Name: impression cytology of the lid wiper area
Uploaded: 2016-08-09T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 1 s
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We would like to acknowledge our colleague Dr. Jalaiah Varikooty who provided insight and expertise on the topic of the lid wiper, that greatly assisted this research.

Ethik-Anweisung: Vor der Zellen aus menschlichen Patienten zu sammeln, informierte Zustimmung und Ethik Genehmigung eingeholt werden muss. 1. Bereiten Sie Stain HINWEIS: Bereiten Sie Fleck am Tag des Experiments. <ol><li> Werden 5 ul Ethidium (oder 4 &amp; mgr; M) und 5 &amp; mgr; l Calcein AM (oder 4 &amp; mgr; M) zu 2,5 ml Phosphat gepufferter Salzlösung (PBS) in 15 ml Zentrifugenröhrchen; mischen. Wickeln Sie in Aluminiumfolie vor Licht und lagern bei RT bis zur Verwendung zu schützen. </li></ol> 2. Sammeln Zellen <ol><li> Entfernen Zellkultureinsätze aus ihrer Verpackung und Beschriftung für jede Augenlid abgetastet werden. Mark Orientierung der Zellsammlung auf der Seite der Membran Kunststoffhalter mit Permanentmarker. Conduct Spaltlampe Inspektion bei mäßiger Vergrößerung (etwa 20fach) eine angemessene Gesundheits der Region zu bestätigen IC zu unterziehen. </li><li> Einen Tropfen Lokalanästhetikum (0,5% Proparacainhydrochlorid) im unteren Bindehautsack von each Auge und weisen Teilnehmer Augen zu halten für eine Minute geschlossen. </li><li> Evert oberen Deckel Auge und halten Sie ihn durch die Wimpern; Kontakt mit dem Deckel Wischbereich zu vermeiden. Optional: die Hilfe eines sekundären Ermittler kann diesen Schritt auszuführen, erforderlich. </li><li> Anwenden Membran senkrecht auf dem Mittelteil des Deckels Wischbereich mit minimalem Druck. </li><li> Halten Membran anstelle 3 - 5 sec. Beachten Sie die Membran durchscheinend im Kontaktbereich. An diesem Punkt, entfernen Sie die Membran und ermöglichen dem Teilnehmer Deckel zu &quot;kippen&quot; zurück an ihren Platz. </li><li> Unverzüglich einem Tropfen PBS auf die Probe anzuwenden, um es zu verhindern das Austrocknen. Membran schaltet lässig und sollte nicht drehen opaque jederzeit, da dies Trocknen angibt. Haben die Sekundär Ermittler gehen sofort mit der Bearbeitung der Proben (Abschnitt 3). </li><li> Führen Prüfung endgültig Auge Integrität der Bindehaut zu gewährleisten. Dispense Augen Schmierstoffe und anweisen Teilnehmerreiben sich die Augen zu vermeiden, bis betäubende Wirkung nachlässt (ca. 15 min.). </li></ol> 3. Probenverarbeitung <ol><li> Mit Mikro-Schere, schneiden Sie die Membran in die Hälfte (die eine Hälfte für jede der Downstream-Analysen), die senkrecht durch die Mitte der Zellsammlung. Schneiden Sie entlang der äußeren Rand einer Membran Hälfte aus dem Kunststoffhalter zu trennen; vermeiden Wechselwirkung mit den gesammelten Zellen auf der Membran, auch sichergestellt wird, dass die Membran nicht auf sich selbst falten wird. </li><li> Sichern Sie die Membran Pinzette vor dem vollständigen Lösen von dem Halter verwenden. Platz Membran in