Name: impression cytology of the lid wiper area
Uploaded: 2016-08-09T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 1 s
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We would like to acknowledge our colleague Dr. Jalaiah Varikooty who provided insight and expertise on the topic of the lid wiper, that greatly assisted this research.

Etica dichiarazione: prima di raccogliere le cellule da soggetti umani, consenso informato e l&#39;approvazione etica deve essere ottenuto. 1. Preparare Stain NOTA: Preparare macchia il giorno dell&#39;esperimento. <ol><li> Aggiungere 5 ml di etidio (o 4 micron) e 5 ml calceina AM (o 4 micron) a 2,5 ml di tampone fosfato salino (PBS) in 15 ml provetta da centrifuga; mescolare. Avvolgere in un foglio di alluminio per proteggere dalla luce e conservare a temperatura ambiente fino al momento dell&#39;uso. </li></ol> 2. Le cellule Raccogliere <ol><li> Rimuovere gli inserti colture cellulari dalla loro confezione e un&#39;etichetta per ogni palpebra da campionare. Mark orientamento della raccolta delle cellule sul lato del supporto in plastica a membrana usando pennarello indelebile. Comportamento fessura ispezione lampada con ingrandimento moderata (circa 20X) per confermare appropriata la salute della regione a subire IC. </li><li> Erogare una goccia di anestetico topico (0,5% proparacaina cloridrato) nel sacco congiuntivale inferiore each occhio e istruire partecipante di tenere gli occhi chiusi per un minuto. </li><li> Evert superiore palpebra e tenere in posizione dalle ciglia; evitare il contatto con l&#39;area coperchio tergicristallo. Optional: l&#39;aiuto di un investigatore secondaria può essere richiesto di eseguire questo passaggio. </li><li> Applicare membrana perpendicolarmente sulla parte centrale della regione tergicristallo coperchio con pressione minima. </li><li> Tenere membrana in posizione per 3-5 secondi. Osservare la membrana diventare trasparente nella zona di contatto. A questo punto, rimuovere delicatamente la membrana e permettere il coperchio del partecipante a &quot;flip&quot; al suo posto. </li><li> applicare prontamente una goccia di PBS al campione, per evitare che si secchi. Membrane diventerà traslucida e non deve girare opaco in qualsiasi momento, come indica essiccazione. Avere l&#39;investigatore secondaria a procedere immediatamente con l&#39;elaborazione di campioni (sezione 3). </li><li> Condurre controllo occhio finale per garantire l&#39;integrità della congiuntiva. Dispensare lubrificanti oculari e istruire partecipanteper evitare di strofinare gli occhi fino a effetto anestetico svanisce (circa 15 min.). </li></ol> Processing 3. Campione <ol><li> Utilizzando micro-forbici, tagliare la membrana a metà (la metà per ciascuna delle analisi a valle), perpendicolarmente attraverso il centro della raccolta delle cellule. Tagliare lungo il margine esterno di una metà membrana per separarlo dal supporto di plastica; evitare l&#39;interazione con le cellule raccolte sulla membrana, tra cui quella che la membrana non si piega su se stesso. </li><li> Fissare la membrana con una pinzetta prima completamente staccando dal titolare. Posizionare la membrana in etichetta provetta 2 ml contenente 500 ml di 95% (v / v) di etanolo e lasciare a fissare per un minimo di 20 minuti ad un massimo di 2 ore prima della trasformazione (paragrafo 4.2). </li><li> Immediatamente separata seconda metà di membrana (come descritto nella sezione 3.2) e prontamente procedere con la sezione 4.1. </li></ol> La colorazione 4. Campione <ol><li> Immunocytochemical colorazione <ol><li> Posizionare con cura la membrana su 35 mm fondo piatto cultura di vetro con il lato rivolto verso il basso di raccolta; garantire membrana è piatta. </li><li> Pipettare 20 ml di composizione macchia immunocitochimica assemblato nella sezione 1 a membrana. Se riccioli campione, usare puntali monouso per appiattire con attenzione la membrana spingendo i bordi verso il basso. Evitare il contatto con le zone di raccolta delle cellule. </li><li> coprire delicatamente la membrana con copertura in vetro antiscivolo. Evitare movimenti inutili di campione. Coprire con coperchio e sigillare con lab-pellicola intorno ai bordi. Non ostruire la trasparenza di piatto (in alto e in basso) e la visibilità del campione. Etichetta con pennarello laboratorio. </li><li> Immediatamente procedere con l&#39;imaging (paragrafo 5.1), poi tornare alla sezione 4.2 per continuare con colorazione citologica dell&#39;altra metà della membrana. </li></ol></li><li> citologico colorazione <ol><li> Gradualmente idratare membrana aggiungendo lentamente 500 ml di acqua distillata al tubo used per la fissazione nella sezione 3.4. Aspirare il contenuto più volte in punta della pipetta per mescolare, quindi rimuovere il contenuto. </li><li> Aggiungere 