Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse aus dem National Heart and Lung Institute (R01 HL086582) und der New York Stammzellwissenschaftsfonds (NYSTEM, Vertrag # unterstützt &#160; C024316), um STA und in JoVE Video verwendet wurden von John Nyquist abgeschlossen DDS Abbildungen; Medical Illustrator von State University of New York in Buffalo.

HINWEIS: Dieses Protokoll wurde von der Animal Care und Verwenden Committee an der State University of New York in Buffalo zugelassen. 1. Präoperative Vorbereitung <ol><li> Verwenden Schafe (Dorset Quer, weiblich, ca. 1-3 Jahre alt mit einem Gewicht von 40 bis 60 kg) für die folgende Studie. Verwalten Cyclosporin A (200 mg / Tag), Aspirin (975 mg / Tag) und Coumadin (20-30 mg / Tag) durch den Mund, ab 3 Tage vor der Operation und auch weiterhin für die Dauer aller Studien. </li><li> Stellen Sie sicher, das Schaf hat 12 Stunden vor der Operation (normales Futter = 1,8 kg Heu und 0,4 kg Getreide) gefastet. </li><li> Sterilisieren Sie alle chirurgisches Material werden in einem Autoklav bei 121 ° C und 15 psi für 30 Minuten. </li><li> Setzen Sie die folgenden Elemente in einer Para Exsikkator 48 Stunden vor der Operation: 4 mm Doppler Strömungssonden, 1 mm Ultraschallkristallen, Dauer arteriellen Katheter, Verlängerungsschlauch, und 42 &quot;Tygon Schläuche. HINWEIS: Eine Tabelle mit den relevanten medizinischen Geräten für die notwendigeChirurgie und für die Sterilisation ist in Tabelle 1 aufgeführt. Vorabplatzierung der Instrumente in die Tygon-Schlauch in diesem Schritt wird dazu beitragen, sparen Zeit während der Operation. <ol><li> Beschriften jedes Ende der Sonden, Katheter und Kristalle als links und rechts, falls zutreffend. </li></ol></li></ol> 2. Chirurgische Operation <ol><li> Induzieren Schafe Anästhesie mit Diazepam (0,5 mg / kg) und Ketamin (4 mg / kg) intravenös (IV). Alternativ können Sie Telazol (4 mg / kg) IV. <ol><li> Führen orotracheale Intubation mit einem 8,5 bis 10,0 mm Innendurchmesser Endotrachealtubus mit Manschette 7. </li><li> Verabreichen Inhalationsnarkose durch eine Rückatmungskreislauf mit einem Tidalvolumen Ventilator (7-10 ml / kg) oder eine druckgeregelte Ventilator (15-20 cm H 2 O). Verwenden Sie einen Präzisions Verdampfer zu Isofluran oder Sevofluran in angemessener Höhe (3% -4% zunächst) zu verabreichen, um einen mittleren bis tiefen chirurgischen Narkosestadium zu erreichen. Die minimale alveoläre KonzentrationSchaf ist 1,4% oder 1,9% 8. </li><li> Beurteilen Sie Narkosetiefe durch Beobachtung motorische Reaktion auf Reize, Augenlidreflexe, Augenposition, und die Herzfrequenz. Überwachen der Blutsauerstoffsättigung (95% -100%) mittels Pulsoximetrie, CO 2 -Konzentration (45-55 mmHg) in Ausatmungsgase Verwendung capnography und Aufrechterhaltung der Körpertemperatur während der Prozedur (38,5 bis 39,5 ° C) mit Hilfe eines automatisch regulierten Wärmedecke. </li></ol></li><li> Rasur Wolle aus dem gesamten Hals der Schafe, und über eine Kopfvene, mit einem # 40 Klinge auf Standard-Schneidemaschinen. Bereiten Sie die Haut von beiden Standorten für die Chirurgie mit 70% Isopropylalkohol und 7,5% betadine Peeling gesättigten Gaze. Beginnen Sie mit Alkohol Gaze um die Entfernung von Hautöle zu erleichtern. Wechseln Sie zwischen Betadin und Alkohol Gaze Gaze dreimal. </li><li> Zeigen Schafe auf dem Operationstisch in Rückenlage auf einer Wärmedecke. Übergeben Sie einen mittelgroßen Magensonde für passive Vertreibung der Mageninhalt zu ermöglichen. Verlängern Sie dieSchafs Hals und nutzen unterstützende Polsterung wie nötig, um die Platzierung zu halten. <ol><li> Führen Sie eine abschließende aseptischen Peeling mit 7,5% betadine getränkten Gaze und lassen Sie es für 5 min vor der Operation zu sitzen. </li></ol></li><li> Verabreichen Infusionen (Ringer Lactatlösung oder 0,9% Salzlösung) mit 10 ml / kg / h durch ein Angiokatheter in der Vena cephalica gegeben. Verwalten Sie intraoperative Antibiotika und Analgetika: Procain Penicillin G 6600 U / kg intramuskulär (IM), Gentamicin 1,6 mg / kg IM und Buprenorphin 0,005-0,01 mg iv oder im. </li><li> Machen Sie eine ~ 12 cm langer Schnitt in Längsrichtung über den ventralen Mittellinie Hals mit Elektrokauter. Isolieren linken und rechten Halsschlagadern (~ 6 cm) durch Entfernen des Bindegewebes mit einem stumpfen Dissektionstechnik. Binden Sie ab und ätzen Mikrogefäße Verzweigung von der Halsschlagadern, um Blutungen zu minimieren. </li><li> Pflegen Sterilität durch den Einsatz (eine nicht sterile) OP-Schwester mit grab alle Kabel und Rohre verlegt (Strömungssonde, Ultraschallkristall Leitungen unterstützenund der Katheterschlauch) in die subkutane Schicht der Haut. Verwenden Sie einen stumpfen Trokar, der durch den chirurgisch vorbereitet Schnitt an der dorsolateralen Hals verlässt. <ol><li> Zu erreichen unter der sterilen Tuch und drehen Sie den Kopf der Schafe, so dass die Seite des Halses unter dem Tuch sichtbar gemacht werden. </li><li> Einen 8 cm gekrümmten hemostat tunneln durch den subkutanen Raum zwischen dem ventralen Mittellinie Halsschnitt auf und die Seite des Halses. Öffnen und