markierte 2 ml Zentrifugenröhrchen mit 500 ul 95% (v / v) Ethanol und lassen Sie für mindestens 20 Minuten bis maximal 2 Stunden zu beheben, bevor die Verarbeitung (Abschnitt 4.2). </li><li> Unmittelbar separate zweite Hälfte der Membran (wie in Abschnitt 3.2 beschrieben) und prompt mit Abschnitt 4.1 fortfahren. </li></ol> 4. Probenfärbungs <ol><li> Immunocytochemical Anfärben <ol><li> Vorsichtig Membran in 35 mm Glasboden Kulturschale mit Sammlung Seite nach unten; gewährleisten Membran ist flach. </li><li> Je 20 ul immunzytochemischer Zusammensetzung Fleck versammelt in Abschnitt 1 auf der Membran. Wenn Probe Locken, verwenden Sie Einweg-Pipettenspitzen vorsichtig die Membran flach an den Kanten nach unten drücken. Vermeiden Sie den Kontakt mit der Zellsammelgebieten. </li><li> Sanft decken die Membran mit Deckglas. Vermeiden Sie unnötige Bewegung der Probe. Deckel Schüssel mit Deckel und Dichtung mit Labor-Film an den Rändern. Nicht Transparenz der Schale (oben und unten) und die Sichtbarkeit der Probe behindern. Beschriften mit Labor-Marker. </li><li> Unmittelbar gehen mit Bildgebung (Abschnitt 5.1), dann wieder auf Abschnitt 4.2 mit zytologische Färbung der anderen Hälfte der Membran fortzusetzen. </li></ol></li><li> Die zytologische Färbung <ol><li> Allmählich Membran Hydrat langsam 500 ul destilliertem Wasser zu dem Rohr Zugabe used zur Fixierung in Abschnitt 3.4. Absaugen Inhalt mehrmals in Pipettenspitze zu mischen, dann Inhalt zu entfernen. </li><li> In 500 ul destilliertem Wasser. stehen lassen für ein paar Sekunden, dann entfernen. In 500 ul alcianblau und lassen für 3 min. Entfernen Fleck und führen Sie 3 aufeinanderfolgende 500 &amp; mgr; l destilliertes Wasser spült oder bis die Flüssigkeit spült klar. </li><li> In 500 ul Hematoxylin # 1 Fleck und lassen für 3 min. Entfernen Fleck und führen in drei aufeinander folgenden 500 &amp; mgr; l destilliertes Wasser Spülungen oder bis die Flüssigkeit spült klar. Entwässern (Rückseite der Abschnitt 4.2.1) durch die klare Flüssigkeit abgesaugt. </li><li> In 500 ul Papanicolaou OG-6 Fleck und lassen für 3 min. Entfernen Fleck und führen Sie einen 500 &amp; mgr; l 95% (v / v) Ethanol spülen. </li><li> In 500 ul Papanicolaou EA-65 Fleck und lassen für 3 min. Entfernen stain und führen 3 aufeinanderfolgende 500 &amp; mgr; l 95% (v / v) Ethanol Spülungen. </li><li> Fully dehydratisieren drei aufeinanderfolgende 500 &amp; mgr; l 100% Ethanol Spülungen verwendet. Mit TWEezers, entfernen Probe aus der Lösung; vermeiden Sie das Berühren Zellsammelgebiete. </li><li> Legen Membran auf Glasobjektträger; diese Zelle Sammelleitung sicherzustellen, ist entweder parallel oder senkrecht Rand zur leichteren Ausrichtung während der Bildgebung zu gleiten. </li><li> Einen Tropfen von 100% Ethanol und Deckel mit Glas rutschen. Unmittelbar gehen mit Bildgebung (Abschnitt 5.2). </li></ol></li></ol> 5. Beispiel Imaging <ol><li> Imaging Fluorescent Immunzytochemische Stains <ol><li> Verwenden eines konfokalen Laserscanning - Mikroskops (CLSM) 11 oder Fluoreszenzmikroskop 12, mit einer digitalen Farbkamera ausgestattet ist , mit einem Computer verbunden Software eine Bildaufnahme ausgeführt wird . Aufgrund der Proben innerhalb Kulturschalen enthalten ist, kann ein umgekehrtes Mikroskop erforderlich sein. </li><li> Set up Mikroskop 11,12 nach Absorptions- und Emissionsspektren von Ethidium Homodimer-1 (528/617 nm Ex / Em maxima in Gegenwart von DNA) und Calcein AM (494/517 nm Ex / Em maxima). </li><li> Wählen Sie die kleinste Vergrößerung des Mikroskops (zB 2.5X Objektiv) und aktivieren Sie den Digital - Imaging - System; beachten Sie die auf dem Computermonitor angezeigt Probe. </li><li> Überprüfen Sie Probe für zelluläre Funktionen von Interesse. </li><li> Wählen Sie die gewünschte Mikroskopvergrößerung und Bilder aufzunehmen, Imaging-Software. </li><li> Speichern von Dateien in entweder nativ Mikroskop - Dateiformat oder ein unkomprimiertes Dateiformat (zB * .raw, * .tif). </li></ol></li><li> Imaging zytologische Stains <ol><li> Mit einem Standard-Laborhellfeldmikroskop ohne Filter, mit einer digitalen Farbkamera ausgestattet ist, mit einem Computer verbunden Software eine Bildaufnahme ausgeführt wird. </li><li> Platz und Schloss Glasträger (aus Schritt 4.2.8) auf Mikroskoptisch. Rehydrieren Probe mit 100% Ethanol je nach Bedarf über den gesamten Abbildungsverfahren. </li><li> Wählen Sie die kleinste Vergrößerung des Mikroskops (zB 2.5X Objektiv) und aktivieren the Digital-Imaging-System; beachten Sie die auf dem Computermonitor angezeigt Probe. </li><li> Stellen Sie sicher, Zellsammlung ist entweder mit X oder Y-Achse des Mikroskoptisch Steuerung ausgerichtet. Stellen Sie, wenn nötig, durch das Deckglas zu entfernen und durch Drehen der Probe mit einer Pipettenspitze oder mit einer Pinzette. </li><li> Unter Verwendung der Imaging-Software, Capture-Bild (er) der gesamten Probe mit dem niedrigsten Mikroskopvergrößerung. </li><li> Wechseln Sie zu moderaten Mikroskopvergrößerung (zB 10 - 20fach - Objektiv) und justieren Mikroskop Lichtquelle und Software Abbildungsparameter (Belichtung, Kontrast, Weißabgleich, etc.), und deaktivieren Sie die automatische Software Metering. Speichern Sie diese Einstellungen für die zukünftige Verwendung. </li><li> Bestimmen Sie Anfangs- und Endpunkte von Scan (zB oben links und unten rechts Ecken der Zellsammlung). </li><li> Unter Verwendung der Imaging-Software, Capture-Bild (er) der gesamten Zelle Sammelbereich innerhalb der Anfangs- und Endpunkte. Stellen Sie sicher, 20% von Seite zu Seite und von oben nach unten überlappen between alle benachbarten Bildern. </li><li> Speichern von Dateien mit dem nativen Mikroskop - Dateiformat oder ein unkomprimiertes Dateiformat (zB * .raw, * .tif). </li><li> Generieren endgültige Panoramabild mit automatisierten Stitching - Software der Wahl (zB Adobe Photoshop Elements). Verwenden Sie Referenzbilder im Schritt genommen 5.2.5), um die Genauigkeit der automatischen Heften im endgültigen Bild zu bestätigen. </li></ol></li></ol>

