The authors were supported by: a CancerFree KIDS Research Grant, a March of Dimes Basil O&#8217;Connor Starter Scholar Award (#5-FY14-32), a Cincinnati Children&#8217;s Hospital Medical Center (CCHMC) Trustee Grant Award; a CCHMC Research Innovation and Pilot Funding Award; and CCHMC developmental funds. Authors also acknowledge the Capel laboratory for the initial optimization of this technique.

Alle Mäuse, die in diesen Studien verwendet wurden, waren CD-1-Mäuse von Charles River Laboratories erhalten. Vorherige Kulturexperimenten auch andere Stämme, wie C57BL / 6J (Daten nicht gezeigt) durchgeführt, jedoch jeder Stamm verwendet werden. Pregnant erwachsenen Frauen waren etwa 2-3 Monate alt und wurden durch CO 2 Inhalation durch Genickbruch folgte und bilaterale Thorakotomie vor Embryoentnahme euthanasiert. Die Mäuse wurden in Übereinstimmung mit NIH-Richtlinien untergebracht und experimentelle Protokolle wurden von der Institutional Animal Care und Verwenden Ausschuss der Cincinnati Kinder-Hospital Medical Center bestätigt. 1. Herstellung des Instruments, Kultur, Medien und Gerichte <ol><li> Bereiten Sie eine 70% Ethanollösung. Autoklaven entionisiertem Wasser (für die Herstellung befeuchteten Kammern und für die Herstellung / Verdünnung Lösungen). Sterilisieren Dissektion Werkzeugen (Zangen, Scheren und 27 G-Nadel Spritzen) durch Spritzen nach unten mit 70% Ethanol. </li><li> Bereiten10X Phosphat gepufferter Salzlösung (PBS) mit Calcium und Magnesium (80 g NaCl, 2 g KCl, 14,4 g Na 2 HPO 4, 2,4 g KH 2 PO 4, 6,75 ml 1 M CaCl 2, 3,75 ml 1 M MgCl 2 ). Stir in 1 L sterile autoklaviertem Wasser zu lösen und dann mit Filterpapier filtern. Verdünnen Sie das 10-fache mit Wasser auf 1 × PBS zu machen. </li><li> Wärme inaktivieren fötalem Rinderserum (FBS) bei 55 ° C für 30 min und Filter sterilisieren mit einem 0,22 &amp; mgr; m Spritzenfilter filtriert. </li><li> Bereiten Sie 38 ml 1X komplettem Kulturmedium (genannt kompletten DMEM, cDMEM), bestehend aus Dulbeccos modifiziertem Eagle Medium (DMEM), 10% gefiltert hitzeinaktiviertem FBS und 1/100 Verdünnung von Penicillin-Streptomycin Lager. Dies sollte in der Regel frisch verwendet werden, kann jedoch bei 4 ° C für 1 Monat gelagert werden. </li><li> Rekonstituieren Sie den VEGFR Tyrosinkinase-Inhibitor II (TKI II) in DMSO für eine Stammkonzentration von 5 mg / ml, und verdünnte Aktie mit cDMEM um eine Arbeitslösung zu machen. Die endgültige conZentrierung für diese Untersuchung ist 1,875 &amp; mgr; g / ml in cDMEM. Gemäß den Empfehlungen der Gesellschaft sind Stammlösungen für bis zu 6 Monate bei -20 ° C stabil. Wie für Arbeitslösungen, machen frisch und verwenden Sie am selben Tag. Anmerkung: Die Konzentration dieses Wirkstoffs in der Arbeitslösung sollte das Zweifache höher als die gewünschte Endkonzentration (da sie zweifach in dem Tröpfchen zu verdünnen). Zur gleichen Zeit, bereiten Sie das gleiche Volumen cDMEM das gleiche Volumen an DMSO für die &quot;Kontrolle&quot; Behandlung enthält. </li><li> Bereiten Sie die tail Aufschlussreagenzien (50 mM NaOH, 1 M Tris-HCl [pH 8,0]), die getrennt in destilliertem Wasser. </li><li> Machen Sie eine 25 uM Lager der XY-PCR-Primer (XY Vorwärts 5&#39;-TGA AGC TTT TGG CTT TGA G-3 &#39;und XY umge 5&#39;-CCG CTG CCA AAT TCT TTG G-3&#39;) zusammen in Nuklease-freies Wasser. </li><li> Bereiten 50X TAE-Puffer (242 g Trizma Basis, 57,1 ml Essigsäure, 100 ml 0,5 M EDTA, pH 8,5, und Wasser bis zu 1 l final Volumen). Bereiten 1X TAE Laufpuffer (20 ml 50X TAE verdünnt mit Wasser auf 1 L Gesamtvolumen). </li><li> Um ein 2,5% Agarose-Lösung (0,625 g Agarose, 0,5 ml 50X TAE-Puffer, 24,5 ml Wasser), Wärme Agarose-Lösung in der Mikrowelle zum Kochen zu schaffen, dann abkühlen lassen, bis etwa 55 bis 65 ° C (in der Lage zu berühren). Nach dem Abkühlen, fügen Sie 2 ul 1% Ethidiumbromidlösung, und gießen Gel. VORSICHT! Ethidiumbromid ist mutagen und teratogen; benutzen Sie bitte Nitril-Handschuhen und Sicherheitsprotokoll bei der Handhabung. Alternativ können andere möglicherweise weniger toxisch Gel Trennmittel oder Farbstoffe verwendet werden. </li><li> Vorbereitung Blocking Solution (PBS mit 0,1% Triton X-100, 10% fötales Rinderserum [FBS] und 3% Rinderserumalbumin [BSA]) für die Immunfluoreszenz. </li><li> Vorbereitung Waschlösung (PBS mit 0,1% Triton X-100, 1% FBS, 3% BSA) für Immunfluoreszenz. </li><li> Vorbereitung PBTx (PBS mit 0,1% Triton X-100) für die Immunfluoreszenz. </li><li> Bereiten Sie die Inkubationskammern für culture. Füllen großen (Durchmesser 100 mm) Petrischalen mit 35 ml autoklaviertem Wasser. Ort in der Nähe, wo Dissektion und Kulturen durchgeführt. </li></ol> 2. Isolierung von fetalen Hoden aus Mus musculus <ol><li> Jeden Morgen Überprüfen Sie die weibliche Maus für vaginale Steckern. Uhr am Tag, an dem die Vaginalpfropf erkannt wird gilt als E0.5. Euthanize der schwangeren weiblichen Maus am E11.5, im Einklang mit genehmigten Tier Protokolle. </li><li> Sprühen Sie die Mausunterleib mit 70% Ethanol. </li><li> Öffnen Sie die Bauchhaut und Bauchfell mit einem V-förmigen Einschnitt mit einer feinen Schere und ziehen Sie Klappe des Gewebes zu inneren Organen aus. </li><li> Auffinden der Eierstöcke an beiden Enden des Uterushorns. Mit einer Schere, schneiden Sie am Eierstock und das Bindegewebe um die Gebärmutter, die die Embryonen aus dem Körper der Mutter zu trennen. </li><li> Öffnen Sie die Uteruswand durch leichtes Schneiden der Seite gegenüber der Plazenten, Freilegung der Dottersäcke. Achten Sie darauf, puncture Dottersack zu beschädigen oder zu verlieren Embryonen zu vermeiden. </li><li> Schneiden Sie in der Nähe der Plazenten, um den Embryo enthaltenden Dottersäcke zu entfernen und legen Sie sie in eine Schale mit PBS mit Calcium und Magnesium. Die Anwesenheit von Calcium- und Magnesiumionen wird dazu beitragen, Zelladhäsionsmoleküle, um Gewebe-Architektur erhalten und zu verhindern, dass