Diese Arbeit wurde vom National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering gewähren # EB003307 und von der National Science Foundation Career Award für AF unterstützt

Mikrofluidikvorrichtung Design mit CorelDraw oder AutoCAD-Software Das Prinzip der PDMS Mikroventile-basierte Geräte: Die Geräte bestehen aus drei Schichten: einer fluidischen Schicht mit Mikrokammern in verschiedenen Größen, ein &quot;Control Layer&quot; enthält die Mikrokanäle notwendig, um die fluidische Weg mit Mikroventile zu betätigen, und einen mittleren dünne PDMS-Membran, die gebunden ist auf der Steuerungsebene. In Ruhe durch die Einhaltung und Hydrophobie von PDMS, die Membran-Dichtungen (reversibel) gegen seinen Sitz, daher bleiben die Räume von einander ohne Energiezufuhr isoliert. Ventile kann durch Anlegen von Unterdruck (zB Haus Vakuum) geöffnet werden, so dass die PDMS-Membran lenkt ab und trennt sich von der Oberfläche, dass die Wand zwischen zwei fluidischen Kammern unterstützt und verbindet so die fluidische Weg. Ventilverschlussglied kann durch Abschalten der Druckeinstellung von Vakuum bis Atmosphärendruck erreicht werden. Fluidic Schicht und Kontrolle Lagenbilder wurden unter Verwendung CorelDraw oder AutoCAD Software. Masken, die diese Entwürfe wurden in hoher Auflösung (8.000 bis 20.000 dpi) zur Transparenz Filme durch kommerzielle Dienste (CAD / Art Services, Bandon, OR) gedruckt (Masken nicht gezeigt). Herstellung von Silizium-Master mithilfe von Standard-SU-8 Photolithographie <ol><li> Standard-SU-8 Photolithographie Methoden wurden verwendet, um SU-8 &quot;Meister&quot; (SU-8 2050 MicroChem, Newton, MA) für die Mikrofluidik-Schicht und der Ventilsteuerung Schicht in einem Reinraum (nicht in diesem Video gezeigt). Erstellen </li><li> Zum Lösen zu erleichtern, vor PDMS Replikation der SU-8, waren Meister durch Einwirkung eines Dampfes einer Fluorsilan ((Tridecafluor-1, 1,2,2,-tetrahydrooctyl)-1-Trichlorsilan (TFOCS)), in einem silanisierten Exsikkator jar (ohne Trocknung Pellets), die an eine Unterdruckquelle. Der Exsikkator Kammer muß in einem Laborabzug wegen der korrosiven Eigenschaften von TFOCS Dämpfe befinden. </li><li> Legen Sie einen kleinen Teil der saugfähigen Papiertuch in den Exsikkator Kammer. Fügen Sie einen Tropfen TFOCS dem Papiertuch und evakuieren die Luft aus der Kammer. Bewerben Vakuum für 1 min und auszuschalten. Schließen Sie das Vakuum und damit 30 min für die Abscheidung. Halten Sie den Meister in geschlossenen Behältern für die zukünftige Verwendung. </li></ol> Replica Formen von PDMS von den Meistern <ol><li> Die fluidische Schicht und die Kontrolle Schicht durch Replikat des PDMS von SU-8 Meister gemacht. </li><li> Gründlichem Mischen PDMS pre-Polymer und Vernetzer (10:1 wt. Ratio), de-Blase in einem Exsikkator für 10-15 min, bis Bläschen klar. </li><li> Cut Silikonschlauch in 1-2 cm lange Stücke schneiden. Wählen Sie die passende Größe der Schläuche je nach Anwendung. Wir verwenden 1,14 mm ID Schläuche hier für den einfachen Anschluss an 1 / 16 Zoll Außendurchmesser später. </li><li> Verwenden Sie Duco ® Cement zu kleben Schlauch auf den Einlass Regionen der SU-8 Meister der Steuerungsebene. Seien Sie vorsichtig, nicht zu viel Kleber verwenden, da die Silikonschlauch aus den gleichen Komponenten wie PDMS hergestellt wird, und der Schlauch wird in die PDMS Mikrofluidikvorrichtung eingebettet werden, wodurch Luft-und Fluidik-dichte /-Dosen. </li><li> In unserer Einrichtung werden Einlass Regionen auf die Masken der beiden fluidischen und die Kontrolle Schichten entwickelt, aber Silikonschlauch Buchten sind nur in einer Schicht (z. B. Control Layer) des Gerätes geformt. So erstellen Sie Buchten, die Fluidik-Schicht, wir manuell entfernen oder Punktion der wenigen Bereiche der Membran, die den Einlass Regionen zu decken. Deshalb wird nach Ausrichtung und Montage werden alle Mikrokanäle (diejenigen, die Strömung sowie diejenigen, die die Ventile steuern tragen) zugänglich von der Oberseite des Gerätes, so dass die untere Fläche ist eben, so dass die Abbildung der Geräte auf einem herkömmlichen Mikroskop Bühne. </li><li> Sorgfältig pour de-sprudelte PDMS auf die beiden Meister, um den Schlauch in der Kontroll-Schicht zu meistern. De-Blase wieder in einem Exsikkator. Nach de-sprudelnden abgeschlossen ist, in 65 ° C im Ofen für&gt; 