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The authors have no relevant funding or conflicts to disclose.

Impressionszytologie wird typischerweise auf der bulbären Bindehaut durchgeführt, gemischte Celluloseestermembranen. Proben werden aus Schüttgut Blätter zugeschnitten, sterilisiert, aufgetragen und von der Oberfläche entfernt konjunktivale mit einer Pinzette. Unter Verwendung der gleichen Membranmaterial, ein kolbengesteuertes wurde IC - Vorrichtung vor kurzem entwickelt , um die Oberflächengeometrie der bulbären Bindehaut zu entsprechen, und aufrechtzuerhalten konsistente Druck zwischen Anwendungen 13.</sup...

Der menschliche Oberlid führt rund 10.000 blinkt täglich 1, mit nur 1 - 2 mm schmaler konjunktivaler Region die Augapfels zu widersetzen . Aufgrund seiner Wischbewegung während des Blink, dieser Teil der Lidrand hat den &quot;Deckel Wischer&quot; Bereich 2 bezeichnet worden. Es wird angenommen, dass die Reibung in diesem Bereich während der gewöhnlichen Blinzeln erhöht wird, aufgrund der Deckel über der Kugel Abwischen. Dies kann eine wichtige Rolle in der Augen Komfort spielen. Kontaktlinsenträger insbesondere Erfahrung Augenbeschwerden und dies ist einer der Hauptgründe für Aufhören Linse 3 tragen. Wenn eine Kontaktlinse auf dem Auge platziert ist, ist der Reibungskoeffizient zwischen dem Linsenmaterial und der Augenoberfläche sich gezeigt , 4 zu ändern. Es gibt Hinweise darauf , dass Trockenheit Symptome auf diese veränderte Reibung 2,5,6 zusammenhängen könnte. Dieser Verein kann auch in klinisch beobachtbaren Phänomenen reflektiert werden, insbesondere Deckel wipro Epitheliopathie (LWE), auch oberen Lidrand - Färbung (ULMS) 6 genannt. LWE ist ein frühes Zeichen der Augenreizung und ein potentieller Prädiktor für trockene Augenkrankheit. Es wird beobachtet, und durch die Vitalfärbung der oberen und unteren Deckelrandbereichen gemessen. Während dieses Grading - System 2 und ihrer klinischen Gültigkeit (dh Korrelation mit subjektiven Symptomen) noch immer umstritten sind, bleibt Augenbeschwerden ein Rätsel für Kliniker und Wissenschaftler gleichermaßen und, was am wichtigsten ist , eine Unannehmlichkeit für den Patienten. Bis heute ist wenig über klinisch relevanten Veränderungen in der (Teil-) Zelluläre Anatomie und Physiologie des Bereichs Deckel Wischer bekannt 7 und lediglich ein Bericht macht Gebrauch von zytologischen Methoden 8. Impression Zytologie (IC) ist seit mehr als 40 Jahren beschäftigt Zellen aus der epithelialen Oberfläche des Bulbus oder Tarsalbindehaut durch Anwendung einer 9,10 Membran zu sammeln. Nach dem Entfernen erfahren die anhaftenden Zellen cytological Färbung und mikroskopische Bildgebung. Aufgrund der anatomischen und zellulären Unterschiede im Deckel Wischbereich erfordert diese Technik Optimierung.

<table><tbody><tr><td>Alcian Blue, 1% in 3% Acetic Acid</td><td>Sigma</td><td>B8438-250ML</td><td></td></tr><tr><td>Hematoxylin, Gill 1</td><td>Sigma</td><td>GHS116-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Papanicolaou stain, OG-6</td><td>Sigma</td><td>HT40116-500 ml</td><td></td></tr><tr><td>Papanicolaou stain, Modified EA</td><td>Sigma</td><td>HT40232-1L</td><td></td></tr><tr><td>Live/Dead Viability/Cytotoxicity Kit</td><td>Life Technologies</td><td>L-3224</td><td>contains ethidium homodimer-1 and Calcein AM dyes</td></tr><tr><td>Alcaine (0.5% proparacaine hydrochloride)</td><td>Alcon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Millicell Cell Culture Insert, 12&amp;nbsp;mm, hydrophilic PTFE, 0.4&amp;nbsp;&amp;micro;m</td><td>EMD Millipore</td><td>PICM01250&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>35 mm Glass Bottom Dishes</td><td>MatTek Corporation</td><td>P35G-0-20-C</td><td></td></tr></tbody></table>

impression cytology of the lid wiper area

Few reports on the cellular anatomy of the lid wiper (LW) area of the inner eyelid exist and only one report makes use of cytological methods. The optimization of a method of collecting, staining and imaging cells from the LW region using impression cytology (IC) is described in this study. Cells are collected from the inner surface of the upper eyelid of human subjects using hydrophilic polytetrafluoroethylene (PTFE) membranes, and stained with cytological dyes to reveal the presence of goblet cells, mucins, cell nuclei and various degrees of pre- and para-keratinization. Immunocytochemical dyes show cell esterase activity and compromised cell membranes by the use of a confocal scanning laser microscope. Up to 100 microscopic digital images are captured for each sample and stitched into a high-resolution, large scale image of the entire IC span. We demonstrate a higher sensitivity of IC than reported before, appropriate for identifying cellular morphologies and metabolic activity in the LW area. To our knowledge, this is the first time this selection of fluorescent dyes was used to image LW IC membranes. This protocol will be effective in future studies to reveal undocumented details of the LW area, such as assessing cellular particularities of contact lens wearers or patients with dry eye or lid wiper epitheliopathy.

Die Zellkulturmembran über den Kunststoffhalter aufgespannt ist ein praktisches Werkzeug für Handheld-Sammlung von Epithelzellen aus dem Deckel Wischer Konjunktiven. Dieses Verfahren eliminiert die Notwendigkeit für zusätzliche sterilisierten Instrumente typischerweise verwendet zur Vorbereitung und IC Membranen verarbeiten. 1 ist die IC des Deckels Wischbereich stellt einen Zellkultureinsatz verwendet wird . Wir optimiert zwei verschiedenen Färbungsprotokolle, die ...