das Gewebe aus Festhalten an den Dissektion Werkzeuge. </li><li> Mit einer Pinzette, entfernen Sie den Dottersack und Amnion aus dem Embryo durch vorsichtiges Durchstechen der Dottersack, ein Loch in dem der Embryo kann gleiten erstellen. Sobald der Embryo außerhalb der Dottersack, die Nabelschnur. </li><li> Von diesem Punkt an, mit einem Mikroskop in einem sterilen Gewebekultur Haube. Entfernen Sie den Kopf des Embryos und entsorgen durch Kneifen mit einer Pinzette auf beiden Seiten des Halses. </li><li> Entfernen Sie den Schwanz aufnehmen und in neue Mikrozentrifugenröhrchen für die XY-PCR-Analyse zum Geschlecht des Embryos zu bestimmen. Hinweis: Obwohl es optimal ist Kultur Gonaden so bald wie möglich nach der Ernte ist es auch poslich, Schwanz-DNA zu entfernen und führen XX / XY Genotypisierung vor Kultur, so dass das Geschlecht jedes Embryos bekannt ist und nur das gewünschte Geschlecht muss kultiviert werden. Während die Genotypisierung getan wird, können Embryonen getrennt gehalten werden (so dass sie können aufgespürt werden) bei 4 ° C oder auf Eis, bis sie zur Kultur. Ein Nachteil ist, dass diese Zeit draußen in utero oder Kulturbedingungen kann möglicherweise während der Kultur beeinflussen Lebensfähigkeit für Kultur oder folgende Entwicklung. </li><li> Sichern Sie den Embryo in Rückenlage gegen den Boden der Kulturschale durch Pinning den Achseln der Embryo mit einer Pinzette (in der Regel die Zange in der schwachen Hand gehalten). Pflegen Sie diese Zange in Ort, um den Embryo während der gesamten Dissektion Prozess noch halten. </li><li> Mit anderen Pinzette, entfernen Sie Haut, die Bauch und entfernen Sie vorsichtig Leber, Darm und anderen Organen zu entlarven zurückKörperWand. </li><li> Als die Gonaden werden auf der hinteren Körperwand auf beiden Seiten der dorsalen Aorta befinden,ein großes Blutgefäß entlang der Mittellinie des Körpers läuft, Schaufel unter dem Urogenitalleiste mit geschlossenen Pinzette und entfernen Sie die Urogenitalleiste durch Öffnen der Pinzette und anheben. Da die Keimdrüsen werden lose an der Wand befestigt werden, darauf achten, nicht zu schnell, ohne dass diese Verbindungen hochziehen oder die Gonaden können strecken, was zu Schäden an den Organen. </li><li> Bewegen Sie den Urogenitalleiste in cDMEM in einer Schale, um Gewebe zu Medien akklimatisieren. </li><li> Trennen Sie die Gonaden-Mesonephros-Komplex aus dem Rest der Urogenitalleiste mit 27 G Nadeln. Verwenden Sie eine Nadel durch Drücken abgeholzt, und mit der anderen, um das Gewebe richtig zu führen, um eine optimale Trennung zu ermöglichen. Vermeiden Sie das Sägen Bewegung gegen die Schale unten, so scharf, Nadeln Scherben aus Kunststoff, die mit dem Gewebe haften kann. Achten Sie auf die Mesonephros vollständig auf die Gonaden angebracht halten. </li></ol> 3. Kultivierung der Gonade mit einem niedermolekularen Inhibitor <ol><li> Stellen Sie zwei 20 μl Pipetten zu je 15 ul. Schneiden Sie etwa 1-2 mm an einer der Sperrpipettenspitzen mit einem sauberen, sterilisiert Rasierklinge für die Übertragung der Keimdrüsen und der Zugabe von Steuer cDMEM, während die andere Pipette werden ausschließlich für Arzneimittel behandelten cDMEM verwendet werden. </li><li> Line up Gonaden mit ihren langen Achse parallel zur Pipettenspitze so dass sie leicht mit dem Cut-off-Spitze pipettiert werden. Seien Sie vorsichtig, der Gonaden Festhalten an der Innenseite der Pipettenspitze. </li><li> Kennzeichnen einen Seite als Steuertröpfchens und der andere als der wirkstoffhaltigen Tröpfchen. Nur zwei Tröpfchen auf einem 35 mm Schalendeckel passen. Stellen Sie sicher, dass die Etiketten auf Deckel passen Sie die Etiketten auf Schwanzgewebe haltigen Mikrozentrifugenröhrchen. </li><li> Pipette 15 ul cDMEM die ein einzelnes Gonade in einem Tröpfchen auf dem Deckel einer kleinen (35 mm) Petrischale (verwenden nur die Deckel, wie die Böden sind zu groß, um in einem befeuchteten Petrischale Kammer passen). Legen Sie zwei separate gonad haltige Tröpfchen auf beiden Seiten der Schale, gut getrennte from einander. Check unter dem Mikroskop, um sicherzustellen, dass die Keimdrüsen an die Tröpfchen übertragen. </li><li> Auf den als Steuer bezeichnet Tröpfchen, fügen Sie eine zusätzliche 15 ul cDMEM enthält DMSO (in Schritt 1.5 gemacht), um ein Tröpfchen mit einer 30 &amp; mgr; l Gesamtvolumen. Verwenden Sie nur die &quot;Kontrolle&quot; Pipette, die nicht in Kontakt mit den Drogen. </li><li> Auf die andere Tröpfchen (Arzneimittel behandelten Probe), fügen Sie 15 ul TKI-II-haltige cDMEM, um ein Tröpfchen mit einer 30 &amp; mgr; l Gesamtvolumen. Verwenden Sie nur das für Arzneimittel behandelten Proben bezeichnet Pipette. </li><li> Mit der Pipette, verteilt die Tröpfchen in einem expandierenden kreisförmigen Muster, bis sie etwa 15 bis 18 mm im Durchmesser und die Gonaden wird etwa in der Mitte befindet. Richten Sie die Gonaden, so dass es auf seiner Seite liegt und die Gonaden und Mesonephros sind leicht zu unterscheiden. Richten Sie die Lunge, so dass die zwei Lappen lag flach. <ol><li> Obwohl Tropfendurchmesser können leicht variieren, sicherzustellen, dass Gonaden nicht floating und werden durch Oberflächenspannung gehalten. Stellen Sie sicher, dass Tröpfchen sich nicht gegenseitig oder die Seite des Deckels berühren. Ohne die Oberflächenspannung, werden die Organe auf den Deckel während der Kultur zu wachsen und zu glätten, so verzerren Organmorphologie. </li></ol></li><li> Vorsichtig die Kulturschalendeckel enthält, der Tröpfchen aufrecht auf der Oberfläche des Wassers in der großen (100 mm) Befeuchter Schale. Sicherzustellen, dass keine Luftblasen unter dem Boden des Deckels eingeklemmt, und dass es auf der Oberfläche des Wassers liegen flach. Kehren Sie nicht die Deckel und achten Sie darauf, lassen Sie kein Wasser berühren Sie die Oberseite des Deckels, wo die Tropfen entfernt. </li><li> Um einen