73px;">Company</td>
			<td style="width:69px;">Catalog #</td>
			<td style="width:292px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:140px;">Pentobarbital</td>
			<td style="width:73px;">CTS</td>
			<td style="width:69px;">170066</td>
			<td style="width:292px;">Concentration: 60 mg / ml&#160; in physiological saline.</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:41px;width:140px;">Big scissors&#160;</td>
			<td style="width:73px;">FST</td>
			<td style="width:69px;">14001-16</td>
			<td style="width:292px;">Any large scissors or a guillotine with sufficiently sharp edges can be used for decapitation&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:41px;width:140px;">Iris scissors&#160;</td>
			<td style="width:73px;">Prestige medical</td>
			<td style="width:69px;">48,148</td>
			<td style="width:292px;">Any fine tip scissors can be used, provided the scissor blades are not longer than 1.5 - 2 cm</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:27px;width:140px;">Fine tip forceps&#160;</td>
			<td style="width:73px;">FST</td>
			<td style="width:69px;">11254-20</td>
			<td style="width:292px;"></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:27px;width:140px;">Scalpel&#160;</td>
			<td style="width:73px;">FST</td>
			<td style="width:69px;">91003-12</td>
			<td style="width:292px;"></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:27px;width:140px;">Scalpel blade #11</td>
			<td style="width:73px;">FST</td>
			<td style="width:69px;">10011-00</td>
			<td style="width:292px;"></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:27px;width:140px;">Small spatula&#160;</td>
			<td style="width:73px;">Fisher&#160;</td>
			<td style="width:69px;">2350</td>
			<td style="width:292px;"></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:27px;width:140px;">Filter paper</td>
			<td style="width:73px;"></td>
			<td style="width:69px;"></td>
			<td style="width:292px;">Any laboratory brand can be used.</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:41px;width:140px;">Petri dishes</td>
			<td style="width:73px;">Duroplan</td>
			<td style="width:69px;">Z231509-1</td>
			<td style="width:292px;"></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:27px;width:140px;">Glass beakers&#160;</td>
			<td style="width:73px;">SCHOT</td>
			<td style="width:69px;">10022846</td>
			<td style="width:292px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:41px;width:140px;">Pasteur pipette&#160;</td>
			<td style="width:73px;">Maple Leaf Brand</td>
			<td style="width:69px;">14672-029</td>
			<td style="width:292px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:41px;width:140px;">Super glue&#160;</td>
			<td style="width:73px;">LOCTITE</td>
			<td style="width:69px;">4091361/1</td>
			<td style="width:292px;"></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:27px;width:140px;">Slicer</td>
			<td style="width:73px;">Campden</td>
			<td style="width:69px;">7000-smz</td>
			<td style="width:292px;"></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:27px;width:140px;">Ceramic slicing blade</td>
			<td style="width:73px;">Campden</td>
			<td style="width:69px;">7550-1-C</td>
			<td style="width:292px;"></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:27px;width:140px;">Magnetic heater/stirrer</td>
			<td style="width:73px;"></td>
			<td style="width:69px;"></td>
			<td style="width:292px;">For heating up the SPS for the procedure</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:27px;width:140px;">Electric kettle</td>
			<td style="width:73px;"></td>
			<td style="width:69px;"></td>
			<td style="width:292px;">For heating up water for temperature control</td>
		</tr>
		<tr height="55">
			<td height="55" style="height:56px;width:140px;">Slice recovery chamber + heating unit</td>
			<td style="width:73px;">Warner instruments</td>
			<td style="width:69px;">&#160;BSC-HT +&#160; BSC-BUW</td>
			<td style="width:292px;">Home-built models may also be used.</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:41px;width:140px;">Thermometer</td>
			<td style="width:73px;"></td>
			<td style="width:69px;"></td>
			<td style="width:292px;">For monitoring SPS temperature during dissection and slicing</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

