Diese Arbeit wurde vom National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering gewähren # EB003307 und von der National Science Foundation Career Award für AF unterstützt

Mikrofluidikvorrichtung Design mit CorelDraw oder AutoCAD-Software Das Prinzip der PDMS Mikroventile-basierte Geräte: Die Geräte bestehen aus drei Schichten: einer fluidischen Schicht mit Mikrokammern in verschiedenen Größen, ein &quot;Control Layer&quot; enthält die Mikrokanäle notwendig, um die fluidische Weg mit Mikroventile zu betätigen, und einen mittleren dünne PDMS-Membran, die gebunden ist auf der Steuerungsebene. In Ruhe durch die Einhaltung und Hydrophobie von PDMS, die Membran-Dichtungen (reversibel) gegen seinen Sitz, daher bleiben die Räume von einander ohne Energiezufuhr isoliert. Ventile kann durch Anlegen von Unterdruck (zB Haus Vakuum) geöffnet werden, so dass die PDMS-Membran lenkt ab und trennt sich von der Oberfläche, dass die Wand zwischen zwei fluidischen Kammern unterstützt und verbindet so die fluidische Weg. Ventilverschlussglied kann durch Abschalten der Druckeinstellung von Vakuum bis Atmosphärendruck erreicht werden. Fluidic Schicht und Kontrolle Lagenbilder wurden unter Verwendung CorelDraw oder AutoCAD Software. Masken, die diese Entwürfe wurden in hoher Auflösung (8.000 bis 20.000 dpi) zur Transparenz Filme durch kommerzielle Dienste (CAD / Art Services, Bandon, OR) gedruckt (Masken nicht gezeigt). Herstellung von Silizium-Master mithilfe von Standard-SU-8 Photolithographie <ol><li> Standard-SU-8 Photolithographie Methoden wurden verwendet, um SU-8 &quot;Meister&quot; (SU-8 2050 MicroChem, Newton, MA) für die Mikrofluidik-Schicht und der Ventilsteuerung Schicht in einem Reinraum (nicht in diesem Video gezeigt). Erstellen </li><li> Zum Lösen zu erleichtern, vor PDMS Replikation der SU-8, waren Meister durch Einwirkung eines Dampfes einer Fluorsilan ((Tridecafluor-1, 1,2,2,-tetrahydrooctyl)-1-Trichlorsilan (TFOCS)), in einem silanisierten Exsikkator jar (ohne Trocknung Pellets), die an eine Unterdruckquelle. Der Exsikkator Kammer muß in einem Laborabzug wegen der korrosiven Eigenschaften von TFOCS Dämpfe befinden. </li><li> Legen Sie einen kleinen Teil der saugfähigen Papiertuch in den Exsikkator Kammer. Fügen Sie einen Tropfen TFOCS dem Papiertuch und evakuieren die Luft aus der Kammer. Bewerben Vakuum für 1 min und auszuschalten. Schließen Sie das Vakuum und damit 30 min für die Abscheidung. Halten Sie den Meister in geschlossenen Behältern für die zukünftige Verwendung. </li></ol> Replica Formen von PDMS von den Meistern <ol><li> Die fluidische Schicht und die Kontrolle Schicht durch Replikat des PDMS von SU-8 Meister gemacht. </li><li> Gründlichem Mischen PDMS pre-Polymer und Vernetzer (10:1 wt. Ratio), de-Blase in einem Exsikkator für 10-15 min, bis Bläschen klar. </li><li> Cut Silikonschlauch in 1-2 cm lange Stücke schneiden. Wählen Sie die passende Größe der Schläuche je nach Anwendung. Wir verwenden 1,14 mm ID Schläuche hier für den einfachen Anschluss an 1 / 16 Zoll Außendurchmesser später. </li><li> Verwenden Sie Duco ® Cement zu kleben Schlauch auf den Einlass Regionen der SU-8 Meister der Steuerungsebene. Seien Sie vorsichtig, nicht zu viel Kleber verwenden, da die Silikonschlauch aus den gleichen Komponenten wie PDMS hergestellt wird, und der Schlauch wird in die PDMS Mikrofluidikvorrichtung eingebettet werden, wodurch Luft-und Fluidik-dichte /-Dosen. </li><li> In unserer Einrichtung werden Einlass Regionen auf die Masken der beiden fluidischen und die Kontrolle Schichten entwickelt, aber Silikonschlauch Buchten sind nur in einer Schicht (z. B. Control Layer) des Gerätes geformt. So erstellen Sie Buchten, die Fluidik-Schicht, wir manuell entfernen oder Punktion der wenigen Bereiche der Membran, die den Einlass Regionen zu decken. Deshalb wird nach Ausrichtung und Montage werden alle Mikrokanäle (diejenigen, die Strömung sowie diejenigen, die die Ventile steuern tragen) zugänglich von der Oberseite des Gerätes, so dass die untere Fläche ist eben, so dass die Abbildung der Geräte auf einem herkömmlichen Mikroskop Bühne. </li><li> Sorgfältig pour de-sprudelte PDMS auf die beiden Meister, um den Schlauch in der Kontroll-Schicht zu meistern. De-Blase wieder in einem Exsikkator. Nach de-sprudelnden abgeschlossen ist, in 65 ° C im Ofen für&gt; 