Wir würden gerne CSIC danken für die finanzielle Unterstützung für dieses Vorhaben, Mariana Di Doménico für ihre technische Hilfe mit der konfokalen Mikroskopie; für José Leonardo Báez für sein Manuskript Korrekturen; an Luciano Correa für sein Engagement für die Erstellung des Videos; für Natalia Rosano für die Kreditvergabe ihre Stimme für das Video und die Bloomington Drosophila Stock Center für die Bereitstellung der Bestände, die in dieser Studie verwendet. Die Apa1 monoklonalen Anti-Ptc entwickelt von Isabel Guerrero war erhalten von Entwicklungsstörungen Studien Hybridoma Bank (DSHB) unter der Schirmherrschaft der NICHD und vom Department of Biological Sciences, The University of Iowa, Iowa City, IA 52242 gepflegt.

Tag1
1. Erhebung und Kultivierung Puppen.
<ol>
	<li>0 h nach Puppenkammer Bildung (APF) oder Prepupae mit einem nassen Pinsel aus kultivierten Fläschchen entfernen und legen Sie sie in neue Fläschchen die Entwicklungszeit fast abgeschlossen (siehe 2.1 und 2.2). 
	Hinweis: Eine gesunde Population von Fliegen mit Kultivierung Standardprotokolle aufzubewahren. Nach drei oder vier Tagen die Eiablage, können die Erwachsenen Fläschchen erlauben eine optimale Entwicklung der Individuen entnommen werden. Sie sind bei einer konstanten Temperatur beibehalten, bis die dritte Instar Larven Verpuppung initiieren. Die Larven/pupal Übergang zeichnet sich durch die Bildung von der Prepupa als 0 h APF. Die Prepupa ist eine immobile weiße Larve, die eine längliche, runde Form mit vorspringenden vorderen Luftlöcher hat.</li>
</ol>
Tag2
2. Übertragung, Dissektion und Fixierung.
<ol>
	<li>Übertragen Sie die Puppen (2 Stunden bevor die Entwicklungszeit ist abschließen) mit einem Pinsel zu den Mikroskop-Objektträger mit doppelseitigem Klebeband befolgt es. Positionieren Sie die Puppen in Form eine Reihe mit dorsalen Seiten auf und cephalic endet mit Blick auf die gleiche Richtung.</li>
	<li>Objektträger auf konstante Temperatur zurück und lassen Sie die Puppen um Entwicklungsstörungen rechtzeitig (d.h. 24-30 h APF) abzuschließen. 
	Hinweis: Die Mikroskop-Objektträger mit doppelseitigem Klebeband werden eine vorübergehende Dissektion Plattform pupal Fall (siehe unten) zu entfernen. Zeitraffer auf dem Objektträger (außerhalb der Durchstechflasche) hilft den pupal Fall macht es mit einer Pinzette leicht zerbrechlich zu trocknen.</li>
	<li>Entfernen Sie die Kiemendeckel aus der pupal Fall mit Pinzette.</li>
	<li>Brechen den Fall mit der Pinzette (wie im Video gezeigt) machen eine Linie entlang der Seite der Puppe an der kaudalen Ende. Mit der entsprechenden Beleuchtung ist es möglich, die interne Form der Puppe macht einen Raum oberhalb des Scharniers pupal Flügel deutlich zu erkennen. Dieser Raum dient als Leitfaden für die Öffnung durchführen ohne Beschädigung der Puppe.</li>
	<li>Teile der Fall ist, durch die geöffnete Grenze abholen und sie auf die gegenüberliegende Seite, wo sie doppelseitiges Klebeband zu halten wird, zu entfernen. Am Ende der Dissektion werden der Puppen fast "nackt", nur ein kleines Stück des Falles die hintere Spitze bedeckt wird. Hinweis: Das verlassen eine kleine Menge des Falles auf das obere kaudalen Ende dient dazu eine glatte Version aus dem Gehäuse auf der Folie mit doppelseitigem Klebeband. Beweggründe für diese Aktion ist, denn wenn Sie zu viel entfernen der Fall riskieren Sie stark beschädigen die Puppe. Auf der anderen Seite wenn Sie zu wenig entfernen, wird die Puppe nicht leicht der Fall zum Nulltarif.</li>
	<li>Drücken Sie (mit Pinzette) den Rest des Gehäuses. Diese Bewegung löst die vordere Ende die Puppe, so dass der Kopf und die Brust wieder in eine privilegierte Stellung zu halten und im nächsten Schritt übertragen werden.</li>
	<li>Nehmen Sie eine neue Folie mit doppelseitigem Klebeband und auf die Puppe oder Puppen Zeile zu invertieren. Wir empfehlen die Durchführung dieser Ansatz durch die Beobachtung der Bewegungen mit Hilfe des Stereomikroskops, Bruch der Puppen zu verhindern.</li>
	<li>Drücken Sie leicht um zu machen die Puppen auf dem Klebeband kleben und sanft gleiten die Folie um die Puppen aus dem Rest der Fälle zu entfernen. Invertieren der Mikroskop-Objektträger: die Puppen werden an der dorsalen Seite auf der Ebene des Kopfes stecken / Thorax-Bereich.</li>
