Wir wünschen den Stand der Mitglieder des Ross-Labor zu erkennen, die das Protokoll für maximale Effizienz und die Erträge zu optimieren geholfen haben.

1. Mammalian Expression System zur Erzeugung von Influenza H3N2 VLP <ol><li> Subklon viralen Struktur Glykoproteine ​​Hämagglutinin (HA), Neuraminidase (NA) und Human Immunodeficiency Virus (HIV) Gag p55 in eukaryotische Expressionsvektoren, wie zuvor beschrieben pTR600. 7 </li><li> Amplify DNA in chemisch kompetente Escherichia coli (zB DH5a) und zu isolieren , die Transfektion-grade - Plasmid ein Plasmid - Reinigungskits gemäß den Anweisungen des Herstellers verwendet wird . DNA-Menge ist abhängig von Ertrag und Anforderungen des Benutzers. </li><li> Pflegen Säugerzelllinie, 293T, in Wachstumsmedium , enthaltend 10% fötales-Rinderserum (FBS) bei 37 ° C mit 5% CO 2 in einem befeuchteten Inkubator. </li><li> Zellen wachsen , so dass ein T-150 - Gewebekulturkolben 45-75 x 10 6 Zellen pro Kolben enthält , so dass Kolben vollständige Zellhaftung und 85-95% Zellkonfluenz durch die folgenden Tag erhält. Untersuchen Zellen unter dem Mikroskop für die gewünschte confluparenz. Hinweis: Hochzelldichte wird in der Regel eine optimale Proteinexpression mit minimaler Zytotoxizität ergeben empfohlen, wenn es um kommerzielle Transfektionsreagentien jedoch über Konfluenz unter Verwendung von Nebenprodukten in Akkumulation von zellulären Abfällen führen kann und die Lebensfähigkeit der Zellen zu reduzieren. </li><li> Am Tag der Transfektion vorbereiten Liposomen und DNA-Gemisch gemäß den Empfehlungen des Herstellers und DNA-Zellen mit einer DNA-Zusammensetzung von 1 transfizieren: 1: 2 von HA: NA: Gag mit einer Gesamt-DNA-Menge von 40 ug pro T-150-Kolben. Verdünnte DNA und Liposomen-Lösungen in serumfreiem Transfektionsmedium ohne Antibiotika, so dass jeder Kolben mit einem Gesamtvolumen von 20 bis 30 ml enthält. Hinweis: Verhältnis der Genkonstrukte können Benutzer Optimierung erfordern. 1-Verhältnis: Obwohl hier nicht gezeigt, eine ähnliche Transfektionsverfahren mit Respiratory Syncytial Virus (RSV) F und HIV Gag wurde bei einer 1 durchgeführt. Für DENV und CHIKV einzelnen Expressionsplasmide, insgesamt 20 &amp; mgr; g DNA pro T-150-Kolben werden für optimale e verwendetxpression. DNA: Transfektionsreagenz Verhältnisse sind Anwender optimiert. Verwendung empfohlen Transfektionsmedium basierend auf Transfektionsverfahren, dh polykationischen Lipids Transfektionen Reduktion oder Abwesenheit von fötalem Rinderserum empfehlen daher mit Wachstumshormonen und Spurenelemente ergänzt werden können Medien Wachstum in Abwesenheit von Serum zu unterstützen. </li><li> Rückkolben auf 37 ° C mit 5% CO 2 -Inkubator. Bei einem Volumen von 200 ml, verwenden 9 T-150 Flaschen. Die Zellen werden in der Transfektion Kulturmedium bis zum Tag der VLP Ernte gehalten. </li><li> Ernte-Kulturüberstand von Zellen nach 72-96 Stunden nach der Transfektion auf Antigen-abhängig, oder wenn die Lebensfähigkeit der Zellen wurde auf 70-80% verringert, wie durch mikroskopische Untersuchung geschätzt. Übertragungsüberstand in 50 ml konische Röhrchen und spin die Zellen nach unten bei 500 × g für 5 min bei 4 ° C um Zelltrümmer zu pelletieren. Hinweis: Ersatz von 3 Tage Überstand mit frischem vorgewärmten, Serum-freien Transfektionsmedien zu adhärenten Zellen werden yielda zweite Menge von VLPs mit ähnlichen oder leicht verminderte Ausbeute und sollten durch Anwender optimiert werden. </li><li> Pool Überstand und filtriert durch ein 0,22 um Porenmembran vor der Sedimentation mittels Ultrazentrifugation. </li><li> Testen Sie die Hämagglutinationsaktivität der HA-exprimierenden VLPs durch Standard Hämagglutinationsassay 14 0,8% Pute oder roten Blutkörperchen von Säugetieren oder gehen Sie mit Antigen-spezifischen ELISA. Siehe Abbildung 2 für repräsentative Ergebnisse. </li></ol> 2. CHIK VLP Expression unter Verwendung von Baculovirus / Insektenzellen-System <ol><li> Generieren rekombinanten Baculovirus exprimiert Chikungunya-Virus-Kapsid und Hüllproteine ​​(C-E3-E2-6K-E1) von S-27-Stamm Kommerzielle Baculovirusexpressionssystems verwenden. </li><li> Kultur Spodoptera frugiperda Sf9 - Zellen in serumfreiem Sf9 Wachstumsmedium mit 100 U / ml Penicillin und 100 ug / ml Streptomycin bei 28 ° C. Verwenden