1 Stunde zum Aushärten gebracht. </li><li> Entfernen geheilt PDMS-bedeckten Meister aus dem Ofen. </li><li> Cut einzelnen Geräte von den Meistern (jeweils Master enthält drei identische Geräte) und abziehen. </li><li> Entfernen Kleber vom Einlass Regionen mit einer Nadel oder einer Pinzette. </li><li> Nehmen Sie die Kontrolle Schicht PDMS in den Reinraum. </li></ol> Thin PDMS-Membran Fertigung <ol><li> Wie in dem Gerät grundsätzlich dargestellt, besteht die mittlere Schicht einer ~ 12 Mikrometer dicke PDMS-Membran. </li><li> Mix 10.01 wt. Verhältnis von PDMS Präpolymer / Härter-Gemisch mit Hexan (3:1 Gew.. ratio) durch Vortexen. </li><li> Verschieben in einen Reinraum. (A staubfreie Umgebung ist entscheidend dafür, dass die PDMS Membranen frei von Mängeln ist; Staubpartikel können in Membranen, die Löcher und / oder fehlerhaft, um die Replik Form gebunden Ergebnis.) </li><li> Legen Sie eine silanisierte 3-Zoll-Durchmesser-Wafer auf, um das Vakuum Futter einer Solitec Spinner. Der Wafer muss silanisiert (derivatisiert mit Fluorsilan) vor dem PDMS Spinnen, um die Freilassung der PDMS von Silizium-Oberflächen erleichtern. Die Teflon Schüssel außerhalb des Futters wurde mit Kunststoff-Folie zur einfachen Reinigung gewickelt. </li><li> Dispense 2-3 ml PDMS / Hexan-Gemisch auf den Wafer mit einer 18-Gauge-Injektionsnadel (zur Minimierung von Blasen). </li><li> Set Spin-Parameter. Spin bei 7000 rpm für 30 sec, was zu einem PDMS-Film von ~ 12 mu m Dicke. </li><li> Heizen Sie den Wafer bei 85 ° C für 4 min auf einer Heizplatte auf die PDMS-Film zu heilen. </li></ol> Multilayer PDMS Gerät Bindung und Montage <ol><li> Legen Sie die Kontrolle-Schicht und der PDMS-Membran in einer Sauerstoff Plasmakammer. Schalten Sie Plasma für 30 sec (Sauerstoffdruck 30 psi, Durchfluss 3-5 SCFH, 550W). Bringen Sie die Kontrolle Schicht in Kontakt mit der PDMS-Membran sofort (innerhalb von 5 Minuten) nach Sauerstoff-Aktivierung. System-Parameter, wie Sauerstoff Druck, Durchfluss und Plasma-Leistung und Behandlungszeit, sind empirisch nach unterschiedlichen Anwendungen konfiguriert. </li><li> Warten Sie 5 min, und entfernen Sie die Kontrolle Schicht vom Wafer zusammen mit der Membran. </li><li> Entfernen Membranen auf den Einlässen Bereichen, so dass beide Kontroll-und Fluidik-Schichten von oben zugänglich über Schläuche sind. </li><li> Richten Sie die Control Layer (mit Schläuchen als Einlässe) mit der Fluidik-Schicht (planaren) unter einem Stereoskop. Da PDMS-Dichtungen auf PDMS, ist keine dauerhafte Verbindung benötigt. </li></ol> Computer-gesteuerten Öffnen und Schließen von PDMS Mikroventile von Vakuum oder Druck <ol><li> Nach Gerät Ausrichtung und Montage, legen Sie 1 / 16 Zoll OD (1 / 32 inch ID) Tygon-Schlauch in die 1,14 mm ID Silikon Buchten und verbinden Sie die Eingänge, um den Druck-Quellen oder dem fluidischen Stauseen. </li><li> Zum Öffnen und Schließen von Ventilen, sind Drücke von einem Vakuum-Leitung und einem Luftdruck Linie durch zwei Druckregler zu einer Reihe von Miniatur-Drei-Wege-Magnetventile angeschlossen gesteuert. </li><li> Die Magnetventile sind Datenerfassungsgeräte von National Instruments Hardware über Labview-Software gesteuert wird. </li><li> Bedienung des Gerätes und Membranauslenkung visualisiert mit einer Farb-CCD-Kamera (SPOT RT, Diagnostic Instruments, Sterling Heights, MI). </li></ol> Parallel Vermischung von zwei unterschiedlichen Farbstoffen in verschiedenen definierten Nanoliterbereich Wir zeigen den Betrieb eines parallel Mixer, der für die Lagerung und Mischen präzise Sub-Nanoliter von wässrigen Lösungen bei verschiedenen Mischungsverhältnissen ermöglicht: <ol><li> Die fluidische Schicht enthält zwei Arrays Mikrokammern: Entlang Array A, der Größe des Mikrokammern abnimmt, ausgehend von der linken Seite, von 200 um x 400 um bis 200 um x 40 um; A 10 ist ein 500 um x 40 um Kammer und wird verwendet nur für fluidische Verbindung in Array A; auf der rechten Seite der Kammer A 10 ist eine Reihe von Kammern symmetrisch zunehmende in Größen. Die Kammern in Array B sind so ausgelegt, dass das zusätzliche Volumen von je zwei benachbarten Kammern in verschiedenen Reihen immer gleich. A 0, A 0r und B 10, B 10r als jeweilige Steuerungen für Lösungen A und B ohne Mischen konzipiert. </li><li> Die Steuerung Schicht hat zwei unabhängig gesteuerte Sätze von