Wir möchten danken Caenorhabditis Genetik Zentrum für Stämme, die Naturwissenschaften und Engineering Research Council (NSERC) und Canada Foundation für Innovation (CFI) für die Finanzierung. Wir möchten danken Dr. Lizhen Chen (Abteilung Zellsysteme und Anatomie, UT Gesundheit San Antonio) dafür, dass die uneingeschränkte Nutzung der ihr Laboreinrichtungen für alle C. Elegans Experimente sowie Dr. Exing Wang (Associate Director, Optical Imaging Facility UT Health San Antonio) Unterstützung bei der konfokalen Mikroskopie. Wir möchten auch Dr. Myron Ignatius danken für die Unterstützung und Ermutigung für den Videodreh zu erleichtern.

(1) färben und Image-Darm Lysosomen
<ol><li>Samen Nematoden Wachstumsmedien (NGM) Platten mit OP50
	<ol>
<li>NGM Platten nach den empfohlenen Protokoll19 vorzubereiten und die geschlossenen Platten für 2 Tage bei Zimmertemperatur trocknen.</li>
		<li>OP50 Bakterien in sterilen Luria Brühe (LB) Brühe zu impfen und wachsen in einem schütteln Inkubator oder Wasserbad bei 37 ° C für 36 h oder bis die OD zwischen 0,2 und 0,4. Vermeiden Sie die Verwendung einer Bakterienkultur mit OD > 1 oder OD < 0,2.</li>
		<li>Sobald NGM Platten trocken sind, geben Sie einen Tropfen (~ 30 µL) von OP50 Inokulum auf der Mitte der Platte, und breitete sich dann des Tropfens in einen Patch, der etwa 2 cm x 2 cm groß ist. Hinweis: Alle verbleibenden OP50 Inokulum kann bei 4 ° C bis zu einem Monat gespeichert werden.</li>
		<li>Invertieren Sie die OP50-Platten zu, sobald das Inokulum (etwa 10 oder 15 min) getrocknet ist, und inkubieren Sie die Platten bei 37 ° C für 36 h.</li>
		<li>Entfernen Sie nach 36 h die Platten im Inkubator und Store bei 4 ° C bis zur späteren Verwendung. Hinweis: Die Platten sollte gut für bis zu 1 Monat bei 4 ° c sein.</li>
	</ol></li>
	<li>Ergänzende cDCFDA, OP50
	<ol>
<li>Ergänzend zu cDCFDA auf OP50 Platten bereiten Sie einen arbeiten bestand von 10 mM cDCFDA in Dimethyl Sulfoxid (DMSO). Halten Sie die cDCFDA-Lösung geschützt vor Licht und bei-20 ° C für die spätere Verwendung speichern.</li>
		<li>Sanft lege 100 µL 10 mM cDCFDA Lösung auf die Oberfläche von 2 cm x 2 cm OP50 Patch, so dass die gesamte Patch gleichmäßig mit cDCFDA bedeckt ist. Hinweis: Es ist sehr wichtig, dass der gesamte Patch von OP50 mit cDCFDA bedeckt ist. Falls erforderlich, verwenden Sie bis zu 150 µL des cDCFDA für jede Platte. Es ist auch unerlässlich, dass die cDCFDA Lösung nicht über die Grenzen des OP50 Patch, da jede cDCFDA, die aus dem OP50 Patch fließt nicht in der Nahrung aufgenommen werden und zu geringeren Intensität der Färbung führt.</li>
		<li>Die OP50-Platten in einer dunklen Kiste auf den Tisch legen, bis aller die cDCFDA Lösung ist die bakterielle Patch aufgenommen (in der Regel etwa 25 bis 30 min.).</li>
	</ol></li>
	<li>Färbung der Würmer mit cDCFDA
	<ol>
<li>Sobald die cDCFDA den OP50 Patch vollständig durchdrungen hat, platzieren Sie nicht mehr als 20 Würmer pro Platte zu und inkubieren Sie die Platten bei 20 ° C bei einem Mindestaufenthalt von 14 h invertiert. Hinweis: Es wird empfohlen, die cDCFDA Platten in einem undurchsichtigen Lichteinfall minimieren zu platzieren.</li>