kleinen, feuchten Kammer zu schaffen, sofort mit dem Deckel des größeren Befeuchter Teller abdecken, um die Gonaden Kulturen einzuschließen. Handeln, so schnell wie möglich, die Verdunstung von Medien zu minimieren. Stellen Sie sicher, dass die kleinere Schüssel hat Raum zwischen ihm und dem Deckel der größeren Schüssel frei bewegen; Andernfalls kann es zu Kondensation einer Dichtung und b zu machenSchloss Luftaustausch an das Gewebe. </li><li> Sobald zwei kleine Deckel werden in die Kammer gebracht, sofort platzieren die Kammer in den Inkubator. Die Tröpfchen Kulturen für 48 Stunden in einem befeuchteten CO 2 -Inkubator bei 37 ° C. </li></ol> 4. Polymerase-Kettenreaktion zur Bestimmung des Geschlechts des Embryos <ol><li> Fügen Sie die embryonale Schwänze zu Boden eines 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen. </li><li> Hinzufügen zu jedem Röhrchen wurden 200 ul 50 mM NaOH. </li><li> Stellen bei 95 ° C für 15 Minuten oder bis die Gewebe vollständig gelöst ist. </li><li> In 50 ul 1 M Tris-HCl und Wirbel leicht und kurz. </li><li> In einem 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen, einen frischen PCR-Mastermix durch Multiplizieren jedes Volumen durch die Gesamtzahl der Proben: 0,5 ul 25 uM Primer-Lösung, 2,5 ul 10x Taq-Puffer, 0,5 ul 10 mM dNTPs (Nukleotide), 19,3 ul nuclease- freies Wasser, 0,2 &amp; mgr; l DNA-Taq-Polymerase. Gut mischen. </li><li> In 23ul PCR-Master-Mix in Röhrchen gegeben, 3 ul Lysat verdaut tails der PCR. </li><li> Flick Rohre, um sie zu mischen, dann einen kurzen Spin, um die Proben auf den Boden des Röhrchens zu bringen. </li><li> Führen XY (Short) PCR-Programm (Tabelle 1). </li><li> Laden Sie die Proben (mit 5-fach-Farbstoff) und Leiter in einem 2,5% igen Agarosegel in 1 × TAE-Puffer. </li><li> Führen Sie die Agarose-Gelelektrophorese, bis XX und XY Bands aufgelöst werden kann. </li><li> Bild das Gel mit UV-Licht und Bilderfassung. </li><li> Analyse der X-Chromosom-spezifischen vs Y-Chromosom-spezifischen Banden (X Chromosom = 331 Basenpaaren [bp] und XY = 302 bp) 13; XY (männlich) Proben werden zwei Banden von 331 und 302 bp aufweisen, während XX (weiblich) Proben wird als eine einzelne 331 bp-Bande erscheinen. </li></ol> 5. Ganze Berge Orgel Immunfluoreszenz Tag 1: <ol><li> Entfernen Sie die Gonaden aus der Kultur mit einem 1000 ul Pipette mit einem Cut-off Spitze. Falls gewünscht, kann sie in derin eine Schüssel mit PBS zu waschen Medien und Reagenzien gelegt. Legen Sie in PBS in einem 0,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen. Der kleinere Schlauchgröße wird Reagenzien zu sparen und machen es einfacher, den Überblick über Proben in der Röhre zu halten. <ol><li> Achten Sie darauf, Kontrolle und behandelten Proben sowie XX und XY Proben zu halten, in getrennten Röhren und entfernen Sie sie aus der Kultur mit getrennten Gruppen von Pipetten, um potenzielle Wirkstoff Kontamination zu vermeiden. </li></ol></li><li> Zweimal mit PBS waschen Sie die Gonaden. Von diesem Punkt an, kann dieses Protokoll 1X PBS verwenden ohne Calcium und Magnesium. Um sie zu waschen, damit die Keimdrüsen, auf den Boden des Rohres (durch die Schwerkraft) sinken und dann die Flüssigkeit über. Seien Sie vorsichtig, nicht zu verlieren Gonaden durch Pipettieren zu nah an ihnen. </li><li> Zu entfernen, so viel wie möglich von PBS Rohres. Fügen Sie 250 ul 4% Paraformaldehyd in PBS, das 0,1% Triton X-100, und lassen inkubieren O / N bei 4 ° C auf einer Wippe. Alternativ kann diese Fixierung für 2 h bei 4 ° C auf einem Schüttler durchgeführt werden. VORSICHT! Parafor-Formaldehyd ist eine giftige Substanz, so folgen Sie Sicherheitsprotokoll bei der Handhabung. </li></ol> Tag 2: <ol start="4"><li> Zweimal Spülen Sie die Gonaden in 250 ul PBTx bei RT. </li><li> 3 Mal Waschen Sie die Gonaden mit 250 ul PBTx für jede 10 min bei RT auf einer Wippe. </li><li> Blockieren die Gonaden mindestens 1 Stunde in 250 ul Blockierungslösung bei RT auf einer Wippe. </li><li> Färben die Gonaden O / N bei 4 ° C auf einer Wippe in 250 ul primären Antikörper in Blockierungslösung verdünnt. </li></ol> Tag 3: <ol start="8"><li> Zweimal Spülen Sie die Gonaden in 250 ul Waschlösung. </li><li> 3-mal mit 250 ul Waschlösung je 10 min bei RT auf einem Schüttler waschen den Gonaden. </li><li> Sperrung der Gonaden 1 h in 250 ul Blocking Solution bei RT auf einer Wippe. </li><li> Decken Sie die Mikrozentrifugenröhrchen mit Aluminiumfolie, um fluoreszierende Sekundärantikörper vor Licht zu schützen. </li><li> Inkubieren Sie die Gonaden 2-4 h bei RT auf arocker in 250 ul sekundären Antikörper in Blockierungslösung enthält Hoechst 33342. Alternativ verdünnt, führen sekundäre Antikörper und Hoechst 33342 Inkubation O / N bei 4 ° C auf Wippe. </li><li> Zweimal Spülen Sie die Gonaden in 250 ul PBTx. </li><li> 3 Mal Waschen der Gonaden in 250 ul PBTx für jede 10 min bei RT auf einer Wippe. </li><li> Unter Verwendung eines Cut-off-Pipettenspitze, übertragen Gonaden auf einen Objektträger mit minimaler Flüssigkeit. Entfernen Sie überschüssige Flüssigkeit mit Pipette, aber stellen Sie sicher, dass Gewebe trocknet nicht aus. </li><li> Richten Sie die Gonaden mit einer Pinzette in gewünschter Weise, und schnell einen Tropfen Eindeckmedium auf die Gonaden auf dem Objektträger zu montieren. Sicherstellen, dass die Befestigungsmittel Mäntel alle Proben komplett; ist es wichtig zu verhindern, dass Proben austrocknen. </li><li> Verwenden Deckgläser (Nummer 1.5-Stil) von geeigneter Größe, um sanft bedecken Proben. Lassen Sie die Montage Medien Ausbreitung auf die gesamte Oberfläche des Deckglases zu kontaktieren. Falls erforderlich, sehr leicht auf den Ecken des Deckglases, so dass drückenes gibt keine großen Luftblasen. </li><li> Verschließen Sie die Dias mit klarem Nagellack an den Rändern um die Verdampfung der Befestigungsmittel zu reduzieren. Shop gerahmte Dias im Dunkeln bei 4 ° C. </li></ol>