slice it hot: acute adult brain slicing in physiological temperature

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Vorbereitung der akuten Hirnschnitten. Dieses Verfahren ist ein kritisches Element für elektrophysiologische Patch-Clamp-Experimenten, die weitgehend die Qualität der Ergebnisse bestimmt. Es hat sich gezeigt, dass das Weglassen der Kühlschritt während des Schneidverfahrens ist vorteilhaft beim Erhalt gesunder Scheiben und Zellen, insbesondere beim Umgang mit hoch myelinisierten Hirnstrukturen aus reifen Tieren. Obwohl der genaue Mechanismus, durch erhöhte Temperatur unterstützt neuronalen Gesundheit kann nur spekuliert werden, liegt es nahe, daß, wenn möglich, die Temperatur in dem das Schneiden durchgeführt wird, sollte in der Nähe von physiologischen Bedingungen, um temperaturbedingte Artefakte zu vermeiden. Ein weiterer wichtiger Vorteil dieses Verfahrens ist die Einfachheit des Verfahrens und damit die kurzen Vorbereitungszeit. In der Methode nachgewiesen erwachsenen Mäusen werden verwendet, aber die gleiche Prozedur kann mit jüngeren Mäusen als auch Ratten angewendet werden. Auch die folgenden Patch clamp Experiment auf horizontalen Kleinhirnschnitten durchgeführt, aber die gleiche Prozedur kann auch in anderen Ebenen als auch andere hinteren Bereichen des Gehirns verwendet werden.

Scheiben in der beschriebenen Weise hergestellt wurden, können für verschiedene elektrophysiologische und optogenetische Experimente eingesetzt werden. In 3A und 3C zeigen wir ein repräsentatives Beispiel eines horizontalen Kleinhirnscheibe und einem koronalen Gehirnrindenscheibe jeweils unter Differentialinterferenz (DIC) Optik angesehen. In der Klein Scheibe, können verschiedene Arten von Kleinhirn-Neuronen leicht durch ihre Lage und Zellkörperform erkannt werden, so dass gezielt...

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Slice It Hot: Acute Adult Brain Slicing in Physiological Temperature

In this paper we show a method for preparing acute brain slices in physiological temperature, using a conventional physiological solution without special modifications for the cutting (such as adding sucrose) and without intracardial perfusion of the animal before slice preparation.

Slice It Hot: Akute erwachsenen Gehirn Slicing in physiologischen Temperatur

Here we present a protocol for preparation of acute brain slices. This procedure is a critical element for electrophysiological patch-clamp experiments ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

26.1K Aufrufe.  Hebrew University of Jerusalem. In this paper we show a method for preparing acute brain slices in physiological temperature, using a conventional physiological solution without special modifications for the cutting (such as adding sucrose) and without intracardial perfusion of the animal before slice preparation.

Serie: Slice It Hot: Acute Adult Brain Slicing in Physiological Temperature

State-Dependency Effects on TMS:  A Look at Motive Phosphene Behavior

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability (either increasing or decreasing it) via the application of localized magnetic field pulses.1,2 Within the field of TMS, the term state dependency refers to the initial, baseline condition of the particular neural region targeted for stimulation. As can be inferred, the effects of TMS can (and do) vary according to this primary susceptibility and responsiveness of the targeted cortical area.3,4,5

In this experiment, we will examine this concept of state dependency through the elicitation and subjective experience of motive phosphenes. Phosphenes are visually perceived flashes of small lights triggered by electromagnetic pulses to the visual cortex. These small lights can assume varied characteristics depending upon which type of visual cortex is being stimulated. In this particular study, we will be targeting motive phosphenes as elicited through the stimulation of V1/V2 and the V5/MT+ complex visual regions.6

In this article, we examine the effects of visually relevant state dependency on TMS induced motive phosphenic presentations.

State-Dependency Auswirkungen auf TMS: Ein Blick auf Motive Phosphene Behavior

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate ...