Sie 3-5 x 10 5 c / ml Rührflasche Kulturen für suspens zu initiierenIonen-Zellwachstum. Passage routinemäßig , wenn sie erreichen Zelldichten von 2-4 x 10 6 c / ml (alle 3-4 Tage). </li><li> Kultur Sf9-Zellen in Suspension in Spinnerflaschen mit auf einem Mehr Rührerplatte System bei 130 Umdrehungen pro Minute gerührt. Für eine ordnungsgemäße Belüftung Kulturvolumina bei nicht mehr als die Hälfte des Volumens des Rührflasche halten. </li><li> Zur Expression von VLPs CHIK, Sf9 Zellen bei einer Dichte von 2 x 10 6 Zellen / ml mit rekombinantem Baculovirus mit einer Multiplizität der Infektion von 1 und zurück auf 28 ° C Inkubator infizieren. Typischerweise infizieren ein oder zwei Spinnerflaschen mit 250 ml Sf9-Zellen. Hinweis: Während wir diese Methode nicht verwenden, können Sf9-Zellen bei 28 ° C in Schüttelkolben kultiviert werden, einen Shaker-Plattform. </li><li> Ernte Kulturen nach 72-96 h nach der Infektion, oder wenn die Lebensfähigkeit der Zellen auf 70-80% verringert hat, wie durch Trypanblau-Ausschluss bestimmt nach dem Protokoll des Herstellers. Anmerkung: Die Zellen fortzusetzen, während infizierte zu proliferieren, und es gibta ~ 80% Lebensfähigkeit in Sf9 Kulturen mit rekombinanten CHIK VLP Baculovirus infiziert bei 3 Tage nach der Infektion (dpi). Baculovirus-infizierte Zellen sind größer in Erscheinung. Morphologie kann auch von rund bis länglich ändern. In der späten Stadien der Baculovirus-Infektion begannen die Zellen zu lysieren. </li><li> Transfer Kulturen direkt aus Suspensionskultur in 50 ml konische Röhrchen und die Zellen des Abschaltens bei 500 × g für 5 Minuten bei 4 ° C. </li><li> Sammeln Sie Stände und filtriert durch ein 0,22 um Porenmembran vor der Sedimentation über Ultrazentrifugation. </li></ol> 3. Sedimentation / Reinigung von VLP / SVP <ol><li> Sterilisieren 25 mm x 89 mm nach oben offenen Ultrazentrifuge Rohre mit 70% Ethanol in Biosicherheit Kapuze. Stellen Sie sicher, das Ethanol vor dem Gebrauch durchgetrocknet ist. </li><li> Legen Sie bis zu 32 ml Überstand in ein sauberes Röhrchen. Ein minimales Volumen von 25 ml wird empfohlen, von nicht ausreichend gefüllt Ultrazentrifugenröhrchen Kollaps und Schäden zu vermeiden. </li><li> Sorgfältig unterlegen Stände Witzh sterile 3 ml 20% Glycerin in PBS (v / v). Stellen Sie sicher, Rohre ausgeglichen sind. </li><li> Spin bei 135.000 xg für 4 h bei 4 ° C. </li><li> Überstand entfernen, wird das Pellet gewährleisten nicht aus dem Rohr entfernen. </li><li> Resuspendieren sedimentiert VLPs an Boden der Röhrchen mit sterilem PBS durch kräftiges Pipettieren nach oben und unten. Die Menge an PBS benötigt VLPs zu suspendieren, hängt von VLP Gesamtproteinausbeute und Downstream-Anwendungen. Typischerweise resuspendieren jedes Pellet VLP in mindestens 100 &amp; mgr; l. </li><li> Store Proben 4 ° C für die kurzzeitige Lagerung und -80 ° C Lagerung für die Langzeitlagerung. </li></ol> 4. Bestimmung Proteinausbeuten und spezifische Antigen Ausbeuten <ol><li> Bestimmen Sie den Gesamtproteingehalt Kommerzielle Proteinquantifizierung Verfahren, wie BCA-Test gemäß Herstellerprotokoll. </li><li> Um spezifische Antigengehalt beurteilen, führen direkte Enzyme Linked Immuno Assay (ELISA) durch Beschichtung serielle Verdünnungen von Standard-Antigens und 2-51; g Gesamtproteinprobe auf einem ELISA-96-Well-Platte mit flachem Boden. <ol><li> Folgen mit antigen-spezifischen Antikörpern die Anwesenheit der Antigene auf der Platte zu sondieren und konventionellen ELISA Entwicklung Substrate verwenden, um nachweisbare Absorption für Mikrotiterplatten-Lesegerät herzustellen. Siehe Abbildung 2 für repräsentative Ergebnisse von HA und ELISA - Test für eine Probe VLP-HA zum Ausdruck bringen; viele Kombinationen von HA und NA sind möglicherweise aber gibt bei der HA-NA - Kompatibilität 15 unterscheiden. Hinweis: Antigen-spezifischen Antikörper weisen variable Affinitäten und es wird empfohlen, dass Endpunktverdünnungs-Titration von Antikörpern vor der Durchführung VLP Quantifizierung bestimmt werden. Kommerzielle Antikörper haben vorgeschlagen, Konzentrations- oder Verdünnungsbereich für die Verwendung in ELISA sowie vorgeschlagenen Protokollen. </li></ol></li></ol>

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Autoren haben nichts zu offenbaren.

