Wir möchten Alex Hitchen und Meg Stand für ihre Hilfe bei den Gegen Studien danken. Diese Arbeit wurde vom NERC Zuschuss NE H015604 / 1 bis TP unterstützt /.

1. Vorbereitung der Fly Lebensmittel mit Lebensmittelfarbe <ol><li> Nehmen Sie ein Standard Drosophila Fläschchen mit ca. 20 ml Nahrung im Boden (Abbildung 1). Verwenden Sie das folgende Rezept für Lebensmittelmischung mit 1 Liter kochendem Wasser: 10 g Agar 85 g Dextrose, 60 g Maismehl, 40 g Hefe, und rühren Sie für 5 min vom Sieden. 25 ml 10% nipagen sobald die Mischung auf 75 ° C abgekühlt. </li><li> Nach dem Essen wurde abgekühlt und verfestigt, zwei Tropfen (etwa 0,5 bis 1 ml) der blauen Lebensmittelfarbe auf die Spitze der Nahrungs und über die ganze Oberfläche des Gefäßes verteilt (Abbildung 1). Verwenden Sie einen anderen Farbstoff, wenn bevorzugt. </li><li> Die Speise für zwei Tage im Kühlschrank, so daß der Farbstoff durch die obere Schicht des Nahrungs absorbiert; dies vermeidet übermäßige Feuchtigkeit beschädigt die Fliegen während der Reifezeit. Fügen Sie ein kleines Stück Seidenpapier, wenn übermäßiger Feuchtigkeit immer noch ein Problem zu beflecken sich zusätzliche Feuchtigkeit und anschließendentfernen Sie es. </li><li> Übertragungs fliegt auf das Lebensmittel entweder einzeln oder in Gruppen. Hinweis: Die Fliegen werden Darm Färbung innerhalb von 1 Tag auf der Essen platziert zu gewinnen. Alternativ voll die Fliegen auf dem gefärbten Lebensmittel vor dem Experiment (erhöhte Sterblichkeit während der Reifezeit nicht vor der Belastung durch Lebensmittelfarbe eingehalten) reifen. </li><li> Überprüfen, ob die gefärbten Fliegen können von den nicht-gefärbte Fliegen leicht unterschieden werden. Wenn sie nicht unterschieden werden kann, die Schritte 1,1-1,4 mit entweder einer höheren Konzentration an Farbstoff oder einen anderen Farbstoff enthält. </li></ol> 2. Zwei männliche Gegen Studien mit Lebensmittelfarbe <ol><li> Zur Herstellung von Nachkommen, Einrichten mehrerer Fläschchen mit Paaren von weiblichen und männlichen Fliegen (für kleine Gruppen von Männern und Frauen sind auch geeignet, wenn auch darauf achten, dass Gedränge der Larven zu vermeiden). Lassen Sie die Weibchen Eier legen und bewegen Sie die Fliegen auf neue Fläschchen alle 5 - 7 Tage die. Speicher Fläschchen bei einer geeigneten Temperatur für die Spezies von Interesse (22 ° C foder D. pseudoobscura und D. subobscura und 25 ° C für D. melanogaster). </li><li> Vor dem Sammeln experimentellen Fliegen Entfernen Sie alle Fliegen aus den Sammelflaschen zu einem bestimmten Zeitpunkt vor der Erhebung Männer und Frauen, um sicherzustellen, dass sie Jungfrauen (D. melanogaster sein - 6 Stunden bei 25 ° C, D. pseudoobscura - 18 h bei 22 ° C, und D. subobscura - 24 Stunden bei 22 ° C). Hinweis: Wenn Fliegen sind nicht natives dieser Wille Bias ihr Verhalten in Paarungsversuche 15. <ol><li> Shop und reifen männlichen einzeln in Standard 75 x 20 mm Kunststoffröhrchen (mit ~ 20 ml Lebensmittel). Dies vermeidet die negativen Auswirkungen auf die männliche Fortpflanzungsverhalten und Fitness bei einigen Arten zu sehen, wenn Männer in Gruppen 16 gehalten. </li><li> Expose Hälfte Männchen auf die gewünschte Behandlungs (CO 2 Anästhesie in diesem Fall). Verwenden Sie einen CO 2 Matte oder tippen, um die Fliegen für die erforderliche Zeit aussetzen. Shop Hälfte males in jeder Behandlungs auf farbigen Lebensmitteln bis zur Paarung statt. Das macht sie während der Paarungsversuche visuell unterscheidbar. </li><li> Für die Übertragung von Fliegen verwenden eines Gebläses 17. Beschriften Sie jedes Fläschchen, um sowohl die Behandlung und die Farbe Status der männlichen identifizieren. Hier verwenden vier Behandlungen (Anästhesie, nicht-farbige = G-NC, Anästhesie, farbige = GC, keine Narkose, nicht eingefärbten, NG-NC und keine Anästhesie, farbig, NG-C). </li></ol></li><li> Übertragen neu entstandenen Weibchen in frischen Lebensmitteln Fläschchen als Gruppen von 10 reifen. </li><li> Zulassen entfernt, um zu der Paarungszeit (D. melanogaster reifen - 3 Nächte, D. pseudoobscura - 5 Tage, D. subobscura - 7 Tage die 18 Speicher fliegt bei einer geeigneten Temperatur für die Spezies untersucht (beispielsweise 22 ° C für D. . pseudoobscura und D. subobscura und 25 ° C für D. melanogaster). </li><li> Bewegen