Schließen der Gefäßklemme, einen Raum breit stumpf sezieren für den Schlauch ~ 1,5 cm. Die Spitzen der Gefäßklemme sollte in der Mitte zwischen den Kopf und die Schultern, ca. 10 cm kaudal des rechten oder linken Ohr befinden. Drehen Sie den Gefäßklemme, so dass die Spitzen in Richtung der oberflächlichen Haut zeigt. </li><li> Zu erreichen unter der sterilen Tuch und einen 1,5 cm Inzision durch die Haut, über die Spitzen der Hämostat mit einer sterilen # 11 Klinge. Visualisieren Sie die Spitzen der Gefäßklemme, um eine klare Exit durch die Haut zu bestätigen. </li><li> Übergeben Sie die Tygon Röhrchen, das einell Kabel und Rohre verlegt durch den subkutanen Tunnel. Halten Sie die Kabel und Schläuche über dem sterilen Tuch. </li><li> Zu erreichen unter der Abdeckung, um die äußere Tygon-Schlauch vom Hals zu entfernen, indem die implantierte Verdrahtung wie es den Hals der Schafe verlässt. Ziehen Sie einzelne Zeilen aus den Schlaufen im subkutanen Raum zu minimieren. Lassen Sie genügend Abstand, um die Instrumente richtig zu befestigen, um die Arterie. </li></ol></li><li> Zeigen 4 mm Doppler-Sonden auf beiden Halsschlagadern und erreichen eine erste Lesung (Abbildung 1). Verabreichen 100 U / kg Heparin IV 30 min vor dem Spannen der Arterie. </li><li> Weiter Heparingabe bei 100 U / kg / h bis zum Ende der Operation. Klemmen Sie die Halsschlagader unter Verwendung von nicht-Brech-Gefäßklemmen und Verbrauchsteuern einen Teil (ca. 4 cm Länge). Die kontralaterale Halsschlag Flußrate erhöht 50% -100%, um den Blutfluß zum Gehirn aufrechtzuerhalten. HINWEIS: Es ist möglich, Längsdehnung durch Rückstoß der Mutterbehälter zu begrenzen, indem Siekürzere Segmente als ersetzt und / oder Dehnung der nativen Arterie mit Gefäßklemmen zu verkürzen Lücke bis zur vollständigen anastomotischen Verfahren abgeschlossen ist. Dies wird helfen, die Spannung auf einzelnen Haltenähte und die implantierte Transplantat zu begrenzen. </li><li> Naht der TEV an Ort und Stelle mit einfachen unterbrochenen Stichen mit 7-0 Prolin ethalloy Doppel bewaffneten Monofilamentnaht. Falls erforderlich, vaskuläre glatte Muskelrelaxantien wie Papaverin (15 mg / ml) oder Nicardipin (1,25 mg / ml) topisch auf das native Vaskulatur um Vasokonstriktion der anastomotischen Naht behindern würde, zu verhindern. HINWEIS: Beginnen Sie, indem Nähte mit ca. 1 mm Abstand. Dies kann von Fall zu Fall variieren. Die Zusammensetzung und Dicke TEV wird die effektive Abstand zwischen Fäden beeinflussen. Da die Dicke des nativen Gewebes oder TEV abnimmt, kann es notwendig sein, um die Nahtmaterialien näher zusammen zu platzieren. <ol><li> Erste Anker vier Punkte des TEV zur nativen Arterie, indem zwei gegenüberliegende stitches sowohl proximalen und distalen Ende (2 -Di). Halten Sie jede Anker mit Hämostatika unterrichtet. HINWEIS: Proximale und distale Beschreibungen sind in Bezug auf die Richtung des Blutflusses durch das Papier. </li><li> Hinzufügen 5-6 weitere Nähte auf der oberflächlichen Seite sowohl des proximalen und distalen Enden, um die Anastomose zu beginnen. (2-Pr). Gleichzeitig drehen sich die Gefäßklemmen 180 Grad. </li><li> Wieder herstellen Spannung auf den Verankerungsnähte. Hinzufügen zusätzlicher (5 bis 6) Nähten an proximalen und distalen Enden auf gedrehten Seite des TEV. </li></ol></li><li> Sobald der TEV fest eingenäht, drehen Sie es wieder in die ursprüngliche Position, und entfernen Sie die Gefäßklemmen ein zu einer Zeit, distalen Klemm ersten. Leichte Blutungen an den Anastomose Websites ist weit verbreitet. Dies kann natürlich nach einigen Minuten der Klemm Release beheben und Umspannen oder erfordern die Platzierung zusätzliche Nähte. Setzen Sie den Doppler-Sonde (Abbildung 3-fl) Wieder auf nativen Arterie proximal um den Blutfluss in die TEV und Monitor Durchfluss. HINWEIS: Erwarten die Strömungsgeschwindigkeiten der linken und rechten Halsschlag nach etwa 15 min äquilibrieren gelassen. Wenn die Strömungsrate auf der Halsschlagader implantiert TEV stetig fällt, ist es möglich, die TEV Blutgerinnung. Andere mögliche Anomalien bezüglich Strom zu Verengung der nativen Arterien proximal oder distal der TEV zurückzuführen. Wenn dies auftritt, kann die Verwendung von zusätzlichen glatten Gefäßmuskelentspannungs angewendet werden, und die ursprünglichen Gefßes sollte zu einer Basaltonus nach 30-60 min nach der Schließung des Gewebes über die Transplantationsstelle zurückzukehren. <ol><li> Wenn gewünscht, auszuschneiden die kontralateralen Halsschlagader und vernähen Sie es an seinen Platz als &quot;Sham&quot; Kontrolle. Dies ist klinisch relevant als Verlassen der rechten Halsschlagader allein und nur Anbringen der Strömungssonde, Ultraschallkristallen und Katheter. Wenn eine scheinbehandelte Kontroll wird gesucht, führen Sie diese, bevor Sie fortfahren mit Schritt 2.11. </li></ol></li><li> Vernähen 1 mm Ultraschallkristalle (3 -CR 1 CR 2) an gegenüberliegenden Seiten des TEV mit 7-0 Prolin. Fädeln Naht durch die Ultraschallkristall Kopf und nähen sich nur auf die Oberflächenschicht des TEV. </li><li> Katheterisierung der Arterie unter Verwendung eines modifizierten 