Forschung

Neurowissenschaften

Imaging Pheromone Sensing in a Mouse Vomeronasal Acute Tissue Slice Preparation

Peter Karlson and Martin L&uuml;scher used the term pheromone for the first time in 19591 to describe chemicals used for intra-species communication. Pheromones are volatile or non-volatile short-lived molecules2 secreted and/or contained in biological fluids3,4, such as urine, a liquid known to be a main source of pheromones3. Pheromonal communication is implicated in a variety of key animal modalities such as kin interactions5,6, hierarchical organisations3 and sexual interactions7,8 and are consequently directly correlated with the survival of a given species9,10,11. In mice, the ability to detect pheromones is principally mediated by the vomeronasal organ (VNO)10,12, a paired structure located at the base of the nasal cavity, and enclosed in a cartilaginous capsule. Each VNO has a tubular shape with a lumen13,14 allowing the contact with the external chemical world. The sensory neuroepithelium is principally composed of vomeronasal bipolar sensory neurons (VSNs)15. Each VSN extends a single dendrite to the lumen ending in a large dendritic knob bearing up to 100 microvilli implicated in chemical detection16. Numerous subpopulations of VSNs are present. They are differentiated by the chemoreceptor they express and thus possibly by the ligand(s) they recognize17,18. Two main vomeronasal receptor families, V1Rs and V2Rs19,20,21,22, are composed respectively by 24023 and 12024 members and are expressed in separate layers of the neuroepithelium. Olfactory receptors (ORs)25 and formyl peptide receptors (FPRs)26,27 are also expressed in VSNs.
Whether or not these neuronal subpopulations use the same downstream signalling pathway for sensing pheromones is unknown. Despite a major role played by a calcium-permeable channel (TRPC2) present in the microvilli of mature neurons28 TRPC2 independent transduction channels have been suggested6,29. Due to the high number of neuronal subpopulations and the peculiar morphology of the organ, pharmacological and physiological investigations of the signalling elements present in the VNO are complex.
Here, we present an acute tissue slice preparation of the mouse VNO for performing calcium imaging investigations. This physiological approach allows observations, in the natural environment of a living tissue, of general or individual subpopulations of VSNs previously loaded with Fura-2AM, a calcium dye. This method is also convenient for studying any GFP-tagged pheromone receptor and is adaptable for the use of other fluorescent calcium probes. As an example, we use here a VG mouse line30, in which the translation of the pheromone V1rb2 receptor is linked to the expression of GFP by a polycistronic strategy.

In mice, the ability to detect pheromones is principally mediated by the vomeronasal organ (VNO). Here, an acute tissue slice preparation of VNO for performing calcium imaging is described. This physiological approach allows observations of subpopulations and/or individual neurons in a living tissue and is convenient for receptor-ligand identification.

Imaging Pheromone Sensing in a Mouse Vomeronasal Akute Gewebeschnitt Vorbereitung

Peter Karlson and Martin L&uuml;scher used the term pheromone for the first time in 19591 to describe chemicals used for intra-species communication. ...

Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Acute Slices of the Adult Mouse Forebrain

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells in restricted areas of the adult mammalian brain. Newborn neuroblasts from the subventricular zone (SVZ) migrate along the rostral migratory stream (RMS) to their final destination in the olfactory bulb (OB)1. In the RMS, neuroblasts migrate tangentially in chains ensheathed by astrocytic processes2,3 using blood vessels as a structural support and a source of molecular factors required for migration4,5. In the OB, neuroblasts detach from the chains and migrate radially into the different bulbar layers where they differentiate into interneurons and integrate into the existing network1, 6.
In this manuscript we describe the procedure for monitoring cell migration in acute slices of the rodent brain. The use of acute slices allows the assessment of cell migration in the microenvironment that closely resembling to in vivo conditions and in brain regions that are difficult to access for in vivo imaging. In addition, it avoids long culturing condition as in the case of organotypic and cell cultures that may eventually alter the migration properties of the cells. Neuronal precursors in acute slices can be visualized using DIC optics or fluorescent proteins. Viral labeling of neuronal precursors in the SVZ, grafting neuroblasts from reporter mice into the SVZ of wild-type mice, and using transgenic mice that express fluorescent protein in neuroblasts are all suitable methods for visualizing neuroblasts and following their migration. The later method, however, does not allow individual cells to be tracked for long periods of time because of the high density of labeled cells. We used a wide-field fluorescent upright microscope equipped with a CCD camera to achieve a relatively rapid acquisition interval (one image every 15 or 30 sec) to reliably identify the stationary and migratory phases. A precise identification of the duration of the stationary and migratory phases is crucial for the unambiguous interpretation of results. We also performed multiple z-step acquisitions to monitor neuroblasts migration in 3D. Wide-field fluorescent imaging has been used extensively to visualize neuronal migration7-10. Here, we describe detailed protocol for labeling neuroblasts, performing real-time video-imaging of neuroblast migration in acute slices of the adult mouse forebrain, and analyzing cell migration. While the described protocol exemplified the migration of neuroblasts in the adult RMS, it can also be used to follow cell migration in embryonic and early postnatal brains.