Weibchen einzelnen Fläschchen (Fortsetzungaining ~ 20 ml Essen) 1 Tag vor der Paarung Studie zur Akklimatisierung mit dem passenden Fläschchen. Beschriften Sie diese Ampullen, so dass Fläschchen unterschieden werden. Achten Sie darauf, das Experiment, indem neutrale Kennzeichnung blenden (dh 1-150), so ist es nicht möglich, die Identität der Fliegen in jedem Fläschchen erraten. Hinweis: Die Person, die die Fliegen in jedem Fläschchen platziert wird, um die Identität der Fliegen in jedem Fläschchen platziert, wie sie werden feststellen, welche Behandlung war voller Flecken kennen. Jedoch sollte der Beobachter, der die passenden Uhren ihre Identität nicht. Um dies zu tun mindestens zwei Experimentatoren benötigt werden, eine Einrichtung und ein zu beobachten. </li><li> Beginnen Sie die Paarungsversuche zwischen 10 - 12 Uhr, oder in einer Zeit, die mit dem Licht, das auf der Hell / Dunkel-Zyklus die Fliegen an (&quot;Dawn&quot; für die Linie) ausgesetzt zusammenfällt. Fügen Sie zwei männlichen Fliegen zu jedem passenden Fläschchen (mit einem einzigen Weibchen fly) unter Verwendung eines Gebläses. Stellen Sie sicher, dass die beiden Männer sind von verschiedenen Behandlungen (Anästhesie oderKontrolle) und dass man Darm Färbung, damit es möglich ist, sie voneinander zu unterscheiden, und beachten Sie, was männlich gefärbt wird. </li><li> Wenn Paarung auftritt, notieren Sie den Status des männlichen, die Geschwister (entweder farbig oder nicht - farbig). Wenn Studien letzten 2 Stunden, davon ausgehen, das Weibchen nicht paaren. Anmerkung: 2 h ist für diese Spezies, aber andere Drosophila kann mehr oder weniger Zeit benötigen. </li></ol> 3. Single Penisgegen Trials <ol><li> Für einzelne männliche Studien, wiederholen Protokoll 2 mit zwei Änderungen: <ol><li> In Schritt 2.3 nicht halten Männer auf farbigem Essen. </li><li> In Schritt 2.7, fügen Sie nur einen einzigen Stecker auf jeder Flasche. </li></ol></li><li> In Schritt 2.8, notieren Sie die Zeit die Fliege in die Ampulle, die Zeit beginnt der Paarung und die Zeit der Paarung fertig aufgezeichnet werden sollen aufgenommen. Aus diesen Werten berechnet Paarungserfolg, Latenzzeit und Dauer. </li></ol> 4. Datenanalyse <ol><li> Verwenden Sie geeignete Statistikpaket für anaLyse. Wenn die Daten normal und nur zwei Behandlungen, verwenden Sie t-Tests oder gleichwertig Generalized Linear Model (GLM). Für zwei männliche Experimente verwenden binomischen Tests oder eine binomische GLM, die in jeder Grund Statistik-Paket verfügbar sind. Hinweis: Für die Beispieldaten, alle Analysen wurden in R-Version 3.0.3 19 durchgeführt. </li><li> Überprüfen der Paarungs Latenz und Paarung Dauerdaten auf Normalität, die durch Auftragen Frequenzhistogramme Latenz und Dauer für jede Behandlung 20 und mit einem Test auf Normalität wie Shapiro-Wilk. Wenn es nicht normal, zu transformieren, oder verwenden Sie nichtparametrische entsprechenden Statistiken 20. Hinweis: Für die Beispieldaten aus den einzigen männlichen Versuchs log-Transformation erfüllt die Anforderungen der Normalität und gleiche Varianzen. </li><li> Wenn die Daten normalisiert werden, Gebrauch t-Tests, um Unterschiede zwischen den Paarungs Latenz und Dauer in den einzigen männlichen Paarungsversuche zu prüfen, wenn Sie zwei Behandlungen 21. Wenn mehrfache Behandlungen verwendet werden,versuchen eine Varianzanalyse (ANOVA) 20. Wenn die Daten nicht normiert werden können, äquivalente nicht-parametrischen Tests 21. </li><li> Verwenden binomischen Tests auf einen Effekt der beiden Lebensmittelfarbe oder CO 2 Anästhesie auf dem Paarungserfolg von konkurrierenden Männchen 20 zu testen. Wenn mehrfache Behandlungen verwendet werden, wie es der Fall mit den Beispieldaten mit einem GLM mit binomischen Fehlerstruktur 21. </li><li> Für die beiden männlichen Studien in den Beispieldaten verwenden GLMs mit binomischen Fehlerstrukturen. Eine GLM sucht Farbe als Zielgröße (farbig = 0, nicht gefärbtem = 1) mit Arten, Gaszustand und Gasbehandlung als erklär variables.One GLM sucht CO 2 als Zielgröße (vergast = 0 und nicht entgast ausgestattet = 1) mit Arten, Farbe Status und Gasaufbereitung ausgestattet. In jedem Fall produzieren die maximale Modell, und führen Modellvereinfachung auf der Grundlage AIC 20. </li></ol>