18G-Katheter mit einem Teflon Webleiste (Abbildung 3- Ca &amp; 4A). Setzen Sie den Katheter distal der TEV auf nativen Arteriengewebe. <ol><li> Naht der Knopfleiste an der Arterienwand mit 5/0 Ethibond, um Blutungen zu kontrollieren. Verwenden Cyclohexanon die Microbore Schlauch zum Katheter, die mit Kochsalzlösung gespült worden ist, haften. Verwenden Sie den Schlauch als Erweiterung Linie. </li><li> Verwenden Sie eine 20 G Luer Stub Adapter mit einem Surflo Injection Stecker, um die nach außen gelegt Ende Schlauch (4B) zu versiegeln. , Um die Durchgängigkeit des Katheters zu halten, benötigen Sie das Füllvolumen der Linie und spülen Sie es mit 10 ml Kochsalzlösung und 5.000 U / ml Heparin-Natrium zur Injektion alle 2-3 Tage. </li></ol></li><li> Nehmen die Entfernung zwischen dem Strömungssonde und der Ultraschallkristallen sowie dem Abstand zwischen dem Strömungssonde und dem Katheter. Dies ermöglicht der Pulswellengeschwindigkeit, die in Verbindung mit der Software berechnet werden. Wenn solche Berechnungen nicht benötigt werden, nicht zu implantieren einen Katheter. </li><li> Erhalten eine intraoperative Mess wenn gewünscht, alle implantierten Hardware zu gewährleisten ist funktional (siehe Abschnitt 3). </li><li> Sichern Sie implantierten Leitungen und Leitungen in der Nähe der Muskulatur mit 2/0 Silk und eine Verjüngung Nadel (Abbildung 3). <ol><li> Positionieren Sie den Gefäßströmungssonde Draht parallel zum Schiff, mit der Sonde und dem Schwanz Draht, der sich nach kranial, und dann eine &quot;U-Turn&quot; in Richtung der seitlichen Muskulatur. Sichern des Drahtes an benachbarten Muskulatur, mit 2-0 Seide auf einem Kegel Nadel an zwei Orten, so daß der Draht oder die Strömungssonde ist nicht in der Lage, jede Belastung auf das Gefäß legen. Achten Sie darauf, Nähte anliegen, aber nicht überdrehen und strangulieren musculatur (Abbildung 3). </li><li> Naht der Kristalldrähte und arterielle Katheterleitung zur lateralen Muskulatur, so dass für ~ 1,5 cm von schlaff, ähnlich zu vorhergehenden Schritte zum Befestigen Strömungssonde (Abbildung 3). </li><li> Gruppieren Sie alle Kabel und Leitungen zusammen und verankern sie Muskulatur, kurz bevor Sie verlassen durch subkutanen Tunnel, ähnlich wie bei vorherigen Schritte. </li></ol></li><li> Schließen Sie die Operationsstelle mit einem 2-0 Vicryl Nahtmaterial in Schichten mit einer fortlaufenden Naht Muster auf Armaturenbrett und subdermale, läuft Matratze Stich auf der Haut (Armaturenbrett, nicht schneidenden Nadel, Haut, Schneiden Nadel). Schließen Sie den 1,5 cm Schnitt am Rücken Hals um die exteriorisierten Kabel und Leitungen, mit 2/0 Vicryl und einem Schneid Nadel. </li><li> Ort Strömungssondendrähte, Katheterleitungen und Ultraschallkristall Drähte in einen Beutel (10 cm x 10 cm), die fest an der Haut des Schaf (5 - nach Wiederherstellung) vernäht wird. </li><li> Allmählich entwöhnen die Schafe aus der Anästhesieund das Atemvolumen Ventilator dann extubieren die Schafe, wenn die Spontanatmung wieder aufgenommen wird. Entfernen Sie die Angiokatheter in die V. cephalica und Verband bei Bedarf eingesetzt. </li><li> Verbinden Sie den Hals mit Dreifach-antibiotische Salbe auf die Einschnitte eine Telfa Pad, Spannwalze Gaze und elasticon. </li><li> Verwalten postoperativen Analgesie: Flunixinmeglumin 2,2 mg / kg IM einmal während der Wiederherstellung, dann 1,1 mg / kg IM einmal täglich für zwei Tage, Buprenorphin 0,005 bis 0,01 mg iv oder im zweimal am Tag für einen Tag. </li></ol> 3. In-vivo-Überwachung <ol><li> Zeigen Schafe in mobilen Wagen, um die ordnungsgemäße Zurückhaltung zu gewährleisten. Auf diese Weise können die Schafe, ohne die Hardware ruhig und bewusst zu bleiben. Möglicherweise müssen Sie Schafe den Warenkorb 30 min vor Einholung Instrumentenaufnahmen akklimatisieren 2 oder 3 mal. </li><li> Entfernen Sie alle Kabel und Leitungen von Beutel und eine Verbindung zu den Überwachungseinrichtungen. Schließen Strömungssonde an einen Durchflussmesser, 1 mm Ultraschallkristalle TRB angeschlossen-USB-Box und Katheterleitungen Druckaufnehmer. Ein Flussdiagramm dieses Setup wird (Abbildung 6). </li><li> Kalibrieren Strömungssonden und Drucksensoren vor der Datenerfassung. HINWEIS: Aufgrund der potentiellen Variabilität zwischen den Softwareversionen und Unterschiede in der Ausrüstung, Kalibrierungen und Einstellungen werden von Fall zu Fall variieren. </li><li> Nutzen Sie ein Oszilloskop an die Feinabstimmung des Sonometrics Kristallmessung, nach dem Protokoll des Herstellers. </li><li> Datensätzen mit Computer-Software (Abbildung 7). Spuren in der oberen Hälfte der Figur 7 in der Farbe weiß entspricht dem implantierten TEV, während Spuren in der unteren Hälfte in der roten Farbe entspricht der Sham / Native. Sowohl für die TEV und Sham der Flussrate (ml / min), arterieller Blutdruck (mm Hg) und Durchmesser (mm) werden live aufgenommen. </li><li> Nehmen Sie für mindestens 1 min, ohne Störungen. Exportieren Sie diese Daten für eine detailliertere Analyse. Nach der Aufnahme DISCONNect alle Leitungen und den Ort wieder in Beutel auf dem Hals des Schafes vernäht. </li></ol>