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Impression Cytology of the Lid Wiper Area

We collected, stained and imaged cells from the conjunctiva of the inner eyelid margin of human subjects. By characterizing cell morphology and metabolic activity, this method may further our understanding of dry eye and the role that friction between the ocular surfaces may play in perceiving ocular discomfort.

Impressionszytologie des Deckels Wiper Bereich

Few reports on the cellular anatomy of the lid wiper (LW) area of the inner eyelid exist and only one report makes use of cytological methods. The ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

10.4K Aufrufe.  University of Waterloo. We collected, stained and imaged cells from the conjunctiva of the inner eyelid margin of human subjects. By characterizing cell morphology and metabolic activity, this method may further our understanding of dry eye and the role that friction between the ocular surfaces may play in perceiving ocular discomfort. 

Serie: Impression Cytology of the Lid Wiper Area

Automated Multiplex Immunofluorescence Panel for Immuno-oncology Studies on Formalin-fixed Carcinoma Tissue Specimens

Continued developments in immuno-oncology require an increased understanding of the mechanisms of cancer immunology. The immunoprofiling analysis of tissue samples from formalin-fixed, paraffin-embedded (FFPE) biopsies has become a key tool for understanding the complexity of tumor immunology and discovering novel predictive biomarkers for cancer immunotherapy. Immunoprofiling analysis of tissues requires the evaluation of combined markers, including inflammatory cell subpopulations and immune checkpoints, in the tumor microenvironment. The advent of novel multiplex immunohistochemical methods allows for a more efficient multiparametric analysis of single tissue sections than does standard monoplex immunohistochemistry (IHC). One commercially available multiplex immunofluorescence (IF) method is based on tyramide-signal amplification and, combined with multispectral microscopic analysis, allows for a better signal separation of diverse markers in tissue. This methodology is compatible with the use of unconjugated primary antibodies that have been optimized for standard IHC on FFPE tissue samples. Herein we describe in detail an automated protocol that allows multiplex IF labeling of carcinoma tissue samples with a six-marker multiplex antibody panel comprising PD-L1, PD-1, CD68, CD8, Ki-67, and AE1/AE3 cytokeratins with 4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole as a nuclear cell counterstain. The multiplex panel protocol is optimized in an automated IHC stainer for a staining time that is shorter than that of the manual protocol and can be directly applied and adapted by any laboratory investigator for immuno-oncology studies on human FFPE tissue samples. Also described are several controls and tools, including a drop-control method for fine quality control of a new multiplex IF panel, that are useful for the optimization and validation of the technique.

A detailed protocol for a six-marker multiplex immunofluorescence panel is optimized and performed, using an automated stainer for more consistent results and a shorter procedure time. This approach can be directly adapted by any laboratory for immuno-oncology studies.

Automatisierte Multiplex Immunfluoreszenz Panel für Immuno-Onkologie-Studien auf Formalin fixiert Karzinom Gewebeproben

Continued developments in immuno-oncology require an increased understanding of the mechanisms of cancer immunology. The immunoprofiling analysis of ...

Forschung

Krebsforschung

Live Imaging of the Ependymal Cilia in the Lateral Ventricles of the Mouse Brain

Multiciliated ependymal cells line the ventricles in the adult brain. Abnormal function or structure of ependymal cilia is associated with various neurological deficits. The current ex vivo live imaging of motile ependymal cilia technique allows for a detailed study of ciliary dynamics following several steps. These steps include: mice euthanasia with carbon dioxide according to protocols of The University of Toledo&#8217;s Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC); craniectomy followed by brain removal and sagittal brain dissection with a vibratome or sharp blade to obtain very thin sections through the brain lateral ventricles, where the ependymal cilia can be visualized. Incubation of the brain&#8217;s slices in a customized glass-bottom plate containing Dulbecco&#8217;s Modified Eagle&#8217;s Medium (DMEM)/High-Glucose at 37 &#176;C in the presence of 95%/5% O2/CO2 mixture is essential to keep the tissue alive during the experiment. A video of the cilia beating is then recorded using a high-resolution differential interference contrast microscope. The video is then analyzed frame by frame to calculate the ciliary beating frequency. This allows distinct classification of the ependymal cells into three categories or types based on their ciliary beating frequency and angle. Furthermore, this technique allows the use of high-speed fluorescence imaging analysis to characterize the unique intracellular calcium oscillation properties of ependymal cells as well as the effect of pharmacological agents on the calcium oscillations and the ciliary beating frequency. In addition, this technique is suitable for immunofluorescence imaging for ciliary structure and ciliary protein localization studies. This is particularly important in disease diagnosis and phenotype studies. The main limitation of the technique is attributed to the decrease in live motile cilia movement as the brain tissue starts to die.