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Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Diese Daten zeigen, dass die Wirkung von CO 2 Anästhesie inkonsistent zwischen Arten, mit zwei von drei Arten, das wenig Einfluss. Unsere Ergebnisse legen nahe Kennzeichnung mit Lebensmittelfarbe eine geringere Auswirkungen auf die männlichen Paarungserfolg als CO 2 Anästhesie für D. melanogaster. Diese Experimente zeigen, dass Lebensmittelfarben können leicht und billig zu Etikett Fliegen für die Paarung Tests mit mehreren Männern verwendet werden. Von den drei Modell Drosophila-Arten untersucht, nur D. melanogaster zeigte eine Wirkung von CO 2 Narkose auf das Paarungsverhalten in einer Wettbewerbssituation. Im Gegensatz dazu, keine der Arten zeigten eine Wirkung der Sammlung auf Gas in einzelnen Paarungsversuche im Hinblick auf die Paarungs Latenz, im Gegensatz zu früheren Resultate für D. melanogaster 5. Die Auswirkungen des Wettbewerbs könnte daher sein Hervorhebung feiner Fitness Auswirkungen der CO 2 Anästhesie, die nur detektierbar sindunter Situationen, in denen Stecker-Stecker Wettbewerb. Exposure at frühen Sammlung und einen Tag vor der Verhandlung einen negativen Effekt auf die Fähigkeit der Männchen D. melanogaster, um eine Paarung zu gewinnen. Exposure 2 Tage vor der Verhandlung hat jedoch keinerlei Wirkung. Sowohl D. pseudoobscura und D. subobscura hatte keine Auswirkungen der Exposition gegenüber Gas in einer der Studien zeigen. Eine Erklärung dafür ist, dass D. melanogaster war anfällig für frühe Exposition gegenüber CO 2, weil es muss früher im Leben gesammelt werden (0-6 h alt) als die anderen Arten, um sicherzustellen, Männchen sind Jungfrau. Daher männlichen D. melanogaster dieser Zeit kann eine erhöhte Empfindlichkeit auf die Kutikula der Fliege noch Härten, verglichen mit den anderen Spezies, die mehr für die Kutikula aushärten gehabt. Im Allgemeinen unterstützt dies die Vorstellung, dass die Auswirkungen von CO 2 Anästhesie artspezifisch und Ermittler sollten entsprechend der Wirkung ihrer Zielarten. Currently, die Mehrzahl der Arbeiten über die Wirkung von CO 2 Anästhesie wurde an Drosophila melanogaster 5,11,22 geführt und deshalb nicht geeignet, um andere verwandte Arten anzuwenden. Die vorgestellte, um Fliegen zu unterscheiden alternative nicht-invasive Methode ist Lebensmittelfarbe. Die Ergebnisse legen nahe diese Behandlung hatte keinen Einfluss auf über alle Arten untersucht. Während jedoch die Verwendung bei der Bereitstellung eines billigen und leicht sichtbarer Marker zur Unterscheidung zwischen Individuen erfolgreich war es sollte beachtet werden, dass der Farbstoff leichter in D. unterscheiden pseudoobscura und D. subobscura als in D. melanogaster. Vorherige Autoren haben verschiedene Farben (rot, grün und blau) 4,6 verwendet. Wir fanden, Blaufärbung der einfachste, in allen Arten zu unterscheiden D., insbesondere pseudoobscura und D. subobscura. Einsatz von mehreren Farben würde möglicherweise komplexere Experimente mit vielen einzeln gekennzeichnet flie ermöglichens. Es sind jedoch Vorversuche verschiedener Farbstoffe wichtig, da einige Lebensmittelfarben nicht, um die Fliegen zu färben, möglicherweise verdaut, als verbraucht wird. Andere Farbstoffe können eine toxische Wirkung haben und das Überleben der Fliegen zu verringern, und sollte vermieden werden 14). Alternative Lebensmittelfarbe Methoden unter Verwendung teurer Flecken wurden auch zur Untersuchung von Darmintegrität für D. verwendet melanogaster 23. Dabei kann es eine Alternative, wenn auch teurer, Färbeverfahren 23. Der Farbstoff-Methode ist so schnell wie CO 2 Flügel Clipping wie Fliegen auf gefärbte Lebensmittel aus der Sammlung gespeichert werden. Die Aufnahme des Essens war schnell (ca. 3 h), so dass Speicher O / N auf farbigem Essen würde auch ausreichen, um Fliegen zu markieren, wie in anderen Studien 6 verwendet. Allerdings ist die Dauer der Färbung relativ kurz (~ 4-5 Stunden) im Vergleich zur Flügel Clipping (permanent) oder fluoreszierende Staub Kennzeichnung (10-12 Tage) 24. Da Drosophila-Artenunterscheiden sich in Aussehen, verschiedene Farbstoffe mehr oder weniger effektiv für die verschiedenen Arten sein, und da einige Stämme (zB Knockout-Mutanten) sind anfällig für Veränderungen in der Ernährung sein, jegliche Verwendung von Farbstoff erfordert eine Vorprüfung der Wirksamkeit vor allem, wenn mehr tige Exposition gegenüber giftigen Farbstoffe können 14 sein. Im Gegensatz zu der Studie von Kalaw et al. 14, fanden wir keine signifikante Mortalität nach einer Lagerung für mehrere Tage auf gefärbte Nahrungsmittel für D. melanogaster (3 Tage), D. pseudoobscura (5 Tage) oder D. subobscura (7 Tage), wahrscheinlich aufgrund des Unterschieds in Farbstoff verwendet. Der entscheidende Schritt für den erfolgreichen Einsatz der Farbstoff Technik Schritt 1.5, Validierung, dass die gewählte Farbstoff eignet sich gut für die Art und Stamm verwendet. Eine alternative Technik beinhaltet die Anwendung farbigen Staub an der Außenseite des Fliegen vor in Feldversuchen 24 verwenden. Diese Methode ist für die Verfolgung von Personen auf dem Gebiet aufgrund t verwendeto die Dauer der Kennzeichnung und die Leichtigkeit der Massenmarkierung fliegt 24. Obwohl wir nicht explizit diese Methode in Paarungsversuche getestet, wäre es wichtig, alle Effekte, kann Staub auf die Sinne wichtig Paarung, insbesondere in Drosophila 25, 26 haben untersucht. Bei Arten jedoch, wo Darm Färben nicht möglich ist, diese Methoden geeignet sein könnten. Abschließend haben wir festgestellt, dass in zwei der drei getesteten Arten (D. pseudoobscura und D. subobscura) gab es keine Wirkung entweder CO 2 Anästhesie oder Lebensmittelfarbe auf Paarungsfähigkeit von Männern gefunden. Für D. melanogaster eine negative Wirkung von CO 2 Anästhesie erkannt wurde, aber Lebensmittelfarbe hatte keinen Einfluss Paarung Erfolg in dieser Art. Insgesamt bietet der Farbstoff Verfahren eine einfache und kostengünstige nicht-invasive Methode zur Identifizierung einzelner Drosophila, die gleichwertig oder besser als die Methoden, die CO 2 Anästhesie erforderlich ist. Esist wahrscheinlich, diese Methode in einer Reihe von Arten zu arbeiten.