Ventilen. Eine Reihe von Ventilen {V 1} wird verwendet, um Zwei-Kammer-Arrays mit ihren jeweiligen Eingängen zu verbinden, während ein zweiter Satz von Ventilen {V 2} wird verwendet, um jedes Paar von Kammern in den beiden Arrays zu verbinden. </li><li> Füllen Sie den Mikrokammern durch Öffnen des Ventils Menge {1} V zu fließen zwei Farbstofflösungen auf Arrays A und B, bzw. zu ermöglichen. Flow of Lösungen können entweder von Hand oder durch Vakuum erreicht werden Zug gesteuert mit Magnetventilen. Wenn Luftblasen in der Mikrokammern Formular können weitere Lösung gestoßen, um die Luftblasen zu entfernen, oder kann das Gerät für ein paar Minuten und Blasen gelassen werden verschwinden aufgrund der Luftdurchlässigkeit von PDMS. </li><li> Schließen Sie das Ventil Menge {1} V an jede Kammer in beiden Arrays zu isolieren. </li><li> Ventil öffnen set {V 2}, damit Flüssigkeit Vermischung zwischen benachbarten Kammern in verschiedenen Arrays. Mischen dauert nur ~ 1-2 min für diese Bände komplett. </li><li> Schließen Sie {V 2}, um die Flüssigkeit zurückzudrängen jedem fluidische Kammer und Kammern verformen zurück in ihre ursprüngliche Form zurück. Da die beiden Fluidik-Arrays mit Kammern von 11 verschiedenen Größen sind so konzipiert, sind 11 verschiedene Mischungsverhältnisse in einem einzigen Mischschritt produziert. </li></ol> Ein integrierter Mikrofluidik-System für computergesteuerte Perfusion von mikrofluidischen Zellkulturen Wir zeigen, einem mikrofluidischen System, das in der Lage die automatisierte Perfusion von mehreren Lösungen für eine einzelne Zellkulturkammer ist. DieEingänge sind durch Mikroventile, die in beliebiger Reihenfolge der einzelnen Buchten, verschiedene Kombinationen, oder alle auf einmal aktiviert werden kann kontrolliert werden. Das Gerät ist in der Lage, Steigungen oder Mischungen aus den verschiedenen Lösungen. Dieses Gerät besteht ebenfalls aus drei Schichten: einer fluidischen Schicht, eine Kontrolle Schicht, und eine mittlere dünne PDMS-Membran. Alternative Fertigungsschritte für dieses Gerät: <ol><li> Die Einlass-Ports für die fluidischen Kanäle und Kontrolle Kanäle sind &quot;ausgestanzt&quot; mit einem Durchmesser von 1,2 mm Harris Micro-Punch (Ted Pella, Inc.). Der Schlauch ist zu den Einlässen mit abgestumpften 18 Gauge Nadeln, die in der PDMS durch die Kontrolle Schicht eingefügt verbunden. Dies ermöglicht eine dichtere Packung der Buchten als die Silikonschlauch. Die Einhaltung der PDMS bleibt dicht um die Nadeln effektiv zu liefern Flüssigkeits-oder Luftdruck. </li><li> Wie zuvor beschrieben, ist die Bindung der dünne PDMS-Membran auf der Steuerungsebene erfolgt mit Einwirkung von Sauerstoff-Plasma. </li><li> Die fluidische Schicht wird durch Replikat mit PDMS pre-Polymer und Vernetzer in einem Verhältnis von 5:1 hergestellt und teilweise Härtung für 25 Minuten bei 60 ° C in einem Umluftofen. An diesem Punkt ist die teilweise gehärtete fluidische Schicht noch klebrig, aber es kann vom Master entfernt werden. </li><li> Die fluidische Schicht wird manuell auf den vormontierten Steuerung und Membranschichten mit einem Stereoskop ausgerichtet. Das montierte Gerät wird dann auf einer Heizplatte für 5 Minuten platziert bei 80 º C. Als nächstes werden die Ventilsteuerung Zeilen in die automatisierte Steuerung verbunden und die Ventile betätigt werden, bis die Membran löst sich von fluidischen Schicht überhaupt die Ventilsitze durch Anlegen von Vakuum. Nach dem &quot;Abnehmen&quot; der Ventile, ist der Computer-Controller zu Zyklus die Ventile ein-und ausschalten gesetzt, während das Gerät weiter auf der Heizplatte bei 80 º C für mindestens 1 Stunde gehärtet. </li></ol> Die Merkmale unseres integrierten mikrofluidischen System: Das Gerät ist in der Lage automatisiert Perfusion von 16 verschiedenen Lösungen für eine Zellkulturkammer mit einem Multiplex-Ventile Schema. Der Kanal-Design sorgt dafür, dass der Widerstand aller Buchten ausgewogen ist. Unsere Mikroventil Design isoliert Lösungen und steuert Spülung durch integrierte Kanäle für die schnelle Beseitigung von Flüssigkeit, die Kreuzkontamination Grenzen. Ein integriertes Fischgrät-Mixer können aktiviert werden, um Mischungen aus verschiedenen Buchten zu produzieren. Darüber hinaus gibt es vier unterschiedliche Widerstand Kanäle aktiviert, um den Durchfluss zu ändern können.