	<li>Die nackten Puppen mit 4 % Paraformaldehyd abdecken und 10 min warten. Nach unserer Erfahrung hilft dieser Zeitspanne mit dem Fixativ, ändern Sie die Konsistenz der Nagelhaut, so dass es fest, weniger klebrig und leicht zu handhaben. 
	Hinweis: Zum Ausführen der Ribonukleinsäure (RNA) Extraktion Ersatz Paraformaldehyd für Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS), die mit RNase freies Wasser und entfernen Sie die pupal Flügel machen einen Schnitt (mit Hilfe der Schere) in der Nähe der Anschlusspunkt der einzelnen Anhängsel. Mit Pinzette, übertragen Sie die pupal Flügel zu einem Microcentrifuge Schlauch mit 1 mL Guanidinium-Thiocyanat und Phenol-Reagenz. Nach dem Sammeln einer Gesamtmenge von 50-80-Flügel, Lagern Sie den Microcentrifuge Schlauch bei-80 ° C bis zur Durchführung der RNA-Extraktion10,11.</li>
	<li>Machen Sie einen kleinen Schnitt an der Hinge-Region des Flügels oder in seiner Nähe. Lassen Sie das Fixiermittel, das Flügel-Epithel zu erreichen. Mit Hilfe einer Pipette (p200) bündig Fixativ über dem Flügel. Beim ersetzen spülen fixieren die kontaminierten mit neuem. Denken Sie nach dem Spülen, Flügel Fixiermittel für 5 Minuten. 
	Hinweis: Obwohl dieses Manöver hilft, den Großteil der kontaminierenden Gewebe wegzuräumen, einige Hemocytes und Fett-Tröpfchen können bleiben gefangen zwischen den dorsalen und ventralen epithelialen Schichten des Flügels (siehe Abbildung 1A).</li>
	<li>Reißen mit Zangen von der Kutikula Grenze (wie im Video gezeigt) das Loch erweitert und ermöglicht die Freisetzung von Flügel Epithel aus der Kutikula Sac. Sobald das Flügel-Gewebe freigegeben wird, lassen Sie es in die Paraformaldehyd-Lösung um 30 min Zinsbindung abzuschließen.</li>
	<li>Übertragen Sie die Flächenflieger auf einer 4 quoll Plastikschale mit PBST gefüllt (Triton x-100 0,05 %). Laden über Nacht bei 4 ° C.</li>
</ol>
Tag3
(3) Primärantikörper Inkubation.
<ol>
	<li>Permeabilize das Gewebe die pupal Flügel in PBST Inkubation (Triton x-100 0,2 %) für 15 min mit einem rockigen Plattform, um eine sanfte flüssige Mitte Bewegung zu erleichtern. 
	Hinweis: Bis Montage der Proben, sollten die Schritte mit einem rockigen Plattform durchgeführt werden.</li>
	<li>Die Proben unter Verwendung PBSTA zu blockieren (BSA 3 % Triton x-100 0,1 %) für 1 h.</li>
	<li>Verwenden Sie den gleichen Puffer verdünnen Sie den primären Antikörper (Maus Anti-Ptc, 1: 100) und die pupal Flügel über Nacht bei 4 ° c inkubieren</li>
</ol>
Tag 4
(4) sekundäre Antikörper Inkubationszeit.
<ol>
	<li>Wash Proben 4 x 10 min mit PBST (Triton x-100 0,05 %)</li>
	<li>Inkubieren mit sekundären Antikörper (z. B.Anti-Maus zu Fluorochrom konjugiert) verdünnt, um entsprechende Konzentration im PBSTA (BSA 3 % Triton x-100 0,1 %) bei Raumtemperatur im Dunkeln für 2 h. 
	Hinweis: Wenn es geeignet ist, verwenden Sie, 4', 6-Diamidino-2-Phenylindole (DAPI) und/oder Phalloidin um das Gewebe counterstain. Fügen Sie diese Sonden mit dem sekundären Antikörper unter Berücksichtigung der Emissionswellenlänge von Fluorochromes, die Überlappung der Signale zu verhindern.</li>
	<li>Wash Proben 4 x 10 min mit PBST (Triton x-100 0,05 %)</li>
</ol>
5. Montage
<ol>
	<li>Bereiten Sie eine Beispielfolie, indem Sie 4 Punkte von transparenten Nagellack auf Objektträger, als wären sie die Ecken eines Quadrats.</li></ol>Sie werden die Punkte, wo die Deckgläsern ruhen werden, zur Zerkleinerung des Gewebes zu vermeiden.
	<li>Platz 30 µL Medien (Glycerin/Tris-HCl 80 %) in der Mitte des Platzes die Punkte gemacht mit Nagellack ohne eine der Ecken (Punkte) zu montieren. Nehmen Sie eine Pipette mit einer gelben abgeschnittenen Spitze, laden Sie einige Montage-Medien und ziehen Sie dann in mehreren pupal Flügel.</li>
	<li>Übertragen Sie pupal Flügel auf den Punkt der Montage Medien auf den Objektträger. Mit Hilfe einer Spitze die Montage-Medien zu verbreiten und die pupal Flügel, um zu verhindern, schwimmende sinken. Die Morphologie des Gewebes wird einbehalten, wenn die Flügel flach bleiben, wenn das Deckglas auf gelegt wird. Vor dem Deckglas, Luftblasen zu entfernen.</li>
	<li>Senken Sie das Deckglas auf den Proben die Generation von Luftblasen zu verhindern versucht. Diese Bewegung kann mit Hilfe der Zange erfolgen.</li>