In den letzten Jahrzehnten gab es eine wachsende Interesse daran, wie die sexuelle Selektion und Konkurrenz zwischen Männern Auswirkungen auf Evolution 1,2. Versuche über das Paarungsverhalten eine wichtige Rolle in der Entwicklung und Erprobung Theorien der sexuellen Selektion 3,4 gespielt. Insbesondere die Forschung mit Arten der Gattung Drosophila, hat entscheidend zum Verständnis der sexuellen Selektion und das Verhalten bei. Jedoch ist es wichtig zu untersuchen, ob die allgemein verwendeten Techniken könnten künstlich spannen die Ergebnisse von Standardpaarungsexperimenten 5,6. Anästhesie wird häufig für die Handhabung und Identifikation in Experimenten 7 verwendet. Beispielsweise werden üblicherweise entfernt vor der Paarung gesammelt oder in Genotypen oder experimentelle Behandlungen unter Verwendung von Kohlendioxid (CO 2) Narkose sortiert. In Experimenten, bei denen zwei oder mehr Personen unterschieden werden müssen, ist es üblich, die fl betäubener Jahren und Clip Teil des Flügels ab, jeden einzelnen oder Behandlungsgruppe 5,8 identifizieren. Es ist wichtig, jedoch zu verstehen, wie CO 2 Behandlung Verhalten beeinflussen. Die Wirkung von CO 2 Betäubung in Drosophila melanogaster untersucht worden, in dem exponierten Männchen zu CO 2 hat deutlich länger zu paaren und insgesamt hatten geringere Paarungserfolg als nicht-narkotisierten Männer oder Männer betäubt mit Erkältung 5. Dieser Effekt wurde beobachtet, sowohl bei der Anästhesie wurde am Tag des Experiments angewandt und wenn Fliegen wurden einen Tag gegeben zu erholen. Allerdings wurde diese Studie nur die Prüfung Prüfungen, bei denen ein einzelner Stecker wurde jedem weiblichen 5 dargestellt beschränkt. Ein realistischeres Szenario ist für eine weibliche, mehrere Männchen 9,10 begegnen, so dass der Wettbewerb zwischen Männern, die den Nachweis subtiler Verluste der männlichen Fitness durch Anästhesie ermöglichen könnten. Die Verwendung von CO 2 Betäubung auchen gefunden, Fruchtbarkeit und Langlebigkeit der erwachsenen D. reduzieren melanogaster, wenn sie kurz nach dem Schlüpfen ausgesetzt sind, wie es üblich ist bei der Erhebung Jungfrau fliegt 11. Eine Alternative zu 2 Anästhesie CO ist es, Fliegen, indem er ihnen Nahrung mit Farbstoff 4,6,10,12,13 farbig markieren. Dieser Farbstoff dringt in die Eingeweide der Fliege und durch das Abdomen sichtbar sind, können gefärbt entfernt von ungefärbten entfernt oder von Fliegen mit einer anderen Farbe markiert unterscheiden. Verfahren unterscheiden sich darin, wie diese angewendet werden kann: direkt mit dem Nahrungsmittel 12 aufgenommen, über gefärbte Zusatz Hefepaste 6 oder durch Einwirkung auf eine neue gefärbte Nahrungsmittelsubstrats 13. Diese Markierungstechniken scheinen keinen Einfluss auf das Paarungsverhalten 4,6 zeigen. Aber eine Papier direkt Prüfung der Auswirkungen des gleichen Lebensmittelfarbe auf die Erwachsenen D. melanogaster fanden eine starke Reduzierung der Lebensdauer 14. Frühere Arbeiten haben auch konzentriert almost ganz auf D. melanogaster sowohl in Bezug auf die Auswirkungen der CO 2 Anästhesie 5,11 und Lebensmittelfarbstoff 14 Methoden. Derzeit gibt es wenig Informationen, wie CO 2 Anästhesie oder die Verwendung von Darm Färbung beeinflusst das Paarungsverhalten anderer Drosophila. Die folgende Studie untersucht die Wirkung von CO 2 Anästhesie auf dem Paarungsverhalten von drei Arten von Drosophila (D. melanogaster, D. pseudoobscura und D. subobscura). Die Wirkung des Sammelns Fliegen auf CO 2 wurde in Einzel- und zwei männlichen Paarungsversuchen untersucht. Die Wirkung von CO 2 wurde auch gefunden, dass in D. variieren melanogaster 5 und so unterschiedliche Latenzzeiten zwischen der Exposition zu CO 2 und Gegen getestet. Eine alternative Kennzeichnungsmethode auf die Anästhesie und Flügel Clipping: die Verwendung von Lebensmittelfarben, um die Fliegen Fleck wird ebenfalls bewertet.