500 ml di acqua distillata. Lasciate riposare per qualche secondo, quindi rimuovere. Aggiungere 500 ml di alcian blu e lasciar riposare per 3 min. Rimuovere macchie ed eseguire 3 consecutivi acqua distillata 500 microlitri risciacqui o fino a quando il liquido risciacqua chiaro. </li><li> Aggiungere 500 ml di Hematoxylin # 1 macchia e lasciare per 3 min. Rimuovere macchie e di eseguire tre consecutivi 500 microlitri risciacqui acqua distillata o fino a quando il liquido risciacqua chiaro. Disidratare (inverso del paragrafo 4.2.1) aspirando il liquido chiaro. </li><li> Aggiungere 500 ml di Papanicolaou OG 6-macchia e lasciare per 3 min. Rimuovere macchie ed eseguire una 500 microlitri 95% (v / v) etanolo risciacquo. </li><li> Aggiungere 500 ml di Papanicolaou EA-65 macchia e lasciare per 3 min. Rimuovere macchia ed eseguire 3 consecutivi 500 microlitri 95% (v / v) di etanolo risciacqua. </li><li> Completamente disidratano utilizzando tre consecutivi 500 microlitri 100% risciacqui etanolo. utilizzando tweEzers, rimuovere il campione dalla soluzione; evitare le zone di raccolta delle cellule commoventi. </li><li> Posizionare la membrana sul vetrino; assicurare che la linea di raccolta delle cellule è parallelo o perpendicolare scorrere margine per facilitare l&#39;allineamento durante l&#39;imaging. </li><li> Applicare una goccia di 100% di etanolo e coprire con slip in vetro. Immediatamente procedere con l&#39;imaging (paragrafo 5.2). </li></ol></li></ol> Imaging 5. Campione <ol><li> Imaging fluorescenti immunocitochimiche Macchie <ol><li> Utilizzare un microscopio confocale a scansione laser (CLSM) 11 o microscopio a fluorescenza 12, dotato di una fotocamera digitale a colori, collegato a un computer che esegue un software di acquisizione delle immagini. Grazie ai campioni essendo contenuto all&#39;interno piastre di coltura, un microscopio invertito può essere necessario. </li><li> Impostare microscopio 11,12 secondo assorbimento ed emissione spettri di etidio omodimero-1 (528/617 nm maxima Ex / Em in presenza di DNA) e calceina AM (494/517 nm Ex / Em maxima). </li><li> Selezionare l&#39;ingrandimento più basso del microscopio (ad esempio, oggettiva 2.5X) e attivare il sistema di imaging digitale; osservare il campione visualizzata sul monitor del computer. </li><li> Controllare campione per le caratteristiche cellulari di interesse. </li><li> Selezionare l&#39;ingrandimento del microscopio desiderato e di acquisire le immagini utilizzando il software di imaging. </li><li> Salvare i file sia in formato di file microscopio nativo o un formato di file non compresso (ad esempio, * .raw, * .tiff). </li></ol></li><li> Imaging citologico Macchie <ol><li> Utilizzare un microscopio standard di laboratorio in campo chiaro senza filtri, dotato di una fotocamera digitale a colori, collegato a un computer che esegue un software di acquisizione delle immagini. </li><li> Luogo e vetrino di blocco (dal punto 4.2.8) sul palco microscopio. Reidratare campione con 100% di etanolo come necessario, durante l&#39;intera procedura di imaging. </li><li> Selezionare l&#39;ingrandimento più basso del microscopio (ad esempio, oggettiva 2.5X) e attivare °sistema di imaging digitale e; osservare il campione visualizzata sul monitor del computer. </li><li> raccolta delle cellule Garantire è allineato con entrambi gli assi X o Y del controllo palco microscopio. Regolare, se necessario, rimuovendo il vetrino e ruotando il campione con un puntale o di una pinzetta. </li><li> Utilizzando il software di imaging, cattura di immagini (s) dell&#39;intero campione con il più basso di ingrandimento del microscopio. </li><li> Passare a un ingrandimento al microscopio moderata (ad esempio, 10 - 20X obiettivo) e regolare fonte di luce microscopio e parametri di imaging software (esposizione, contrasto, bilanciamento del bianco, ecc), e disabilitare il controllo del software automatizzato. Salvare queste impostazioni per un utilizzo futuro. </li><li> Determinare inizio e fine i punti di scansione (ad esempio, in alto a sinistra e angoli basso a destra della raccolta delle cellule). </li><li> Utilizzando il software di imaging, cattura di immagini (s) di tutta l&#39;area di raccolta delle cellule all&#39;interno dei punti iniziale e finale. Garantire un 20% side-to-side e top-to-bottom sovrapposizione between tutte le immagini adiacenti. </li><li> Salvare i file utilizzando il formato di file nativo del microscopio o un formato di file non compresso (ad esempio, * .raw, * .tiff). </li><li> Genera immagine panoramica finale utilizzando software automatici di cucitura di scelta (ad esempio, Adobe Photoshop Elements). Utilizzare immagini di riferimento prese a passo 5.2.5) per confermare l&#39;accuratezza delle cuciture automatizzata nell&#39;immagine finale. </li></ol></li></ol>