<ol>
	<li>Serrano, N., O'Farrell, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limb+morphogenesis:+connections+between+patterning+and+growth.">Limb morphogenesis: connections between patterning and growth.</a> Curr Biol. 7 (3), R186-R195 (1997).</li><li>Blair, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compartments+and+appendage+development+in+Drosophila.">Compartments and appendage development in Drosophila.</a> Bioessays. 17 (4), 299-309 (1995).</li><li>Klein, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wing+disc+development+in+the+fly:+the+early+stages.">Wing disc development in the fly: the early stages.</a> Curr Opin Genet Dev. 11 (4), 470-475 (2001).</li><li>Beira, J. V., Paro, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+legacy+of+Drosophila+imaginal+discs.">The legacy of Drosophila imaginal discs.</a> Chromosoma. 125 (4), 573-592 (2016).</li><li>De Celis, J. F., Diaz-Benjumea, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+basis+for+vein+pattern+variations+in+insect+wings.">Developmental basis for vein pattern variations in insect wings.</a> Int J Dev Biol. 47 (7-8), 653-663 (2003).</li><li>Blair, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wing+vein+patterning+in+Drosophila+and+the+analysis+of+intercellular+signaling.">Wing vein patterning in Drosophila and the analysis of intercellular signaling.</a> Annu Rev Cell Dev Biol. 23, 293-319 (2007).</li><li>Bier, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drawing+lines+in+the+Drosophila+wing:+initiation+of+wing+vein+development.">Drawing lines in the Drosophila wing: initiation of wing vein development.</a> Curr Opin Genet Dev. 10 (4), 393-398 (2000).</li><li>De Celis, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+formation+in+the+Drosophila+wing:+The+development+of+the+veins.">Pattern formation in the Drosophila wing: The development of the veins.</a> Bioessays. 25 (5), 443-451 (2003).</li><li>Classen, A. K., Aigouy, B., Giangrande, A., Eaton, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+Drosophila+pupal+wing+morphogenesis.">Imaging Drosophila pupal wing morphogenesis.</a> Methods Mol Biol. 420, 265-275 (2008).</li><li>Bolatto, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+and+temporal+distribution+of+Patched-related+protein+in+the+Drosophila+embryo.">Spatial and temporal distribution of Patched-related protein in the Drosophila embryo.</a> Gene Expr Patterns. 19 (1-2), 120-128 (2015).</li><li>Zuniga, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genes+encoding+novel+secreted+and+transmembrane+proteins+are+temporally+and+spatially+regulated+during+Drosophila+melanogaster+embryogenesis.">Genes encoding novel secreted and transmembrane proteins are temporally and spatially regulated during Drosophila melanogaster embryogenesis.</a> BMC Biol. 7, 61 (2009).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Die Methode der Dissektion in diesem Video beschrieben kann zur Vorbereitung hochwertige Proben von Drosophila pupal Flügel aus verschiedenen Entwicklungsstufen für viele Arten von Techniken (z. B. Immunfluoreszenz, cDNA Synthese zu PCR-Assays, in-vitro- Flügel Entwicklung). In Bezug auf diese Methode der beteiligten Wissenschaftler nutzten 24-30 h APF. Es sollte jedoch kein Hindernis in die wesentlichen Schritte in Dissektion der jüngere oder ältere Puppe. Änderungen müssen vorgenommen...