Wir haben die Techniken, die oben beschrieben erfolgreich verwendet, um auszudrücken und zu reinigen, SVP und VLPs aus mehreren Strukturproteine ​​für verschiedene Krankheitserreger. In der Regel verwenden wir Säugetier-Expressionssysteme unserer VLPs zu erzeugen. in unseren Händen, abgeleitet Säugetier-Zelle jedoch CHIK VLP Ausbeuten waren gering. CHIK VLP Ausbeute war robuster, wenn ein rekombinantes Baculovirus-Insektenzellsystem. Im allgemeinen Baculovirus-Insektenzellsysteme, ergeben höhere Mengen an reko...

Virus-ähnliche Partikel (VLPs) sind eine bewährte Technologie für die menschliche Impfung. In der Tat beschäftigen einige der contemporarily zugelassene Impfstoffe, einschließlich der humanen Papillomviren (HPV) und Hepatitis Β (HepΒ) Impfstoffe diesen Ansatz. VLPs sind in der Lage die Selbstorganisation von Strukturproteinen gebildet. Die zusammengesetzten Teilchen nachahmen viral Morphologien, kann aber nicht infizieren oder zu replizieren, weil sie viralen Genomen fehlt. VLPs können aus einer Reihe von prokaryotischen und eukaryotischen Systemen exprimiert und gereinigt werden. Eine Überprüfung der Literatur ergab , dass unterschiedliche Expressionssysteme mit den folgenden Raten eingesetzt werden: Bakterien - 28%, Hefe - 20%, Pflanzen - 9%, Insekten - 28%, und Säuger - 15% 1. Zu beachten ist , Protein - Impfstoffe HPV basierend auf L1 - Kapsid in Hefe (Gardasil) oder in einer Insektenzellsystem (Cervarix) 2 hergestellt. HepΒ Impfstoffe, Recombivax und Engerix-Β, werden auch in Hefe hergestellt und bestehen aus HepΒ Oberflächenantigen 3, 4. Wir verwenden Säuger- und Insektenzellexpressionssysteme VLPs herzustellen erfordern Coexpression von mehreren Strukturproteinen für die Montage. Unsere Arbeit konzentriert sich auf die Gestaltung, Herstellung und Reinigung von VLP-basierte Impfstoffe gegen humanpathogene Erreger: Influenza-Virus, Respiratory-Syncytial-Virus (RSV), Dengue-Virus (DENV) und Chikungunya-Virus (CHIKV). Unsere Verfahren sind flexibel genug , um die Coexpression der mehreren Strukturproteinen aus mehreren Expressionsplasmiden oder einem einzigen Expressionsplasmid (Figur 1) zu ermöglichen. Zuvor produzierten wir und gereinigter H5N1 VLPs zusammengesetzt aus der Co-Expression von Plasmiden codiert , Influenza - Hämagglutinin (HA), Neuraminidase (NA) und Matrix (M1) in humane embryonale Nierenzellen 293T 5,6. Die Gene wurden für die Expression in Säugerzellen-Kodon-optimierten und kloniert in pTR600, einem eukaryotischen Expressionsvektor, der Cytomegalovirus-immediate-early-Promotor und Intron A zum Initiieren umschrift enthaltendription von eukaryotischen Einsätze und das Rinderwachstumshormon - Polyadenylierungssignal für die Beendigung der Transkription 7. Ein ähnlicher Ansatz der drei Plasmid Co-Expression von HA, NA (1A) und eine alternative virale Matrix - Protein, HIV Gag p55, wurde unter Verwendung von für die Erzeugung von menschlichen saisonalen Influenza - Subtyp H3N2 VLPs in dieser Studie verwendet und wurde zu generieren gezeigt VLPs von ähnlicher Größe wie Influenza Partikel 8. Obwohl überwiegend Influenza - Impfstoffe Anti-HA - Antikörper hervorzurufen, vermittelt die Zugabe von Influenza - Neuraminidase Sialidaseaktivität VLP zu ermöglichen , von transfizierten Zellen 9 und auch vorhanden zusätzliche immunogene Ziele Knospung. Um RSV VLPs herzustellen, wählten wir auch die in keinem Zusammenhang Kern von HIV - Gag zu prototypische Impfstoffe entwickeln , die weiter ausschließlich RSV Oberfläche Glykoproteine ​​präsentieren Flexibilität der VLP - Bildung zeigen , unter Verwendung von HIV - Gag, wie zuvor durch Elektronenmikroskopie 6,10 beschrieben und charakterisiert. AndereVerwendung zusammengebaut werden verschiedene virale Komponenten von Newcastle Disease Virus (NDV) 11, und Influenza - Matrix 12 , dass VLPs präsentiert RSV - Glykoproteine ​​können zuvor gezeigt haben. Voller Länge Oberfläche Glykoprotein-Sequenzen wurden in dieser Studie verwendet, um nativen Konformationen behalten, die für funktionelle Rezeptorbindung und Antikörper-Erkennungs Assay durch enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) notwendig sein kann. Unsere Beispiele für die Verwendung von einzelnen Plasmid-Expressionssysteme Partikel sind DENV und CHIKV zu erzeugen. Im Falle von DENV können wir subvirale Partikel (SVPs) ohne Kapsid in 293T - Zellen aus einem einzelnen Plasmid , das ein prM / E - Strukturgens Expressionskassette enthält 13 herzustellen. Der Begriff SVP wird verwendet, um das Fehlen eines Kerns oder Kapsidprotein in der Montage von viralen Strukturproteine ​​zu bezeichnen. CHIK VLPs können auch ein einzelnes Plasmid, das ein CHIKV strukturelle Gen-Kassette, die Codierung Kapsid und Hüllproteine ​​gewonnen werden, enthält, oder in insect Zellen mit einem rekombinanten Baculovirus codiert , die gleiche strukturelle Genkassette optimiert für Insektenzellexpressions (1B - C) zu infizieren. Das Endergebnis des Ausdrucks oben diskutierten Ansätze ist die Freisetzung von VLPs in den Zellkulturmedium, das dann über Ultrazentrifugation durch einen 20% Glycerin Kissen leicht gereinigt werden. In diesem Bericht stellen wir Methoden, um diese VLPs aus Säugetier- und Insektenzellsysteme, zum Ausdruck zu bringen und zu reinigen.