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Biol. 927, 479-488 (2013).</li><li>Sato, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+production+of+functional+sperm+in+cultured+neonatal+mouse+testes.">In vitro production of functional sperm in cultured neonatal mouse testes.</a> Nature. 471, 504-507 (2011).</li><li>Gohbara, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+murine+spermatogenesis+in+an+organ+culture+system.">In vitro murine spermatogenesis in an organ culture system.</a> Biol. Reprod. 83, 261-267 (2010).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Diese Studie zeigt eine ex vivo ganze Organ Tröpfchenmethode, die viele mögliche Anwendungen für die Untersuchung der fetalen Entwicklung hat. Diese Technik kann für mehrere Organe der Forscher verwendet werden und erlaubt es, biologischer Fragestellungen, die schwierig zu prüfen unter Verwendung von in vivo-Vorgehensweisen, werden wegen Unzugänglichkeit von Embryonen und Potential embryonaler Letalität adressieren. Diese Kultur-Methode hat zusätzliche Vorteile gegenüber anderen I...

Organregeneration in vivo beim Menschen ist sehr begrenzt; daher, Tissue Engineering, die Entwicklung von Geweben und Organen aus einzelnen Zellen durch eine Vielzahl gespendet, wird immer eine attraktive potenzielle Therapie für Organersatz. Doch für diese therapeutische Strategie, um erfolgreich zu sein, Faktoren und zellulären Interaktionen in Morphogenese der Orgel beteiligt sind, müssen gründlich untersucht werden, und gut verstanden. Aufgrund der Unfähigkeit zur Entwicklung spezifischer Organe mit herkömmlichen Ansätzen zu untersuchen, haben die Forscher alternative gesamten Embryo oder ganze Organkulturen gedreht. Kalaskar et al. 1 haben, in utero Entwicklung gezeigt, dass ex vivo ganze Embryokultur liefert vergleichbare Ergebnisse (in 58% der kultivierten Embryonen), was darauf hindeutet, dass die Ex-vivo-Kulturverfahren sind eine praktikable Alternative zur Organstudien. Eine individualisierte Organkultursystem, wie dieses ex vivo droplet Kultursystem ermöglicht eine ganze Organ Analyse unabhängig von systemischen Wirkungen, während eine Betätigung eines spezifischen Signalweg oder zellulären Wechselwirkungen durch Zugabe pharmakologische Reagenzien oder Antikörpern. Traditionell wurde die Untersuchung der fetalen Organentwicklung, transgene und Knockout-Maus Technologien beschränkt, die neben pharmakologische Reagenzien maternal geliefert. Allerdings gibt es technische Probleme im Zusammenhang mit diesen Techniken und Behandlungen in vivo; esten betrifft kreisen um die Effekte der Beeinflussung verschiedener Organe gleichzeitig, was oft in der embryonalen Letalität. Eine weitere Sorge der Studien manipulieren fetale Entwicklung pharmakologisch ist der mütterliche Einfluss von Drogen auf die embryonale Entwicklung in utero (zB mütterlichen Stoffwechsel des Medikaments, bevor sie den Embryo erreicht), und wenn eine solche Reagenzien können durch die plazentagängig ist. Die ganze Organkultur-Technik beschrieben,Hier wurde aus einem Protokoll zuerst durch Maatouk et al. 2, bei dem ganze fetalen Gonaden in ex vivo aufrecht Tröpfchenkulturen inkubiert angepasst. Ein wesentlicher Vorteil des Kultivierens fetalen Gonaden ist, dass niedermolekulare Inhibitoren können leicht Zugriff auf das ganze Organ durch einfache Diffusion. . DeFalco et al haben gezeigt, dass die Nutzung dieser ex vivo Tröpfchenkulturverfahren in Verbindung mit niedermolekularen Inhibitoren können verwendet werden, um zu studieren Signalprozessen und Interaktionen während Gonadenreifung 3 auftretende werden; Diese Verfahren würden aufgrund technischer Herausforderungen schwierig, in vivo zu untersuchen (zB Durchgang von Medikamenten durch die Plazenta oder Letalität, die mehrere Organe mit genetischen oder pharmakologischen Ansätzen). Die Tropfenkultur ist nicht nur eine Verbesserung in bestimmten Aspekten auf die in utero Experimente, aber es ist auch eine Verbesserung gegenüber in vitro und ex vivo Systemen. Die Verwendung von Zelllinien zur Morphogenese zu studieren, ist äußerst schwierig, da sie nicht über die verschiedenen Zelltypen, nicht über eine kritische extrazellulären Matrix (ECM) Komponenten, die die Bildung von Organarchitektur zu ermöglichen, und kann Artefakte in Signalkaskaden aufweisen. Obwohl Tissue Engineering hat signifikante Verbesserungen bei der Schaffung von Gerüsten Simulation ECM gemacht, der Mangel an Wissen in Bezug auf die Signale von jedem Zelltyp während der Organogenese erforderlich macht es schwierig, ein Organsystem in vitro zu bauen. Andere ex vivo-Systeme wurden bereits eingerichtet worden, um die Organogenese zu studieren, oder genauer gesagt die Morphogenese und sehr erfolgreich für die Bildgebung von fötalen Organen in Agar 4 gewesen, Transwells 5, Filter 6 und anderen Gerüst Matrizen 7,8. Der Vorteil des Tröpfchens Kultursystems ist, dass es die Untersuchung der Morphogenese durch Bereitstellen der Fähigkeit, weniger Reagenzien, die o sind, zurückgegriffenften teuer, sondern auch was die Orgel Oberflächenspannung, die wichtig für das Wachstum und Signalisierungsfunktionen 9 ist. Bei der Maus findet Anfangs Hoden Morphogenese zwischen embryonalen (E) inszeniert E11.5 und E13.5; diese Stufen umfassen die optimale Zeitfenster für die Prüfung Faktoren, die geschlechtsspezifische Differenzierung beeinflussen. Unter den kritischen Prozessen, die während testis Bildung auftreten, sind die Erzeugung von Testis Kabel Architektur und die Bildung einer Hoden-spezifische vaskuläre Netzwerk. Verwendung dieses ex vivo ganze Organ Tröpfchenkultursystem ist in der Lage, eine männlich-spezifische Vaskularisierung verändern und hemmen testis Morphogenese durch die Verwendung eines niedermolekularen Inhibitor blockiert die Aktivität der Rezeptoren für vaskulären endothelialen Wachstumsfaktor (VEGF); VEGF-vermittelte vaskuläre Remodeling ist entscheidend für die Hodenentwicklung 10-12. Diese Technik kann erfolgreich auf andere Organe angewendet werden und kann bestimmten ZeitzielFenstern der Entwicklung. Ganzkörper-Halterung Organ Bildgebung ermöglicht die Visualisierung von lebenswichtigen Strukturen sowie strukturelle und zelluläre Veränderungen nach der Verabreichung verschiedener Inhibitoren resultieren. Wichtig ist, dass dieses System den Vorteil, dass der Forscher können potentielle verwirrende Wirkungen von Arzneimittelverabreichung mütterlichen oder systemischen Störungen beim in vivo Zielgen Strategien umgehen. Somit kann diese ganzen Organs ex vivo Tröpfchenkultursystem die Fähigkeit, die Wechselwirkung und die Signalisierung, die spezifisch in bestimmte Organe während der fetalen Entwicklung auftreten Verständnis deutlich zu verbessern.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Superfrost Plus Microscope Slides</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-550-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover Glasses: Squares (22 mm x 22 mm, No. 1.5)</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-541B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sally Hansen Xtreme Wear Nail Polish, Invisible</td>
			<td>Sally Hansen</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-Strip 0.2 mL PCR Tubes &#38; Detached Flat Caps</td>
			<td>GeneMate</td>
			<td>T3218-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipetman L P1000L, P200L, P20L, P10L, P2L</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>FA10006M, FA10005M, FA10003M, FA10002M, FA10001M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>91150-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scissors</td>
			<td>FST</td>
			<td>91460-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Posi-Click 1.7 ml microcentrifuge tubes</td>
			<td>Denville</td>
			<td>C2170</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Posi-Click 0.6 ml microcentrifuge tubes</td>
			<td>Denville</td>
			<td>C2176</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 &#956;l SHARP Precision Barrier Tips</td>
			<td>Denville</td>
			<td>P1096FR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 &#956;l SHARP Precision Barrier Tips</td>
			<td>Denville</td>
			<td>P1121</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>200 &#956;l SHARP Precision Barrier Tips</td>
			<td>Denville</td>
			<td>P1122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000 &#956;l SHARP Precision Barrier Tips</td>
			<td>Denville</td>
			<td>P1126</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringe with 27gauge needles</td>
			<td>BD PrecisionGlide</td>
			<td>309623</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 ml syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>305559</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.2 &#956;M PES syringe filter</td>
			<td>VWR</td>
			<td>28145-501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grade 3 Qualitative Filter Paper Standard Grade, circle, 185 mm</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>1003-185</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primaria 35mm Easy Grip Style Cell Culture Dish</td>
			<td>Falcon/Corning</td>
			<td>353801</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri Dishes, Sterile (100 mm x 15 mm)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25384-088</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>New Brunswick Galaxy 14 S CO2 Incubator</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>CO14S-120-0000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biosafety Cabinet</td>
			<td>Nuare</td>
			<td>NU-425-400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mini-centrifuge&#160;</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>05-090-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BioExpress GyroMixer Variable XL</td>
			<td>GeneMate</td>
			<td>R-3200-1XL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mastercycler Pro Thermal Cycler with control panel</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>950040015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SMZ445 stereomicroscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ445</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MultiImage Light Cabinet with AlphaEase Software</td>
			<td>Alpha Innotech Corporation</td>
			<td>Discontinued</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absolute 200 proof Ethanol</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP2818-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP151-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Phosphate (Dibasic MW 142) Na2HPO4</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>S374-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Phosphate (Monobasic MW 136) KH2PO4</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5379-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride (NaCl)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>S671-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Chloride (KCl)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P3911-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium Chloride (MgCl2)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M2393-100g</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Chloride (CaCl2)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C5670-100g</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ambion Nuclease-Free Water</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>AM9938&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XY PCR Primer&#160;</td>
			<td>IDT</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glacial Acetic Acid</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>A38-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethylenediamine Tetraacetic Acid (EDTA)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP2482-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1% Ethidium bromide solution</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP1302-10</td>
			<td>Toxic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>GeneMate</td>
			<td>E-3120-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Hydroxide (NaOH)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>367176-2.5KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trizma Base</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T1503-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dNTP Set, 100 mM Solutions</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>R0182</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNA Choice Taq polymerase with 10x Buffer</td>
			<td>Denville</td>
			<td>CB-4050-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>O4042-500</td>
			<td>Toxic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FluorMount-G</td>
			<td>Southern Biotech</td>
			<td>0100-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrogen Chloride (HCl)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>A144212</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine Serum Albumin (BSA), powder, Fraction V, Heat shock isolation</td>
			<td>Bioexpress</td>
			<td>0332-100g</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium (DMEM)&#160;</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11965-092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum (FBS), triple 100-nm filtered</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>03-600-511</td>
			<td>Heat-inactivate before using</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15140-122</td>
			<td>Use at 1:100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethyl sulfoxide (DMSO), Hybri-max, sterile-filtered</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D2650</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VEGFR Tyrosine Kinase Inhibitor II - CAS 269390-69-4 - Calbiochem</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>676481</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit Anti-Sox9 Antibody</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>AB5535</td>
			<td>Use at dilution: 1:4,000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat Anti-Mouse PECAM1 (CD31) Antibody</td>
			<td>BD Pharmingen</td>
			<td>553370</td>
			<td>Use at dilution: 1:250</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit Cleaved Caspase-3 (Asp175) Antibody</td>
			<td>Cell Signaling</td>
			<td>9661S</td>
			<td>Use at dilution: 1:250</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat E-cadherin / CDH1 Antibody (ECCD-2)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>13-1900</td>
			<td>Use at dilution: 1:500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hoechst 3342, trihydrochloride, trihydrate</td>
			<td>Invitrogen (Molecular Probes)</td>
			<td>H1399</td>
			<td>Use at 2ug/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cy3 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG (H+L)</td>
			<td>Jackson Immunoresearch</td>
			<td>712-165-153</td>
			<td>Use at dilution: 1:500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 647 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG (H+L)</td>
			<td>Jackson Immunoresearch</td>
			<td>712-605-153</td>
			<td>Use at dilution: 1:500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 conjugate</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A31572</td>
			<td>Use at dilution: 1:500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 conjugate</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A21206</td>
			<td>Use at dilution: 1:500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Rat IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 conjugate</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A21208</td>
			<td>Use at dilution: 1:500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 647 conjugate</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A31573</td>
			<td>Use at dilution: 1:500</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using ex vivo upright droplet cultures of whole fetal organs to study developmental processes during mouse organogenesis