<ol>
	<li>Li, N., Hsu, C. H., Folch, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parallel+mixing+of+photolithographically-defined+nanoliter+volumes+using+elastomeric+microvalve+arrays.">Parallel mixing of photolithographically-defined nanoliter volumes using elastomeric microvalve arrays.</a> Electrophoresis. 26 (19), 3858-3864 (2005).</li><li>Thorsen, T., Maerkl, S. J., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+large-scale+integration.">Microfluidic large-scale integration.</a> Science. 298 (5593), 580-584 (2002).</li></ol>

Die wichtigsten Vorteile unserer Mikroventil Design: <ol><li> Keine zusätzlichen Energiequelle benötigt wird, um die fluidische Pfad zu schließen, damit die geladenen Gerät ist portabel und </li><li> Das Gerät kann von PDMS Repliken von photolithographisch gemusterten SU-8 Formen gebaut werden, so dass für microfabricating tief (bis zu 1 mm) Kanäle mit senkrechten Seitenwänden (dh die Höhe des Features können unabhängig von ihrer Breite angegeben werden) und führt zu sehr präzise Funktionen. </li></ol> Vorteile der paral...

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Clean silicon wafers</td>
<td>Supplies</td>
<td>Silicon Sense Inc.</td>
<td>3P0110TEST</td>
<td>3-inch diameter, P/Boron</td>
</tr>
<tr>
<td>"Master" wafers containing SU-8 patterns</td>
<td>Supplies</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fabricated in house using standard photolithography procedures </td>
</tr>
<tr>
<td>Desiccators (2)</td>
<td>Equipment</td>
<td>VWR</td>
<td>24987-048</td>
<td>One for silanization, one for PDMS de-bubbling.</td>
</tr>
<tr>
<td>Balance</td>
<td>Equipment</td>
<td>OHAUS Corp.</td>
<td>SC6010</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Oven</td>
<td>Equipment</td>
<td>Sheldon Mfg. Inc.</td>
<td>1330GM</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>MiniVortexer</td>
<td>Equipment</td>
<td>VWR</td>
<td>58816-121</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Spinner</td>
<td>Equipment</td>
<td>Headway Research Inc.</td>
<td>PWM32</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Plasma etcher</td>
<td>Equipment</td>
<td>Plasmatic Systems Inc. </td>
<td>Plasma Preen II-973</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Hot Plate</td>
<td>Equipment</td>
<td>Torre Pines Scientific</td>
<td>HP30A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Stereoscope</td>
<td>Microscope</td>
<td>Nikon</td>
<td>TMZ1500</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>CCD camera</td>
<td>Equipment</td>
<td>Diagnostic Instruments</td>
<td>SPOT RT</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Solenoid valves</td>
<td>Equipment</td>
<td>Lee Company</td>
<td>LHDA0511111H</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Data acquisition board</td>
<td>Hardware</td>
<td>National Instruments</td>
<td>PCI 6025E, CB-50LP</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>LabView</td>
<td>Software</td>
<td>National Instruments</td>
<td>Version 8.0</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tridecafluoro-1,1,2,2,-tetrahydrooctyl)-1-trichlorosilane</td>
<td>Reagent</td>
<td>United Chemical Technologies</td>
<td>T2492</td>
<td>Silanization must be done in a chemical fume hood.</td>
</tr>
<tr>
<td>PDMS prepolymer and crosslinker</td>
<td>Reagent</td>
<td>Dow-Corning</td>
<td>Sylgard 184</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Hexane</td>
<td>Reagent</td>
<td>EMD	</td>
<td>HX0295-6	</td>
<td>

</td>
</tr>
<tr>
<td>Color Dyes</td>
<td>Reagent</td>
<td>Spectrum Chemical Mfg. Corp.</td>
<td>FD&C 110, 135, 150</td>
<td>Blue #1, Yellow #5, Red #3. 
</td>
</tr>
<tr>
<td>3 ml disposable transfer pipets</td>
<td>Supplies</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>13-711-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Kimwipes</td>
<td>Supplies</td>
<td>Kimberly-Clark</td>
<td>34155</td>
<td>



</td>
</tr>
<tr>
<td>Weighing boats</td>
<td>Supplies</td>
<td>VWR </td>
<td>12577-027</td>
<td>