1 Stunde zum Aushärten gebracht. </li><li> Entfernen geheilt PDMS-bedeckten Meister aus dem Ofen. </li><li> Cut einzelnen Geräte von den Meistern (jeweils Master enthält drei identische Geräte) und abziehen. </li><li> Entfernen Kleber vom Einlass Regionen mit einer Nadel oder einer Pinzette. </li><li> Nehmen Sie die Kontrolle Schicht PDMS in den Reinraum. </li></ol> Thin PDMS-Membran Fertigung <ol><li> Wie in dem Gerät grundsätzlich dargestellt, besteht die mittlere Schicht einer ~ 12 Mikrometer dicke PDMS-Membran. </li><li> Mix 10.01 wt. Verhältnis von PDMS Präpolymer / Härter-Gemisch mit Hexan (3:1 Gew.. ratio) durch Vortexen. </li><li> Verschieben in einen Reinraum. (A staubfreie Umgebung ist entscheidend dafür, dass die PDMS Membranen frei von Mängeln ist; Staubpartikel können in Membranen, die Löcher und / oder fehlerhaft, um die Replik Form gebunden Ergebnis.) </li><li> Legen Sie eine silanisierte 3-Zoll-Durchmesser-Wafer auf, um das Vakuum Futter einer Solitec Spinner. Der Wafer muss silanisiert (derivatisiert mit Fluorsilan) vor dem PDMS Spinnen, um die Freilassung der PDMS von Silizium-Oberflächen erleichtern. Die Teflon Schüssel außerhalb des Futters wurde mit Kunststoff-Folie zur einfachen Reinigung gewickelt. </li><li> Dispense 2-3 ml PDMS / Hexan-Gemisch auf den Wafer mit einer 18-Gauge-Injektionsnadel (zur Minimierung von Blasen). </li><li> Set Spin-Parameter. Spin bei 7000 rpm für 30 sec, was zu einem PDMS-Film von ~ 12 mu m Dicke. </li><li> Heizen Sie den Wafer bei 85 ° C für 4 min auf einer Heizplatte auf die PDMS-Film zu heilen. </li></ol> Multilayer PDMS Gerät Bindung und Montage <ol><li> Legen Sie die Kontrolle-Schicht und der PDMS-Membran in einer Sauerstoff Plasmakammer. Schalten Sie Plasma für 30 sec (Sauerstoffdruck 30 psi, Durchfluss 3-5 SCFH, 550W). Bringen Sie die Kontrolle Schicht in Kontakt mit der PDMS-Membran sofort (innerhalb von 5 Minuten) nach Sauerstoff-Aktivierung. System-Parameter, wie Sauerstoff Druck, Durchfluss und Plasma-Leistung und Behandlungszeit, sind empirisch nach unterschiedlichen Anwendungen konfiguriert. </li><li> Warten Sie 5 min, und entfernen Sie die Kontrolle Schicht vom Wafer zusammen mit der Membran. </li><li> Entfernen Membranen auf den Einlässen Bereichen, so dass beide Kontroll-und Fluidik-Schichten von oben zugänglich über Schläuche sind. </li><li> Richten Sie die Control Layer (mit Schläuchen als Einlässe) mit der Fluidik-Schicht (planaren) unter einem Stereoskop. Da PDMS-Dichtungen auf PDMS, ist keine dauerhafte Verbindung benötigt. </li></ol> Computer-gesteuerten Öffnen und Schließen von PDMS Mikroventile von Vakuum oder Druck <ol><li> Nach Gerät Ausrichtung und Montage, legen Sie 1 / 16 Zoll OD (1 / 32 inch ID) Tygon-Schlauch in die 1,14 mm ID Silikon Buchten und verbinden Sie die Eingänge, um den Druck-Quellen oder dem fluidischen Stauseen. </li><li> Zum Öffnen und Schließen von Ventilen, sind Drücke von einem Vakuum-Leitung und einem Luftdruck Linie durch zwei Druckregler zu einer Reihe von Miniatur-Drei-Wege-Magnetventile angeschlossen gesteuert. </li><li> Die Magnetventile sind Datenerfassungsgeräte von National Instruments Hardware über Labview-Software gesteuert wird. </li><li> Bedienung des Gerätes und Membranauslenkung visualisiert mit einer Farb-CCD-Kamera (SPOT RT, Diagnostic Instruments, Sterling Heights, MI). </li></ol> Parallel Vermischung von zwei unterschiedlichen Farbstoffen in verschiedenen definierten Nanoliterbereich Wir zeigen den Betrieb eines parallel Mixer, der für die Lagerung und Mischen präzise Sub-Nanoliter von wässrigen Lösungen bei verschiedenen Mischungsverhältnissen ermöglicht: <ol><li> Die fluidische Schicht enthält zwei Arrays Mikrokammern: Entlang Array A, der Größe des Mikrokammern abnimmt, ausgehend von der linken Seite, von 200 um x 400 um bis 200 um x 40 um; A 10 ist ein 500 um x 40 um Kammer und wird verwendet nur für fluidische Verbindung in Array A; auf der rechten Seite der Kammer A 10 ist eine Reihe von Kammern symmetrisch zunehmende in Größen. Die Kammern in Array B sind so ausgelegt, dass das zusätzliche Volumen von je zwei benachbarten Kammern in verschiedenen Reihen immer gleich. A 0, A 0r und B 10, B 10r als jeweilige Steuerungen für Lösungen A und B ohne Mischen konzipiert. </li><li> Die Steuerung Schicht hat zwei unabhängig gesteuerte Sätze von