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The authors have no relevant funding or conflicts to disclose.

Citologia ad impressione viene in genere eseguita sulla congiuntiva bulbare, utilizzando cellulosa misto membrane estere. I campioni sono tagliati a misura da fogli di materiale alla rinfusa, sterilizzati, applicati e rimossi dalla superficie congiuntivale con pinze. Utilizzando lo stesso materiale della membrana, un dispositivo IC pistone controllato è stato recentemente progettato per abbinare la geometria della superficie della congiuntiva bulbare, e mantenere la pressione costante tra le applicazioni 13....

La palpebra superiore umano esegue circa 10.000 lampeggia ogni giorno 1, con appena un 1 - regione congiuntivale due millimetri stretta opposti del globo oculare. Grazie al suo moto di pulitura durante il lampeggio, questa porzione del margine coperchio è stata definita la regione &quot;coperchio tergicristallo&quot; 2. Si presume che l&#39;attrito aumenta in questa regione durante lampeggiamento abituale, grazie al coperchio pulire il mondo. Questo può svolgere un ruolo significativo in termini di comfort oculare. Di lenti a contatto, in particolare, l&#39;esperienza disagio oculare e questo è uno dei motivi principali per cessare l&#39;obiettivo di usura 3. Quando una lente a contatto è posto sugli occhi, il coefficiente di attrito tra il materiale della lente e la superficie oculare ha dimostrato di cambiare 4. Ci sono prove che suggeriscono che i sintomi di secchezza potrebbero essere correlati a questo attrito alterato 2,5,6. Questa associazione può anche tradursi in fenomeni osservabili clinicamente, in particolare coperchio wiper epiteliopatia (LWE), chiamato anche palpebra superiore margine di colorazione (ULMs) 6. LWE è un segno precoce di irritazione oculare e un potenziale fattore predittivo per la malattia dell&#39;occhio secco. Si è osservato e misurato dalla colorazione vitale delle regioni margine coperchio superiore e inferiore. Anche se questo sistema di classificazione 2 e la sua validità clinica (ad esempio, la correlazione con i sintomi soggettivi) sono ancora in discussione, fastidio oculare rimane un enigma per i medici e gli scienziati allo stesso modo e, soprattutto, un inconveniente per i pazienti. Ad oggi, poco si sa circa le variazioni clinicamente rilevanti nel (sotto) l&#39;anatomia e la fisiologia cellulare del coperchio zona tergicristallo 7 e un solo rapporto fa uso di metodi citologici 8. Citologia ad impressione (IC) è stato impiegato per più di 40 anni per raccogliere le cellule dalla superficie epiteliale del bulbare o congiuntiva tarsale mediante l&#39;applicazione di una membrana 9,10. Dopo la rimozione, le cellule aderenti subiscono ccolorazione ytological e di imaging microscopico. A causa delle differenze anatomiche e cellulari della regione tergicristallo coperchio, questa tecnica richiede l&#39;ottimizzazione.