Untersuchung der Organogenese in utero ist eine technisch anspruchsvolle Prozess in Plazentatiere aufgrund der Unzugänglichkeit der Reagenzien an Embryonen, die in der Gebärmutter entwickeln. Ein neu entwickeltes ex vivo aufrecht Tröpfchenkulturverfahren bietet eine attraktive Alternative zum Studium in utero durchgeführt. Die ex vivo Tröpfchen Kultur bietet die Möglichkeit, zu prüfen, und zelluläre Wechselwirkungen und diverse Signalwege durch Verwendung verschiedener Blockierungs- und aktivierende Verbindungen zu manipulieren; Zusätzlich können die Wirkungen der verschiedenen pharmakologischen Reagenzien auf die Entwicklung von spezifischen Organen ohne unerwünschte Nebenwirkungen der systemischen Arzneimittelabgabe in utero sucht werden. Im Vergleich zu anderen in vitro-Systemen, die Tropfenkultur ermöglicht nicht nur die Fähigkeit, dreidimensionale Morphogenese und Zell-Zell-Interaktionen zu studieren, die in Säugerzelllinien wiedergegeben werden kann, sondern auch deutlich weniger reagents als andere ex vivo und in vitro-Protokolle. Dieses Papier zeigt richtige Maus fetalen Organ Dissektion und aufrecht Tröpfchenkultur-Techniken, gefolgt von ganzen Organs Immunfluoreszenz, um die Wirksamkeit des Verfahrens zu demonstrieren. Die ex vivo Tröpfchenkulturverfahren ermöglicht die Bildung von Organarchitektur vergleichbar zu dem, was in vivo beobachtet und kann genutzt werden, um auf andere Weise schwierig zu Studienprozesse durch embryonale Letalität in vivo-Modellen untersucht werden. Als Modell-Anwendungssystem wird ein niedermolekularer Inhibitor verwendet werden, um die Rolle der Vaskularisation in testikulären Morphogenese sondieren. Diese ex vivo Tröpfchenkulturverfahren ist erweiterbar auf andere fetale Organsystemen wie Lungen und möglicherweise andere, obwohl jedes Organ müssen ausgiebig untersucht werden, um alle organspezifische Modifikationen des Protokolls zu bestimmen. Diese Organkultursystem bietet Flexibilität bei Experimenten mit fetalen Organen und führt obtained mit dieser Technik hilft Forschern Einblicke in die fetale Entwicklung.