<table><tbody><tr><td>Plasmid Maxi Kit</td><td>Qiagen</td><td>12163</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Cellgro</td><td>10-013</td><td></td></tr><tr><td>Lipofectamine</td><td>Life Technologies</td><td>L3000075</td><td>Lipofectamine 2000, Lipofectamine 3000</td></tr><tr><td>Opti-MEM I</td><td>Life Technologies</td><td>31985062</td><td></td></tr><tr><td>Bac-to-Bac Baculovirus Expression System</td><td>Life Technologies</td><td>10359-016</td><td></td></tr><tr><td>Cimarec I 6 multipoint stirrer plate</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>50094596</td><td></td></tr><tr><td>Polyclear ultracentrifuge tubes</td><td>Seton</td><td>7025</td><td>Confirm appropriate tubes for ultracentrifuge and bucket size</td></tr><tr><td>Micro BCA Protein Assay Kit</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>23235</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate citrate buffer</td><td>Sigma</td><td>P4922</td><td></td></tr><tr><td>o-phenylenediamine dihydrochloride&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>P8287</td><td></td></tr><tr><td>0.22 &amp;mu;m vacuum filter top (500 ml)</td><td>Nalgene</td><td>569-0020</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Sigma</td><td>G5516</td><td></td></tr><tr><td>H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;SO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma</td><td>339741&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Sf-900 II SFM</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>10902-096</td><td></td></tr></tbody></table>

expression and purification of virus-like particles for vaccination

Virus-ähnliche Partikel (VLPs) und subvirale Partikel (SVPs) sind ein alternativer Ansatz zu viraler Impfstoff-Design, das die Vorteile der erhöhten biologischen Sicherheit und Stabilität gegenüber der Verwendung von lebenden Pathogenen bietet. Nicht-infektiös und selbstorganisierenden, VLPs werden verwendet, Strukturproteine ​​als Immunogene darzustellen, wodurch die Notwendigkeit für lebende Pathogene oder rekombinanter viraler Vektoren für die Antigenabgabe umgehen. In diesem Artikel zeigen wir die verschiedenen Stadien der VLP-Design und Entwicklung für zukünftige Anwendungen in der präklinischen Tierversuche. Das Verfahren umfasst die folgenden Phasen: Auswahl des Antigens, die Expression von Antigen in Zelllinie der Wahl, Reinigung von VLPs / SVP und Quantifizierung für Antigen Dosierung. Wir demonstrieren den Einsatz beider Säugetier- und Insektenzelllinien zur Expression unserer Antigene und zeigen, wie Methoden der Ausbeute unterscheiden. Die Methodik dargestellt kann auf eine Vielzahl von Pathogenen anwendbar und kann durch Einsetzen der Antigene mit immunogenen str erreicht werdenuctural Proteine ​​des Mikroorganismus von Interesse des Benutzers. VLPs und SVP unterstützen mit Antigen Charakterisierung und Auswahl der besten Impfstoffkandidaten.