</td>
</tr>
<tr>
<td>Tongue depressor</td>
<td>Supplies	</td>
<td>Fisher Scientific	</td>
<td>11-700-555	</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>P100 dishes</td>
<td>Supplies</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>08-772E</td>
<td>		</td>
</tr>
<tr>
<td>Silicone tubing (1.14 mm inner diameter (I.D.))</td>
<td>Supplies	</td>
<td>Cole-Palmer Instrument Co.</td>
<td>07625-30</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tygon tubing (O.D. 1/16 in; I.D. 1/32 in)</td>
<td>Supplies	</td>
<td>Cole-Palmer Instrument Co.	</td>
<td>06418-02</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Duco Cement</td>
<td>Supplies</td>
<td>Devcon</td>
<td>6245</td>
<td>



</td>
</tr>
<tr>
<td>Razor blade</td>
<td>Tools</td>
<td>VWR</td>
<td>55411-050</td>
<td>



</td>
</tr>
<tr>
<td>Needles</td>
<td>Tools</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>0053482 (25 Gauge)</td>
<td>




</td>
</tr>
<tr>
<td>#5 Forceps</td>
<td>Tools</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>11251-20</td>
<td>



</td>
</tr>
<tr>
<td>50 ml centrifuge tube</td>
<td>Supplies</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>05-526B</td>
<td>




</td>
</tr>
<tr>
<td>Seal wrap film</td>
<td>Supplies	</td>
<td>AEP Industries Inc.	</td>
<td>0153877</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1.5 ml microcentrifuge tubes</td>
<td>Supplies</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>05-406-16</td>
<td>




</td>
</tr>
<tr>
<td>15 ml centrifuge tubes	</td>
<td>Supplies	</td>
<td>BD Falcon	</td>
<td>352097</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Purple nitrile power-free gloves</td>
<td>Supplies 	</td>
<td>VWR 	</td>
<td>40101-348</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1.2 mm Harris biopsy punch	</td>
<td>Tools</td>
<td>Ted Pella, Inc.</td>
<td>15074	</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

microfluidic chips controlled with elastomeric microvalve arrays

Miniaturisierte mikrofluidischen Systemen ermöglichen eine einfache und effektive Lösungen für Low-Cost-Point-of-care Diagnostik und High-Throughput-biomedizinischen Tests. Robust Flow Control und präzise fluidischen Volumina sind zwei entscheidende Anforderungen für diese Anwendungen. Wir haben Mikrofluidik-Chips mit Elastomer-Polydimethylsiloxan (PDMS) Mikroventil Arrays entwickelt, dass: 1) benötigen keine zusätzliche Energiequelle, um die fluidische Pfad zu schließen, damit die geladenen Gerät ist portabel und 2) für microfabricating tief (bis zu 1 mm) Kanäle ermöglichen mit senkrechten Seitenwänden und führt zu sehr präzisen Funktionen. Die PDMS Mikroventile-basierte Geräte bestehen aus drei Schichten: einer fluidischen Schicht, die Fluidik Wege und Mikrokammern in verschiedenen Größen, eine Steuerung Schicht, die die Mikrokanäle notwendig, um die fluidische Weg mit Mikroventile zu betätigen, und einen mittleren dünne PDMS-Membran, die das Steuerelement gebunden ist Schicht. Fluidic Schicht und Kontrolle Schichten sind durch Replikat des PDMS von SU-8 Fotolack Meister gemacht, und die dünne PDMS-Membran wird durch das Drehen PDMS in bestimmten Höhen gemacht. Die Steuerung Schicht auf die dünne PDMS-Membran nach Sauerstoff Aktivierung beider verklebt und dann mit der Fluidik-Schicht aufgebaut. Die Mikroventile sind in Ruhe geschlossen und kann durch Anlegen von Unterdruck (zB Haus Vakuum) geöffnet werden. Mikroventil Schließen und Öffnen erfolgt über Magnetventile von Computer-Software gesteuert automatisiert. Hier zeigen wir zwei Mikroventil-basierten mikrofluidischen Chips für zwei verschiedene Anwendungen. Der erste Chip ermöglicht die Speicherung und das Mischen präzise Sub-Nanoliter von wässrigen Lösungen in unterschiedlichen Mischungsverhältnissen. Der zweite Chip ermöglicht computergesteuerte Perfusion von mikrofluidischen Zellkulturen. Die Geräte sind einfach herzustellen und einfach zu steuern. Aufgrund der Biokompatibilität von PDMS, könnten diese Mikrochips haben breite Anwendungen in miniaturisierten Diagnostik-Assays sowie grundlegende zellbiologische Studien.

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Microfluidic Chips Controlled with Elastomeric Microvalve Arrays

Wir zeigen, Protokolle für die Herstellung und Automatisierung von Elastomer-Polydimethylsiloxan (PDMS)-basierte Mikroventil Arrays, die keine zusätzliche Energie benötigt, um in der Nähe und bieten photolithographisch definiert präzise Volumina. Ein parallel subnanoliter-Volumen-Mixer und einem integrierten mikrofluidischen Perfusion System vorgestellt werden.