		<li>Zur Steuerung für Aufnahme Unterschiede zwischen Experimenten und cDCFDA Signale zu normalisieren empfohlen () mit 3-{2-[(1H,1'H-2,2'-bipyrrol-5-yl-kappaN(1))methylidene]-2H-pyrrol-5-yl-kappaN}-N-[2-(dimethylamino)ethyl]propanamidato) (Co Fleck Difluoro) Bor (2,5 µL einer frisch zubereiteten 1 mM-Lösung), ein Acidotropic schwach Amin Farbstoff deren Fluoreszenz weitgehend nicht-Variante im sauren pH-Spektrum ist (siehe Tabelle der Materialien für Trivialnamen von Reagenzien). Hinweis: Flecken Sie Würmer für weniger als 14 h keine, da dies möglicherweise unzureichend cDCFDA Färbung Intensität und eine falsche Interpretation des lysosomalen pH-Wertes geben.</li>
	</ol></li>
	<li>Vorbereitung von Folien für die Mikroskopie
	<ol>
<li>Legen Sie zwei parallele Streifen der Kennzeichnung Band ungefähr 3 Zoll auseinander auf eine glatte, flache Oberfläche wie ein Spiegel (Abbildung 1).</li>
		<li>Beschichten der Oberfläche des Spiegels mit Wasser abweisenden Spray und überschüssige Flüssigkeit abwischen.</li>
		<li>Schmelzen Sie 2 % Agarose (gelöst in destilliertem H2O) in der Mikrowelle bis vollständig verflüssigt, dann Tropfen Sie einen 50 µL Agarose zwischen den beiden Streifen Klebeband und decken Sie schnell den Tropfen mit einem Mikroskop-Objektträger, so dass die Folie senkrecht zu den Streifen des Band. Nachdem die Agarose erstarrt ist, bilden eine kreisförmige Pad unterhalb der Folie umdrehen Sie die Folie und fügen Sie 10 bis 15 µL 5mM Natriumazid (NaN3) auf das Agarose-Pad. Hinweis: NaN3 ist ein Inhibitor der Cytochrom C, die bei in geringen Konzentrationen verwendet, reversibel anesthetizes Würmer, so dass sie nicht während der Aufnahme bewegt.</li>
		<li>Wählen Sie Würmer aus dem OP50-Teller mit cDCFDA ergänzt, und übertragen Sie sie auf einen sauberen Teller der NGM ohne jede OP50. Können Sie die Würmer, sich für einige Sekunden, um die meisten der OP50 erlauben zu bewegen von der Oberfläche der Würmer entfernt werden, und übertragen Sie dann die Würmer auf die Agarose-Pad mit 5 mM Natriumazid.</li>
		<li>Sofort die Agarose-Pad mit einem Deckglas abdecken. Achten Sie darauf, legen Sie das Deckglas vorsichtig ohne zu viel Druck, da diese Würmer platzen führen kann. Hinweis: OP50 Bakterien cDCFDA ¤ nzt fluoreszieren, wenn durch Mikroskopie visualisiert, daher ist es wichtig, die Würmer so gut wie möglich zu reinigen, bevor man sie auf die Agarose-Pad mit Natriumazid. Wenn mehr als 6 Sorten von C. Elegans (einschließlich N2, Wildtyp-Kontrolle) vorbereiten, ist es ratsam, zur Vorbereitung der Proben in Chargen von 6, um sicherzustellen, dass die Würmer auf dem Agarose-Pad nicht austrocknen. In einigen Stämmen beginnt die Vulva zu Bruch nach längere Zeit aufgrund des Drucks durch das Deckglas, so ist es wichtig, entsprechend zu planen.</li>
	</ol></li>
	<li>Konfokale Mikroskopie Hinweis: Einige Mikroskope haben eine eingebaute Funktion, die automatisch erhöht die Fluoreszenzintensität Ausgleich für Variable Ebenen der Fluoreszenz. Diese Mikroskope funktionieren möglicherweise nicht gut für imaging-Würmer gebeizt mit cDCFDA, da sie von Natur aus der Fluoreszenzintensität von Proben zu erhöhen.<ol>