VLP Ausbeuten waren variabel durch virale Antigen-Konstrukt-Design. In diesem Protokoll haben wir die Verwendung von Insekten- und Säugerzellen für die Produktion von VLPs SVP oder in Überstand und die Reinigung durch Ultrazentrifugation demonstriert. Vier Subtypen von DENV prM / E - Strukturgens Expressionskassetten wurden verwendet , um die Versionen von DENV SVPs zu konstruieren (wie abgegrenzte 1-4) in Tabelle 1 und zeigen einen Bereich zwischen 1,1 bis 2,6 mg Ges...

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Expression and Purification of Virus-like Particles for Vaccination

Hier stellen wir ein Protokoll für die Synthese von virusähnlichen Partikeln entweder Baculovirus oder Säuger-Expressionssystemen und Ultrazentrifugation Reinigung. Dieser hochgradig anpassbare Ansatz wird verwendet, um virale Antigene als Impfstoff Ziele in eine sichere und flexible Art und Weise identifizieren.

Expression und Reinigung von virusähnlichen Partikeln zur Vakzinierung

Virus-like particles (VLPs) and subviral particles (SVPs) are an alternative approach to viral vaccine design that offers the advantages of increased ...

expression-and-purification-of-virus-like-particles-for-vaccination

Research

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21.8K Aufrufe.  University of Georgia.  Hier stellen wir ein Protokoll für die Synthese von virusähnlichen Partikeln entweder Baculovirus oder Säuger-Expressionssystemen und Ultrazentrifugation Reinigung. Dieser hochgradig anpassbare Ansatz wird verwendet, um virale Antigene als Impfstoff Ziele in eine sichere und flexible Art und Weise identifizieren. 

Serie: Expression and Purification of Virus-like Particles for Vaccination

Paramyxoviruses for Tumor-targeted Immunomodulation: Design and Evaluation Ex Vivo

Successful cancer immunotherapy has the potential to achieve long-term tumor control. Despite recent clinical successes, there remains an urgent need for safe and effective therapies tailored to individual tumor immune profiles. Oncolytic viruses enable the induction of anti-tumor immune responses as well as tumor-restricted gene expression. This protocol describes the generation and ex vivo analysis of immunomodulatory oncolytic vectors. Focusing on measles vaccine viruses encoding bispecific T cell engagers as an example, the general methodology can be adapted to other virus species and transgenes. The presented workflow includes the design, cloning, rescue, and propagation of recombinant viruses. Assays to analyze replication kinetics and lytic activity of the vector as well as functionality of the isolated immunomodulator ex vivo are included, thus facilitating the generation of novel agents for further development in preclinical models and ultimately clinical translation.

This protocol describes a detailed workflow for the generation and ex vivo characterization of oncolytic viruses for expression of immunomodulators, using measles viruses encoding bispecific T cell engagers as an example. Application and adaptation to other vector platforms and transgenes will accelerate the development of novel immunovirotherapeutics for clinical translation.

Paramyxoviruses für Tumor-gezielte Immunmodulation: Gestaltung und Evaluation Ex Vivo

Successful cancer immunotherapy has the potential to achieve long-term tumor control. Despite recent clinical successes, there remains an urgent need for ...

Forschung

Krebsforschung

Production of High-Titer Recombinant Newcastle Disease Virus from Allantoic Fluid

Newcastle disease virus (NDV), also known as avian orthoavulavirus serotype-1, is a negative sense, single-stranded RNA virus that has been developed both as an oncolytic virus and a viral-vectored vaccine. NDV is an attractive therapeutic and prophylactic agent due to its well-established reverse genetics system, potent immunostimulatory properties, and excellent safety profile. When administered as an oncolytic virus or a viral-vectored vaccine, NDV elicits a robust antitumor or antigen-specific immune response, activating both the innate and adaptive arms of the immune system. 
Given these desirable characteristics, NDV has been evaluated in numerous clinical trials and is one of the most well-studied oncolytic viruses. Currently, there are two registered clinical trials involving NDV: one evaluating a recombinant NDV-vectored vaccine for SARS-CoV-2 (NCT04871737), and a second evaluating a recombinant NDV encoding Interleukin-12 in combination with Durvalumab, an antiPD-L1 antibody (NCT04613492). To facilitate further advancement of this highly promising viral vector, simplified methods for generating high-titer, in vivo-grade, recombinant NDV (rNDV) are needed. 
This paper describes a detailed procedure for amplifying rNDV in specified pathogen-free (SPF) embryonated chicken eggs and purifying rNDV from allantoic fluid, with improvements to reduce loss during purification. Also included are descriptions of the recommended quality control assays, which should be performed to confirm lack of contaminants and virus integrity. Overall, this detailed procedure enables the synthesis, purification, and storage of high-titer, in vivo-grade, recombinant, lentogenic, and mesogenic NDV for use in preclinical studies.

Here we provide a detailed procedure for production, purification, and quantification of high-titer recombinant Newcastle disease virus. This protocol consistently yields &#62; 6 &#215; 109 plaque-forming units/mL, providing virus quantities appropriate for in vivo animal studies. Additional quality control assays to ensure safety in vivo are described.