We describe a protocol for real-time videoimaging of neuronal migration in the mouse forebrain. The migration of virally-labeled or grafted neuronal precursors was recorded in acute live slices using wide-field fluorescent imaging with a relatively rapid acquisition interval to study the different phases of cell migration, including the durations of the stationary and migration phases and the speed of migration.

Zeitraffer-Imaging von Neuroblast Migration in Acute Scheiben von der adulten Maus Vorderhirnneuronen

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells ...

Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the function of various brain regions for behavior or other experimental outcomes is to implement a localized ablation of function. In humans, patient populations with localized brain lesions are often studied for deficits, in hopes of revealing the underlying function of the damaged area. In rodents, one can experimentally induce lesions of specific brain regions.
Lesion can be accomplished in several ways. Electrolytic lesions can cause localized damage but will damage a variety of cell types as well as traversing fibers from other brain regions that happen to be near the lesion site. Inducible genetic techniques using cell-type specific promoters may also enable site-specific targeting. These techniques are complex and not always practical depending on the target brain area. Excitotoxic lesion using stereotaxic surgery, by contrast, is one of the most reliable and practical methods of lesioning excitatory neurons without damaging local glial cells or traversing fibers.
Here, we present a protocol for stereotaxic infusion of the excitotoxin, N-methyl-D-aspartate (NMDA), into the basolateral amygdala complex. Using anatomical indications, we apply stereotaxic coordinates to determine the location of our target brain region and lower an injection needle in place just above the target. We then infuse our excitotoxin into the brain, resulting in excitotoxic death of nearby neurons. While our experimental subject of choice is a rat, the same methods can be applied to other mammals, with the appropriate adjustments in equipment and coordinates.
This method can be used on a variety of brain regions, including the basolateral amygdala1-6, other amygdala nuclei6, 7, hippocampus8, entorhinal cortex9 and prefrontal cortex10. It can also be used to infuse biological compounds such as viral vectors1, 11. The basic stereotaxic technique could also be adapted for implantation of more permanent osmotic pumps, allowing more prolonged exposure to a compound of interest.

Targeted ablation of specific brain region(s) by infusion of an excitotoxin using stereotaxic coordinates is described. This technique could also be adapted for infusion of other chemicals into the rat brain.

Stereotaktischen Chirurgie für Exzitotoxische Läsion Spezifische Hirnareale in der erwachsenen Ratte

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the ...

Detection of Protein Palmitoylation in Cultured Hippocampal Neurons by Immunoprecipitation and Acyl-Biotin Exchange (ABE)

Palmitoylation is a post-translational lipid modification involving the attachment of a 16-carbon saturated fatty acid, palmitate, to cysteine residues of substrate proteins through a labile thioester bond [reviewed in1]. Palmitoylation of a substrate protein increases its hydrophobicity, and typically facilitates its trafficking toward cellular membranes. Recent studies have shown palmitoylation to be one of the most common lipid modifications in neurons1, 2, suggesting that palmitate turnover is an important mechanism by which these cells regulate the targeting and trafficking of proteins. The identification and detection of palmitoylated substrates can therefore better our understanding of protein trafficking in neurons.
Detection of protein palmitoylation in the past has been technically hindered due to the lack of a consensus sequence among substrate proteins, and the reliance on metabolic labeling of palmitoyl-proteins with 3H-palmitate, a time-consuming biochemical assay with low sensitivity. Development of the Acyl-Biotin Exchange (ABE) assay enables more rapid and high sensitivity detection of palmitoylated proteins2-4, and is optimal for measuring the dynamic turnover of palmitate on neuronal proteins. The ABE assay is comprised of three biochemical steps (Figure 1): 1) irreversible blockade of unmodified cysteine thiol groups using N-ethylmaliemide (NEM), 2) specific cleavage and unmasking of the palmitoylated cysteine's thiol group by hydroxylamine (HAM), and 3) selective labeling of the palmitoylated cysteine using a thiol-reactive biotinylation reagent, biotin-BMCC. Purification of the thiol-biotinylated proteins following the ABE steps has differed, depending on the overall goal of the experiment.
Here, we describe a method to purify a palmitoylated protein of interest in primary hippocampal neurons by an initial immunoprecipitation (IP) step using an antibody directed against the protein, followed by the ABE assay and western blotting to directly measure palmitoylation levels of that protein, which is termed the IP-ABE assay. Low-density cultures of embryonic rat hippocampal neurons have been widely used to study the localization, function, and trafficking of neuronal proteins, making them ideally suited for studying neuronal protein palmitoylation using the IP-ABE assay. The IP-ABE assay mainly requires standard IP and western blotting reagents, and is only limited by the availability of antibodies against the target substrate. This assay can easily be adapted for the purification and detection of transfected palmitoylated proteins in heterologous cell cultures, primary neuronal cultures derived from various brain tissues of both mouse and rat, and even primary brain tissue itself.