<li>Führen Bildgebung auf einem standard confocal Mikroskop mit Erregung/Emission Wellenlängen eingestellt auf 488/530 nm für cDCFDA. Nehmen Sie einziges Flugzeug Bilder (nicht Z-Stapel) der Darm Lysosomen und verwenden Sie nur Lysosomen, die im Fokus (maximale Signalstärke) zur Quantifizierung der Intensität sind. Hinweis: Vielleicht wegen der Unterschiede in der Verfügbarkeit von Farbstoff, Lysosomen die Darmzellen direkt posterior, den Pharynx pflegen cDCFDA Färbung Intensität unabhängig von Genotyp oder Alter, daher sollte darauf geachtet werden, imaging Lysosomen in diesen Zellen zu vermeiden.</li>
		<li>Bild der Folie, die 2 Tage alten Wildtyp, die N2 zuerst Würmer enthalten. Passen Sie dabei die konfokale bildgebenden Parameter wie Laserleistung, Lochkamera und Blende, um sicherzustellen, dass die cDCFDA Färbung Intensität nicht übersättigt ist. Hinweis: Sobald diese Einstellungen festgelegt sind, ändern sie für die gesamte Dauer der Bildgebung für diesen Tag.</li>
		<li>1024 x 1024 Pixel Aufnahmen von einer Ebene des Darmes (3 bis 4 Bilder pro Wurm) mit einem 60 X vergrößerungslinse. Hinweis: Das cDCFDA Emissionsspektrum Worms erbringt eine einzelne markante Gipfel bei 520 nm zeitgleich mit seiner gemeldeten Fluoreszenz Spektrum20, bietet eine spezifisches Signal-Anzeige, die sich vom Darm Autofluoreszenz (Abbildung 3) unterscheidet.</li>
		<li>Exportieren Sie konfokale Rohbild (.lsm Dateien) als TIFF-Dateien für jeden Kanal.</li>
		<li>Als nächstes öffnen Sie ImageJ und klicken Sie auf Datei | Öffnen Sie , öffnen Sie die Bilddatei quantifiziert werden. Nachdem das Bild geladen wurde, verwenden Sie die ovale Form-Auswahl-Werkzeug in ImageJ, um einer Region of Interest (ROI) auszuwählen.</li>
		<li>Klicken Sie danach auf analysieren | Maßnahme , Fluoreszenzintensität für diese Rendite zu quantifizieren. Wählen Sie 4 – 5 verschiedene in-Fokus Lysosomen pro Bild und Berechnung der durchschnittlichen relativen Fluoreszenzintensität der jeweiligen Region of Interest (ROI).</li>
		<li>Für jedes Bild Messen der Fluoreszenzintensität Hintergrund in einer Region des Darms zwischen Lysosomen. Subtrahieren Sie die Hintergrundwerte Fluoreszenz Intensität von den lysosomalen Fluoreszenz-Intensität-Werten.</li>
		<li>Sammeln Sie insgesamt rund 30 bis 50 einzelne normalisierte Werte für cDCFDA Intensität (6 bis 10 Tiere) für jede Belastung getestet. Verwenden Sie diese Werte, um eine Box und Whisker Plot, die Verwendung von geeigneten statistischen Software zu zeichnen. Hinweis: Färbung kann abhängig von Faktoren wie Temperatur, Inkubationszeit und die allgemeine Gesundheit/Alter der Tiere unterschiedlich so dass Fluoreszenz Intensität Vergleiche nur Proben Prozess im gleichen Färbung Experiment relevant sind. Es ist daher wichtig, Kontrollen in jeder Färbung Experiment zu verarbeiten. Statistische Unterschiede berechnen (t-Tests) Verwendung von geeigneten statistischen Software.</li>
		<li>Bild alle Stämme aus dem gleichen Experiment (gebeizt am selben Tag) nacheinander, kümmert sich nicht um die bildgebenden Parameter ändern.</li>
	</ol></li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren erklären keinen Interessenskonflikt.