Herstellung des rekombinanten Newcastle-Disease-Virus mit hohem Titer aus Allantoic Fluid

Newcastle disease virus (NDV), also known as avian orthoavulavirus serotype-1, is a negative sense, single-stranded RNA virus that has been developed both ...

Utilizing the Antigen Capsid-Incorporation Strategy for the Development of Adenovirus Serotype 5-Vectored Vaccine Approaches

Adenovirus serotype 5 (Ad5) has been extensively modified with traditional transgene methods for the vaccine development. The reduced efficacies of these traditionally modified Ad5 vectors in clinical trials could be primarily correlated with Ad5 pre-existing immunity (PEI) among the majority of the population. To promote Ad5-vectored vaccine development by solving the concern of Ad5 PEI, the innovative Antigen Capsid-Incorporation strategy has been employed. By merit of this strategy, Ad5-vectored we first constructed the hexon shuttle plasmid HVR1-KWAS-HVR5-His6/pH5S by subcloning the hypervariable region (HVR) 1 of hexon into a previously constructed shuttle plasmid HVR5-His6/pH5S, which had His6 tag incorporated into the HVR5. This HVR1 DNA fragment containing a HIV epitope ELDKWAS was synthesized. HVR1-KWAS-HVR5-His6/pH5S was then linearized and co-transformed with linearized backbone plasmid pAd5/&#8710;H5 (GL) , for homologous recombination. This recombined plasmid pAd5/H5-HVR1-KWAS-HVR5-His6 was transfected into cells to generate the viral vector Ad5/H5-HVR1-KWAS-HVR5-His6. This vector was validated to have qualitative fitness indicated by viral physical titer (VP/ml), infectious titer (IP/ml) and corresponding VP/IP ratio. Both the HIV epitope and His6 tag were surface-exposed on the Ad5 capsid, and retained epitope-specific antigenicity of their own. A neutralization assay indicated the ability of this divalent vector to circumvent neutralization by Ad5-positive sera in vitro. Mice immunization demonstrated the generation of robust humoral immunity specific to the HIV epitope and His6. This proof-of-principle study suggested that the protocol associated with the Antigen Capsid-Incorporation strategy could be feasibly utilized for the generation of Ad5-vectored vaccines by modifying different capsid proteins. This protocol could even be further modified for the generation of rare-serotype adenovirus-vectored vaccines.

Here, we present a protocol to generate a proof-of-principle divalent adenovirus type 5 (Ad5) vector Ad5/H5-HVR1-KWAS-HVR5-His6 by utilizing the Antigen Capsid-Incorporation strategy. This vector was demonstrated to exhibit qualitative fitness, the capability to escape Ad5-positive sera in vitro, and the antigenicity as well as immunogenicity to the incorporated antigens.

Unter Verwendung der Antigen Capsid-Incorporation Strategie für die Förderung der Adenovirus-Serotyp 5-Vectored Vaccine Approaches

Adenovirus serotype 5 (Ad5) has been extensively modified with traditional transgene methods for the vaccine development. The reduced efficacies of these ...

Immunologie und Infektion

A Simple and Efficient Approach to Construct Mutant Vaccinia Virus Vectors

The CRISPR-associated endonuclease Cas9 can edit particular genomic loci directed by a single guide RNA (gRNA). The CRISPR/Cas9 system has been successfully employed for editing genomes of various organisms. Here we describe a protocol for editing the vaccinia virus (VV) genome in the cytoplasm of VV-infected CV-1 cells using the RNA-guided Cas9. RNA-guided Cas9 induces double-stranded DNA breaks facilitating homologous recombination efficiently and specifically in the targeted site of VV and a transgene can be incorporated into these sites by homologous recombination. By using a site-specific homologous vector with transgene(s), a N1L gene-deleted VV with the red fluorescence protein (RFP) gene incorporated in this region was generated with a successful recombination efficiency 10 times greater than that obtained from the conventional homologous recombination method. This protocol demonstrates successful use of RNA-guided Cas9 system to generate mutant VVs with enhanced efficiency.

Vaccinia virus (VV) has been widely used in biomedical research and the improvement of human health. This article describes a simple, highly efficient method to edit the VV genome using a CRISPR-Cas9 system.

Eine einfache und effiziente Methode zu konstruieren Mutant Vacciniavirusvektoren

The CRISPR-associated endonuclease Cas9 can edit particular genomic loci directed by a single guide RNA (gRNA). The CRISPR/Cas9 system has been ...