<table><tbody><tr><td>Plastic tubing</td><td>Fisher Scientific</td><td>TWT-200-061G</td><td>Other tubing may be suitable however it must fit within a 1ml pipette tip.</td></tr><tr><td>Fine mesh</td><td>Any haberdashery</td><td>-</td><td>Fine curtain mesh is suitable</td></tr><tr><td>1 ml pipette tips</td><td>VWR</td><td>83007-376</td><td>Various brands of pipette tips would be suitable</td></tr><tr><td>Plastic Vials</td><td>Sarstedt</td><td>58.49</td><td>Larger vials or bottles could also be used.</td></tr><tr><td>Cotton Balls</td><td>Lewis Medical Solutions</td><td>28170</td><td>The size of cotton will vary depending on the size of vials used</td></tr><tr><td>Blue Food colouring</td><td>Thesugarcraftcompany</td><td>-</td><td>Other dye colours and brands can have variable results.</td></tr><tr><td>CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; Tank</td><td>BOC</td><td>BOC 40VK</td><td></td></tr><tr><td>Sharpie Markers</td><td>Steadtler</td><td>Lumocolor 313 S</td><td>Various colours can be used, but Lumocolor S give an excellent combination of durability and fineness</td></tr><tr><td>Stopwatch</td><td>Salter</td><td>SL3920</td><td>Any stopwatch with a good digital display would be fine</td></tr></tbody></table>

dyeing insects for behavioral assays: the mating behavior of anesthetized drosophila

Gegen Experimente mit Drosophila haben erheblich zum Verständnis der sexuellen Selektion und das Verhalten bei. Experimente erfordern oft einfache, leichte und billige Methoden, um zwischen den Individuen in einer Studie zu unterscheiden. Ein Standard-Technik dafür ist, CO 2 Anästhesie und Beschriftung oder Flügel Clipping jede Fliege. Dies ist jedoch invasiv und ist gezeigt worden, um das Verhalten zu beeinflussen. Andere Techniken Färbung verwendet werden, um Fliegen zu identifizieren. Dieser Artikel stellt eine einfache und nicht-invasive Methode zur Kennzeichnung von Drosophila, die sie einzeln in Experimenten identifiziert werden können, mit Lebensmittelfarbe. Dieses Verfahren ist in Studien, in denen zwei Männchen konkurrieren mit einem weiblichen paaren verwendet. Färbung erlaubt eine schnelle und einfache Identifikation. Es gab jedoch einige Unterschiede in der Stärke der Färbung in den drei untersuchten Spezies. Daten präsentiert, die den Farbstoff eine geringere Auswirkungen auf das Paarungsverhalten als CO 2 in Drosophila melanoGaster. Die Auswirkungen des CO 2 Anästhesie gezeigt, von der Spezies des Drosophila abhängen, wobei D. pseudoobscura und D. subobscura zeigt keinen Einfluss, während D. melanogaster Männchen hatte Paarungserfolg reduziert. Die vorgelegte Farbstoff Verfahren ist anwendbar auf einen weiten Bereich von experimentellen Designs.