<table><tbody><tr><td>Alcian Blue, 1% in 3% Acetic Acid</td><td>Sigma</td><td>B8438-250ML</td><td></td></tr><tr><td>Hematoxylin, Gill 1</td><td>Sigma</td><td>GHS116-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Papanicolaou stain, OG-6</td><td>Sigma</td><td>HT40116-500 ml</td><td></td></tr><tr><td>Papanicolaou stain, Modified EA</td><td>Sigma</td><td>HT40232-1L</td><td></td></tr><tr><td>Live/Dead Viability/Cytotoxicity Kit</td><td>Life Technologies</td><td>L-3224</td><td>contains ethidium homodimer-1 and Calcein AM dyes</td></tr><tr><td>Alcaine (0.5% proparacaine hydrochloride)</td><td>Alcon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Millicell Cell Culture Insert, 12&amp;nbsp;mm, hydrophilic PTFE, 0.4&amp;nbsp;&amp;micro;m</td><td>EMD Millipore</td><td>PICM01250&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>35 mm Glass Bottom Dishes</td><td>MatTek Corporation</td><td>P35G-0-20-C</td><td></td></tr></tbody></table>

impression cytology of the lid wiper area

Few reports on the cellular anatomy of the lid wiper (LW) area of the inner eyelid exist and only one report makes use of cytological methods. The optimization of a method of collecting, staining and imaging cells from the LW region using impression cytology (IC) is described in this study. Cells are collected from the inner surface of the upper eyelid of human subjects using hydrophilic polytetrafluoroethylene (PTFE) membranes, and stained with cytological dyes to reveal the presence of goblet cells, mucins, cell nuclei and various degrees of pre- and para-keratinization. Immunocytochemical dyes show cell esterase activity and compromised cell membranes by the use of a confocal scanning laser microscope. Up to 100 microscopic digital images are captured for each sample and stitched into a high-resolution, large scale image of the entire IC span. We demonstrate a higher sensitivity of IC than reported before, appropriate for identifying cellular morphologies and metabolic activity in the LW area. To our knowledge, this is the first time this selection of fluorescent dyes was used to image LW IC membranes. This protocol will be effective in future studies to reveal undocumented details of the LW area, such as assessing cellular particularities of contact lens wearers or patients with dry eye or lid wiper epitheliopathy.

La membrana coltura cellulare attraversato tutto il supporto di plastica è un comodo strumento per la raccolta portatile delle cellule epiteliali della congiuntiva coperchio tergicristallo. Questo metodo elimina la necessità di strumenti sterilizzati supplementari tipicamente usati per preparare e gestire membrane IC. Figura 1 illustra la IC dell&#39;area tergicristallo coperchio usando un inserto di coltura cellulare. Abbiamo ottimizzato due diversi protocolli di colo...

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Impression Cytology of the Lid Wiper Area

We collected, stained and imaged cells from the conjunctiva of the inner eyelid margin of human subjects. By characterizing cell morphology and metabolic activity, this method may further our understanding of dry eye and the role that friction between the ocular surfaces may play in perceiving ocular discomfort.