Mikrofluidik-Chips mit Elastomer-Mikroventil Arrays Controlled

Miniaturized microfluidic systems provide simple and effective solutions for low-cost point-of-care diagnostics and high-throughput biomedical assays.  ...

microfluidic-chips-controlled-with-elastomeric-microvalve-arrays

Research

JoVE Journal

Biology

20.9K Aufrufe.  University of Washington. Wir zeigen, Protokolle für die Herstellung und Automatisierung von Elastomer-Polydimethylsiloxan (PDMS)-basierte Mikroventil Arrays, die keine zusätzliche Energie benötigt, um in der Nähe und bieten photolithographisch definiert präzise Volumina. Ein parallel subnanoliter-Volumen-Mixer und einem integrierten mikrofluidischen Perfusion System vorgestellt werden.

Serie: Microfluidic Chips Controlled with Elastomeric Microvalve Arrays

A Microfluidic Device with Groove Patterns for Studying Cellular Behavior

We describe a microfluidic device with microgrooved patterns for studying cellular behavior. This microfluidic platform consists of a top fluidic channel and a bottom microgrooved substrate. To fabricate the microgrooved channels, a top poly(dimethylsiloxane) (PDMS) mold containing the impression of the microfluidic channels was aligned and bonded to a microgrooved substrate. Using this device, mouse fibroblast cells were immobilized and patterned within microgrooved substrates (25, 50, 75, and 100 &mu;m wide). To study apoptosis in a microfluidic device, media containing hydrogen peroxide, Annexin V, and propidium iodide was perfused into the fluidic channel for 2 hours. We found that cells exposed to the oxidative stress became apoptotic. These apoptotic cells were confirmed by Annexin V that bound to phosphatidylserine at the outer leaflet of the plasma membrane during the apoptosis process. Using this microfluidic device with microgrooved patterns, the apoptosis process was observed in real-time and analyzed by using an inverted microscope containing an incubation chamber (37&deg;C, 5% CO2). Therefore, this microfluidic device incorporated with microgrooved substrates could be useful for studying the cellular behavior and performing high-throughput drug screening.

We describe a protocol for the fabrication of microfluidic devices that can enable cell capture and culture. In this approach patterned microstructures such as grooves within microfluidic channels are used to create low shear stress regions within which cell can dock.

Einer mikrofluidischen Vorrichtung mit Groove Patterns für ein Studium Cellular Behavior

We describe a microfluidic device with microgrooved patterns for studying cellular behavior.  This microfluidic platform consists of a top fluidic channel ...

Forschung

Biologie

A Gradient-generating Microfluidic Device for Cell Biology

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an enabling experimental tool, because it can precisely manipulate fluid flows, enable high-throughput experiments, and generate stable soluble concentration gradients.  Compared to conventional gradient generators, poly(dimethylsiloxane) (PDMS)-based  microfluidic devices can generate stable concentration gradients of growth factors with well-defined profiles.  Here, we developed simple gradient-generating microfluidic devices with three separate inlets.  Three microchannels combined into one microchannel to generate concentration gradients.  The stability and shape of growth factor gradients were confirmed by fluorescein isothyiocyanate (FITC)-dextran with a molecular weight similar to epidermal growth factor (EGF).  Using this microfluidic device, we demonstrated that fibroblasts exposed to concentration gradients of EGF migrated toward higher concentrations.  The directional orientation of cell migration and motility of migrating cells were quantitatively assessed by cell tracking analysis.  Thus, this gradient-generating microfluidic device might be useful for studying and analyzing the behavior of migrating cells.

We describe a protocol for the microfabrication of the gradient-generating microfluidic device that can generate spatial and temporal gradients in well-defined microenvironment. In this approach, the gradient-generating microfluidic device can be used to study directed cell migration, embryogenesis, wound healing, and cancer metastasis.

Ein Gradient-Erzeugung Mikrofluidikvorrichtung für Zellbiologie

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an ...

Cell Capture Using a Microfluidic Device

Zell-Capture mit einer mikrofluidischen Vorrichtung

Fabrication of the Thermoplastic Microfluidic Channels

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using polymer/nanoparticle composite microscale lysis and solid phase extraction columns. The recovered samples are concentrated, small volume samples that are PCRable, without any additional cleanup. Here, we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then, we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns. We demonstrate grafting and polymerization of a carbon nanotube/polymer composite column for bacterial cell lysis. We then show the lysis process followed by solid phase extraction of nucleic acids from the sample on chip using a silica/polymer composite column. The attached protocols contain detailed instructions on how to make both lysis and solid phase extraction columns.

Here we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns.

Die Herstellung der thermoplastischen Mikrofluidikkanälen

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using ...

Microfluidic Applications for Disposable Diagnostics

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

Mikrofluidik-Anwendungen für Einweg-Diagnostics

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new ...