Detection of Protein Palmitoylation in Cultured Hippocampal Neurons by Immunoprecipitation and Acyl-Biotin Exchange ABE

The reversible addition of palmitate to proteins is an important regulator of intracellular protein trafficking. This is of particular interest in neurons where many synaptic proteins are palmitoylated. We utilize a simple biochemical method to detect palmitoylated proteins in cultured neurons, which can be adapted for multiple cell types and tissues.

Detektion von Protein Palmitoylierung in kultivierten Hippocampus-Neuronen durch Immunopräzipitation und Acyl-Biotin Exchange (ABE)

Palmitoylation is a post-translational lipid  modification involving the attachment of a 16-carbon saturated fatty acid,  palmitate, to cysteine residues ...

Brain Slice Biotinylation: An Ex Vivo Approach to Measure Region-specific Plasma Membrane Protein Trafficking in Adult Neurons

Regulated endocytic trafficking is the central mechanism facilitating a variety of neuromodulatory events, by dynamically controlling receptor, ion channel, and transporter cell surface presentation on a minutes time scale.&#160;There is a broad diversity of mechanisms that control endocytic trafficking of individual proteins. Studies investigating the molecular underpinnings of trafficking have primarily relied upon surface biotinylation to quantitatively measure changes in membrane protein surface expression in response to exogenous stimuli and gene manipulation.&#160;However, this approach has been mainly limited to cultured cells, which may not faithfully reflect the physiologically relevant mechanisms at play in adult neurons.&#160;Moreover, cultured cell approaches may underestimate region-specific differences in trafficking mechanisms.&#160;Here, we describe an approach that extends cell surface biotinylation to the acute brain slice preparation.&#160;We demonstrate that this method provides a high-fidelity approach to measure rapid changes in membrane protein surface levels in adult neurons.&#160;This approach is likely to have broad utility in the field of neuronal endocytic trafficking.

Brain Slice Biotinylation: An Ex Vivo Approach to Measure Region-specific Plasma Membrane Protein Trafficking in Adult Neurons

Neuronal membrane trafficking dynamically controls plasma membrane protein availability and significantly impacts neurotransmission.&#160;To date, it has been challenging to measure neuronal endocytic trafficking in adult neurons.&#160;Here, we describe a highly effective, quantitative method to measure rapid changes in surface protein expression ex vivo in acute brain slices.

Hirnschnitt Biotinylierung: Eine<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Ansatz zur Region spezifische Plasma Membrane Protein Handel Erwachsene Neuronen messen

Regulated endocytic trafficking is the central mechanism facilitating a variety of neuromodulatory events, by dynamically controlling receptor, ion ...

Lineage-reprogramming of Pericyte-derived Cells of the Adult Human Brain into Induced Neurons

Direct lineage-reprogramming of non-neuronal cells into induced neurons (iNs) may provide insights into the molecular mechanisms underlying neurogenesis and enable new strategies for in vitro modeling or repairing the diseased brain. Identifying brain-resident non-neuronal cell types amenable to direct conversion into iNs might allow for launching such an approach in situ, i.e. within the damaged brain tissue. Here we describe a protocol developed in the attempt of identifying cells derived from the adult human brain that fulfill this premise. This protocol involves: (1) the culturing of human cells from the cerebral cortex obtained from adult human brain biopsies; (2) the in vitro expansion (approximately requiring 2-4 weeks) and characterization of the culture by immunocytochemistry and flow cytometry; (3) the enrichment by fluorescence-activated cell sorting (FACS) using anti-PDGF receptor-&#946; and anti-CD146 antibodies; (4) the retrovirus-mediated transduction with the neurogenic transcription factors sox2 and ascl1; (5) and finally the characterization of the resultant pericyte-derived induced neurons (PdiNs) by immunocytochemistry (14 days to 8 weeks following retroviral transduction). At this stage, iNs can be probed for their electrical properties by patch-clamp recording. This protocol provides a highly reproducible procedure for the in vitro lineage conversion of brain-resident pericytes into functional human iNs.