Eine Vielzahl von zellulären und molekularen Ereignissen trägt zum Altern, von Lebensgeschichte Merkmale und genetische Faktoren beeinflusst. Unsere aktuelle Studie22 legt nahe, dass die reproduktive Zyklus eine wichtige Rolle spielt bei der Kontrolle der Fitness von Soma durch die Regulierung der lysosomalen pH Dynamik. Wir zeigten, dass dieser lysosomalen vermittelte Proteolyse gefördert wird, während Tiere aktiv reproduzieren durch Hochregulation von V-ATPase Transkription, sorgt wiederum f...

Das Erscheinungsbild von proteinaggregaten ist weithin anerkannt, zu einem Markenzeichen des Alterns in eukaryotischen Zellen1,2,3, und die Bildung von denen angenommen wird, unter den Fahrern Prinzip der zellulären Seneszenz4 , 5 , 6 , 7. es gibt zunehmend Beweise wie Alter Zellen, PROTEINKATABOLISMUS, führt zu einem Anstieg der Proteinaggregation vorliegt. Der Zusammenbruch der Proteolyse in alternden Zellen beinhaltet eine Beeinträchtigung der Autophagie8 sowie Proteasom-vermittelten Protein Degradation9. Schließlich wird irreversibel Protein Oxidation in alten Zellen erhöht Protein Katabolismus10weiter zu beeinträchtigen.
Autophagie wurde ursprünglich gedacht, um ein nicht-selektiven Verfahren zur Masse Abbau von beschädigten Proteinen, aber neuere Studien haben gezeigt, dass Autophagie ist sehr selektiv zu den Katabolismus von Protein-Aggregate und dysfunktionalen Organellen, die nicht Abbau über andere Protein-Clearance Mechanismen11zugänglich. Während des Prozesses der Autophagie sind beschädigt und aggregierte Proteine in einer Doppel-Membran Vesikel genannt die Autophagosome abgesondert. Dieser Autophagosome verschmilzt dann mit der sauren Organellen genannt Lysosomen, die führt zu einer Verschlechterung der Autophagosome Ladung12. Lysosomen repräsentieren den Endpunkt des selbstverdauende Weges und verschiedene zelluläre Prozesse wie Membran Reparatur, transcriptional Control und Nährstoff sensing beteiligt; Hervorhebung ihrer zentralen Rolle in zelluläre Homöostase (überarbeitet in Nr. 13). Mehrere Studien haben einen Zusammenhang zwischen einer altersabhängige Rückgang der lysosomalen Funktion und verschiedenen neurodegenerativen Erkrankungen13gezeigt. Konsequent, kann Wiederherstellung der lysosomalen Funktion in älteren Zellen alterungsbedingte Phänotypen14,15verzögern. Studien der Komposition des Intralumen Milieus deuten darauf hin, dass der Zusammenbruch der lysosomalen Funktion in älteren Zellen nicht durch einen Rückgang der Produktion von lysosomale Proteasen16. Alternativ wurde vorgeschlagen, dass Verlust der Intralysosomal Säure, eine entscheidende Voraussetzung für seine enzymatische Aktivität, den Rückgang der Lysosomen-vermittelten Proteolyse17zugrunde liegen kann. Um diese Hypothese zu erkunden zu können, ist es entscheidend für die Entwicklung von Reagenzien und Protokolle, dynamische Veränderung des lysosomalen pH-Wertes in lebenden Zellen in eine reproduzierbare und konsistente Weise zu erforschen.
Der Darm von C. Elegans ist das große metabolische Gewebe in Worms und es ist eine kritische Regulator des systemischen Homöostase und Lebensdauer. Haben wir Tests zur Beurteilung von Veränderungen in der Säure des Lumens der intestinalen Lysosomen von Worms um festzustellen, wie Lysosomen-vermittelten Proteolyse trägt zur Alterung. Wenn pH-Sensitive Fluorophore zuvor in C. Elegans verwendet wurden, um intestinale Lysosomen zu markieren, wurde es noch keinem bemühen, eine erfolgreiche Protokoll zu etablieren, die kleine Erhöhungen in lysosomalen pH-Wert in Vivo18. erkennen kann Hier bieten wir ein Protokoll, das verwendet werden kann, um Verlust der lysosomalen Säure in die Darmzellen von C. Elegans zu erkennen, über eine einfache und bequeme Fütterung Protokoll, die einen pH-Sensitive Fluorophor (cDCFDA) enthält in OP50 Nahrung.