Ventilen. Eine Reihe von Ventilen {V 1} wird verwendet, um Zwei-Kammer-Arrays mit ihren jeweiligen Eingängen zu verbinden, während ein zweiter Satz von Ventilen {V 2} wird verwendet, um jedes Paar von Kammern in den beiden Arrays zu verbinden. </li><li> Füllen Sie den Mikrokammern durch Öffnen des Ventils Menge {1} V zu fließen zwei Farbstofflösungen auf Arrays A und B, bzw. zu ermöglichen. Flow of Lösungen können entweder von Hand oder durch Vakuum erreicht werden Zug gesteuert mit Magnetventilen. Wenn Luftblasen in der Mikrokammern Formular können weitere Lösung gestoßen, um die Luftblasen zu entfernen, oder kann das Gerät für ein paar Minuten und Blasen gelassen werden verschwinden aufgrund der Luftdurchlässigkeit von PDMS. </li><li> Schließen Sie das Ventil Menge {1} V an jede Kammer in beiden Arrays zu isolieren. </li><li> Ventil öffnen set {V 2}, damit Flüssigkeit Vermischung zwischen benachbarten Kammern in verschiedenen Arrays. Mischen dauert nur ~ 1-2 min für diese Bände komplett. </li><li> Schließen Sie {V 2}, um die Flüssigkeit zurückzudrängen jedem fluidische Kammer und Kammern verformen zurück in ihre ursprüngliche Form zurück. Da die beiden Fluidik-Arrays mit Kammern von 11 verschiedenen Größen sind so konzipiert, sind 11 verschiedene Mischungsverhältnisse in einem einzigen Mischschritt produziert. </li></ol> Ein integrierter Mikrofluidik-System für computergesteuerte Perfusion von mikrofluidischen Zellkulturen Wir zeigen, einem mikrofluidischen System, das in der Lage die automatisierte Perfusion von mehreren Lösungen für eine einzelne Zellkulturkammer ist. DieEingänge sind durch Mikroventile, die in beliebiger Reihenfolge der einzelnen Buchten, verschiedene Kombinationen, oder alle auf einmal aktiviert werden kann kontrolliert werden. Das Gerät ist in der Lage, Steigungen oder Mischungen aus den verschiedenen Lösungen. Dieses Gerät besteht ebenfalls aus drei Schichten: einer fluidischen Schicht, eine Kontrolle Schicht, und eine mittlere dünne PDMS-Membran. Alternative Fertigungsschritte für dieses Gerät: <ol><li> Die Einlass-Ports für die fluidischen Kanäle und Kontrolle Kanäle sind &quot;ausgestanzt&quot; mit einem Durchmesser von 1,2 mm Harris Micro-Punch (Ted Pella, Inc.). Der Schlauch ist zu den Einlässen mit abgestumpften 18 Gauge Nadeln, die in der PDMS durch die Kontrolle Schicht eingefügt verbunden. Dies ermöglicht eine dichtere Packung der Buchten als die Silikonschlauch. Die Einhaltung der PDMS bleibt dicht um die Nadeln effektiv zu liefern Flüssigkeits-oder Luftdruck. </li><li> Wie zuvor beschrieben, ist die Bindung der dünne PDMS-Membran auf der Steuerungsebene erfolgt mit Einwirkung von Sauerstoff-Plasma. </li><li> Die fluidische Schicht wird durch Replikat mit PDMS pre-Polymer und Vernetzer in einem Verhältnis von 5:1 hergestellt und teilweise Härtung für 25 Minuten bei 60 ° C in einem Umluftofen. An diesem Punkt ist die teilweise gehärtete fluidische Schicht noch klebrig, aber es kann vom Master entfernt werden. </li><li> Die fluidische Schicht wird manuell auf den vormontierten Steuerung und Membranschichten mit einem Stereoskop ausgerichtet. Das montierte Gerät wird dann auf einer Heizplatte für 5 Minuten platziert bei 80 º C. Als nächstes werden die Ventilsteuerung Zeilen in die automatisierte Steuerung verbunden und die Ventile betätigt werden, bis die Membran löst sich von fluidischen Schicht überhaupt die Ventilsitze durch Anlegen von Vakuum. Nach dem &quot;Abnehmen&quot; der Ventile, ist der Computer-Controller zu Zyklus die Ventile ein-und ausschalten gesetzt, während das Gerät weiter auf der Heizplatte bei 80 º C für mindestens 1 Stunde gehärtet. </li></ol> Die Merkmale unseres integrierten mikrofluidischen System: Das Gerät ist in der Lage automatisiert Perfusion von 16 verschiedenen Lösungen für eine Zellkulturkammer mit einem Multiplex-Ventile Schema. Der Kanal-Design sorgt dafür, dass der Widerstand aller Buchten ausgewogen ist. Unsere Mikroventil Design isoliert Lösungen und steuert Spülung durch integrierte Kanäle für die schnelle Beseitigung von Flüssigkeit, die Kreuzkontamination Grenzen. Ein integriertes Fischgrät-Mixer können aktiviert werden, um Mischungen aus verschiedenen Buchten zu produzieren. Darüber hinaus gibt es vier unterschiedliche Widerstand Kanäle aktiviert, um den Durchfluss zu ändern können.