Drosophila Flügel werden aus den Flügel imaginalen Scheiben entwickelt. Das ursprüngliche dieser Flügel Discs während der Embryonalentwicklung als kleine Gruppen von 20-30 imaginalen Zellen, die aus embryonalen Epithel Biomembran beiseite. Während die Larve in die dritte Stufe der Instar wächst, tritt Mitose in die imaginalen Zellen zu bestimmten charakteristischen Zeiten heben seine Zahlen (ca. 50000 Zellen) und bilden die Flügel1,2,3Disc, 4. Da die Zellen sich vermehren, Mode sie eine röhrenförmige Epithel, was zu einer selbst faltbare kompakte Spirale. Während der Verpuppung die Scheibe Epithel Teleskope Form der zweischichtigen Flügel und die longitudinalen Venen beginnen als Lücken zwischen ihnen, dem tritt zweimal während Flügel Entwicklungsstörungen5,6.
Die Anordnung der Adern immer hat eine identische Muster; die Möglichkeit auf einfache Weise jede Veränderung innerhalb der Venen-Formation macht Mutationen extrem sichtbar (z.B. fehlende oder zusätzliche Adern, Änderungen in der Vene Positionen, etc..). Interessanterweise sind die Phänotyp-Variationen in der Regel der Nachweis von Mutationen in bekannten oder neuen Komponenten der Signalwege, die für Flügel Entwicklung relevant sind. Die Wege, die eine Rolle bei der Bestimmung der Position und Pflege Vene und intervein Gebiete gehört der Igel (Hh) Weg6,7,8.
Angesichts der Bedeutung der pupal Flügel als Modellsystem, wird es wichtig, gute Qualitätsproben mit arbeiten zu erhalten sein. In der Vergangenheit haben Wissenschaftler, die Protokolle, um Drosophila Flügel sezieren veröffentlicht haben einen passenden Guide, praktikable Proben zu erreichen nicht gegeben. Ohne die Führung eines Forschers kann nicht eindeutig den Prozess zu visualisieren. In dieser alternativen sezierenden Ansätze ist Puppe aufgeteilt in zwei, trennt die Flügel aus den umliegenden Gewebe und wiederholt gewaschen, um die Ablagerungen zu entfernen. Diese Art von Ansatz Ansprüche lassen die Flügel frei von Verunreinigungen, aber aufgrund der bisherigen Erfahrungen ist des Prozess langsamer und gibt es eine höhere Wahrscheinlichkeit einer Beeinträchtigung der Struktur der zerbrechlichen Flügeln9.
Die hier beschriebene Vorgehensweise wurde von der Nachfrage, eine schnelle und effiziente Methode pupal Flügel Proben geeignet, um bestimmte Proteine oder Abschriften mit Immunodetection Protokolle oder Polymerase-Kettenreaktion (PCR) Assays erkennen erhalten finden entwickelt. Zur Veranschaulichung, der Ausdruck und die Lokalisierung von flickte (Ptc oder den kanonischen Rezeptor des Hh-Signalwegs) in pupal Flügel Proben, Bereitstellung eines Protokolls, die relevanten Details erfolgreich durchzuführen die komplette enthält erkannt wird Verfahren.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="809">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:349px;">Stereomicroscope with cool light illumination</td>
			<td style="width:175px;">Nikon&#160;</td>
			<td style="width:119px;">SMZ1000</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Rocking platform</td>
			<td>Biometra (WT 16)</td>
			<td>042-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Microscope slides</td>
			<td>StarFrost</td>
			<td>8037/1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Cover glasses (24 x 32 mm)</td>
			<td>Deltalab</td>
			<td>D102432</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Forceps</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>11252-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Scissors</td>
			<td>Lawton</td>
			<td>63-1400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Multi-well plastic dish</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>144444</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">p100 or p200 pipette</td>
			<td>Finnpipette (Labsystems)</td>
			<td>9400130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">1X PBS (Dulbecco)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>21600-010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">4% paraformaldehyde&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>158127</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Triton X-100</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T8787</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">BSA</td>
			<td>Bio Basic INC.</td>
			<td>9048-46-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Glycerol</td>
			<td>Mallinckrodt</td>
			<td>5092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Tris</td>
			<td>Amresco</td>
			<td>497</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">TRIzol Reagent</td>
			<td>Ambion</td>
			<td>15596026</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">DEPC treated water</td>
			<td>MO.BIO</td>
			<td>17011-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:349px;">Alexa Fluor 546 goat anti-mouse IgG (H+L), 2 mg/mL 
			(working dilution 1/800)</td>
			<td style="width:175px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">A11030</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="153">
			<td height="153" style="height:153px;width:349px;">Monoclonal anti-Ptc (Apa-1) 54 &#956;g/mL 
			(working dilution 1/100)</td>
			<td style="width:175px;">Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB)</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">By Isabel Gerrero from DSHB under the auspices of the NICHD and maintained by The University of Iowa, Department of Biological Sciences, Iowa City, IA 52242.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td height="39" style="height:39px;width:349px;">DAPI, 1 mg/mL 
			(working dilution 1/5000)</td>
			<td style="width:175px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">62248</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="58">
			<td height="58" style="height:58px;width:349px;">Phalloidin conjugated to Alexa 488, 300 U/1.5 mL methanol 
			(1/600 working dilution)</td>
			<td style="width:175px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">A12379</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td height="39" style="height:39px;width:349px;">Canton S (fly stock)</td>
			<td style="width:175px;">Bloomington Drosophila Stock Center&#160;</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a rapid and efficient method to dissect pupal wings of drosophila suitable for immunodetections or pcr assays