<table><tbody><tr><td>OP50 (&lt;em&gt;E. coli&lt;/em&gt;)</td><td>Caenorhabditis Genetics Center</td><td></td><td>Order online at https://cgc.umn.edu/strain/OP50</td></tr><tr><td>5(6)-carboxy-2&amp;rsquo;,7&amp;rsquo;-dichlorofluorescein diacetate&amp;nbsp;</td><td>ThermoFisher</td><td>C369</td><td>Commonly known as cDCFDA</td></tr><tr><td>9-diethylamino-5H-benzo(a)phenoxazine-5-one and (3-{2-[(1H,1&#039;H-2,2&#039;-bipyrrol-5-yl-kappaN(1))methylidene]-2H-pyrrol-5-yl-kappaN}-N-[2-(dimethylamino)ethyl]propanamidato)(difluoro)boron</td><td>ThermoFisher</td><td>L7528</td><td>Commonly known as Lysotracker Red</td></tr><tr><td>Confocal microscope (e.g. Zeiss LSM 510)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>ImageJ</td><td></td><td></td><td>Download for free from https://imagej.nih.gov/ij/download.html</td></tr><tr><td>LB Broth powder</td><td>ThermoFisher</td><td>22700041</td><td></td></tr><tr><td>Bacto Agar</td><td>Sigma</td><td>A5306-1KG</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma</td><td>S9888</td><td></td></tr><tr><td>Bacto Peptone</td><td>Fisher Scientific</td><td>S71604</td><td></td></tr><tr><td>Cholesterol powder</td><td>Sigma</td><td>C3045&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma</td><td>449709</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Sigma</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>K3PO4</td><td>Sigma</td><td>P5629</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Azide</td><td>Sigma</td><td>S2002</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma</td><td>D8418</td><td></td></tr><tr><td>Microscope Slides</td><td>VWR</td><td>48311-703</td><td></td></tr><tr><td>Cover Slips</td><td>ThermoFisher</td><td>3406</td><td></td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Sigma</td><td>A6013</td><td></td></tr><tr><td>Incubator</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mirror or other smooth flat surface</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

assessing lysosomal alkalinization in the intestine of live caenorhabditis elegans