Citologia ad impressione del coperchio Area Wiper

Few reports on the cellular anatomy of the lid wiper (LW) area of the inner eyelid exist and only one report makes use of cytological methods. The ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

10.4K Views.  University of Waterloo. We collected, stained and imaged cells from the conjunctiva of the inner eyelid margin of human subjects. By characterizing cell morphology and metabolic activity, this method may further our understanding of dry eye and the role that friction between the ocular surfaces may play in perceiving ocular discomfort. 

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Automated Multiplex Immunofluorescence Panel for Immuno-oncology Studies on Formalin-fixed Carcinoma Tissue Specimens

Continued developments in immuno-oncology require an increased understanding of the mechanisms of cancer immunology. The immunoprofiling analysis of tissue samples from formalin-fixed, paraffin-embedded (FFPE) biopsies has become a key tool for understanding the complexity of tumor immunology and discovering novel predictive biomarkers for cancer immunotherapy. Immunoprofiling analysis of tissues requires the evaluation of combined markers, including inflammatory cell subpopulations and immune checkpoints, in the tumor microenvironment. The advent of novel multiplex immunohistochemical methods allows for a more efficient multiparametric analysis of single tissue sections than does standard monoplex immunohistochemistry (IHC). One commercially available multiplex immunofluorescence (IF) method is based on tyramide-signal amplification and, combined with multispectral microscopic analysis, allows for a better signal separation of diverse markers in tissue. This methodology is compatible with the use of unconjugated primary antibodies that have been optimized for standard IHC on FFPE tissue samples. Herein we describe in detail an automated protocol that allows multiplex IF labeling of carcinoma tissue samples with a six-marker multiplex antibody panel comprising PD-L1, PD-1, CD68, CD8, Ki-67, and AE1/AE3 cytokeratins with 4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole as a nuclear cell counterstain. The multiplex panel protocol is optimized in an automated IHC stainer for a staining time that is shorter than that of the manual protocol and can be directly applied and adapted by any laboratory investigator for immuno-oncology studies on human FFPE tissue samples. Also described are several controls and tools, including a drop-control method for fine quality control of a new multiplex IF panel, that are useful for the optimization and validation of the technique.

A detailed protocol for a six-marker multiplex immunofluorescence panel is optimized and performed, using an automated stainer for more consistent results and a shorter procedure time. This approach can be directly adapted by any laboratory for immuno-oncology studies.

Pannello di immunofluorescenza Multiplex automatizzato per gli studi di Immuno-oncologia su campioni di tessuto in formalina Carcinoma

Continued developments in immuno-oncology require an increased understanding of the mechanisms of cancer immunology. The immunoprofiling analysis of ...

Ricerca

Ricerca sul cancro

Live Imaging of the Ependymal Cilia in the Lateral Ventricles of the Mouse Brain

Multiciliated ependymal cells line the ventricles in the adult brain. Abnormal function or structure of ependymal cilia is associated with various neurological deficits. The current ex vivo live imaging of motile ependymal cilia technique allows for a detailed study of ciliary dynamics following several steps. These steps include: mice euthanasia with carbon dioxide according to protocols of The University of Toledo&#8217;s Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC); craniectomy followed by brain removal and sagittal brain dissection with a vibratome or sharp blade to obtain very thin sections through the brain lateral ventricles, where the ependymal cilia can be visualized. Incubation of the brain&#8217;s slices in a customized glass-bottom plate containing Dulbecco&#8217;s Modified Eagle&#8217;s Medium (DMEM)/High-Glucose at 37 &#176;C in the presence of 95%/5% O2/CO2 mixture is essential to keep the tissue alive during the experiment. A video of the cilia beating is then recorded using a high-resolution differential interference contrast microscope. The video is then analyzed frame by frame to calculate the ciliary beating frequency. This allows distinct classification of the ependymal cells into three categories or types based on their ciliary beating frequency and angle. Furthermore, this technique allows the use of high-speed fluorescence imaging analysis to characterize the unique intracellular calcium oscillation properties of ependymal cells as well as the effect of pharmacological agents on the calcium oscillations and the ciliary beating frequency. In addition, this technique is suitable for immunofluorescence imaging for ciliary structure and ciliary protein localization studies. This is particularly important in disease diagnosis and phenotype studies. The main limitation of the technique is attributed to the decrease in live motile cilia movement as the brain tissue starts to die.