Production of E. coli-expressed Self-Assembling Protein Nanoparticles for Vaccines Requiring Trimeric Epitope Presentation

Self-assembling protein nanoparticles (SAPNs) function as repetitive antigen displays and can be used to develop a wide range of vaccines for different infectious diseases. In this article we demonstrate a method to produce a SAPN core containing a six-helix bundle (SHB) assembly that is capable of presenting antigens in a trimeric conformation. We describe the expression of the SHB-SAPN in an E. coli system, as well as the necessary protein purification steps. We included an isopropanol wash step to reduce the residual bacterial lipopolysaccharide. As an indication of the protein identity and purity, the protein reacted with known monoclonal antibodies in Western blot analyses. After refolding, the size of the particles fell in the expected range (20 to 100 nm), which was confirmed by dynamic light scattering, nanoparticle tracking analysis, and transmission electron microscopy. The methodology described here is optimized for the SHB-SAPN, however, with only slight modifications it can be applied to other SAPN constructs. This method is also easily transferable to large scale production for GMP manufacturing for human vaccines.

Production of E. coli-expressed Self-Assembling Protein Nanoparticles for Vaccines Requiring Trimeric Epitope Presentation

A detailed method is provided here describing the purification, refolding, and characterization of self-assembling protein nanoparticles (SAPNs) for use in vaccine development.

Herstellung von E. coli-exprimierenden selbstmontierenden Protein-Nanopartikeln für Impfstoffe, die eine trimerische Epitop-Präsentation erfordern

Self-assembling protein nanoparticles (SAPNs) function as repetitive antigen displays and can be used to develop a wide range of vaccines for different ...

Biotechnik

Production of High-Titer Infectious Influenza Pseudotyped Particles with Envelope Glycoproteins from Highly Pathogenic H5N1 and Avian H7N9 Viruses

The occasional direct transmission of the highly pathogenic avian influenza A virus H5N1 (HPAI H5N1) and H7N9 to humans and their lethality are serious public health issues and suggest the possibility of an epidemic. However, our molecular understanding of the virus is rudimentary, and it is necessary to study the biological properties of its envelope proteins as therapeutic targets and to develop strategies to control infection. We developed a solid viral pseudotyped particle (pp) platform to study avian influenza virus, including the functional analysis of its hemagglutinin (HA) and neuraminidase (NA) envelope glycoproteins, the reassortment characteristics of the HAs and NAs, receptors, tropisms, neutralizing antibodies, diagnosis, infectivity, for the purposes of drug development and vaccine design. Here, we describe an experimental procedure to establish pps with the envelope glycoproteins (HA, NA) from two influenza A strains (HAPI H5N1 and 2013 avian H7N9). Their generation is based on the capacity of some viruses, such as murine leukemia virus (MLV), to incorporate envelope glycoproteins into a pp. In addition, we also detail how these pps are quantified with RT-qPCR, and the infectivity detection of native and mismatched virus pps depending on the origin of the HAs and NAs. This system is highly flexible and adaptable and can be used to establish viral pps with envelope glycoproteins that can be incorporated in any other type of enveloped virus. Thus, this viral particle platform can be used to study wild viruses in many research investigations.

This protocol describes an experimental process to produce high-titer infectious viral pseudotyped particles (pp) with envelope glycoproteins from two influenza A strains and how to determine their infectivity. This protocol is highly adaptable to develop pps of any other type of enveloped viruses with different envelope glycoproteins.

Herstellung von hochtiterinfektiösen Influenza-Pseudotyppartikeln mit Hülllykoproteinen aus hoch pathogenen H5N1- und Avian H7N9-Viren

The occasional direct transmission of the highly pathogenic avian influenza A virus H5N1 (HPAI H5N1) and H7N9 to humans and their lethality are serious ...

A "Plug-And-Display" Nanoparticle Vaccine Platform Based on Outer Membrane Vesicles Displaying SARS-CoV-2 Receptor-Binding Domain

Biomimetic nanoparticles obtained from bacteria or viruses have attracted substantial interest in vaccine research and development. Outer membrane vesicles (OMVs) are mainly secreted by gram-negative bacteria during average growth, with a nano-sized diameter and self-adjuvant activity, which may be ideal for vaccine delivery. OMVs have functioned as a multifaceted delivery system for proteins, nucleic acids, and small molecules. To take full advantage of the biological characteristics of OMVs, bioengineered Escherichia coli-derived&#160;OMVs were utilized as a carrier and SARS-CoV-2 receptor-binding domain (RBD) as an antigen to construct a &#34;Plug-and-Display&#34; vaccine platform. The SpyCatcher (SC) and SpyTag (ST) domains in Streptococcus pyogenes were applied to conjugate OMVs and RBD. The Cytolysin A (ClyA) gene was translated with the SC gene as a fusion protein after plasmid transfection, leaving a reactive site on the surface of the OMVs. After mixing RBD-ST in a conventional buffer system overnight, covalent binding was formed between the OMVs and RBD. Thus, a multivalent-displaying OMV vaccine was achieved. By replacing with diverse antigens, the OMVs vaccine platform can efficiently display a variety of heterogeneous antigens, thereby potentially rapidly preventing infectious disease epidemics. This protocol describes a precise method for constructing the OMV vaccine platform, including production, purification, bioconjugation, and characterization.

The present protocol describes the bioengineering of outer membrane vesicles to be a "Plug-and-Display" vaccine platform, including production, purification, bioconjugation, and characterization.