Targeting brain-resident cells for direct lineage-reprogramming offers new perspectives for brain repair. Here we describe a protocol of how to prepare cultures enriched for brain-resident pericytes from the adult human cerebral cortex and convert these into induced neurons by retrovirus-mediated expression of the transcription factors Sox2 and Ascl1.

Lineage-Umprogrammierung der Perizyten-abgeleiteten Zellen des erwachsenen menschlichen Gehirn in Neuronen induziert

Direct lineage-reprogramming of non-neuronal cells into induced neurons (iNs) may provide insights into the molecular mechanisms underlying neurogenesis ...

In-depth Physiological Analysis of Defined Cell Populations in Acute Tissue Slices of the Mouse Vomeronasal Organ

In most mammals, the vomeronasal organ (VNO) is a chemosensory structure that detects both hetero- and conspecific social cues. Vomeronasal sensory neurons (VSNs) express a specific type of G protein-coupled receptor (GPCR) from at least three different chemoreceptor gene families allowing sensitive and specific detection of chemosensory cues. These families comprise the V1r and V2r gene families as well as the formyl peptide receptor (FPR)-related sequence (Fpr-rs) family of putative chemoreceptor genes. In order to understand the physiology of vomeronasal receptor-ligand interactions and downstream signaling, it is essential to identify the biophysical properties inherent to each specific class of VSNs.
The physiological approach described here allows identification and in-depth analysis of a defined population of sensory neurons using a transgenic mouse line (Fpr-rs3-i-Venus). The use of this protocol, however, is not restricted to this specific line and thus can easily be extended to other genetically modified lines or wild type animals.

Here, we describe a physiological approach that allows identification and in-depth analysis of a defined population of sensory neurons in acute coronal tissue slices of the mouse vomeronasal organ using whole-cell patch-clamp recordings.

In eingehenden Physiologische Analyse definierter Zellpopulationen bei der akuten Gewebeschnitten der Maus Vomeronasalorgans

In most mammals, the vomeronasal organ (VNO) is a chemosensory structure that detects both hetero- and conspecific social cues. Vomeronasal sensory ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

Aufnahme synaptische Plastizität in akuten Hippocampal Scheiben gepflegt in einem kleinvolumigen Recycling - Perfusions- und untertauchen-Typ-Kammer-System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

A Temperature Gradient Assay to Determine Thermal Preferences of Drosophila Larvae

Many animals, including the fruit fly, Drosophila melanogaster, are capable of discriminating minute differences in&#160;environmental temperature, which enables them to seek out their preferred thermal landscape. To define the temperature preferences of larvae over a defined linear range, we developed an assay using a temperature gradient. To establish a single-directional gradient, two aluminum blocks are connected to independent water baths, each of which controls the temperature of individual blocks. The two blocks set the lower and upper limits of the gradient. The temperature gradient is established by placing an agarose-coated aluminum plate over the two water-controlled blocks so that the plate spans the distance between them. The ends of the aluminum plate that is set on the top of the water blocks defines the minimum and maximum temperatures, and the regions in-between the two blocks form a linear temperature gradient. The gradient assay can be applied to&#160;larvae of different ages and can be used to identify mutants that exhibit phenotypes, such as those with mutations affecting genes encoding TRP channels and opsins, which are required for temperature discrimination.

A Temperature Gradient Assay to Determine Thermal Preferences of Drosophila Larvae

Here, we present a protocol to determine the preferred environmental temperature of Drosophila larvae using a continuous thermal gradient.

Ein Temperaturgradient Assay thermische Präferenzen der Drosophila Larven bestimmen

Many animals, including the fruit fly, Drosophila melanogaster, are capable of discriminating minute differences in&#160;environmental temperature, which ...