Using high-resolution differential interference contrast (DIC) microscopy, an ex vivo observation of the beating of motile ependymal cilia located within the mouse brain ventricles is demonstrated by live-imaging. The technique allows a recording of the unique ciliary beating frequency and beating angle as well as their intracellular calcium oscillation pacing properties.

Live-Imaging des Ependymale Cilia in der Seitenventrikel des Maus-Gehirn-

Multiciliated ependymal cells line the ventricles in the adult brain. Abnormal function or structure of ependymal cilia is associated with various ...

Neurowissenschaften

Observation of the Ciliary Movement of Choroid Plexus Epithelial Cells Ex Vivo

The choroid plexus is located in the ventricular wall of the brain, the main function of which is believed to be production of cerebrospinal fluid. Choroid plexus epithelial cells (CPECs) covering the surface of choroid plexus tissue harbor multiple unique cilia, but most of the functions of these cilia remain to be investigated. To uncover the function of CPEC cilia with particular reference to their motility, an ex vivo observation system was developed to monitor ciliary motility during embryonic, perinatal and postnatal periods. The choroid plexus was dissected out of the brain ventricle and observed under a video-enhanced contrast microscope equipped with differential interference contrast optics. Under this condition, a simple and quantitative method was developed to analyze the motile profiles of CPEC cilia for several hours ex vivo. Next, the morphological changes of cilia during development were observed by scanning electron microscopy to elucidate the relationship between the morphological maturity of cilia and motility. Interestingly, this method could delineate changes in the number and length of cilia, which peaked at postnatal day (P) 2, while the beating frequency reached a maximum at P10, followed by abrupt cessation at P14. These techniques will enable elucidation of the functions of cilia in various tissues. While related techniques have been published in a previous report1, the current study focuses on detailed techniques to observe the motility and morphology of CPEC cilia ex vivo.

Observation of the Ciliary Movement of Choroid Plexus Epithelial Cells Ex Vivo

In this study, a detailed light microscopic technique was optimized for real-time observation and analysis of the motion of CPEC cilia ex vivo together with an electron microscopic method for ultrastructural analysis.

Beobachtung der Flimmerbewegung von Plexus Epithelzellen<em&gt; Ex Vivo</em

The choroid plexus is located in the ventricular wall of the brain, the main function of which is believed to be production of cerebrospinal fluid. ...

Preparation and Morphological Analysis of Chick Cranial Neural Crest Cell Cultures

During vertebrate development, neural crest cells (NCCs) migrate extensively and differentiate into various cell types that contribute to structures like the craniofacial skeleton and the peripheral nervous system. While it is critical to understand NCC migration in the context of a 3D embryo, isolating migratory cells in 2D culture facilitates visualization and functional characterization, complementing embryonic studies. The present protocol demonstrates a method for isolating chick cranial neural folds to generate primary NCC cultures. Migratory NCCs emerge from neural fold explants plated onto a fibronectin-coated substrate. This results in dispersed, adherent NCC populations that can be assessed by staining and quantitative morphological analyses. This simplified culture approach is highly adaptable and can be combined with other techniques. For example, NCC emigration and migratory behaviors can be evaluated by time-lapse imaging or functionally queried by including inhibitors or experimental manipulations of gene expression (e.g., DNA, morpholino, or CRISPR electroporation). Because of its versatility, this method provides a powerful system for investigating cranial NCC development.

This versatile protocol describes the isolation of premigratory neural crest cells (NCCs) through the excision of cranial neural folds from chick embryos. Upon plating and incubation, migratory NCCs emerge from neural fold explants, allowing for assessment of cell morphology and migration in a simplified 2D environment.