Die ex vivo Tropfenkultur ermöglicht eine ganze Organe, wie zB die Gonaden zu manipulieren, um zelluläre Wechselwirkungen und Dynamik zu studieren. 1 zeigt, in einer schrittweisen Art und Weise, wie man eine E11.5 gonadalen Tropfenkultur herzustellen. Die ersten Schritte in dem Kulturprotokoll umfassen die anfängliche Entfernung des Embryos enthaltenden Uterus der Mutter Maus (1A und 1B). Nach Entfernung der Gebärmutter der Mutter wird die Gebärmutterwand geschnitten und d...

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Using Ex Vivo Upright Droplet Cultures of Whole Fetal Organs to Study Developmental Processes during Mouse Organogenesis

The&#160;ex vivo&#160;upright droplet culture is an alternative to current&#160;in vitro&#160;and&#160;in vivo&#160;experimental techniques. This protocol is easy to perform and requires smaller amounts of reagent, while permitting the ability to manipulate and study fetal vascularization, morphogenesis, and organogenesis.

Verwendung<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Upright Droplet Kulturen von Whole Fetal Orgeln zu Entwicklungsprozessen während der Maus Organogenese Studieren

Investigating organogenesis in utero is a technically challenging process in placental mammals due to inaccessibility of reagents to embryos that develop ...

using-ex-vivo-upright-droplet-cultures-whole-fetal-organs-to-study

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Using Ex Vivo Upright Droplet Cultures of Whole Fetal Organs to Study Developmental Processes during Mouse Organogenesis

12.4K Aufrufe.  Cincinnati Children's Hospital Medical Center. The ex vivo upright droplet culture is an alternative to current in vitro and in vivo experimental techniques. This protocol is easy to perform and requires smaller amounts of reagent, while permitting the ability to manipulate and study fetal vascularization, morphogenesis, and organogenesis.

Serie: Using Ex Vivo Upright Droplet Cultures of Whole Fetal Organs to Study Developmental Processes during Mouse Organogenesis

Upright Imaging of Drosophila Egg Chambers

Drosophila melanogaster oogenesis provides an ideal context for studying varied developmental processes since the ovary is relatively simple in architecture, is well-characterized, and is amenable to genetic analysis. Each egg chamber consists of germ-line cells surrounded by a single epithelial layer of somatic follicle cells. Subsets of follicle cells undergo differentiation during specific stages to become several different cell types. Standard techniques primarily allow for a lateral view of egg chambers, and therefore a limited view of follicle cell organization and identity. The upright imaging protocol describes a mounting technique that enables a novel, vertical view of egg chambers with a standard confocal microscope. Samples are first mounted between two layers of glycerin jelly in a lateral (horizontal) position on a glass microscope slide. The jelly with encased egg chambers is then cut into blocks, transferred to a coverslip, and flipped to position egg chambers upright. Mounted egg chambers can be imaged on either an upright or an inverted confocal microscope. This technique enables the study of follicle cell specification, organization, molecular markers, and egg development with new detail and from a new perspective.

Upright Imaging of Drosophila Egg Chambers

The upright imaging method described in this protocol allows for the detailed visualization of the poles of a developing Drosophila melanogaster egg. This end-on view provides a new perspective into the arrangements and morphologies of multiple cell types in the follicular epithelium.

Upright-Imaging von<em&gt; Drosophila</em&gt; Egg Chambers

Drosophila melanogaster oogenesis provides an ideal context for studying varied developmental processes since the ovary is relatively simple in ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Ex Vivo Culture of Pharyngeal Arches to Study Heart and Muscle Progenitors and Their Niche

The pharyngeal mesoderm of developing embryos contributes to broad regions of head and heart musculature. We have developed a novel method to study head and heart progenitor cell development with pharyngeal arches (also known as branchial arches) ex vivo. Using this method, we have recently described that the second pharyngeal arch contains self-renewing heart progenitors and serves as a microenvironment for expansion of the progenitors during mouse heart development. The progenitor cells remain undifferentiated and expansive inside the arch, but quickly become functional cardiomyocytes as they migrate out of the arch. We also reported that first pharyngeal arch contains muscle progenitors giving rise to myotubes after leaving the arch. Here, we demonstrate the procedure for the dissection and ex vivo culture of first and second pharyngeal arches from developing mouse embryos. The method enables one to study head and heart progenitor/muscle development, including cardiomyocyte and myotube formation in detail ex vivo.