Zwei männliche Paarungsversuche - Die Wirkung von CO 2 Narkose auf das Paarungsverhalten Das beste Modell zu finden, um die Veränderung in der Wirkung der CO 2 Anästhesie erklären enthaltenen Spezies als Faktor (mit D. pseudoobscura und D. subobscura verschmolzen, da sie keine Unterschiede zwischen einander zeigte). In D. pseudoobscura und D. subobscura gab es keine signifikante Wirkung von CO 2 Narkose auf Paarungserfolg in zwei männliche Studien (Z 1,589 = 0,087, P = 0,931). Für D. melanogaster Männchen 2 Anästhesie CO ausgesetzt hatten signifikant niedrigere Paarungserfolg (Z1,589 = 2,467, p = 0,014). Es war auch eine signifikante Interaktion zwischen den Spezies und Behandlung (χ 2 = 1,589 6,83, P = 0,009) mit einer größeren Wirkung wird beobachtet, wenn D. melanogaster wurden um Gas bei Abholung oder 1 Tag vor Studien (Tabelle 1) ausgesetzt ist. Howeväh, D. melanogaster Männchen ausgesetzt zu CO 2 zwei Tage vor der experimentellen Studie hat einen Effekt der CO 2 nicht angezeigt. Zwei männliche Paarungsversuche - Die Wirkung von Darm-Färbung auf Paarungsverhalten Modellvereinfachung zeigte keine signifikante Wirkung von Lebensmittelfarbe, die für jede der drei Arten (P&gt; 0,1) auf. Wenn die Behandlung oder Gasstatus wurden in die Analyse einbezogen waren ebenfalls nicht signifikant (P&gt; 0,1). Die Anteile der erfolgreichen Paarungen für farbige fliegt über Behandlungen sind in Tabelle 2 dargestellt. Der Unterschied in der Färbung zwischen entfernt gehalten auf farbigen und farblosen Nahrung kann in 1 gesehen werden kann. Die Intensität des Darmlebensmittelfarbe war größer in D. pseudoobscura und D. subobscura als in D. melanogaster. Einzelpaarungsversuche - Der Effekt der Verwendung von CO 2 Narkose auf mtriebs Verhalten Es gab keinen Unterschied in der Paarungslatenzzeit für jede der drei Arten, wenn CO 2 Anästhesie wurde verwendet, um vor kurzem zu sammeln entstanden Erwachsene. Ein Effekt wurde für Paarungszeit in D. gefunden subobscura wenn er belichtet wurde, um CO 2 zwei Tage vor dem Paarungsversuche (Figuren 2 und 3; Tabelle 2). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/52645/52645fig1.jpg" /> Abbildung 1: Foto mit Darstellung Phiolen Farbige und Nicht Farbige Fly Lebensmittel (A) und der Stärke der Darm Coloration in Male D. Subobscura (B). <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/52645/52645fig2.jpg" /> Abbildung 2. Der Mittelwert und 95% Konfidenzintervalle für Kopulation Latenz für die drei Arten in Single Penis Studien untersucht, wenn Männer waren betäubend (helle Balken) oder einem nicht betäubten (dunkle Balken), wenn sie als Jungfrauen vor der Geschlechtsreife gesammelt. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52645/52645fig3.jpg" /> Abbildung 3. Die Mittelwerte und 95% -Konfidenzintervalle für Kopulation Dauer für die drei Arten in Single Penis Studien untersucht, bei der Männer anästhesiert (helle Balken) oder einem nicht betäubten (dunkle Balken), wenn sie als Jungfrauen vor der Geschlechtsreife Gesammelte. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Behandlung </td><td> Spezies </td><td> Nr Studien </td><td> Nr Fliegen gefärbt, die gepaart </td><td> p-Wert </td><td> Nr Fliegen vergast, die gepaart </td><td> p-Wert </td></tr><tr><td rowspan="3"> Sammlung auf CO 2 </td><td> D. mel </td><td> 73 </td><td> 36 </td><td> 1 </td><td> 27 </td><td> 0,0344 </td></tr><tr><td> D. pse </td><td>79 </td><td> 41 </td><td> 0,8221 </td><td> 44 </td><td> 0,3682 </td></tr><tr><td> D. Unter </td><td> 71 </td><td> 40 </td><td> 0,3425 </td><td> 33 </td><td> 0,6353 </td></tr><tr><td rowspan="3"> Ausgesetzt zu 2 18 Stunden CO vor </td><td> D. mel </td><td> 57 </td><td> 28 </td><td> 1 </td><td> 19 </td><td> 0,0163 </td></tr><tr><td> D. pse </td><td> 65 </td><td> 32 </td><td> 1 </td><td> 31 </td><td> 0,8043 </td></tr><tr><td> D. Unter </td><td> 68 </td><td> 38 </td><td> 0,3961 </td><td> 35 </td><td> 0,9036 </td></tr><tr><td rowspan="3"> Ausgesetzt 2 2 Tage CO. </td><td> D. mel </td><td> 56 </td><td> 19 </td><td> 0,0222 </td><td> 32 </td><td> 0,3497 </td></tr><tr><td> D. pse </td><td> 70 </td><td> 32 </td><td> 0,5504 </td><td> 33 </td><td> 0,7202 </td></tr><tr><td> D. Unter </td><td> 56 </td><td> 29 </td><td> 0,8939 </td><td> 26 </td><td> 0,6889 &lt;/ Td&gt; </tr></tbody></table> Tabelle 1 Ergebnisse von zwei Male Wahl Experimente Über alle Arten und Behandlungen untersucht. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Spezies </td><td> Eigenschaft </td><td> df </td><td> t-Wert </td><td> p-Wert </td></tr><tr><td rowspan="2"> D. melanogaster </td><td> Latenz </td><td> 58 </td><td> 1,379 </td><td> 0,174 </td></tr><tr><td> Dauer </td><td> 58 </td><td> 1,243 </td><td> 0,221 </td></tr><tr><td rowspan="2"> D. pseudoobscura </td><td> Latenz </td><td> 109 </td><td> 0,419 </td><td> 0,676 </td></tr><tr><td> Dauer </td><td> 109 </td><td> 0,436 </td><td> 0,664 </td></tr><tr><td rowspan="2"> D. subobscura </td><td> Latenz </td><td> 83 </td><td> 0,098 </td><td> 0,922 </td></tr><tr><td> Dauer </td><td> 83 </td><td> 1,767 </td><td> 0,081 </td></tr></tbody></table> Tabelle 2: Ergebnisse von Einzelgegen Experimenten, die die Wirkung der Sammlung auf CO 2 Anästhesie auf der Gegenlatenzzeit und Dauer. Die Tests wurden an drei Arten von Drosophila (D. melanogaster, D. pseudoobscura und D. subobscura) durchgeführt.