Flügel-Entwicklung in Drosophila Melanogaster ist ein ideales Modell für das Studium Morphogenese Gewebe Ebene. Diese Anhängsel entwickeln sich aus einer Gruppe von Zellen benannt Flügel imaginalen Scheiben gebildet während der Embryonalentwicklung. In die Larvenstadien wachsen die imaginalen Scheiben, Erhöhung der Anzahl der Zellen und monolayered epitheliale Strukturen bilden. Im Inneren der pupal Fall die imaginalen Scheiben Knospe heraus und Falten in Bilayer entlang einer Linie, die die künftige Marge des Flügels wird. Während dieses Prozesses stammen die longitudinale Primodia Venen Vene Zellen auf den zukünftigen dorsalen und ventralen Flächen des Flügels. Während das Puppenstadium kommunizieren die Streifen der Vene Zellen jeder Fläche um die enge Röhren zu generieren; zum gleichen Zeitpunkt beginnen die Kreuz-Venen ihrer Entstehung.
Mit Hilfe von entsprechenden molekularen Markern ist es möglich, die wichtigsten Elemente des Flügels während seiner Entwicklung zu komponieren zu identifizieren. Aus diesem Grund ist die Fähigkeit, präzise Abschriften oder Proteine in dieser Struktur erkennen kritischer für die Untersuchung ihrer Fülle und Lokalisierung, die im Zusammenhang mit den Entwicklungsprozess des Flügels.
Die Vorgehensweise hier konzentriert sich auf Manipulation pupal Flügel, eine ausführliche Anleitung zum Umgang mit den Flügel während das Puppenstadium zu sezieren. Die Zerlegung des pupal Gewebe ist schwieriger durchzuführen als ihre Gegenstücke in Dritte Instar Larven. Deshalb ist dieser Ansatz entwickelt wurde, um schnell und effizient hochwertige Proben zu erhalten. Details wie Immunostain und montieren diese Flügel Proben ermöglichen die Visualisierung von Proteinen oder Zellbestandteile, im Protokoll zur Verfügung gestellt werden. Mit wenig Erfahrung ist es möglich, 8-10 hochwertige pupal Flügel in kurzer Zeit zu sammeln.

Das Protokoll bietet eine einfache Methode für den Erhalt der pupal Flügel-Proben, die die vertraute Morphologie des Flügels zu behalten. Von diesen Vorbereitungen ist es möglich, Stapel von Bildern zu erhalten, die als 2-D oder 3-d, zu untersuchen, Verbreitung und/oder die Anreicherung von Proteinen während der Differenzierung des Flügels projiziert werden konnte. Ein ähnliches Protokoll (siehe Anmerkung in 2,9) lässt sich die große pupal Flügel-Probe (mit 50-80 pupal Flügel) ...

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A Rapid and Efficient Method to Dissect Pupal Wings of Drosophila Suitable for Immunodetections or PCR Assays

Die Fähigkeit, präzise Abschriften oder Proteine in Drosophila Gewebe erkennen ist entscheidend für die Untersuchung ihrer Fülle und Lokalisierung, die im Zusammenhang mit den Entwicklungsprozess. Hier ist die Beschreibung eines einfachen Verfahrens pupal Flügel zu sezieren. Diese Flügel können als Muster in verschiedenen Techniken (PCR-Assay, Immunohistochemistry, etc.) verwendet werden.

Eine schnelle und effiziente Methode, um Pupal Flügel von Drosophila geeignet für Immunodetections oder PCR-Assays sezieren

Wing development in Drosophila melanogaster is an ideal model for studying morphogenesis at tissue level. These appendages develop from a group of cells ...

a-rapid-efficient-method-to-dissect-pupal-wings-drosophila-suitable

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

A Rapid and Efficient Method to Dissect Pupal Wings of Drosophila Suitable for Immunodetections or PCR Assays

8.0K Aufrufe.  Laboratorio de Biología del Desarrollo. Die Fähigkeit, präzise Abschriften oder Proteine in Drosophila Gewebe erkennen ist entscheidend für die Untersuchung ihrer Fülle und Lokalisierung, die im Zusammenhang mit den Entwicklungsprozess. Hier ist die Beschreibung eines einfachen Verfahrens pupal Flügel zu sezieren. Diese Flügel können als Muster in verschiedenen Techniken (PCR-Assay, Immunohistochemistry, etc.) verwendet werden.

Serie: A Rapid and Efficient Method to Dissect Pupal Wings of Drosophila Suitable for Immunodetections or PCR Assays

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track during live cell imaging. These processes include: retinal rotation, cell growth and organismal movement. Additionally, irregularities in the topology of the epithelium, including subtle bumps and folds often introduced as the pupa is prepared for imaging, make it challenging to acquire in-focus images of more than a few ommatidia in a single focal plane. The workflow outlined here remedies these issues, allowing easy analysis of cellular processes during Drosophila pupal eye development. Appropriately-staged pupae are arranged in an imaging rig that can be easily assembled in most laboratories. Ubiquitin-DE-Cadherin:GFP and GMR-GAL4&#8211;driven UAS-&#945;-catenin:GFP are used to visualize cell boundaries in the eye epithelium 1-3. After deconvolution is applied to fluorescent images captured at multiple focal planes, maximum projection images are generated for each time point and enhanced using image editing software. Alignment algorithms are used to quickly stabilize superfluous motion, making individual cell behavior easier to track.