Ex Vivo Culture of Pharyngeal Arches to Study Heart and Muscle Progenitors and Their Niche

Here, we present a protocol to culture pharyngeal arches to study the biology of heart and muscle progenitor cells and their microenvironment.

Ex-vivo-Kultur von Schlundbögen auf Herz und Muskelvorläuferzellen und ihre Nische Studieren

The pharyngeal mesoderm of developing embryos contributes to broad regions of head and heart musculature. We have developed a novel method to study head ...

Using Primary Neurosphere Cultures to Study Primary Cilia

The primary cilium is fundamentally important for the proliferation of neural stem/progenitor cells and for neuronal differentiation during embryonic, postnatal, and adult life. In addition, most differentiated neurons possess primary cilia that house signaling receptors, such as G-protein-coupled receptors, and signaling molecules, such as adenylyl cyclases. The primary cilium determines the activity of multiple developmental pathways, including the sonic hedgehog pathway during embryonic neuronal development, and also functions in promoting compartmentalized subcellular signaling during adult neuronal function. Unsurprisingly, defects in primary cilium biogenesis and function have been linked to developmental anomalies of the brain, central obesity, and learning and memory deficits. Thus, it is imperative to study primary cilium biogenesis and ciliary trafficking in the context of neural stem/progenitor cells and differentiated neurons. However, culturing methods for primary neurons require considerable expertise and are not amenable to freeze-thaw cycles. In this protocol, we discuss culturing methods for mixed populations of neural stem/progenitor cells using primary neurospheres. The neurosphere-based culturing methods provide the combined benefits of studying primary neural stem/progenitor cells: amenability to multiple passages and freeze-thaw cycles, differentiation potential into neurons/glia, and transfectability. Importantly, we determined that neurosphere-derived neural stem/progenitor cells and differentiated neurons are ciliated in culture and localize signaling molecules relevant to ciliary function in these compartments. Utilizing these cultures, we further describe methods to study ciliogenesis and ciliary trafficking in neural stem/progenitor cells and differentiated neurons. These neurosphere-based methods allow us to study cilia-regulated cellular pathways, including G-protein-coupled receptor and sonic hedgehog signaling, in the context of neural stem/progenitor cells and differentiated neurons.

The primary cilium is fundamentally important in neural progenitor cell proliferation, neuronal differentiation, and adult neuronal function. Here, we describe a method to study ciliogenesis and the trafficking of signaling proteins to cilia in neural stem/progenitor cells and differentiated neurons using primary neurosphere cultures.

Mit dem Hauptneurosphäre Kulturen Primäre Cilia zu studieren

The primary cilium is fundamentally important for the proliferation of neural stem/progenitor cells and for neuronal differentiation during embryonic, ...

Whole-mount Clearing and Staining of Arabidopsis Flower Organs and Siliques

Due to its formidable tools for molecular genetic studies, Arabidopsis thaliana is one of the most prominent model species in plant biology and, especially, in plant reproductive biology. However, plant morphological, anatomical, and ultrastructural analyses traditionally involve time-consuming embedding and sectioning procedures for bright field, scanning, and electron microscopy. Recent progress in confocal fluorescence microscopy, state-of-the-art 3-D computer-aided microscopic analyses, and the continuous refinement of molecular techniques to be used on minimally processed whole-mount specimens, has led to an increased demand for developing efficient and minimal sample processing techniques. In this protocol, we describe techniques for properly dissecting Arabidopsis flowers and siliques, basic clearing techniques, and some staining procedures for whole-mount observations of reproductive structures.

Whole-mount Clearing and Staining of Arabidopsis Flower Organs and Siliques

In this protocol, we describe techniques for the proper dissection of Arabidopsis flowers and siliques, some basic clearing techniques, and selected staining procedures for whole-mount observations of reproductive structures.

Vollständig-hängen Clearing und Färbung des Arabidopsis Blume Organe und Siliques

Due to its formidable tools for molecular genetic studies, Arabidopsis thaliana is one of the most prominent model species in plant biology and, ...

Fetal Mouse Cardiovascular Imaging Using a High-frequency Ultrasound (30/45MHZ) System

Congenital heart defects (CHDs) are the most common cause of childhood morbidity and early mortality. Prenatal detection&#160;of the underlying molecular mechanisms of CHDs is&#160;crucial for inventing new preventive and therapeutic strategies. Mutant mouse models are powerful tools to discover new&#160;mechanisms&#160;and environmental stress modifiers that drive cardiac development and their potential&#160;alteration in CHDs. However, efforts to establish the causality of these putative contributors have been limited to histological&#160;and molecular studies&#160;in non-survival animal experiments, in which&#160;monitoring the key physiological and hemodynamic parameters is&#160;often absent. Live imaging technology has become an essential tool to establish the&#160;etiology of CHDs. In particular,&#160;ultrasound imaging can be used prenatally without surgically exposing the fetuses,&#160;allowing maintaining&#160;their baseline physiology while monitoring the impact of environmental stress&#160;on the hemodynamic and structural aspects of cardiac chamber development. Herein, we use the High-Frequency Ultrasound (30/45)&#160;system to examine the cardiovascular system in fetal mice at E18.5 in utero at the baseline and in response to prenatal hypoxia exposure. We demonstrate the feasibility of the system to measure cardiac chamber size, morphology, ventricular function, fetal heart rate, and umbilical artery flow indices, and their alterations in fetal mice exposed to systemic chronic hypoxia in utero in real time.

Fetal Mouse Cardiovascular Imaging Using a High-frequency Ultrasound 30/45MHZ System

High-frequency ultrasound imaging of the fetal mouse has improved imaging resolution and can provide precise non-invasive characterization of cardiac development and structural defects. The protocol outlined herein is designed to perform real-time fetal mice echocardiography in vivo.

Fetale kardiovaskuläre Bildgebung mit einem Hochfrequenz-Ultraschall (30 / 45MHZ) Maus

Congenital heart defects (CHDs) are the most common cause of childhood morbidity and early mortality. Prenatal detection&#160;of the underlying molecular ...

Three-dimensional Organotypic Cultures of Vestibular and Auditory Sensory Organs

The sensory organs of the inner ear are challenging to study in mammals due to their inaccessibility to experimental manipulation and optical observation. Moreover, although existing culture techniques allow biochemical perturbations, these methods do not provide a means to study the effects of mechanical force and tissue stiffness during development of the inner ear sensory organs. Here we describe a method for three-dimensional organotypic culture of the intact murine utricle and cochlea that overcomes these limitations. The technique for adjustment of a three-dimensional matrix stiffness described here permits manipulation of the elastic force opposing tissue growth. This method can therefore be used to study the role of mechanical forces during inner ear development. Additionally, the cultures permit virus-mediated gene delivery, which can be used for gain- and loss-of-function experiments. This culture method preserves innate hair cells and supporting cells and serves as a potentially superior alternative to the traditional two-dimensional culture of vestibular and auditory sensory organs.