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Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Färben Insekten für Verhaltenstests: die Paarungsverhalten von narkotisierten<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

dyeing-insects-for-behavioral-assays-mating-behavior-anesthetized

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

9.8K Aufrufe.  University of Liverpool. This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Serie: Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

A Method to Test the Effect of Environmental Cues on Mating Behavior in Drosophila melanogaster

An individual's sexual drive is influenced by genotype, experience and environmental conditions. How these factors interact to modulate sexual behaviors remains poorly understood. In Drosophila melanogaster, environmental cues, such as food availability, affect mating activity offering a tractable system to investigate the mechanisms modulating sexual behavior. In D. melanogaster, environmental cues are often sensed via the chemosensory gustatory and olfactory systems. Here, we present a method to test the effect of environmental chemical cues on mating behavior. The assay consists of a small mating arena containing food medium and a mating couple. The mating frequency for each couple is continuously monitored for 24 h. Here we present the applicability of this assay to test environmental compounds from an external source through a pressurized air system as well as manipulation of the environmental components directly in the mating arena. The use of a pressurized air system is especially useful to test the effect of very volatile compounds, while manipulating components directly in the mating arena can be of value to ascertain a compound's presence. This assay can be adapted to answer questions about the influence of genetic and environmental cues on mating behavior and fecundity as well as other male and female reproductive behaviors.

A Method to Test the Effect of Environmental Cues on Mating Behavior in Drosophila melanogaster

We demonstrate an assay to analyze the environmental and genetic cues that influence mating behavior in the fruit fly Drosophila melanogaster.

Eine Methode, um die Wirkung von Umwelteinflüssen auf das Paarungsverhalten zu untersuchen<em&gt; Drosophila melanogaster</em

An individual's sexual drive is influenced by genotype, experience and environmental conditions. How these factors interact to modulate sexual behaviors ...

Forschung

Verhalten

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Methoden zum Test Drosophila Verhalten

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Neurowissenschaften

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

Ein Single-fly-Assay für Sammelverhalten in<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but effective method to observe and document the behavior or morphology of flies. Flies were placed in a translucent observation chamber c.a. &#216;15 x 5mm (no food inside) or &#216;15 x 12 mm (with an 8 mm-high piece of food inside). After covering with an ultraviolet (UV)/clear filter with high light transmittance, the chamber was placed under a 5-50x zoom stereo microscope, and mini light-emitting diode (LED) video lights were placed on both sides of the microscope to illuminate the chamber to obtain uniform, soft, bright, and nearly shadow-free light. Then, a compact digital camera with 3-5x optical zoom, which can record 1080 P high-definition or higher resolution video (at a frame rate of &#8805;30 fps), was connected to the eyepiece of microscope through a bracket, and photographs or videos were taken through the eyepiece. By adjusting the zoom knob of the zoom stereo microscope, it was very easy to track the flies and take panoramic or detailed close-up images as needed, while the camera recorded everything under the microscope. Because the flies can stay at any position in the chamber, they can be observed and recorded from all directions. The photographs or videos taken are of good image quality. This method can be used both for scientific research and teaching.

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

This protocol describes how to make a simple adult Drosophila behavior observation chamber, and how to take high-definition photographs/videos of the morphology or behavior of different types of fruit flies in the observation chamber through relatively simple and affordable methods.