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

Live-Bilder aus dem<em&gt; Drosophila</em&gt; Pupal Augen

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

A Quick and Efficient Method for the Purification of Endoderm Cells Generated from Human Embryonic Stem Cells

The differentiation capabilities of pluripotent stem cells such as embryonic stem cells (ESCs) allow a potential therapeutic application for cell replacement therapies. Terminally differentiated cell types could be used for the treatment of various degenerative diseases. In vitro differentiation of these cells towards tissues of the lung, liver and pancreas requires as a first step the generation of definitive endodermal cells. This step is rate-limiting for further differentiation towards terminally matured cell types such as insulin-producing beta cells, hepatocytes or other endoderm-derived cell types. Cells that are committed towards the endoderm lineage highly express a multitude of transcription factors such as FOXA2, SOX17, HNF1B, members of the GATA family, and the surface receptor CXCR4. However, differentiation protocols are rarely 100% efficient. Here, we describe a method for the purification of a CXCR4+ cell population after differentiation into the DE by using magnetic microbeads. This purification additionally removes cells of unwanted lineages. The gentle purification method is quick and reliable and might be used to improve downstream applications and differentiations.

Here, we describe a method for the purification of differentiated human embryonic stem cells that are committed towards the definitive endoderm for the improvement of downstream applications and further differentiations.

Eine schnelle und effiziente Methode zur Reinigung von Entodermzellen generiert aus humanen embryonalen Stammzellen

The differentiation capabilities of pluripotent stem cells such as embryonic stem cells (ESCs) allow a potential therapeutic application for cell ...

An Efficient Method to Obtain Dedifferentiated Fat Cells

Tissue engineering and cell therapy hold great promise clinically. In this regard, multipotent cells, such as mesenchymal stem cells (MSCs), may be used therapeutically, in the near future, to restore function to damaged organs. Nevertheless, several technical issues, including the highly invasive procedure of isolating MSCs and the inefficiency surrounding their amplification, currently hamper the potential clinical use of these therapeutic modalities. Herein, we introduce a highly efficient method for the generation of dedifferentiated fat cells (DFAT), MSC-like cells. Interestingly, DFAT cells can be differentiated into several cell types including adipogenic, osteogenic, and chondrogenic cells. Although other groups have previously presented various methods for generating DFAT cells from mature adipose tissue, our method allows us to produce DFAT cells more efficiently. In this regard, we demonstrate that DFAT culture medium (DCM), supplemented with 20% FBS, is more effective in generating DFAT cells than DMEM, supplemented with 20% FBS. Additionally, the DFAT cells produced by our cell culture method can be redifferentiated into several tissue types. As such, a very interesting and useful model for the study of tissue dedifferentiation is presented.

We have modified the conditions for DFAT cell generation and provide herein information regarding the use of an improved growth medium for the production of these cells.

Eine effiziente Methode erhalten Sie Dedifferenzierte Fettzellen

Tissue engineering and cell therapy hold great promise clinically. In this regard, multipotent cells, such as mesenchymal stem cells (MSCs), may be used ...

Rapid, Directed Differentiation of Retinal Pigment Epithelial Cells from Human Embryonic or Induced Pluripotent Stem Cells

We describe a robust method to direct the differentiation of pluripotent stem cells into retinal pigment epithelial cells (RPE). The purpose of providing a detailed and thorough protocol is to clearly demonstrate each step and to make this readily available to researchers in the field. This protocol results in a homogenous layer of RPE with minimal or no manual dissection needed. The method presented here has been shown to be effective for induced pluripotent stem cells (iPSC) and human embryonic stem cells. Additionally, we describe methods for cryopreservation of intermediate cell banks that allow long-term storage. RPE generated using this protocol might be useful for iPSC disease-in-a-dish modeling or clinical application.

This protocol describes how to produce retinal pigment epithelial cells (RPE) from pluripotent stem cells. The method uses a combination of growth factors and small molecules to direct the differentiation of stem cells into immature RPE in fourteen days and mature, functional RPE after three months.

Schnelle, gezielte Differenzierung der retinalen Pigment epithelialen Zellen aus menschlichen embryonalen oder induzierte pluripotente Stammzellen

We describe a robust method to direct the differentiation of pluripotent stem cells into retinal pigment epithelial cells (RPE). The purpose of providing ...