Eine "Plug-and-Display"-Nanopartikel-Impfstoffplattform basierend auf äußeren Membranvesikeln mit SARS-CoV-2-Rezeptorbindungsdomäne

Biomimetic nanoparticles obtained from bacteria or viruses have attracted substantial interest in vaccine research and development. Outer membrane ...

Detection of Neutralization-sensitive Epitopes in Antigens Displayed on Virus-Like Particle (VLP)-Based Vaccines Using a Capture Assay

The virus-like particle (VLP) capture assay is an immunoprecipitation method, commonly known as a &#39;pull-down assay&#39; used to purify and isolate antigen-displaying VLPs. Surface antigen-specific antibodies are coupled to, and thus immobilized on a solid and insoluble matrix such as beads. Due to their high affinity to the target antigen, these antibodies can capture VLPs decorated with the cognate antigen anchored in the membrane envelope of the VLPs. This protocol describes the binding of antigen-specific antibodies to protein A- or G-conjugated magnetic beads. In our study, human immunodeficiency virus (HIV)-derived VLPs formed by the group-specific antigen (Gag) viral core precursor protein p55 Gag and displaying the envelope glycoproteins (Env) of HIV are examined. The VLPs are captured utilizing broadly neutralizing antibodies (bNAbs) directed against neutralization-sensitive epitopes in Env. The VLP capture assay outlined here represents a sensitive and easy-to-perform method to demonstrate that (i) the VLPs are decorated with the respective target antigen, (ii) the surface antigen retained its structural integrity as demonstrated by the epitope-specific binding of bNAbs used in the assay and (iii) the structural integrity of the VLPs revealed by the detection of Gag proteins in a subsequent Western blot-analysis. Consequently, the utilization of bNAbs for immunoprecipitation facilitates a prediction of whether VLP vaccines will be able to elicit a neutralizing B cell response in vaccinated humans. We anticipate that this protocol will furnish other researchers with a valuable and straightforward experimental approach to examine potential VLP-based vaccines.

Detection of Neutralization-sensitive Epitopes in Antigens Displayed on Virus-Like Particle VLP-Based Vaccines Using a Capture Assay

Here, we present a protocol to detect neutralization epitopes on antigen-displaying virus-like particles (VLPs). Immunoprecipitation of the human immunodeficiency virus (HIV)-derived VLPs is performed using envelope glycoproteins-specific monoclonal antibodies coupled to protein G-conjugated magnetic beads. Captured VLPs are subsequently subjected to SDS-PAGE and Western blot-analysis employing viral core protein Gag-specific antibodies.

Nachweis neutralisationsempfindlicher Epitope in Antigenen, die auf VLP-basierten Impfstoffen (Virus Like Particle) mit einem Capture-Assay angezeigt werden

The virus-like particle (VLP) capture assay is an immunoprecipitation method, commonly known as a &#39;pull-down assay&#39; used to purify and isolate ...

Generating a Multivalent-Displaying Outer Membrane Vesicle Vaccine

Source: Feng, R., et al. <a href="https://app.jove.com/v/64213">A &#34;Plug-And-Display&#34; Nanoparticle Vaccine Platform Based on Outer Membrane Vesicles Displaying SARS-CoV-2 Receptor-Binding Domain.</a> J. Vis. Exp. (2022).
This video demonstrates a method to generate multivalent-displaying outer membrane vesicle (OMV) vaccines. Mammalian cells are transfected to express and secrete viral antigens fused to a SpyTag and a polyhistidine tag. These antigens are then purified using a nickel-nitrilotriacetic acid (Ni-NTA) affinity column. The purified antigen is mixed with outer membrane vesicles expressing surface-bound SpyCatcher (SC) protein. Multiple antigens covalently attach to SpyCatchers via their SpyTags (ST), creating OMVs that display the antigen, serving as a multivalent vaccine.

Erzeugung eines multivalent anzeigenden Impfstoffs gegen äußere Membranvesikel

1. Plasmid construction

	Insert DNA encoding SpyCatcher sequence (Figure 1) into an ampicillin-resistant pThioHisA-Cytolysin A (ClyA) plasmid (see Table ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Immunology

Immunotherapy

Immunogenics and Vaccine Development

A Technique for the Generation of Influenza Virus-Like Particles via a Mammalian System

Source: Arevalo, M. T., et al.&#160; <a href="https://app.jove.com/v/54041">Expression and Purification of Virus-like Particles for Vaccination.</a> J. Vis. Exp. (2016).
This video demonstrates the generation of influenza virus-like particles (VLPs) in a mammalian system. Upon expressing three eukaryotic expression vectors &#8212; encoding different viral structural proteins &#8212; in suitable mammalian host cells, the expressed viral proteins self-assemble into VLPs on the host plasma membrane and release via budding from the cell surface.

Eine Technik zur Erzeugung von Influenzavirus-ähnlichen Partikeln über ein Säugetiersystem

Source: Arevalo, M. T., et al.&#160; Expression and Purification of Virus-like Particles for Vaccination. J. Vis. Exp. (2016).
This video demonstrates the ...