Präparation und morphologische Analyse von Küken-Schädel-Neuralleistenzellkulturen

During vertebrate development, neural crest cells (NCCs) migrate extensively and differentiate into various cell types that contribute to structures like ...

Entwicklungsbiologie

Beurteilung der Plattenepithelneoplasie an der Augenoberfläche mit HR-OCT des vorderen Segments

Anterior High-Resolution Optical Coherence Tomography in the Diagnosis and Therapeutic Monitoring of Ocular Surface Squamous Neoplasia

Ocular surface squamous neoplasia (OSSN) is the most common tumor of the ocular surface, ranging from mild dysplasia to invasive squamous carcinoma. Traditionally, the diagnosis of OSSN relies on histopathological confirmation followed by a full-thickness biopsy. However, in the past two decades, the therapeutic approach to OSSN has shifted from surgical intervention to topical chemotherapy regimens in clinical settings. This shift emphasizes the need for less invasive or non-invasive methods to diagnose ocular surface pathologies. Among various imaging devices, commercially available high-resolution optical coherence tomography (HR-OCT) has emerged as a powerful tool for the characterization of OSSN. HR-OCT provides an in vivo, cross-sectional view of ocular surface lesions, offering an "optical biopsy" for OSSN with high sensitivity and specificity. It provides valuable information in differentiating intraepithelial or invasive OSSN from other benign lesions. Additionally, HR-OCT can be used to monitor the response to topical chemotherapy and to detect subclinical OSSN during follow-up visits. In this article, the scanning protocol for image acquisition is presented, and image interpretation for OSSN is outlined. This standardized, practical, and reproducible approach is recommended in clinical workflows and is expected to assist clinicians in the management of OSSN.

Autor im Rampenlicht: Anteriore HR-OCT als nicht-invasives Instrument zur Charakterisierung von Plattenepithelneoplasien an der Augenoberfläche

Anterior segment high-resolution optical coherence tomography (HR-OCT) is a promising non-invasive modality for the diagnosis and therapeutic evaluation of ocular surface squamous neoplasia (OSSN). Here, the system setup, scanning technique, and representative diagnostic results are presented.

Anteriore hochauflösende optische Kohärenztomographie in der Diagnostik und therapeutischen Überwachung von Plattenepithelneoplasien an der Augenoberfläche

Ocular surface squamous neoplasia (OSSN) is the most common tumor of the ocular surface, ranging from mild dysplasia to invasive squamous carcinoma. ...

Ingenieurwesen

A Non-invasive Way to Isolate and Phenotype Cells from the Conjunctiva

Traditionally, ocular surface cytology is studied with techniques such as spatula technology and brush technology. The problem with these techniques is that they may induce traumatic lesions on the surface of the eye, which can progress to scarring, eyelid deformity, limbal stem cell deficiency and in some cases, cause great discomfort to the subject. To avoid these clinical problems, impression cytology (IC) was developed to diagnose dry eye disease and later neoplasia, atopic disease, vernal keratoconjunctivitis and keratoconjunctivitis sicca. Typically, clinicians manually cut filter papers into required shapes and apply these to the ocular surface. Here, we describe how to perform IC using a commercially available medical device. This technique is explained here followed by immunophenotyping by flow cytometry. This technique requires less manual handling and causes less injury to the ocular surface.

The exposed normal ocular surface consists of cornea and conjunctiva. Epithelial cells, goblet cells and immune cells are present in the conjunctiva. Here, a non-invasive, technique of impression cytology is described using an impression cytology device and flow cytometry to analyze immune cells in the conjunctiva.

Ein nicht-invasiver Weg, um Zellen aus der Conjunctiva zu isolieren und zu phenotypen

Traditionally, ocular surface cytology is studied with techniques such as spatula technology and brush technology. The problem with these techniques is ...