Dissection and Staining of Drosophila Pupal Ovaries

Unlike adult Drosophila ovaries, pupal ovaries are relatively difficult to access and examine due to their small size, translucence, and encasing within a pupal case. The challenge of dissecting pupal ovaries also lies in their physical location within the pupa: the ovaries are surrounded by fat body cells inside the pupal abdomen, and these fat cells must be removed to allow for proper antibody staining. To overcome these challenges, this protocol utilizes customized Pasteur pipets to extract fat body cells from the pupal abdomen. Moreover, a chambered coverglass is used in place of a microcentrifuge tube during the staining process to improve visibility of the pupae. However, despite these and other advantages of the tools used in this protocol, successful execution of these techniques may still involve several days of practice due to the small size of pupal ovaries. The techniques outlined in this protocol could be applied to time course experiments in which ovaries are analyzed at various stages of pupal development.

Dissection and Staining of Drosophila Pupal Ovaries

The Drosophila ovary is an excellent model system for studying stem cell niche development. Though methods for dissecting larval and adult ovaries have been published, pupal ovary dissections require different techniques that have not been published in detail. Here we outline a protocol for dissecting, staining, and mounting pupal ovaries.

Präparation und Färbung von Drosophila Pupal Eierstöcke

Unlike adult Drosophila ovaries, pupal ovaries are relatively difficult to access and examine due to their small size, translucence, and encasing within a ...

A Simplified and Efficient Method to Isolate Primary Human Keratinocytes from Adult Skin Tissue

Primary human keratinocytes isolated from fresh skin tissues and their expansion in vitro have been widely used for laboratory research and for clinical applications. The conventional isolation method of human keratinocytes involves a two-step sequential enzymatic digestion procedure, which has been proven to be inefficient in generating primary cells from adult tissues due to the low cell recovery rate and reduced cell viability. We recently reported an advanced method to isolate human primary epidermal progenitor cells from skin tissues that utilizes the Rho kinase inhibitor Y-27632 in the medium. Compared with the traditional protocol, this new method is simpler, easier, and less time-consuming, and increases epithelial stem cell yield and enhances their stem cell characteristics. Moreover, the new methodology does not require the separation of the epidermis from the dermis, and, therefore, is suitable for isolating cells from different types of adult tissues. This new isolation method overcomes the major shortcomings of conventional methods and is more suitable for producing large numbers of epidermal cells with high potency both for laboratory and for clinical applications. Here, we describe the new method in detail.

Here we present a protocol to efficiently isolate primary human keratinocytes from adult skin tissues. This method simplifies the conventional procedure by using the ROCK Inhibitor Y-27632 in the inoculation medium to spontaneously separate epidermal cells from dermal cells.

Eine vereinfachte und effiziente Methode zur primären menschlichen Keratinozyten aus Erwachsenen Hautgewebe zu isolieren

Primary human keratinocytes isolated from fresh skin tissues and their expansion in vitro have been widely used for laboratory research and for clinical ...

An Efficient Strategy for Generating Tissue-specific Binary Transcription Systems in Drosophila by Genome Editing

Binary transcription systems are powerful genetic tools widely used for visualizing and manipulating cell fate and gene expression in specific groups of cells or tissues in model organisms. These systems contain two components as separate transgenic lines. A driver line expresses a transcriptional activator under the control of tissue-specific promoters/enhancers, and a reporter/effector line harbors a target gene placed downstream to the binding site of the transcription activator. Animals harboring both components induce tissue-specific transactivation of a target gene expression. Precise spatiotemporal expression of the gene in targeted tissues is critical for unbiased interpretation of cell/gene activity. Therefore, developing a method for generating exclusive cell/tissue-specific driver lines is essential. Here we present a method to generate highly tissue-specific targeted expression system by employing a &#34;Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeat/CRISPR-associated&#34; (CRISPR/Cas)-based genome editing technique. In this method, the endonuclease Cas9 is targeted by two chimeric guide RNAs (gRNA) to specific sites in the first coding exon of a gene in the Drosophila genome to create double-strand breaks (DSB). Subsequently, using an exogenous donor plasmid containing the transactivator sequence, the cell-autonomous repair machinery enables homology-directed repair (HDR) of the DSB, resulting in precise deletion and replacement of the exon with the transactivator sequence. The knocked-in transactivator is expressed exclusively in cells where the cis-regulatory elements of the replaced gene are functional. The detailed step-by-step protocol presented here for generating a binary transcriptional driver expressed in Drosophila fgf/branchless-producing epithelial/neuronal cells can be adopted for any gene- or tissue-specific expression.

An Efficient Strategy for Generating Tissue-specific Binary Transcription Systems in Drosophila by Genome Editing

Here, we present a method for generating tissue-specific binary transcription systems in Drosophila by replacing the first coding exon of genes with transcription drivers. The CRISPR/Cas9-based method places a transactivator sequence under the endogenous regulation of a replaced gene, and consequently facilitates transctivator expression exclusively in gene-specific spatiotemporal patterns.

Eine wirksame Strategie zur Erzeugung von gewebespezifischen binäre Transkription Systeme in Drosophila von Genom-Bearbeitung

Binary transcription systems are powerful genetic tools widely used for visualizing and manipulating cell fate and gene expression in specific groups of ...