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	<li>Li, N., Hsu, C. H., Folch, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parallel+mixing+of+photolithographically-defined+nanoliter+volumes+using+elastomeric+microvalve+arrays.">Parallel mixing of photolithographically-defined nanoliter volumes using elastomeric microvalve arrays.</a> Electrophoresis. 26 (19), 3858-3864 (2005).</li><li>Thorsen, T., Maerkl, S. J., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+large-scale+integration.">Microfluidic large-scale integration.</a> Science. 298 (5593), 580-584 (2002).</li></ol>

Die wichtigsten Vorteile unserer Mikroventil Design: <ol><li> Keine zusätzlichen Energiequelle benötigt wird, um die fluidische Pfad zu schließen, damit die geladenen Gerät ist portabel und </li><li> Das Gerät kann von PDMS Repliken von photolithographisch gemusterten SU-8 Formen gebaut werden, so dass für microfabricating tief (bis zu 1 mm) Kanäle mit senkrechten Seitenwänden (dh die Höhe des Features können unabhängig von ihrer Breite angegeben werden) und führt zu sehr präzise Funktionen. </li></ol> Vorteile der paral...

<table><tbody><tr><td>Clean silicon wafers</td><td>Supplies</td><td>Silicon Sense Inc.</td><td>3P0110TEST</td><td>3-inch diameter, P/Boron</td></tr><tr><td>&quot;Master&quot; wafers containing SU-8 patterns</td><td>Supplies</td><td></td><td></td><td>Fabricated in house using standard photolithography procedures </td></tr><tr><td>Desiccators (2)</td><td>Equipment</td><td>VWR international</td><td>24987-048</td><td>One for silanization, one for PDMS de-bubbling.</td></tr><tr><td>Balance</td><td>Equipment</td><td>OHAUS Corp.</td><td>SC6010</td><td></td></tr><tr><td>Oven</td><td>Equipment</td><td>Sheldon Manufacturing, Inc.</td><td>1330GM</td><td></td></tr><tr><td>MiniVortexer</td><td>Equipment</td><td>VWR international</td><td>58816-121</td><td></td></tr><tr><td>Spinner</td><td>Equipment</td><td>Headway Research Inc.</td><td>PWM32</td><td></td></tr><tr><td>Plasma etcher</td><td>Equipment</td><td>Plasmatic Systems, Inc.</td><td>Plasma Preen II-973</td><td></td></tr><tr><td>Hot Plate</td><td>Equipment</td><td>Torre Pines Scientific</td><td>HP30A</td><td></td></tr><tr><td>Stereoscope</td><td>Microscope</td><td>Nikon Instruments</td><td>TMZ1500</td><td></td></tr><tr><td>CCD camera</td><td>Equipment</td><td>Diagnostic Instruments</td><td>SPOT RT</td><td></td></tr><tr><td>Solenoid valves</td><td>Equipment</td><td>Lee Company</td><td>LHDA0511111H</td><td></td></tr><tr><td>Data acquisition board</td><td>Hardware</td><td>National Instruments</td><td>PCI 6025E, CB-50LP</td><td></td></tr><tr><td>LabView</td><td>Software</td><td>National Instruments</td><td>Version 8.0</td><td></td></tr><tr><td>Tridecafluoro-1,1,2,2,-tetrahydrooctyl)-1-trichlorosilane</td><td>Reagent</td><td>United Chemical Technologies</td><td>T2492</td><td>Silanization must be done in a chemical fume hood.</td></tr><tr><td>PDMS prepolymer and crosslinker</td><td>Reagent</td><td>Dow Corning</td><td>Sylgard 184</td><td></td></tr><tr><td>Hexane</td><td>Reagent</td><td>EMD Millipore</td><td>HX0295-6</td><td></td></tr><tr><td>Color Dyes</td><td>Reagent</td><td>Spectrum Chemical Mfg. Corp.</td><td>FD&amp;amp;C 110, 135, 150</td><td>Blue #1, Yellow #5, Red #3. </td></tr><tr><td>3 ml disposable transfer pipets</td><td>Supplies</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-711-20</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Supplies</td><td>Kimberly-Clark Corporation</td><td>34155</td><td></td></tr><tr><td>Weighing boats</td><td>Supplies</td><td>VWR international</td><td>12577-027</td><td></td></tr><tr><td>Tongue depressor</td><td>Supplies</td><td>Fisher Scientific</td><td>11-700-555</td><td></td></tr><tr><td>P100 dishes</td><td>Supplies</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-772E</td><td></td></tr><tr><td>Silicone tubing (1.14 mm inner diameter (I.D.))</td><td>Supplies</td><td>Cole-Parmer</td><td>07625-30</td><td></td></tr><tr><td>Tygon tubing (O.D. 1/16 in; I.D. 1/32 in)</td><td>Supplies</td><td>Cole-Parmer</td><td>06418-02</td><td></td></tr><tr><td>Duco Cement</td><td>Supplies</td><td>Devcon Inc.</td><td>6245</td><td></td></tr><tr><td>Razor blade</td><td>Tools</td><td>VWR international</td><td>55411-050</td><td></td></tr><tr><td>Needles</td><td>Tools</td><td>Fisher Scientific</td><td>0053482 (25 Gauge)</td><td></td></tr><tr><td>#5 Forceps</td><td>Tools</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>50 ml centrifuge tube</td><td>Supplies</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-526B</td><td></td></tr><tr><td>Seal wrap film</td><td>Supplies</td><td>AEP Industries Inc.</td><td>0153877</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml microcentrifuge tubes</td><td>Supplies</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-406-16</td><td></td></tr><tr><td>15 ml centrifuge tubes</td><td>Supplies</td><td>BD Biosciences</td><td>352097</td><td></td></tr><tr><td>Purple nitrile power-free gloves</td><td>Supplies </td><td>VWR international</td><td>40101-348</td><td></td></tr><tr><td>1.2 mm Harris biopsy punch</td><td>Tools</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>15074</td><td></td></tr></tbody></table>