Immunologie und Infektion

Nasal Brushing Sampling and Processing Using Digital High Speed Ciliary Videomicroscopy &ndash; Adaptation for the COVID-19 Pandemic

Primary Ciliary Dyskinesia (PCD) is a genetic motile ciliopathy, leading to significant otosinopulmonary disease. PCD diagnosis is often missed or delayed due to challenges with different diagnostic modalities. Ciliary videomicroscopy, using Digital High-Speed Videomicroscopy (DHSV), one of the diagnostic tools for PCD, is considered the optimal method to perform ciliary functional analysis (CFA), comprising of ciliary beat frequency (CBF) and beat pattern (CBP) analysis. However, DHSV lacks standardized, published operating procedure for processing and analyzing samples. It also uses living respiratory epithelium, a significant infection control issue during the COVID-19 pandemic. To continue providing a diagnostic service during this health crisis, the ciliary videomicroscopy protocol has been adapted to include adequate infection control measures.
Here, we describe a revised protocol for sampling and laboratory processing of ciliated respiratory samples, highlighting adaptations made to comply with COVID-19 infection control measures. Representative results of CFA from nasal brushing samples obtained from 16 healthy subjects, processed and analyzed according to this protocol, are described. We also illustrate the importance of obtaining and processing optimal quality epithelial ciliated strips, as samples not meeting quality selection criteria do now allow for CFA, potentially decreasing the diagnostic reliability and the efficiency of this technique.

Nasal Brushing Sampling and Processing Using Digital High Speed Ciliary Videomicroscopy &#8211; Adaptation for the COVID-19 Pandemic

To guarantee a successful and high-quality ciliary functional analysis for PCD diagnosis, a precise and careful method for respiratory epithelium sampling and processing is essential. To continue providing PCD diagnostic service during the COVID-19 pandemic, the ciliary videomicroscopy protocol has been updated to include appropriate infection control measures.

Probenahme und Verarbeitung von Nasenbürsten mittels digitaler Hochgeschwindigkeits-Ziliar-Videomikroskopie – Anpassung an die COVID-19-Pandemie

Primary Ciliary Dyskinesia (PCD) is a genetic motile ciliopathy, leading to significant otosinopulmonary disease. PCD diagnosis is often missed or delayed ...

Optimized Protocol for Retinal Wholemount Preparation for Imaging and Immunohistochemistry

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ring-supported hydrophilized PTFE membrane to provide structural support to both living and fixed tissue during immunohistochemical processing, which allows for the use of a variety of protocols that would otherwise cause damage to the tissue. First, this is demonstrated with bolus loading of fluorescent markers into living retinal tissue. This method allows for quick visualization of targeted structures, while the membrane support maintains tissue integrity during the injection and allows for easy transfer of the preparation for further imaging or processing.
Second, a procedure for antibody staining in tissue fixed with carbodiimide is described. Though paraformaldehyde fixation is more common, carbodiimide fixation provides a superior substrate for the visualization of synaptic proteins. A limitation of carbodiimide is that the resulting fixed tissue is relatively fragile; however, this is overcome with the use of the supporting membrane. Retinal tissue is used to demonstrate these techniques, but they may be applied to any fragile tissue.

The protocol described here is for structural assessment of a wholemount retinal preparation. This includes descriptions of tissue dissection, mounting onto a hydrophilized polytetrafluoroethylene (PTFE) membrane insert, bolus loading with fluorescent markers, and a comparison of fixation with carbodiimide and paraformaldehyde for immunohistochemical analysis of cellular and synaptic components.

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ...

Impressionszytologie des Deckels Wiper Bereich

Zusammenfassung

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Automatisierte Multiplex Immunfluoreszenz Panel für Immuno-Onkologie-Studien auf Formalin fixiert Karzinom Gewebeproben

Live-Imaging des Ependymale Cilia in der Seitenventrikel des Maus-Gehirn-

Beobachtung der Flimmerbewegung von Plexus Epithelzellen

Präparation und morphologische Analyse von Küken-Schädel-Neuralleistenzellkulturen

Anteriore hochauflösende optische Kohärenztomographie in der Diagnostik und therapeutischen Überwachung von Plattenepithelneoplasien an der Augenoberfläche

Anteriore hochauflösende optische Kohärenztomographie in der Diagnostik und therapeutischen Überwachung von Plattenepithelneoplasien an der Augenoberfläche

Anteriore hochauflösende optische Kohärenztomographie in der Diagnostik und therapeutischen Überwachung von Plattenepithelneoplasien an der Augenoberfläche

Ein nicht-invasiver Weg, um Zellen aus der Conjunctiva zu isolieren und zu phenotypen

Probenahme und Verarbeitung von Nasenbürsten mittels digitaler Hochgeschwindigkeits-Ziliar-Videomikroskopie – Anpassung an die COVID-19-Pandemie

Optimized Protocol for Retinal Wholemount Preparation for Imaging and Immunohistochemistry