<ol>
	<li>Goldman, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+patency+of+saphenous+vein+and+left+internal+mammary+artery+grafts+after+coronary+artery+bypass+surgery:+Results+from+a+Department+of+Veterans+Affairs+Cooperative+Study.">Long-term patency of saphenous vein and left internal mammary artery grafts after coronary artery bypass surgery: Results from a Department of Veterans Affairs Cooperative Study.</a> Journal of the American College of Cardiology. 44, 2149-2156 (2004).</li><li>Achouh, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+(5-+to+20-year)+patency+of+the+radial+artery+for+coronary+bypass+grafting.">Long-term (5- to 20-year) patency of the radial artery for coronary bypass grafting.</a> The Journal of Thoracic And Cardiovascular Surgery. 140, 73-79 (2010).</li><li>Conklin, B. S., Richter, E. R., Kreutziger, K. L., Zhong, D. S., Chen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+evaluation+of+a+novel+decellularized+vascular+xenograft.">Development and evaluation of a novel decellularized vascular xenograft.</a> Medical Engineering &amp; Physics. 24, 173-183 (2002).</li><li>Zhu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+anti-atherosclerotic+tissue-engineered+blood+vessel+by+A20-regulated+endothelial+progenitor+cells+seeding+decellularized+vascular+matrix.">Development of anti-atherosclerotic tissue-engineered blood vessel by A20-regulated endothelial progenitor cells seeding decellularized vascular matrix.</a> Biomaterials. 29, 2628-2636 (2008).</li><li>Quint, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decellularized+tissue-engineered+blood+vessel+as+an+arterial+conduit.">Decellularized tissue-engineered blood vessel as an arterial conduit.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 108, 9214-9219 (2011).</li><li>Kaushal, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+small-diameter+neovessels+created+using+endothelial+progenitor+cells+expanded+ex+vivo.">Functional small-diameter neovessels created using endothelial progenitor cells expanded ex vivo.</a> Nat Med. 7, 1035-1040 (2001).</li><li>Galatos, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+and+Analgesia+in+Sheep+and+Goats.">Anesthesia and Analgesia in Sheep and Goats.</a> Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice. 27, 47-59 (2011).</li><li>Okutomi, T., Whittington, R. A., Stein, D. J., Morishima, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+effects+of+sevoflurane+and+isoflurane+anesthesia+on+the+maternal-fetal+unit+in+sheep.">Comparison of the effects of sevoflurane and isoflurane anesthesia on the maternal-fetal unit in sheep.</a> J Anesth. 23, 392-398 (2009).</li><li>Swartz, D. D., Russell, J. A., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+of+fibrin-based+functional+and+implantable+small-diameter+blood+vessels.">Engineering of fibrin-based functional and implantable small-diameter blood vessels.</a> American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 288, H1451-H1460 (2005).</li><li>Niklason, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+arteries+grown+in+vitro.">Functional arteries grown in vitro.</a> Science. 284, 489-493 (1999).</li><li>Dahl, S. L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Readily+Available+Tissue-Engineered+Vascular+Grafts.">Readily Available Tissue-Engineered Vascular Grafts.</a> Science Translational Medicine. 3, 68ra69 (2011).</li><li>Wu, W., Allen, R. A., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fast-degrading+elastomer+enables+rapid+remodeling+of+a+cell-free+synthetic+graft+into+a+neoartery.">Fast-degrading elastomer enables rapid remodeling of a cell-free synthetic graft into a neoartery.</a> Nature Medicine. 18, 1148-1153 (2012).</li><li>Saami, K. Y., Bryan, W. T., Joel, L. B., Shay, S., Randolph, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fate+of+an+endothelium+layer+after+preconditioning.">The fate of an endothelium layer after preconditioning.</a> Journal of vascular surgery : Official Publication, the Society for Vascular Surgery [and] International Society for Cardiovascular Surgery, North American Chapter. 51, 174-183 (2010).</li><li>Ueberrueck, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+ovine+and+porcine+animal+models+for+biocompatibility+testing+of+vascular+prostheses.">Comparison of the ovine and porcine animal models for biocompatibility testing of vascular prostheses.</a> Journal of Surgical Research. 124, 305-311 (2005).</li><li>Labb&#233;, R., Germain, L., Auger, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+completely+biological+tissue-engineered+human+blood+vessel.">A completely biological tissue-engineered human blood vessel.</a> The FASEB Journal. 12, 47-56 (1998).</li><li>Samaha, F. J., Oliva, A., Buncke, G. M., Buncke, H. J., Siko, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+clinical+study+of+end-to-end+versus+end-to-side+techniques+for+microvascular+anastomosis.">A clinical study of end-to-end versus end-to-side techniques for microvascular anastomosis.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 99, 1109-1111 (1997).</li><li>Huang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+end-to-side+anastomosis+technique+for+hepatic+rearterialization+in+rat+orthotopic+liver+transplantation+to+accommodate+size+mismatches+between+vessels.">A novel end-to-side anastomosis technique for hepatic rearterialization in rat orthotopic liver transplantation to accommodate size mismatches between vessels.</a> European Surgical Research. 47, 53-62 (2011).</li><li>Peng, H., Schlaich, E. M., Row, S., Andreadis, S. T., Swartz, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Ovine+ex+vivo+Arteriovenous+Shunt+Model+to+Test+Vascular+Implantability.">A Novel Ovine ex vivo Arteriovenous Shunt Model to Test Vascular Implantability.</a> Cells, Tissues, Organs. 195, 108 (2011).</li><li>Zilla, P., Bezuidenhout, D., Human, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prosthetic+vascular+grafts:+Wrong+models,+wrong+questions+and+no+healing.">Prosthetic vascular grafts: Wrong models, wrong questions and no healing.</a> Biomaterials. 28, 5009-5027 (2007).</li><li>Berger, K., Sauvage, L. R., Rao, A. M., Wood, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Healing+of+Arterial+Prostheses+in+Man:+Its+Incompleteness.">Healing of Arterial Prostheses in Man: Its Incompleteness.</a> Annals of Surgery. 175, 118-127 (1972).</li><li>Byrom, M. J., Bannon, P. G., White, G. H., Ng, M. K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+for+the+assessment+of+novel+vascular+conduits.">Animal models for the assessment of novel vascular conduits.</a> Journal of Vascular Surgery : Official Publication, the Society for Vascular Surgery [and] International Society for Cardiovascular Surgery, North American Chapter. 52, 176-195 (2010).</li><li>Swartz, D. D., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+for+vascular+tissue-engineering.">Animal models for vascular tissue-engineering.</a> Current Opinion in Biotechnology. 24, 916-925 (2013).</li><li>Liang, M. -. S., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+fibrin-binding+TGF-&#946;1+for+sustained+signaling+and+contractile+function+of+MSC+based+vascular+constructs.">Engineering fibrin-binding TGF-&#946;1 for sustained signaling and contractile function of MSC based vascular constructs.</a> Biomaterials. 32, 8684-8693 (2011).</li><li>Han, J., Liu, J. Y., Swartz, D. D., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+and+functional+effects+of+organismal+ageing+on+smooth+muscle+cells+derived+from+bone+marrow+mesenchymal+stem+cells.">Molecular and functional effects of organismal ageing on smooth muscle cells derived from bone marrow mesenchymal stem cells.</a> Cardiovascular Research. 87, 147-155 (2010).</li></ol>