Der Fadenwurm Caenorhabditis Elegans (C. Elegans) ist ein Modell, das häufig verwendet wird, um Langlebigkeit und Entwicklungsstörungen Wege zu studieren. Solche Studien werden erleichtert durch die Transparenz des Tieres, die Fähigkeit, weiterleiten und umkehren, genetische Tests, die relative Leichtigkeit der Generierung von eindringmittel markierte Proteine und die Verwendung von Fluoreszenzfarbstoffen, die entweder in den frühen mikroinjiziert werden können Embryo oder integriert in seine Nahrung (E. Coli -Stamm OP50) zellulare Organellen (z.B. 9-Diethylamino-5 H-Benzo (a) Phenoxazine-5-1 und (3-{2-[(1H,1'H-2,2'-bipyrrol-5-yl-kappaN(1)) Methylidene]-2 H-Pyrrol-5-Yl-KappaN} - N - beschriften [2-(dimethylamino)ethyl]propanamidato)(difluoro)boron). Hier präsentieren wir Ihnen die Verwendung von einem pH-sensitiven Fluoreszenzfarbstoff, der Darm Lysosomen Flecken bietet eine visuelle Auslesen der dynamischen, physiologische Veränderungen in lysosomalen Säure im Leben Würmer. Dieses Protokoll misst nicht lysosomale pH-Wert, sondern vielmehr soll eine zuverlässige Methode zur Beurteilung relevanten physiologischen Variationen in lysosomalen Säure. cDCFDA ist eine Zelle-permeationsfähigen Substanz, die in den fluoreszierenden Fluorophor 5-(and-6)-carboxy-2',7'-dichlorofluorescein (cDCF) nach Hydrolyse von intrazellulären Esterasen umgewandelt wird. Protonierung in Lysosomen fallen cDCF in diese Organellen, wo es sich ansammelt. Aufgrund seiner niedrigen pKa von 4,8 wurde dieser Farbstoff als pH-Sensor in der Hefe verwendet. Hier beschreiben wir die Verwendung von cDCFDA als Nahrungsergänzungsmittel zu beurteilen, den Säuregehalt des intestinalen Lysosomen in C. Elegans. Diese Technik ermöglicht die Erkennung von alkalisierenden Lysosomen mit lebenden Tieren, und hat ein breites Anwendungsspektrum experimentelle Studien über das Altern, Autophagie und lysosomale Biogenese einschließlich.

cDCFDA Flecken Lysosomen in einem pH-abhängigen Weise, und seine niedrige pKa und bereit Aufnahme in Lysosomen macht es eine ideale pH-Sensor-21. cDCFDA Färbung Intensität ist umgekehrt proportional zur lysosomalen pH-Wert (d. h. Färbung Intensität erhöht als pH-Wert sinkt)18,22. cDCFDA Signale sind durchweg schwach in Lysosomen von Tieren behandelt mit 20 mM von Chloroquin, ein Inhibitor der...

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Assessing Lysosomal Alkalinization in the Intestine of Live Caenorhabditis elegans

Eine schrittweise Anleitung zum Verlust der lysosomalen Säure im Darm von C. Elegans mit der pH-Sensitive vital Farbstoff 6 - Carboxy - 2', 7'-dichlorofluoresceins Diacetat (cDCFDA) Sonde

Beurteilung der lysosomalen Alkalisierung in den Darm von Leben Caenorhabditis elegans

The nematode Caenorhabditis elegans (C. elegans) is a model system that is widely used to study longevity and developmental pathways. Such studies are ...

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Assessing Lysosomal Alkalinization in the Intestine of Live Caenorhabditis elegans

5.9K Aufrufe.  University of Saskatchewan. Eine schrittweise Anleitung zum Verlust der lysosomalen Säure im Darm von C. Elegans mit der pH-Sensitive vital Farbstoff 6 - Carboxy - 2', 7'-dichlorofluoresceins Diacetat (cDCFDA) Sonde

Serie: Assessing Lysosomal Alkalinization in the Intestine of Live Caenorhabditis elegans

Small-Scale Colorimetric Assays of Intracellular Lactate and Pyruvate in the Nematode Caenorhabditis elegans