Ein einstellbares Hochauflösendes Bildgebungssystem für Verhaltensstudien von Drosophila Erwachsenen

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Einfache Assay zur Quantifizierung von Sozialvermeidung in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Ein Verhaltenstest für Mechanosensation der MARCM-basierte Klonen in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a grooming assay protocol and novel chamber design that is cost-efficient and scalable for either small or large-scale studies of Drosophila grooming. Flies are dusted all over their body with Brilliant Yellow dye and given time to remove the dye from their bodies within the chamber. Flies are then deposited in a set volume of ethanol to solubilize the dye. The relative spectral absorbance of dye-ethanol samples for groomed versus ungroomed animals are measured and recorded. The protocol yields quantitative data of dye accumulation for individual flies, which can be easily averaged and compared across samples. This allows experimental designs to easily evaluate grooming ability for mutant animal studies or circuit manipulations. This efficient procedure is both versatile and scalable. We show work-flow of the protocol and comparative data between WT animals and mutant animals for the Drosophila type I Dopamine Receptor (DopR).

This protocol describes a scalable individual grooming assay technique in Drosophila that yields robust, quantitative data to measure grooming behavior. The method is based on comparing the difference in dye accumulation on the bodies of un-groomed versus groomed animals over a set period of time.

Quantifizierung von Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, reductionist, and scalable system for in-depth investigation of motivation using the mating drive of male Drosophila&#160;melanogaster (Drosophila), the methods for which we detail here. The behavioral paradigm centers on the finding that male mating drive decreases alongside fertility over the course of repeated copulations and recovers over ~3 d. In this system, the powerful neurogenetic tools available in the fly converge with the genetic accessibility and putative wiring diagram available for sexual behavior. This convergence allows rapid isolation and interrogation of small neuronal populations with specific motivational functions. Here we detail the design and execution of the satiety assay that is used to measure and alter courtship motivation in the male fly. Using this assay, we also demonstrate that low male mating drive can be overcome by stimulating dopaminergic neurons. The satiety assay is simple, affordable, and robust to influences of genetic background. We expect the satiety assay to generate many new insights into the neurobiology of motivational states.

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

This article describes a behavioral assay that uses male mating drive in Drosophila melanogaster to study motivation. Using this method, researchers can utilize advanced fly neurogenetic techniques to uncover the genetic, molecular, and cellular mechanisms that underlie this motivation.

Messen und Ändern von Mating Antrieb in Male<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.

Tracking von Drosophila Larven Verhalten als Reaktion auf optogenetische Stimulation der olfaktorischen Neuronen

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

Behavioral Assays for Optogenetic Manipulation of Neural Circuits in Drosophila melanogaster

Optogenetics has become a fundamental technique in neuroscience, enabling precise control of neuronal activity through light stimulation. This study introduces easy-to-implement setups for applying optogenetic methods in Drosophila melanogaster. Two optogenetic tools, CsChrimson, a red-light-activated cation channel, and GtACR2, a blue-light-activated anion channel, were employed in four experimental approaches. Three of these approaches involve single-fly experiments: (1) a blue-light optogenetic thermotactic positional preference assay targeting temperature-sensitive heating cells, (2) a red-light optogenetic positional preference assay activating bitter sensing neurons, and (3) a proboscis extension response assay activating the sweet-sensing neurons. The fourth approach (4) is a fly maze setup to assess avoidance behaviors using multiple flies. The ability to manipulate neural activity temporally and spatially offers powerful insights into sensory processing and decision-making, underscoring the potential of optogenetics to advance our knowledge of neural function. These methods provide an accessible and robust framework for future research in neuroscience to enhance the understanding of specific neural pathways and their behavioral outcomes.

This paper presents methods for optogenetic manipulation in Drosophila melanogaster, utilizing CsChrimson and GtACR2 to activate and silence specific neurons. Four experiments are described to utilize optogenetics to explore thermotactic and gustatory behaviors, providing insights into the underlying neural mechanisms governing these processes.

Verhaltensassays zur optogenetischen Manipulation neuronaler Schaltkreise in Drosophila melanogaster

Optogenetics has become a fundamental technique in neuroscience, enabling precise control of neuronal activity through light stimulation. This study ...

Färben Insekten für Verhaltenstests: die Paarungsverhalten von narkotisierten

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Eine Methode, um die Wirkung von Umwelteinflüssen auf das Paarungsverhalten zu untersuchen

Methoden zum Test Drosophila Verhalten

Ein Single-fly-Assay für Sammelverhalten in

Ein einstellbares Hochauflösendes Bildgebungssystem für Verhaltensstudien von Drosophila Erwachsenen

Einfache Assay zur Quantifizierung von Sozialvermeidung in

Ein Verhaltenstest für Mechanosensation der MARCM-basierte Klonen in

Quantifizierung von Drosophila Grooming Behavior

Messen und Ändern von Mating Antrieb in Male

Tracking von Drosophila Larven Verhalten als Reaktion auf optogenetische Stimulation der olfaktorischen Neuronen

Verhaltensassays zur optogenetischen Manipulation neuronaler Schaltkreise in Drosophila melanogaster