Three-dimensional organotypic cultures of the murine utricle and cochlea in optically clear collagen I gels preserve innate tissue morphology, allow for mechanical stimulation through adjustment of matrix stiffness, and permit virus-mediated gene delivery.

Dreidimensionale organotypischen Kulturen der vestibulären und akustische Sinnesorgane

The sensory organs of the inner ear are challenging to study in mammals due to their inaccessibility to experimental manipulation and optical observation. ...

An In Vivo Method to Study Mouse Blood-Testis Barrier Integrity

Spermatogenesis is the development of spermatogonia into mature spermatozoa in the seminiferous tubules of the testis. This process is supported by Sertoli cell junctions at the blood-testis barrier (BTB), which is the tightest tissue barrier in the mammalian body and segregates the seminiferous epithelium into two compartments, a basal and an adluminal. The BTB creates a unique microenvironment for germ cells in meiosis I/II and for the development of postmeiotic spermatids into spermatozoa via spermiogenesis. Here, we describe a reliable assay to monitor BTB integrity of mouse testis in vivo. An intact BTB blocks the diffusion of FITC-conjugated inulin from the basal to the apical compartment of the seminiferous tubules. This technique is suitable for studying gene candidates, viruses, or environmental toxicants that may affect BTB function or integrity, with an easy procedure and a minimal requirement of surgical skills compared to alternative methods.

An In Vivo Method to Study Mouse Blood-Testis Barrier Integrity

Here, we present a protocol to assess the blood-testis barrier integrity by injecting inulin-FITC into testes. This is an efficient in vivo method to study blood-testis barrier integrity that can be compromised by genetic and environmental elements.

Eine In-Vivo -Methode, um die Maus Blut-Hoden-Schranke Integrität zu studieren

Spermatogenesis is the development of spermatogonia into mature spermatozoa in the seminiferous tubules of the testis. This process is supported by ...

Analysis of Cardiac Chamber Development During Mouse Embryogenesis Using Whole Mount Epifluorescence

The goal of this protocol is to describe a method for the dissection of mouse embryos and visualization of embryonic mouse ventricular chambers during heart development using ventricular specific fluorescent reporter knock-in mice (MLC-2v-tdTomato mice). Heart development involves a linear heart tube formation, the heart tube looping, and four chamber septation. These complex processes are highly conserved in all vertebrates. The mouse embryonic heart has been widely used for heart developmental studies. However, due to their extremely small size, dissecting mouse embryonic hearts is technically challenging. In addition, visualization of cardiac chamber formation often needs in situ hybridization, beta-galactosidase staining using LacZ reporter mice, or immunostaining of sectioned embryonic hearts. Here, we describe how to dissect mouse embryonic hearts and directly visualize ventricular chamber formation of MLC-2v-tdTomato mice using whole mount epifluorescent microscopy. With this method, it is possible to directly examine heart tube formation and looping, and four chamber formation without further experimental manipulation of mouse embryos. Although the MLC-2v-tdTomato reporter knock-in mouse line is used in this protocol as an example, this protocol can be applied to other heart-specific fluorescent reporter transgenic mouse lines.

We present the protocols to examine mouse heart development using whole mount epifluorescent microscopy on mouse embryos dissected from ventricular specific MLC-2v-tdTomato reporter knock-in mice. This method allows us to directly visualize each stage of the ventricular formation during mouse heart development without labor-intensive histochemical methods.

Analyse der Entwicklung der kardialen Kammer in der Maus Embryogenese mit ganzen Mount Epifluoreszenz

The goal of this protocol is to describe a method for the dissection of mouse embryos and visualization of embryonic mouse ventricular chambers during ...

Human Ex vivo Wound Model and Whole-Mount Staining Approach to Accurately Evaluate Skin Repair

Chronic non-healing wounds, which primarily affect the elderly and diabetic, are a significant area of clinical unmet need. Unfortunately, current chronic wound treatments are inadequate, while available pre-clinical models poorly predict the clinical efficacy of new therapies. Here we describe a high throughput, pre-clinical model to assess multiple aspects of the human skin repair response. Partial thickness wounds were created in human ex vivo skin and cultured across a healing time course. Skin wound biopsies were collected in fixative for the whole-mount staining procedure. Fixed samples were blocked and incubated in primary antibody, with detection achieved via fluorescently conjugated secondary antibody. Wounds were counterstained and imaged via confocal microscopy before calculating percentage wound closure (re-epithelialization) in each biopsy. Applying this protocol, we reveal that 2 mm excisional wounds created in healthy donor skin are fully re-epithelialized by day 4-5 post-wounding. On the contrary, closure rates of diabetic skin wounds are significantly reduced, accompanied by perturbed barrier reformation. Combining human skin wounding with a novel whole-mount staining approach allows a rapid and reproducible method to quantify ex vivo wound repair. Collectively, this protocol provides a valuable human platform to evaluate the effectiveness of potential wound therapies, transforming pre-clinical testing and validation.

Here we demonstrate an optimized technique for assessing wound repair using ex vivo human skin combined with a whole-mount staining approach. This methodology provides a pre-clinical platform for the evaluation of potential wound therapies.

Humanes Ex-vivo-Wundmodell und Whole-Mount-Färbeansatz zur genauen Bewertung der Hautreparatur

Chronic non-healing wounds, which primarily affect the elderly and diabetic, are a significant area of clinical unmet need. Unfortunately, current chronic ...

Ex Utero Culture of Mouse Embryos from Pregastrulation to Advanced Organogenesis

Postimplantation mammalian embryo culture methods have been generally inefficient and limited to brief periods after dissection out of the uterus. Platforms have been recently developed for highly robust and prolonged ex utero culture of mouse embryos from egg-cylinder stages until advanced organogenesis. These platforms enable appropriate and faithful development of pregastrulating embryos (E5.5) until the hind limb formation stage (E11). Late gastrulating embryos (E7.5) are grown in rotating bottles in these settings, while extended culture from pregastrulation stages (E5.5 or E6.5) requires a combination of static and rotating bottle cultures. In addition, sensitive regulation of O2 and CO2 concentration, gas pressure, glucose levels, and the use of a specific ex utero culture medium are critical for proper embryo development. Here, a detailed step-by-step protocol for extended ex utero mouse embryo culture is provided. The ability to grow normal mouse embryos ex utero from gastrulation to organogenesis represents a valuable tool for characterizing the effect of different experimental perturbations during embryonic development.

Ex Utero Culture of Mouse Embryos from Pregastrulation to Advanced Organogenesis

An enhanced platform for whole-embryo culture allows continuous and robust ex utero development of postimplantation mouse embryos for up to six days, from pregastrulation stages until advanced organogenesis. In this protocol, we detail the standard procedure for successful embryo culture using static plates and rotating bottle systems.

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