There are no disclosures to report.

Der Zweck dieses Berichts ist es, ein sicheres und reproduzierbares Verfahren zur Implantat TEVs von Interesse in der Schaf- Halsschlagader ist. Die Mutterhalsschlagadern, die in diesem Modell verwendeten Tiere waren 0,5-0,75 mm Dicke und 4,5 bis 5 mm Außendurchmesser. Die hier beschriebene Operationstechnik wurde zum Implantieren TEVs unterschiedlicher Geometrien messen 0,25-1 mm Dicke, 4-5 mm Außendurchmesser und 4 cm Länge mit großem Erfolg bewährt sich bis zu 3 Monaten Dauer der beabsichtigten Endpunkt erfolgre...

Das Hauptaugenmerk bei der Entwicklung TEVs war es, einen Ersatz für autologes Transplantat Ersatz bieten, wenn autologe Gefäße sind nicht verfügbar und die Gebersicht Morbidität zu begrenzen. Beispielsweise hat die Zahl der koronaren Arterien-Bypass-Operationen pro Jahr in den USA 350.000 überschritten, und die ideale Quelle geeigneter Transplantate bleibt der linken Arteria mammaria interna, linke vordere absteigende Koronararterie und die Vena saphena 1. Da viele Menschen, die unter Gefässkrankheiten leiden, nicht geeignet Arterien und Venen für autologes Transplantat ausgetauscht werden müssen, hat die Entwicklung von TEVs somit ein intensives Forschungsfeld werden seit Jahrzehnten 1-6. Während die Konstruktion und Optimierung von neuen TEVs haben viele Fortschritte durchgemacht, die Berichterstattung über die Operationstechniken eingesetzt, um die TEVs sich nicht ein Thema von so intensiven Diskussion gewesen zu implantieren. Vielmehr werden Protokolle über die Implantation TEVs in Tiermodellen weitgehend linksbis zu Ermittler forschen. Die folgende Manuskript zeigt, wie TEVs durch die Verwendung einer End-zu-End-Anastomose Ansatz zu implantieren. Dieses Verfahren wurde unter Verwendung eines spezifischen anastomotischen Nahtmuster, Stabilisierungsnahttechnik optimiert Längsspannung und der Zugabe von in-vivo-Überwachung Instrumentierung optimiert. Dieses Verfahren wird bei einigen der vielen Variationen, die zuvor verwendet wurden, gegenübergestellt. Darüber hinaus wird beschrieben, wie Sie diese Parameter wie arterieller Blutdruck, TEV Durchmesser / Compliance erwerben und Durchflussrate durch das TEV nach der Operation bis Explantation. Diese Datensammlung eine unverzichtbare Analyse des TEV, während es in dem Verfahren der Umbau ist.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1505">
	<tbody>
		<tr height="43">
			<td dir="LTR" height="43" style="height:43px;width:335px;">Equipment</td>
			<td dir="LTR" style="width:208px;">Manufacturer</td>
			<td dir="LTR" style="width:311px;">Serial/Catalog #</td>
			<td dir="LTR" style="width:363px;">Notes</td>
		</tr>
		<tr height="56">
			<td dir="LTR" height="94" rowspan="2" style="height:94px;width:335px;">Pressure Transducer</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:208px;">Becton Dickinson</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:311px;">P23XL-1</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">1+ (1 for each artery) 
			&#160;Used with water-filled diaphragm domes</td>
		</tr>
		<tr height="172">
			<td dir="LTR" height="172" style="height:172px;width:335px;">Amplifier and transducer box</td>
			<td dir="LTR" style="width:208px;">Gould</td>
			<td dir="LTR" style="width:311px;">5900 Signal Conditioner Cage</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">1 
			Two transducers and amplifiers should be included in cage. While this specific unit may be discontinued, other commercially available pressure transducers with a BNC/analog output will communicate with the Sonometrics equipment</td>
		</tr>
		<tr height="121">
			<td dir="LTR" height="121" style="height:121px;width:335px;">T403 Console with TS420 perivascular flowmeter module(x2)&#160;</td>
			<td dir="LTR" style="width:208px;">Transonic Systems</td>
			<td dir="LTR" style="width:311px;">T403 module and TS420 (x2)</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">1 
			Flow probes measuring flow through each of the carotid arteries will connect to each of the TS420 units.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="126">
			<td dir="LTR" height="126" style="height:126px;width:335px;">Digital ultrasonic measurement unit</td>
			<td dir="LTR" style="width:208px;">Sonometrics</td>
			<td dir="LTR" style="width:311px;">TR-USB</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">1</td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td dir="LTR" height="48" style="height:48px;width:335px;">Flow Probe Precision S-Series 4mm</td>
			<td dir="LTR" rowspan="4" style="width:208px;">Transonic Systems Inc.</td>
			<td dir="LTR" rowspan="4" style="width:311px;">MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA</td>
			<td dir="LTR" rowspan="4" style="width:291px;">2</td>
			<td dir="LTR" rowspan="4" style="width:363px;"></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td dir="LTR" height="49" rowspan="2" style="height:49px;width:335px;">1mm&#160; Sonometrics Crystals</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:208px;">Sonometrics Systems</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:311px;">1R-38S-20-NC-SH</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">&#160;2-4 (2 for each artery)</td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td dir="LTR" height="134" rowspan="2" style="height:134px;width:335px;">Catheter for implantation</td>
			<td dir="LTR" style="width:208px;">BD (Becton Dickinson)</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:311px;">&#160;381447</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">&#160;1+ (1 for each artery) 
			Catheter is cut and secured to microbore tubing, stylette is utilized for insertion&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td dir="LTR" height="73" rowspan="2" style="height:73px;width:335px;">Tygon Microbore Tubing</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:208px;">Norton Performance Plastics</td>
			<td dir="LTR" style="width:311px;">(AAQ04127) Formulation S-54-HL</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">NA (cut to length for an extension set)</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td dir="LTR" height="49" rowspan="2" style="height:49px;width:335px;">Luer Stub Adapter</td>
			<td dir="LTR" style="width:208px;">BD (Becton Dickinson)</td>
			<td dir="LTR" style="width:311px;">427564 (20 gauge)</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">1+ (1 for each arterial catheter)</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td dir="LTR" height="82" rowspan="2" style="height:82px;width:335px;">Surflo Injection Plug</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:208px;">Terumo</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:311px;">SR-IP2</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">1+ (1 for each arterial catheter)</td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td dir="LTR" height="128" rowspan="2" style="height:128px;width:335px;">Meadox</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:208px;">PTFE (Teflon) Felt</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:311px;">19306</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">NA (cut to size) 
			The PTFE felt used in our studies was discontinued. However, comparable companies such as &#8220;Surgical Mesh&#8221; offer products which are equivalent.&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

surgical technique for the implantation of tissue engineered vascular grafts and subsequent in vivo monitoring

Die Entwicklung von Tissue Engineered Vessels (TEVs) wird durch die Fähigkeit vorgeschoben, um routinemäßig und effektiv Implantat TEVs (4-5 mm Durchmesser) in einen großen Tiermodell. Ein Schritt-Schritt-Protokoll für interposition Platzierung des TEV und Echtzeit-Digital Beurteilung des TEV und nativen Karotiden wird hier beschrieben. Durch die Implantation von Flusssonden, Katheter und Ultraschallkristallen (fähig In-vivo-Überwachung ermöglicht wird Aufzeichnungs Änderungen implantierter TEVs und nativen Karotiden) zu der Zeit der Operation dynamisch Durchmesser. Nach der Implantation können Forscher arterielle Blutströmungsmuster, invasive Blutdruck und Arteriendurchmesser ergibt Parameter wie Pulswellengeschwindigkeit, Augmentationsindex, Pulsdruck und Einhaltung zu berechnen. Datenerfassung unter Verwendung eines einzelnen Computerprogramms zur Analyse der gesamten Dauer des Experiments durchgeführt. Solche unschätzbaren Daten gibt Einblick in TEV Matrixumbau, dessen resemblance, native / Schein-Kontrollen und Gesamt TEV Leistung in vivo.