microfluidic chips controlled with elastomeric microvalve arrays

Miniaturisierte mikrofluidischen Systemen ermöglichen eine einfache und effektive Lösungen für Low-Cost-Point-of-care Diagnostik und High-Throughput-biomedizinischen Tests. Robust Flow Control und präzise fluidischen Volumina sind zwei entscheidende Anforderungen für diese Anwendungen. Wir haben Mikrofluidik-Chips mit Elastomer-Polydimethylsiloxan (PDMS) Mikroventil Arrays entwickelt, dass: 1) benötigen keine zusätzliche Energiequelle, um die fluidische Pfad zu schließen, damit die geladenen Gerät ist portabel und 2) für microfabricating tief (bis zu 1 mm) Kanäle ermöglichen mit senkrechten Seitenwänden und führt zu sehr präzisen Funktionen. Die PDMS Mikroventile-basierte Geräte bestehen aus drei Schichten: einer fluidischen Schicht, die Fluidik Wege und Mikrokammern in verschiedenen Größen, eine Steuerung Schicht, die die Mikrokanäle notwendig, um die fluidische Weg mit Mikroventile zu betätigen, und einen mittleren dünne PDMS-Membran, die das Steuerelement gebunden ist Schicht. Fluidic Schicht und Kontrolle Schichten sind durch Replikat des PDMS von SU-8 Fotolack Meister gemacht, und die dünne PDMS-Membran wird durch das Drehen PDMS in bestimmten Höhen gemacht. Die Steuerung Schicht auf die dünne PDMS-Membran nach Sauerstoff Aktivierung beider verklebt und dann mit der Fluidik-Schicht aufgebaut. Die Mikroventile sind in Ruhe geschlossen und kann durch Anlegen von Unterdruck (zB Haus Vakuum) geöffnet werden. Mikroventil Schließen und Öffnen erfolgt über Magnetventile von Computer-Software gesteuert automatisiert. Hier zeigen wir zwei Mikroventil-basierten mikrofluidischen Chips für zwei verschiedene Anwendungen. Der erste Chip ermöglicht die Speicherung und das Mischen präzise Sub-Nanoliter von wässrigen Lösungen in unterschiedlichen Mischungsverhältnissen. Der zweite Chip ermöglicht computergesteuerte Perfusion von mikrofluidischen Zellkulturen. Die Geräte sind einfach herzustellen und einfach zu steuern. Aufgrund der Biokompatibilität von PDMS, könnten diese Mikrochips haben breite Anwendungen in miniaturisierten Diagnostik-Assays sowie grundlegende zellbiologische Studien.

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Microfluidic Chips Controlled with Elastomeric Microvalve Arrays

Wir zeigen, Protokolle für die Herstellung und Automatisierung von Elastomer-Polydimethylsiloxan (PDMS)-basierte Mikroventil Arrays, die keine zusätzliche Energie benötigt, um in der Nähe und bieten photolithographisch definiert präzise Volumina. Ein parallel subnanoliter-Volumen-Mixer und einem integrierten mikrofluidischen Perfusion System vorgestellt werden.