Mapping Bacterial Functional Networks and Pathways in Escherichia Coli using Synthetic Genetic Arrays

Phenotypes are determined by a complex series of physical (e.g. protein-protein) and functional (e.g. gene-gene or genetic) interactions (GI)1. While physical interactions can indicate which bacterial proteins are associated as complexes, they do not necessarily reveal pathway-level functional relationships1. GI screens, in which the growth of double mutants bearing two deleted or inactivated genes is measured and compared to the corresponding single mutants, can illuminate epistatic dependencies between loci and hence provide a means to query and discover novel functional relationships2. Large-scale GI maps have been reported for eukaryotic organisms like yeast3-7, but GI information remains sparse for prokaryotes8, which hinders the functional annotation of bacterial genomes. To this end, we and others have developed high-throughput quantitative bacterial GI screening methods9, 10.
Here, we present the key steps required to perform quantitative E. coli Synthetic Genetic Array (eSGA) screening procedure on a genome-scale9, using natural bacterial conjugation and homologous recombination to systemically generate and measure the fitness of large numbers of double mutants in a colony array format. Briefly, a robot is used to transfer, through conjugation, chloramphenicol (Cm) - marked mutant alleles from engineered Hfr (High frequency of recombination) 'donor strains' into an ordered array of kanamycin (Kan) - marked F- recipient strains. Typically, we use loss-of-function single mutants bearing non-essential gene deletions (e.g. the 'Keio' collection11) and essential gene hypomorphic mutations (i.e. alleles conferring reduced protein expression, stability, or activity9, 12, 13) to query the functional associations of non-essential and essential genes, respectively. After conjugation and ensuing genetic exchange mediated by homologous recombination, the resulting double mutants are selected on solid medium containing both antibiotics. After outgrowth, the plates are digitally imaged and colony sizes are quantitatively scored using an in-house automated image processing system14. GIs are revealed when the growth rate of a double mutant is either significantly better or worse than expected9. Aggravating (or negative) GIs often result between loss-of-function mutations in pairs of genes from compensatory pathways that impinge on the same essential process2. Here, the loss of a single gene is buffered, such that either single mutant is viable. However, the loss of both pathways is deleterious and results in synthetic lethality or sickness (i.e. slow growth). Conversely, alleviating (or positive) interactions can occur between genes in the same pathway or protein complex2 as the deletion of either gene alone is often sufficient to perturb the normal function of the pathway or complex such that additional perturbations do not reduce activity, and hence growth, further. Overall, systematically identifying and analyzing GI networks can provide unbiased, global maps of the functional relationships between large numbers of genes, from which pathway-level information missed by other approaches can be inferred9.

Mapping Bacterial Functional Networks and Pathways in Escherichia Coli using Synthetic Genetic Arrays

Systematic, large-scale synthetic genetic (gene-gene or epistasis) interaction screens can be used to explore genetic redundancy and pathway cross-talk. Here, we describe a high-throughput quantitative synthetic genetic array screening technology, termed eSGA that we developed for elucidating epistatic relationships and exploring genetic interaction networks in Escherichia coli.

Mapping Bakterielle Functional Netzwerke und Pathways in<em&gt; Escherichia Coli</em&gt; Verwendung von Synthetic Genetic Arrays

Phenotypes  are determined by a complex series of physical (e.g. protein-protein) and  functional (e.g. gene-gene or genetic) interactions (GI)1. While ...

Design and Use of Multiplexed Chemostat Arrays

Chemostats are continuous culture systems in which cells are grown in a tightly controlled, chemically constant environment where culture density is constrained by limiting specific nutrients.1,2 Data from chemostats are highly reproducible for the measurement of quantitative phenotypes as they provide a constant growth rate and environment at steady state. For these reasons, chemostats have become useful tools for fine-scale characterization of physiology through analysis of gene expression3-6 and other characteristics of cultures at steady-state equilibrium.7 Long-term experiments in chemostats can highlight specific trajectories that microbial populations adopt during adaptive evolution in a controlled environment. In fact, chemostats have been used for experimental evolution since their invention.8 A common result in evolution experiments is for each biological replicate to acquire a unique repertoire of mutations.9-13 This diversity suggests that there is much left to be discovered by performing evolution experiments with far greater throughput. 
We present here the design and operation of a relatively simple, low cost array of miniature chemostats&mdash;or ministats&mdash;and validate their use in determination of physiology and in evolution experiments with yeast. This approach entails growth of tens of chemostats run off a single multiplexed peristaltic pump. The cultures are maintained at a 20 ml working volume, which is practical for a variety of applications. It is our hope that increasing throughput, decreasing expense, and providing detailed building and operation instructions may also motivate research and industrial application of this design as a general platform for functionally characterizing large numbers of strains, species, and growth parameters, as well as genetic or drug libraries.

We developed and validated a small-footprint array of miniature chemostats built from readily available parts for low cost. Physiological and experimental evolution results were similar to larger volume chemostats. The ministat array provides a compact, inexpensive, and accessible platform for traditional chemostat experiments, functional genomics, and chemical screening applications.

Design und die Verwendung Multiplexed Chemostat Arrays

Chemostats are continuous culture systems in which cells are grown in a tightly controlled, chemically constant environment where culture density is ...

Assembly of Nucleosomal Arrays from Recombinant Core Histones and Nucleosome Positioning DNA

Core histone octamers that are repetitively spaced along a DNA molecule are called nucleosomal arrays. Nucleosomal arrays are obtained in one of two ways: purification from in vivo sources, or reconstitution in vitro from recombinant core histones and tandemly repeated nucleosome positioning DNA. The latter method has the benefit of allowing for the assembly of a more compositionally uniform and precisely positioned nucleosomal array. Sedimentation velocity experiments in the analytical ultracentrifuge yield information about the size and shape of macromolecules by analyzing the rate at which they migrate through solution under centrifugal force. This technique, along with atomic force microscopy, can be used for quality control, ensuring that the majority of DNA templates are saturated with nucleosomes after reconstitution. Here we describe the protocols necessary to reconstitute milligram quantities of length and compositionally defined nucleosomal arrays suitable for biochemical and biophysical studies of chromatin structure and function.