Mehr als 30 Schafe, die in diesem Bericht für die Implantation von TEVs beschrieben (im Druck) Operationstechnik 9 unterzogen. Eine Tabelle mit einer Zusammenfassung der jüngsten Schafe Operationen nach Protokolloptimierung sind in Tabelle 2 dargestellt. Alle Schafe nach TEV Implantation mit nicht lebensbedrohliche Komplikationen erholt. Bei einigen Tieren wurde Fibrose im nativen Arterie nahe der Spitze des innewohnenden arteriellen Katheter beobachtet. Eine signifikante Zunahme der Entzü...

Watch this Scientific Journal Video about Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring at JoVE.com

Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

Ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für die inter-Positions Platzierung von Tissue Engineered Vessels (TEVs) in die Halsschlagader eines Schafes mit End-to-End-Anastomose und digitale Echtzeit-Beurteilung in vivo bis Tieropfer.

Operationstechnik zur Implantation von Tissue Engineered Gefäßprothesen und Folge<em&gt; In-vivo-</em&gt; Überwachung

The development of Tissue Engineered Vessels (TEVs) is advanced by the ability to routinely and effectively implant TEVs (4-5 mm in diameter) into a large ...

surgical-technique-for-implantation-tissue-engineered-vascular-grafts

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

11.6K Aufrufe.  State University of New York Buffalo School of Medicine.  Ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für die inter-Positions Platzierung von Tissue Engineered Vessels (TEVs) in die Halsschlagader eines Schafes mit End-to-End-Anastomose und digitale Echtzeit-Beurteilung in vivo bis Tieropfer. 

Serie: Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

Bioluminescence Imaging for Assessment of Immune Responses Following Implantation of Engineered Heart Tissue (EHT)

Various techniques of cardiac tissue engineering have been pursued in the past decades including scaffolding strategies using either native or bioartificial scaffold materials, entrapment of cardiac myocytes in hydrogels such as fibrin or collagen and stacking of myocyte monolayers 1. These concepts aim at restoration of compromised cardiac function (e.g. after myocardial infarction) or as experimental models (e.g. predictive toxicology and substance screening or disease modelling). Precise monitoring of cell survival after implantation of engineered heart tissue (EHT) has now become possible using in-vivo bioluminescence imaging (BLI) techniques 2. Here we describe the generation of fibrin-based EHT from a transgenic rat strain with ubiquitous expression of firefly luciferase (ROSA/luciferase-LEW Tg; 3). Implantation is performed into the greater omentum of different rat strains to assess immune responses of the recipient organism following EHT implantation. Comparison of results generated by BLI and the Enzyme Linked Immuno Spot Technique (ELISPOT) confirm the usability of BLI for the assessment of immune responses.

Bioluminescence Imaging for Assessment of Immune Responses Following Implantation of Engineered Heart Tissue EHT

This video demonstrates the use of in vivo bioluminescence imaging to study immune responses after implantation of Engineered Heart Tissue (EHT) in rats.

Biolumineszenz-Bildgebung für die Beurteilung von Immunantworten nach der Implantation von Engineered Heart Tissue (EHT)

Various techniques of cardiac tissue engineering have been pursued in the past decades including scaffolding strategies using either native or ...

Forschung

Biotechnik

Engineering Biological-Based Vascular Grafts Using a Pulsatile Bioreactor

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological environment, both mechanical and chemical stimulation are required to maintain the proper development and functionality of arterial vessels1,2.
Bioreactor culture systems developed by our group are designed to support vessel regeneration within a precisely controlled chemo-mechanical environment mimicking that of native vessels. Our bioreactor assembly and maintenance procedures are fairly simple and highly repeatable3,4. Smooth muscle cells (SMCs) are seeded onto a tubular polyglycolic acid (PGA) mesh that is threaded over compliant silicone tubing and cultured in the bioreactor with or without pulsatile stimulation for up to 12 weeks. There are four main attributes that distinguish our bioreactor from some predecessors. 1) Unlike other culture systems that simulate only the biochemical surrounding of native blood vessels, our bioreactor also creates a physiological pulsatile environment by applying cyclic radial strain to the vessels in culture. 2) Multiple engineered vessels can be cultured simultaneously under different mechanical conditions within a controlled chemical environment. 3) The bioreactor allows a mono layer of endothelial cells (EC) to be easily coated onto the luminal side of engineered vessels for animal implantation models. 4) Our bioreactor can also culture engineered vessels with different diameter size ranged from 1 mm to 3 mm, saving the effort to tailor each individual bioreactor to fit a specific diameter size. 
The engineered vessels cultured in our bioreactor resemble native blood vessels histologically to some degree. Cells in the vessel walls express mature SMC contractile markers such as smooth muscle myosin heavy chain (SMMHC)3. A substantial amount of collagen is deposited within the extracellular matrix, which is responsible for ultimate mechanical strength of the engineered vessels5. Biochemical analysis also indicates that collagen content of engineered vessels is comparable to that of native arteries6. Importantly, the pulsatile bioreactor has consistently regenerated vessels that exhibit mechanical properties that permit successful implantation experiments in animal models3,7. Additionally, this bioreactor can be further modified to allow real-time assessment and tracking of collagen remodeling over time, non-invasively, using a non-linear optical microscopy (NLOM)8. To conclude, this bioreactor should serve as an excellent platform to study the fundamental mechanisms that regulate the regeneration of functional small-diameter vascular grafts.

Our group has developed a bioreactor culture system that mimics the physiological pulsatile stresses of the cardiovascular system to regenerate implantable small-diameter vascular grafts.

Engineering Biological-Based Gefäßprothesen Mit einem Pulsatile Bioreaktor

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological ...