Mikrofluidik-Chips mit Elastomer-Mikroventil Arrays Controlled

Miniaturized microfluidic systems provide simple and effective solutions for low-cost point-of-care diagnostics and high-throughput biomedical assays.  ...

microfluidic-chips-controlled-with-elastomeric-microvalve-arrays

Research

JoVE Journal

Biology

20.9K Aufrufe.  University of Washington. Wir zeigen, Protokolle für die Herstellung und Automatisierung von Elastomer-Polydimethylsiloxan (PDMS)-basierte Mikroventil Arrays, die keine zusätzliche Energie benötigt, um in der Nähe und bieten photolithographisch definiert präzise Volumina. Ein parallel subnanoliter-Volumen-Mixer und einem integrierten mikrofluidischen Perfusion System vorgestellt werden.

Serie: Microfluidic Chips Controlled with Elastomeric Microvalve Arrays

Microfluidic Pneumatic Cages: A Novel Approach for In-chip Crystal Trapping, Manipulation and Controlled Chemical Treatment

The precise localization and controlled chemical treatment of structures on a surface are significant challenges for common laboratory technologies. Herein, we introduce a microfluidic-based technology, employing a double-layer microfluidic device, which can trap and localize in situ and ex situ synthesized structures on microfluidic channel surfaces. Crucially, we show how such a device can be used to conduct controlled chemical reactions onto on-chip trapped structures and we demonstrate how the synthetic pathway of a crystalline molecular material and its positioning inside a microfluidic channel can be precisely modified with this technology. This approach provides new opportunities for the controlled assembly of structures on surface and for their subsequent treatment.

Herein, we describe the fabrication and operation of a double-layer microfluidic system made of polydimethylsiloxane (PDMS). We demonstrate the potential of this device for trapping, directing the coordination pathway of a crystalline molecular material and controlling chemical reactions onto on-chip trapped structures.

Mikrofluidik Pneumatische Käfige: Ein neuer Ansatz für In-Chip-Kristall-Trapping, Manipulation und Steuerung chemischer Behandlung

The precise localization and controlled chemical treatment of structures on a surface are significant challenges for common laboratory technologies. ...

Forschung

Chemie

A Microfluidic Chip for the Versatile Chemical Analysis of Single Cells

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this purpose, the cells are passively trapped in the middle of a microchamber. Upon activation of the control layer, the cell is isolated from the surrounding volume in a small chamber. The surrounding volume can then be exchanged without affecting the isolated cell. However, upon short opening and closing of the chamber, the solution in the chamber can be replaced within a few hundred milliseconds. Due to the reversibility of the chambers, the cells can be exposed to different solutions sequentially in a highly controllable fashion, e.g. for incubation, washing, and finally, cell lysis. The tightly sealed microchambers enable the retention of the lysate, minimize and control the dilution after cell lysis. Since lysis and analysis occur at the same location, high sensitivity is retained because no further dilution or loss of the analytes occurs during transport. The microchamber design therefore enables the reliable and reproducible analysis of very small copy numbers of intracellular molecules (attomoles, zeptomoles) released from individual cells. Furthermore, many microchambers can be arranged in an array format, allowing the analysis of many cells at once, given that suitable optical instruments are used for monitoring. We have already used the platform for proof-of-concept studies to analyze intracellular proteins, enzymes, cofactors and second messengers in either relative or absolute quantifiable manner.

In this article we present a microfluidic chip for single cell analysis. It allows the quantification of intracellular proteins, enzymes, cofactors, and second messengers by means of fluorescent assays or immunoassays.&#160;

Eine mikrofluidische Chip für die vielseitige chemische Analyse von Einzelzellen

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this ...

Biotechnik

High Throughput Microfluidic Rapid and Low Cost Prototyping Packaging Methods

In this work, 3 different packaging and assembly techniques are presented. They can be classified into two categories: one-time use and reusable packaging techniques.
The one-time use packaging technique employs UV-based and temperature curing epoxies to connect microtubes to access holes, wire-bonding for integrated circuit connections, and silver epoxy for electrical connections. This method is based on a robust assembly technique that can support relatively high pressure close to 1 psi and does not need any support to strengthen the microfluidic architecture.
Reusable packaging techniques consist of PDMS-based microtube interconnectors and anisotropic adhesive films for electrical connections. These devices are more sensitive and fragile. Consequently, Plexiglas support is added to the microfluidic structure to improve the electrical contact when anisotropic adhesive films are used, and also to strengthen the microfluidic architecture. In addition, a micromanipulator is needed to maintain tubes while using a thin PDMS layer to connect them to the access holes. Different PDMS layer thicknesses, ranging from 0.45-3 mm, are tested to compare the best adherence versus injection rates. Applied injection rates are varied from 50-300 &#956;l/hr for 0.45-3 mm PDMS layers, respectively. These techniques are mainly applicable for low-pressure applications. However, they can be extended for high-pressure ones through plasma-oxygen process to permanently seal the PDMS to glass substrates. The main advantage of this technique, besides the fact that it is reusable, consists of keeping the device observable when the microchannel length is very short (in the range of 3 mm or lower).