A method is presented for the reconstitution of model nucleosomal arrays from recombinant core histones and tandemly repeated nucleosome positioning DNA. We also describe how sedimentation velocity experiments in the analytical ultracentrifuge, and atomic force microscopy (AFM) are used to monitor the extent of nucleosomal array saturation after reconstitution.

Versammlung der nukleosomalen Arrays von rekombinantem Core-Histone und DNA Nucleosome Positioning

Core histone octamers that are repetitively spaced along a DNA molecule  are called nucleosomal arrays. Nucleosomal arrays are obtained in one of two  ...

A Rapid Protocol for Integrating Extrachromosomal Arrays With High Transmission Rate into the C. elegans Genome

Microinjecting DNA into the cytoplasm of the syncytial gonad of Caenorhabditis elegans is the main technique used to establish transgenic lines that exhibit partial and variable transmission rates of extrachromosomal arrays to the next generation. In addition, transgenic animals are mosaic and express the transgene in a variable number of cells. Extrachromosomal arrays can be integrated into the C. elegans genome using UV irradiation to establish nonmosaic transgenic strains with 100% transmission rate of the transgene. To that extent, F1 progenies of UV irradiated transgenic animals are screened for animals carrying a heterozygous integration of the transgene, which leads to a 75% Mendelian transmission rate to the F2 progeny. One of the challenges of this method is to distinguish between the percentage of transgene transmission in a population before (X% transgenic animals) and after integration (&#8805;75% transgenic F2 animals). Thus, this method requires choosing a nonintegrated transgenic line with a percentage of transgenic animals that is significantly lower than the Mendelian segregation of 75%. Consequently, nonintegrated transgenic lines with an extrachromosomal array transmission rate to the next generation &#8804;60% are usually preferred for integration, and transgene integration in highly transmitting strains is difficult. Here we show that the efficiency of extrachromosomal arrays integration into the genome is increased when using highly transmitting transgenic lines (&#8805;80%). The described protocol allows for easy selection of several independent lines with homozygous transgene integration into the genome after UV irradiation of transgenic worms exhibiting a high rate of extrachromosomal array transmission. Furthermore, this method is quite fast and low material consuming. The possibility of rapidly generating different lines that express a particular integrated transgene is of great interest for studies focusing on gene expression pattern and regulation, protein localization, and overexpression, as well as for the development of subcellular markers.

A Rapid Protocol for Integrating Extrachromosomal Arrays With High Transmission Rate into the C. elegans Genome

This protocol describes a rapid and low material consuming procedure for the integration of transgenic extrachromosomal arrays into the Caenorhabditis elegans genome using ultra violet (UV) irradiation. Furthermore, this protocol is particularly well suited for transgenic lines that transmit extrachromosomal arrays at a high rate.

Microinjecting DNA into the cytoplasm of the syncytial gonad of Caenorhabditis elegans is the main technique used to establish transgenic lines that ...

Identifying Protein-protein Interaction Sites Using Peptide Arrays

Protein-protein interactions mediate most of the processes in the living cell and control homeostasis of the organism. Impaired protein interactions may result in disease, making protein interactions important drug targets. It is thus highly important to understand these interactions at the molecular level. Protein interactions are studied using a variety of techniques ranging from cellular and biochemical assays to quantitative biophysical assays, and these may be performed either with full-length proteins, with protein domains or with peptides. Peptides serve as excellent tools to study protein interactions since peptides can be easily synthesized and allow the focusing on specific interaction sites. Peptide arrays enable the identification of the interaction sites between two proteins as well as screening for peptides that bind the target protein for therapeutic purposes. They also allow high throughput SAR studies. For identification of binding sites, a typical peptide array usually contains partly overlapping 10-20 residues peptides derived from the full sequences of one or more partner proteins of the desired target protein. Screening the array for binding the target protein reveals the binding peptides, corresponding to the binding sites in the partner proteins, in an easy and fast method using only small amount of protein.
In this article we describe a protocol for screening peptide arrays for mapping the interaction sites between a target protein and its partners. The peptide array is designed based on the sequences of the partner proteins taking into account their secondary structures. The arrays used in this protocol were Celluspots arrays prepared by INTAVIS Bioanalytical Instruments. The array is blocked to prevent unspecific binding and then incubated with the studied protein. Detection using an antibody reveals the binding peptides corresponding to the specific interaction sites between the proteins.

Peptide array screening is a high throughput assay for identifying protein-protein interaction sites. This allows mapping multiple interactions of a target protein and can serve as a method for identifying sites for inhibitors that target a protein. Here we describe a protocol for screening and analyzing peptide arrays.

Ermittlung von Protein-Protein-Interaktionsstellen unter Verwendung von Peptid-Arrays

Protein-protein interactions mediate most of the processes in the living cell and control homeostasis of the organism. Impaired protein interactions may ...