Using high-resolution differential interference contrast (DIC) microscopy, an ex vivo observation of the beating of motile ependymal cilia located within the mouse brain ventricles is demonstrated by live-imaging. The technique allows a recording of the unique ciliary beating frequency and beating angle as well as their intracellular calcium oscillation pacing properties.

Immagini dal vivo del ependimale Cilia nei ventricoli laterali del cervello di topo

Multiciliated ependymal cells line the ventricles in the adult brain. Abnormal function or structure of ependymal cilia is associated with various ...

Neuroscienze

Observation of the Ciliary Movement of Choroid Plexus Epithelial Cells Ex Vivo

The choroid plexus is located in the ventricular wall of the brain, the main function of which is believed to be production of cerebrospinal fluid. Choroid plexus epithelial cells (CPECs) covering the surface of choroid plexus tissue harbor multiple unique cilia, but most of the functions of these cilia remain to be investigated. To uncover the function of CPEC cilia with particular reference to their motility, an ex vivo observation system was developed to monitor ciliary motility during embryonic, perinatal and postnatal periods. The choroid plexus was dissected out of the brain ventricle and observed under a video-enhanced contrast microscope equipped with differential interference contrast optics. Under this condition, a simple and quantitative method was developed to analyze the motile profiles of CPEC cilia for several hours ex vivo. Next, the morphological changes of cilia during development were observed by scanning electron microscopy to elucidate the relationship between the morphological maturity of cilia and motility. Interestingly, this method could delineate changes in the number and length of cilia, which peaked at postnatal day (P) 2, while the beating frequency reached a maximum at P10, followed by abrupt cessation at P14. These techniques will enable elucidation of the functions of cilia in various tissues. While related techniques have been published in a previous report1, the current study focuses on detailed techniques to observe the motility and morphology of CPEC cilia ex vivo.

Observation of the Ciliary Movement of Choroid Plexus Epithelial Cells Ex Vivo

In this study, a detailed light microscopic technique was optimized for real-time observation and analysis of the motion of CPEC cilia ex vivo together with an electron microscopic method for ultrastructural analysis.

L&#39;osservazione del movimento ciliare delle cellule epiteliali del plesso coroide<em&gt; Ex Vivo</em

The choroid plexus is located in the ventricular wall of the brain, the main function of which is believed to be production of cerebrospinal fluid. ...

Preparation and Morphological Analysis of Chick Cranial Neural Crest Cell Cultures

During vertebrate development, neural crest cells (NCCs) migrate extensively and differentiate into various cell types that contribute to structures like the craniofacial skeleton and the peripheral nervous system. While it is critical to understand NCC migration in the context of a 3D embryo, isolating migratory cells in 2D culture facilitates visualization and functional characterization, complementing embryonic studies. The present protocol demonstrates a method for isolating chick cranial neural folds to generate primary NCC cultures. Migratory NCCs emerge from neural fold explants plated onto a fibronectin-coated substrate. This results in dispersed, adherent NCC populations that can be assessed by staining and quantitative morphological analyses. This simplified culture approach is highly adaptable and can be combined with other techniques. For example, NCC emigration and migratory behaviors can be evaluated by time-lapse imaging or functionally queried by including inhibitors or experimental manipulations of gene expression (e.g., DNA, morpholino, or CRISPR electroporation). Because of its versatility, this method provides a powerful system for investigating cranial NCC development.

This versatile protocol describes the isolation of premigratory neural crest cells (NCCs) through the excision of cranial neural folds from chick embryos. Upon plating and incubation, migratory NCCs emerge from neural fold explants, allowing for assessment of cell morphology and migration in a simplified 2D environment.

Preparazione e analisi morfologica di colture cellulari di cresta neurale cranica di pulcino

During vertebrate development, neural crest cells (NCCs) migrate extensively and differentiate into various cell types that contribute to structures like ...