Dissection of the Drosophila Pupal Retina for Immunohistochemistry, Western Analysis, and RNA Isolation

The Drosophila pupal retina provides an excellent model system for the study of morphogenetic processes during development. In this paper, we present a reliable protocol for the dissection of the delicate Drosophila pupal retina. Our surgical approach utilizes readily-available microdissection tools to open pupae and precisely extract eye-brain complexes. These can be fixed, subjected to immunohistochemistry, and retinas then mounted onto microscope slides and imaged if the goal is to detect cellular or subcellular structures. Alternatively, unfixed retinas can be isolated from brain tissue, lysed in appropriate buffers and utilized for protein gel electrophoresis or mRNA extraction (to assess protein or gene expression, respectively). Significant practice and patience may be required to master the microdissection protocol described, but once mastered, the protocol enables relatively quick isolation of mainly undamaged retinas.

Dissection of the Drosophila Pupal Retina for Immunohistochemistry, Western Analysis, and RNA Isolation

This paper presents a surgical method for dissecting Drosophila pupal retinas along with protocols for the processing of tissue for immunohistochemistry, western analysis, and RNA-extraction.&#160;

Dissektion der Drosophila Pupal Netzhaut Immunohistochemistry, westlichen Analyse und RNA-Isolation

The Drosophila pupal retina provides an excellent model system for the study of morphogenetic processes during development. In this paper, we present a ...

Thawing, Culturing, and Cryopreserving Drosophila Cell Lines

There are currently over 160 distinct Drosophila cell lines distributed by the Drosophila Genomics Resource Center (DGRC). With genome engineering, the number of novel cell lines is expected to increase. The DGRC aims to familiarize researchers with using Drosophila cell lines as an experimental tool to complement and drive their research agenda. Procedures for working with a variety of Drosophila cell lines with distinct characteristics are provided, including protocols for thawing, culturing, and cryopreserving cell lines. Importantly, this publication demonstrates the best practices required to work with Drosophila cell lines to minimize the risk of contaminations from adventitious microorganisms or from other cell lines. Researchers who become familiar with these procedures will be able to delve into the many applications that use Drosophila cultured cells including biochemistry, cell biology and functional genomics.

Thawing, Culturing, and Cryopreserving Drosophila Cell Lines

Drosophila cell lines are important reagents for both fundamental and biomedical research. This article provides protocols for thawing, subculturing, and the cryopreservation of commonly used Drosophila cell lines to assist researchers in incorporating the use of these reagents in their research.

Auftauen, Kultivierung und Cryopreserving Drosophila -Zell-Linien

There are currently over 160 distinct Drosophila cell lines distributed by the Drosophila Genomics Resource Center (DGRC). With genome engineering, the ...

A Direct and Simple Method to Assess Drosophila melanogaster's Viability from Embryo to Adult

In Drosophila melanogaster, viability assays are used to determine the fitness of certain genetic backgrounds. Allelic variations can result in partial or complete loss of viability at different stages of development. Our lab has developed a method to assess viability in Drosophila from embryo to fully mature adult. The method relies on quantifying the number of progeny present at different stages during development, starting with hatched embryos. After embryos have been quantified, additional stages are counted, including L1/L2, pupae, and mature adults. After all stages have been examined, a statistical analysis such as the chi-square test is used to determine if there is a significant difference between the starting number of progeny (hatched embryos) and later stages culminating in the observed number of adults, thus rejecting or accepting the null hypothesis (that the number of hatched embryos will be equal to the number of larvae, pupae, and adults recorded throughout the stages of development). The primary advantage of this assay is its simplicity and accuracy, as it does not require an embryo rinse to transfer them to the food vial, avoiding losses from technical errors. Although the protocol described here does not directly examine L2/L3 larvae, additional steps can be added to account for these. Comparing the number of hatched embryos, L1, pupae, and adults can help determine if viability was compromised during the L2/L3 stages for further studies (the use of colored food helps with visual identification of larvae). Overall, this method can help Drosophila researchers and educators determine when viability is compromised during the fly life cycle. Routine assessment of stocks using this assay can prevent accumulation of secondary mutations that may affect the phenotype of the originally isolated mutant, especially if the original mutations affect fitness. For this reason, our lab maintains multiple copies of each of our Dm ime4 alleles and routinely checks the purity of each stock with this method in addition to other molecular analyses.&#160;

A Direct and Simple Method to Assess Drosophila melanogaster's Viability from Embryo to Adult

This protocol is designed to assess the viability of Drosophila at every developmental stage, from embryo to adult. The method can be used to determine and compare the viability of different genotypes or growth conditions.

Eine direkte und einfache Methode zur Beurteilung der Lebensfähigkeit von Drosophila melanogastervom Embryo zum Erwachsenen

In Drosophila melanogaster, viability assays are used to determine the fitness of certain genetic backgrounds. Allelic variations can result in partial or ...