Non-contact, Label-free Monitoring of Cells and Extracellular Matrix using Raman Spectroscopy

Non-destructive, non-contact and label-free technologies to monitor cell and tissue cultures are needed in the field of biomedical research.1-5 However, currently available routine methods require processing steps and alter sample integrity. Raman spectroscopy is a fast method that enables the measurement of biological samples without the need for further processing steps. This laser-based technology detects the inelastic scattering of monochromatic light.6 As every chemical vibration is assigned to a specific Raman band (wavenumber in cm-1), each biological sample features a typical spectral pattern due to their inherent biochemical composition.7-9 Within Raman spectra, the peak intensities correlate with the amount of the present molecular bonds.1 Similarities and differences of the spectral data sets can be detected by employing a multivariate analysis (e.g. principal component analysis (PCA)).10
Here, we perform Raman spectroscopy of living cells and native tissues. Cells are either seeded on glass bottom dishes or kept in suspension under normal cell culture conditions (37 &deg;C, 5% CO2) before measurement. Native tissues are dissected and stored in phosphate buffered saline (PBS) at 4 &deg;C prior measurements. Depending on our experimental set up, we then either focused on the cell nucleus or extracellular matrix (ECM) proteins such as elastin and collagen. For all studies, a minimum of 30 cells or 30 random points of interest within the ECM are measured. Data processing steps included background subtraction and normalization.

Raman spectroscopy is a suitable technique for the non-contact, label-free analysis of living cells, tissue-engineered constructs and native tissues. Source-specific spectral fingerprints can be generated and analyzed using multivariate analysis.

Berührungslose, Label-freie Überwachung von Zellen und extrazellulären Matrix mittels Raman-Spektroskopie

Non-destructive, non-contact and label-free technologies to monitor cell and tissue cultures are needed in the field of biomedical research.1-5 However, ...

Production, Characterization and Potential Uses of a 3D Tissue-engineered Human Esophageal Mucosal Model

The incidence of both esophageal adenocarcinoma and its precursor, Barrett&#8217;s Metaplasia, are rising rapidly in the western world. Furthermore esophageal adenocarcinoma generally has a poor prognosis, with little improvement in survival rates in recent years. These are difficult conditions to study and there has been a lack of suitable experimental platforms to investigate disorders of the esophageal mucosa.
A model of the human esophageal mucosa has been developed in the MacNeil laboratory which, unlike conventional 2D cell culture systems, recapitulates the cell-cell and cell-matrix interactions present in vivo and produces a mature, stratified epithelium similar to that of the normal human esophagus. Briefly, the model utilizes non-transformed normal primary human esophageal fibroblasts and epithelial cells grown within a porcine-derived acellular esophageal scaffold. Immunohistochemical characterization of this model by CK4, CK14, Ki67 and involucrin staining demonstrates appropriate recapitulation of the histology of the normal human esophageal mucosa.
This model provides a robust, biologically relevant experimental model of the human esophageal mucosa. It can easily be manipulated to investigate a number of research questions including the effectiveness of pharmacological agents and the impact of exposure to environmental factors such as alcohol, toxins, high temperature or gastro-esophageal refluxate components. The model also facilitates extended culture periods not achievable with conventional 2D cell culture, enabling, inter alia, the study of the impact of repeated exposure of a mature epithelium to the agent of interest for up to 20 days. Furthermore, a variety of cell lines, such as those derived from esophageal tumors or Barrett&#8217;s Metaplasia, can be incorporated into the model to investigate processes such as tumor invasion and drug responsiveness in a more biologically relevant environment.

This manuscript describes the production, characterization and potential uses of a tissue engineered 3D esophageal construct prepared from normal primary human esophageal fibroblast and squamous epithelial cells seeded within a de-cellularized porcine scaffold. The results demonstrate the formation of a mature stratified epithelium similar to the normal human esophagus.

Herstellung, Charakterisierung und Einsatzmöglichkeiten von 3D-Tissue-Engineering Menschen Ösophagus-Schleimhaut-Modell

The incidence of both esophageal adenocarcinoma and its precursor, Barrett&#8217;s Metaplasia, are rising rapidly in the western world. Furthermore ...

Athymic Rat Model for Evaluation of Engineered Anterior Cruciate Ligament Grafts

Anterior cruciate ligament (ACL) rupture is a common ligamentous injury that often requires surgery because the ACL does not heal well without intervention. Current treatment strategies include ligament reconstruction with either autograft or allograft, which each have their associated limitations. Thus, there is interest in designing a tissue-engineered graft for use in ACL reconstruction. We describe the fabrication of an electrospun polymer graft for use in ACL tissue engineering. This polycaprolactone graft is biocompatible, biodegradable, porous, and is comprised of aligned fibers. Because an animal model is necessary to evaluate such a graft, this paper describes an intra-articular athymic rat model of ACL reconstruction that can be used to evaluate engineered grafts, including those seeded with xenogeneic cells. Representative histology and biomechanical testing results at 16 weeks postoperatively are presented, with grafts tested immediately post-implantation and contralateral native ACLs serving as controls. The present study provides a reproducible animal model with which to evaluate tissue engineered ACL grafts, and demonstrates the potential of a regenerative medicine approach to treatment of ACL rupture.

Animal models are important tools for the evaluation of tissue-engineered grafts. This paper presents the protocol for preparing an electrospun biodegradable polymer graft for use in anterior cruciate ligament tissue engineering, as well as a surgical protocol for implantation in a rat model.

Athymischen Rattenmodell für die Bewertung von Engineered vorderen Kreuzbandes Grafts

Anterior cruciate ligament (ACL) rupture is a common ligamentous injury that often requires surgery because the ACL does not heal well without ...

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. Collagen has been extensively used for a wide range of biomedical applications and is considered a valid alternative to synthetic materials due to its inherent biocompatibility (i.e., low antigenicity, inflammation, and cytotoxic responses). However, the limited mechanical properties and the related low hand-ability of collagen gels have hampered their use as scaffold materials for vascular tissue engineering. Therefore, the rationale behind this work was first to engineer cellularized collagen gels into a tubular-shaped geometry and second to enhance smooth muscle cells driven reorganization of collagen matrix to obtain tissues stiff enough to be handled.
The strategy described here is based on the direct assembling of collagen and smooth muscle cells (construct) in a 3D cylindrical geometry with the use of a molding technique. This process requires a maturation period, during which the constructs are cultured in a bioreactor under static conditions (without applied external dynamic mechanical constraints) for 1 or 2 weeks. The &#8220;static bioreactor&#8221; provides a monitored and controlled sterile environment (pH, temperature, gas exchange, nutrient supply and waste removal) to the constructs. During culture period, thickness measurements were performed to evaluate the cells-driven remodeling of the collagen matrix, and glucose consumption and lactate production rates were measured to monitor the cells metabolic activity. Finally, mechanical and viscoelastic properties were assessed for the resulting tubular constructs. To this end, specific protocols and a focused know-how (manipulation, gripping, working in hydrated environment, and so on) were developed to characterize the engineered tissues.

In this work, we present a technique for the rapid fabrication of living vascular tissues by direct culturing of collagen, smooth muscle cells and endothelial cells. In addition, a new protocol for the mechanical characterization of engineered vascular tissues is described.