In this article we describe different techniques for microfluidic rapid prototyping platforms. The proposed techniques are based on ultraviolet (UV) sensitive and temperature curing epoxies, polydimethylsiloxane (PDMS) based tubing, wire-bonding, and anisotropic adhesive films. The assembling procedures presented are developed for both one-time use devices as well as reusable microfluidic systems.

In this work, 3 different packaging and assembly techniques are presented. They can be classified into two categories: one-time use and reusable packaging ...

A Microfluidic Technique to Probe Cell Deformability

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an efficient manner. Typically, data for ~102 cells can be acquired within a 1 hr experiment. An automated image analysis program enables efficient post-experiment analysis of image data, enabling processing to be complete within a few hours. Our device geometry is unique in that cells must deform through a series of micron-scale constrictions, thereby enabling the initial deformation and time-dependent relaxation of individual cells to be assayed. The applicability of this method to human promyelocytic leukemia (HL-60) cells is demonstrated. Driving cells to deform through micron-scale constrictions using pressure-driven flow, we observe that human promyelocytic (HL-60) cells momentarily occlude the first constriction for a median time of 9.3 msec before passaging more quickly through the subsequent constrictions with a median transit time of 4.0 msec per constriction. By contrast, all-trans retinoic acid-treated (neutrophil-type) HL-60 cells occlude the first constriction for only 4.3 msec before passaging through the subsequent constrictions with a median transit time of 3.3 msec. This method can provide insight into the viscoelastic nature of cells, and ultimately reveal the molecular origins of this behavior.

We demonstrate a microfluidics-based assay to measure the timescale for cells to transit through a sequence of micron-scale constrictions.

Ein Mikrofluidiktechnik to Cell Verformbarkeit Sonde

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an ...

A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. However, to achieve robust sample manipulation it is necessary to address device integration with the macroscale environment. To realize repeatable, sensitive particle separation with microfluidic devices, this protocol presents a complete automated and integrated microfluidic platform that enables precise processing of 0.15&#8211;1.5 ml samples using microfluidic devices. Important aspects of this system include modular device layout and robust fixtures resulting in reliable and flexible world to chip connections, and fully-automated fluid handling which accomplishes closed-loop sample collection, system cleaning and priming steps to ensure repeatable operation. Different microfluidic devices can be used interchangeably with this architecture. Here we incorporate an acoustofluidic device, detail its characterization, performance optimization, and demonstrate its use for size-separation of biological samples. By using real-time feedback during separation experiments, sample collection is optimized to conserve and concentrate sample. Although requiring the integration of multiple pieces of equipment, advantages of this architecture include the ability to process unknown samples with no additional system optimization, ease of device replacement, and precise, robust sample processing.

This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15&#8211;1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

Einem mikrofluidischen Plattform für Präzisions-Kleinvolumen Probenbearbeitung und seine Verwendung zur Größe Separate biologische Partikel mit einem Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

Designing Microfluidic Devices for Studying Cellular Responses Under Single or Coexisting Chemical/Electrical/Shear Stress Stimuli

Microfluidic devices are capable of creating a precise and controllable cellular micro-environment of pH, temperature, salt concentration, and other physical or chemical stimuli. They have been commonly used for in vitro cell studies by providing in vivo like surroundings. Especially, how cells response to chemical gradients, electrical fields, and shear stresses has drawn many interests since these phenomena are important in understanding cellular properties and functions. These microfluidic chips can be made of glass substrates, silicon wafers, polydimethylsiloxane (PDMS) polymers, polymethylmethacrylate (PMMA) substrates, or polyethyleneterephthalate (PET) substrates. Out of these materials, PMMA substrates are cheap and can be easily processed using laser ablation and writing. Although a few microfluidic devices have been designed and fabricated for generating multiple, coexisting chemical and electrical stimuli, none of them was considered efficient enough in reducing experimental repeats, particular for screening purposes. In this report, we describe our design and fabrication of two PMMA-based microfluidic chips for investigating cellular responses, in the production of reactive oxygen species and the migration, under single or coexisting chemical/electrical/shear stress stimuli. The first chip generates five relative concentrations of 0, 1/8, 1/2, 7/8, and 1 in the culture regions, together with a shear stress gradient produced inside each of these areas. The second chip generates the same relative concentrations, but with five different electric field strengths created within each culture area. These devices not only provide cells with a precise, controllable micro-environment but also greatly increase the experimental throughput.

Micro-fabricated devices integrated with fluidic components provide an in vitro platform for cell studies mimicking the in vivo micro-environment. We developed polymethylmethacrylate-based microfluidic chips for studying cellular responses under single or coexisting chemical/electrical/shear stress stimuli.