Biologia dello sviluppo

Valutazione della neoplasia squamosa della superficie oculare mediante HR-OCT del segmento anteriore

Anterior High-Resolution Optical Coherence Tomography in the Diagnosis and Therapeutic Monitoring of Ocular Surface Squamous Neoplasia

Ocular surface squamous neoplasia (OSSN) is the most common tumor of the ocular surface, ranging from mild dysplasia to invasive squamous carcinoma. Traditionally, the diagnosis of OSSN relies on histopathological confirmation followed by a full-thickness biopsy. However, in the past two decades, the therapeutic approach to OSSN has shifted from surgical intervention to topical chemotherapy regimens in clinical settings. This shift emphasizes the need for less invasive or non-invasive methods to diagnose ocular surface pathologies. Among various imaging devices, commercially available high-resolution optical coherence tomography (HR-OCT) has emerged as a powerful tool for the characterization of OSSN. HR-OCT provides an in vivo, cross-sectional view of ocular surface lesions, offering an "optical biopsy" for OSSN with high sensitivity and specificity. It provides valuable information in differentiating intraepithelial or invasive OSSN from other benign lesions. Additionally, HR-OCT can be used to monitor the response to topical chemotherapy and to detect subclinical OSSN during follow-up visits. In this article, the scanning protocol for image acquisition is presented, and image interpretation for OSSN is outlined. This standardized, practical, and reproducible approach is recommended in clinical workflows and is expected to assist clinicians in the management of OSSN.

Autore in primo piano: HR-OCT anteriore come strumento non invasivo per la caratterizzazione della neoplasia squamosa della superficie oculare

Anterior segment high-resolution optical coherence tomography (HR-OCT) is a promising non-invasive modality for the diagnosis and therapeutic evaluation of ocular surface squamous neoplasia (OSSN). Here, the system setup, scanning technique, and representative diagnostic results are presented.

Tomografia anteriore a coerenza ottica ad alta risoluzione nella diagnosi e nel monitoraggio terapeutico della neoplasia squamosa della superficie oculare

Ocular surface squamous neoplasia (OSSN) is the most common tumor of the ocular surface, ranging from mild dysplasia to invasive squamous carcinoma. ...

Ingegneria

A Non-invasive Way to Isolate and Phenotype Cells from the Conjunctiva

Traditionally, ocular surface cytology is studied with techniques such as spatula technology and brush technology. The problem with these techniques is that they may induce traumatic lesions on the surface of the eye, which can progress to scarring, eyelid deformity, limbal stem cell deficiency and in some cases, cause great discomfort to the subject. To avoid these clinical problems, impression cytology (IC) was developed to diagnose dry eye disease and later neoplasia, atopic disease, vernal keratoconjunctivitis and keratoconjunctivitis sicca. Typically, clinicians manually cut filter papers into required shapes and apply these to the ocular surface. Here, we describe how to perform IC using a commercially available medical device. This technique is explained here followed by immunophenotyping by flow cytometry. This technique requires less manual handling and causes less injury to the ocular surface.

The exposed normal ocular surface consists of cornea and conjunctiva. Epithelial cells, goblet cells and immune cells are present in the conjunctiva. Here, a non-invasive, technique of impression cytology is described using an impression cytology device and flow cytometry to analyze immune cells in the conjunctiva.

Un modo non invasivo per isolare e fenotipo le cellule della Conjunctiva

Traditionally, ocular surface cytology is studied with techniques such as spatula technology and brush technology. The problem with these techniques is ...

Immunologia e infezioni

Nasal Brushing Sampling and Processing Using Digital High Speed Ciliary Videomicroscopy &ndash; Adaptation for the COVID-19 Pandemic