Engineering 3D cellularized Kollagengele für Gefäßgeweberegeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from traumatic injury, disease and various congenital, genetic and acquired conditions are quite common. Tissue engineering and regenerative medicine technologies have enormous potential to provide a therapeutic solution. However, utilization of biologically relevant animal models in combination with longitudinal assessments of pertinent functional measures are critical to the development of improved regenerative therapeutics for treatment of VML-like injuries. In that regard, a commercial muscle lever system can be used to measure length, tension, force and velocity parameters in skeletal muscle. We used this system, in conjunction with a high power, bi-phase stimulator, to measure in vivo force production in response to activation of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. We have previously used this equipment to assess the functional impact of VML injury on the tibialis anterior (TA) muscle, as well as the extent of functional recovery following treatment of the injured TA muscle with our tissue engineered muscle repair (TEMR) technology. For such studies, the left foot of an anaesthetized rat is securely anchored to a footplate linked to a servomotor, and the common peroneal nerve is stimulated by two percutaneous needle electrodes to elicit muscle contraction and dorsiflexion of the foot. The peroneal nerve stimulation-induced muscle contraction is measured over a range of stimulation frequencies (1-200 Hz), to ensure an eventual plateau in force production that allows for an accurate determination of peak tetanic force. In addition to evaluation of the extent of VML injury as well as the degree of functional recovery following treatment, this methodology can be easily applied to study diverse aspects of muscle physiology and pathophysiology. Such an approach should assist with the more rational development of improved therapeutics for muscle repair and regeneration.

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

We describe an in vivo protocol to measure dorsiflexion of the foot following stimulation of the peroneal nerve and contraction of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. Such measurements are an indispensable translational tool for evaluating skeletal muscle pathology and tissue engineering approaches to muscle repair and regeneration.

Anwendungen<em&gt; In Vivo</em&gt; Funktionstest der Ratte Vorderer Schienbeingewebe Skeletal Muscle Repair Engineered für die Bewertung

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from ...

Scaling of Engineered Vascular Grafts Using 3D Printed Guides and the Ring Stacking Method

Coronary artery disease remains a leading cause of death, affecting millions of Americans. With the lack of autologous vascular grafts available, engineered grafts offer great potential for patient treatment. However, engineered vascular grafts are generally not easily scalable, requiring manufacture of custom molds or polymer tubes in order to customize to different sizes, constituting a time-consuming and costly practice. Human arteries range in lumen diameter from about 2.0-38 mm and in wall thickness from about 0.5-2.5 mm. We have created a method, termed the "Ring Stacking Method," in which variable size rings of tissue of the desired cell type, demonstrated here with vascular smooth muscle cells (SMCs), can be created using guides of center posts to control lumen diameter and outer shells to dictate vessel wall thickness. These tissue rings are then stacked to create a tubular construct, mimicking the natural form of a blood vessel. The vessel length can be tailored by simply stacking the number of rings required to constitute the length needed. With our technique, tissues of tubular forms, similar to a blood vessel, can be readily manufactured in a variety of dimensions and lengths to meet the needs of the clinic and patient.

Scalable engineered blood vessels would improve clinical applicability. Using easily sizable 3D-printed guides, rings of vascular smooth muscle were created and stacked into a tubular form, forming a vascular graft. Grafts can be sized to meet the range of human coronary artery dimensions by simply changing the 3D-printed guide size.

Die Skalierung von Engineered Gefäßprothesen Mit 3D-gedruckte Führer und den Ring Stapelverfahren

Coronary artery disease remains a leading cause of death, affecting millions of Americans. With the lack of autologous vascular grafts available, ...

A Novel Tenorrhaphy Suture Technique with Tissue Engineered Collagen Graft to Repair Large Tendon Defects

Surgical management of large tendon defects with tendon grafts is challenging, as there are a finite number of sites where donors can be readily identified and used. Currently, this gap is filled with tendon auto-, allo-, xeno-, or artificial grafts, but clinical methods to secure them are not necessarily translatable to animals because of the scale. In order to evaluate new biomaterials or study a tendon graft made up of collagen type 1, we have developed a modified suture technique to help maintain the engineered tendon in alignment with the tendon ends. Mechanical properties of these grafts are inferior to the native tendon. To incorporate engineered tendon into clinically relevant models of loaded repair, a strategy was adopted to offload the tissue engineered tendon graft and allow for the maturation and integration of the engineered tendon in vivo until a mechanically sound neo-tendon was formed. We describe this technique using incorporation of the collagen type 1 tissue engineered tendon construct.

In this paper, we present an in vitro and in situ protocol to repair a tendon gap of up to 1.5 cm by filling it with engineered collagen graft. This was performed by developing a modified suture technique to take the mechanical load until the graft matures into the host tissue.

Eine neuartige Tenorrhaphy-Nahttechnik mit tissue engineered Collagen Graft zur Reparatur großer Sehnendefekte

Surgical management of large tendon defects with tendon grafts is challenging, as there are a finite number of sites where donors can be readily ...

A Novel Surgical Technique As a Foundation for In Vivo Partial Liver Engineering in Rat

Organ engineering is a novel strategy to generate liver organ substitutes that can potentially be used in transplantation. Recently, in vivo liver engineering, including in vivo organ decellularization followed by repopulation, has emerged as a promising approach over ex vivo liver engineering. However, postoperative survival was not achieved. The aim of this study is to develop a novel surgical technique of in vivo selective liver lobe perfusion in rats as a prerequisite for in vivo liver engineering. We generate a circuit bypass only through the left lateral lobe. Then, the left lateral lobe is perfused with heparinized saline. The experiment is performed with 4 groups (n = 3 rats per group) based on different perfusion times of 20 min, 2 h, 3 h, and 4 h. Survival, as well as the macroscopically visible change of color and the histologically determined absence of blood cells in the portal triad and the sinusoids, is taken as an indicator for a successful model establishment. After selective perfusion of the left lateral lobe, we observe that the left lateral lobe, indeed, turned from red to faint yellow. In a histological assessment, no blood cells are visible in the branch of the portal vein, the central vein, and the sinusoids. The left lateral lobe turns red after reopening the blocked vessels. 12/12 rats survived the procedure for more than one week. We are the first to report a surgical model for in vivo single liver lobe perfusion with a long survival period of more than one week. In contrast to the previously published report, the most important advantage of the technique presented here is that perfusion of 70% of the liver is maintained throughout the whole procedure. The establishment of this technique provides a foundation for in vivo partial liver engineering in rats, including decellularization and recellularization.

A Novel Surgical Technique As a Foundation for In Vivo Partial Liver Engineering in Rat

We establish a novel surgical technique for an in vivo single liver lobe perfusion model in rat as a prerequisite for further studying in vivo partial liver engineering in the future.