Entwerfen Mikrofluidiksysteme für ein Studium zellulären Reaktionen Unter Einzel- oder Coexisting Chemie / Elektro / Schubspannung Stimuli

Microfluidic devices are capable of creating a precise and controllable cellular micro-environment of pH, temperature, salt concentration, and other ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

Mehrstufige Höhenverstellbarem Lithografie für Valved Mehrschichtige Mikrofluidiksysteme

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips

A significant number of lead compounds fail in the pharmaceutical pipeline because animal studies often fail to predict clinical responses in human patients. Human Organ-on-a-Chip (Organ Chip) microfluidic cell culture devices, which provide an experimental in vitro platform to assess efficacy, toxicity, and pharmacokinetic (PK) profiles in humans, may be better predictors of therapeutic efficacy and safety in the clinic compared to animal studies. These devices may be used to model the function of virtually any organ type and can be fluidically linked through common endothelium-lined microchannels to perform in vitro studies on human organ-level and whole body-level physiology without having to conduct experiments on people. These Organ Chips consist of two perfused microfluidic channels separated by a permeable elastomeric membrane with organ-specific parenchymal cells on one side and microvascular endothelium on the other, which can be cyclically stretched to provide organ-specific mechanical cues (e.g., breathing motions in lung). This protocol details the fabrication of flexible, dual channel, Organ Chips through casting of parts using 3D printed molds, enabling combination of multiple casting and post-processing steps. Porous poly (dimethyl siloxane) (PDMS) membranes are cast with micrometer sized through-holes using silicon pillar arrays under compression. Fabrication and assembly of Organ Chips involves equipment and steps that can be implemented outside of a traditional cleanroom. This protocol provides researchers with access to Organ Chip technology for in vitro organ- and body-level studies in drug discovery, safety and efficacy testing, as well as mechanistic studies of fundamental biological processes.

Here, we present a protocol that describes the fabrication of stretchable, dual channel, organ chip microfluidic cell culture devices for recapitulating organ-level functionality in vitro.

Skalierbare Fertigung von dehnbar, Dual Channel, mikrofluidischen Orgel Chips

A significant number of lead compounds fail in the pharmaceutical pipeline because animal studies often fail to predict clinical responses in human ...

Generation of Dynamical Environmental Conditions using a High-Throughput Microfluidic Device

Mimicking in vivo environmental conditions is crucial for in vitro studies on complex life machinery. However, current techniques targeting live cells and organs are either highly expensive, like robotics, or lack nanoliter volume and millisecond time accuracy in liquid manipulation. We herein present the design and fabrication of a microfluidic system, which consists of 1,500 culture units, an array of enhanced peristaltic pumps and an on-site mixing modulus. To demonstrate the capacities of the microfluidic device, neural stem cell (NSC) spheres are maintained in the proposed system. We observed that when the NSC sphere is exposed to CXCL in day 1 and EGF in day 2, the round-shaped conformation is well maintained. Variation in the input order of 6 drugs causes morphological changes to the NSC sphere and the expression level representative marker for NSC stemness (i.e., Hes5 and Dcx). These results indicate that dynamic and complex environmental conditions have great effects on NSC differentiation and self-renewal, and the proposed microfluidic device is a suitable platform for high throughput studies on the complex life machinery.

We present a microfluidic system for high throughput studies on complex life machinery, which consists of 1500 culture units, an array of enhanced peristaltic pumps and an on-site mixing modulus. The microfluidic chip allows for the analysis of the highly complex and dynamic micro-environmental conditions in vivo.

Erzeugung dynamischer Umgebungsbedingungen mit einem hochdurchsatzstarken mikrofluidischen Gerät

Mimicking in vivo environmental conditions is crucial for in vitro studies on complex life machinery. However, current techniques targeting live cells and ...

Microfluidic Model to Mimic Initial Event of Neovascularization

Neovascularization is usually initialized from an existing normal vasculature and the biomechanical microenvironment of endothelial cells (ECs) in the initial stage varies dramatically from the following process of neovascularization. Although there are plenty of models to simulate different stages of neovascularization, an in vitro 3D model that capitulates the initial process of neovascularization under the corresponding stimulations of normal vasculature microenvironments is still lacking. Here, we reconstructed an in vitro 3D model that mimics the initial event of neovascularization (MIEN). The MIEN model contains a microfluidic sprouting chip and an automatic control, highly efficient circulation system. A functional, perfusable microchannel coated with endothelium was formed and the process of sprouting was simulated in the microfluidic sprouting chip. The initially physiological microenvironment of neovascularization was recapitulated with the microfluidic control system, by which ECs would be exposed to high luminal shear stress, physiological transendothelial flow, and various vascular endothelial growth factor (VEGF) distributions simultaneously. The MIEN model can be readily applied to the study of neovascularization mechanism and holds a potential promise as a low-cost platform for drug screening and toxicology applications.

Here, we provide a microfluidic chip and an automatically controlled, highly efficient circulation microfluidic system that recapitulates the initial microenvironment of neovascularization, allowing endothelial cells (ECs) to be stimulated by high luminal shear stress, physiological level of transendothelial flow, and various vascular endothelial growth factor (VEGF) distribution simultaneously.

Mikrofluidisches Modell zur Nachahmung des ersten Ereignisses der Neovaskularisation

Neovascularization is usually initialized from an existing normal vasculature and the biomechanical microenvironment of endothelial cells (ECs) in the ...