Primary Ciliary Dyskinesia (PCD) is a genetic motile ciliopathy, leading to significant otosinopulmonary disease. PCD diagnosis is often missed or delayed due to challenges with different diagnostic modalities. Ciliary videomicroscopy, using Digital High-Speed Videomicroscopy (DHSV), one of the diagnostic tools for PCD, is considered the optimal method to perform ciliary functional analysis (CFA), comprising of ciliary beat frequency (CBF) and beat pattern (CBP) analysis. However, DHSV lacks standardized, published operating procedure for processing and analyzing samples. It also uses living respiratory epithelium, a significant infection control issue during the COVID-19 pandemic. To continue providing a diagnostic service during this health crisis, the ciliary videomicroscopy protocol has been adapted to include adequate infection control measures.
Here, we describe a revised protocol for sampling and laboratory processing of ciliated respiratory samples, highlighting adaptations made to comply with COVID-19 infection control measures. Representative results of CFA from nasal brushing samples obtained from 16 healthy subjects, processed and analyzed according to this protocol, are described. We also illustrate the importance of obtaining and processing optimal quality epithelial ciliated strips, as samples not meeting quality selection criteria do now allow for CFA, potentially decreasing the diagnostic reliability and the efficiency of this technique.

Nasal Brushing Sampling and Processing Using Digital High Speed Ciliary Videomicroscopy &#8211; Adaptation for the COVID-19 Pandemic

To guarantee a successful and high-quality ciliary functional analysis for PCD diagnosis, a precise and careful method for respiratory epithelium sampling and processing is essential. To continue providing PCD diagnostic service during the COVID-19 pandemic, the ciliary videomicroscopy protocol has been updated to include appropriate infection control measures.

Campionamento ed elaborazione della spazzolatura nasale mediante videomicroscopia ciliare digitale ad alta velocità – Adattamento alla pandemia COVID-19

Primary Ciliary Dyskinesia (PCD) is a genetic motile ciliopathy, leading to significant otosinopulmonary disease. PCD diagnosis is often missed or delayed ...

Optimized Protocol for Retinal Wholemount Preparation for Imaging and Immunohistochemistry

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ring-supported hydrophilized PTFE membrane to provide structural support to both living and fixed tissue during immunohistochemical processing, which allows for the use of a variety of protocols that would otherwise cause damage to the tissue. First, this is demonstrated with bolus loading of fluorescent markers into living retinal tissue. This method allows for quick visualization of targeted structures, while the membrane support maintains tissue integrity during the injection and allows for easy transfer of the preparation for further imaging or processing.
Second, a procedure for antibody staining in tissue fixed with carbodiimide is described. Though paraformaldehyde fixation is more common, carbodiimide fixation provides a superior substrate for the visualization of synaptic proteins. A limitation of carbodiimide is that the resulting fixed tissue is relatively fragile; however, this is overcome with the use of the supporting membrane. Retinal tissue is used to demonstrate these techniques, but they may be applied to any fragile tissue.

The protocol described here is for structural assessment of a wholemount retinal preparation. This includes descriptions of tissue dissection, mounting onto a hydrophilized polytetrafluoroethylene (PTFE) membrane insert, bolus loading with fluorescent markers, and a comparison of fixation with carbodiimide and paraformaldehyde for immunohistochemical analysis of cellular and synaptic components.

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ...

Citologia ad impressione del coperchio Area Wiper

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Pannello di immunofluorescenza Multiplex automatizzato per gli studi di Immuno-oncologia su campioni di tessuto in formalina Carcinoma

Immagini dal vivo del ependimale Cilia nei ventricoli laterali del cervello di topo

L'osservazione del movimento ciliare delle cellule epiteliali del plesso coroide

Preparazione e analisi morfologica di colture cellulari di cresta neurale cranica di pulcino

Tomografia anteriore a coerenza ottica ad alta risoluzione nella diagnosi e nel monitoraggio terapeutico della neoplasia squamosa della superficie oculare

Tomografia anteriore a coerenza ottica ad alta risoluzione nella diagnosi e nel monitoraggio terapeutico della neoplasia squamosa della superficie oculare

Tomografia anteriore a coerenza ottica ad alta risoluzione nella diagnosi e nel monitoraggio terapeutico della neoplasia squamosa della superficie oculare

Un modo non invasivo per isolare e fenotipo le cellule della Conjunctiva

Campionamento ed elaborazione della spazzolatura nasale mediante videomicroscopia ciliare digitale ad alta velocità – Adattamento alla pandemia COVID-19

Optimized Protocol for Retinal Wholemount Preparation for Imaging and Immunohistochemistry