Lactate and pyruvate are key intermediates of intracellular energy metabolic pathways. Monitoring the lactate/pyruvate ratio in cells helps to determine whether there is an imbalance in age-related energy metabolism between mitochondrial oxidative phosphorylation and aerobic glycolysis. Here, we show the utilization of commercial colorimetric assay kits for lactate and pyruvate in the model organism C. elegans. Recently, the sensitivity and accuracy of the colorimetric/fluorimetric assay kits have been improved greatly by the research and development conducted by reagent manufacturers. The improved reagents have enabled the use of small-scale assays with a 96-well plate in C. elegans. In general, a fluorimetric assay is superior in sensitivity to a colorimetric assay; however, the colorimetric approach is more suitable for the use in common laboratories. Another important issue in these assays for quantitative determination is protein precipitation of homogenized C. elegans samples. In our protein precipitation method, common precipitants (e.g., trichloroacetic acid, perchloric acid and metaphosphoric acid) are used for sample preparation. A protein-free assay sample is prepared by directly adding cold precipitant (final concentration of 5%) during homogenization.

Small-Scale Colorimetric Assays of Intracellular Lactate and Pyruvate in the Nematode Caenorhabditis elegans

We describe a modified small-scale extraction and colorimetric assays of lactate and pyruvate in the nematode C. elegans. When utilizing commercial assay kits, the technical development of their sensitivity and accuracy is important. Protein precipitation in extraction is the most critical step for the quantitative determination of intracellular metabolites.

Kleinräumige farbmetrischen Assays der intrazellulären Laktat und Pyruvat in den Fadenwurm Caenorhabditis elegans

Lactate and pyruvate are key intermediates of intracellular energy metabolic pathways. Monitoring the lactate/pyruvate ratio in cells helps to determine ...

Forschung

Biochemie

The C. elegans Intestine As a Model for Intercellular Lumen Morphogenesis and In Vivo Polarized Membrane Biogenesis at the Single-cell Level: Labeling by Antibody Staining, RNAi Loss-of-function Analysis and Imaging

Multicellular tubes, fundamental units of all internal organs, are composed of polarized epithelial or endothelial cells, with apical membranes lining the lumen and basolateral membranes contacting each other and/or the extracellular matrix. How this distinctive membrane asymmetry is established and maintained during organ morphogenesis is still an unresolved question of cell biology. This protocol describes the C. elegans intestine as a&#160;model for the analysis of polarized membrane biogenesis during tube morphogenesis, with emphasis on apical membrane and lumen biogenesis. The C. elegans twenty-cell single-layered intestinal epithelium is arranged into a simple bilaterally symmetrical tube, permitting analysis on a single-cell level. Membrane polarization occurs concomitantly with polarized cell division and migration during early embryogenesis, but de novo polarized membrane biogenesis continues throughout larval growth, when cells no longer proliferate and move. The latter setting allows one to separate subcellular changes that simultaneously mediate these different polarizing processes, difficult to distinguish in most polarity models. Apical-, basolateral membrane-, junctional-, cytoskeletal- and endomembrane components can be labeled and tracked throughout development by GFP fusion proteins, or assessed by in situ antibody staining. Together with the organism&#39;s genetic versatility, the C. elegans intestine thus provides a unique in vivo model for the visual, developmental, and molecular genetic analysis of polarized membrane and tube biogenesis. The specific methods (all standard) described here include how to: label intestinal subcellular components by antibody staining; analyze genes involved in polarized membrane biogenesis by loss-of-function studies adapted to the typically essential tubulogenesis genes; assess polarity defects during different developmental stages; interpret phenotypes by epifluorescence, differential interference contrast (DIC) and confocal microscopy; quantify visual defects. This protocol can be adapted to analyze any of the often highly conserved molecules involved in epithelial polarity, membrane biogenesis, tube and lumen morphogenesis.

The C. elegans Intestine As a Model for Intercellular Lumen Morphogenesis and In Vivo Polarized Membrane Biogenesis at the Single-cell Level: Labeling by Antibody Staining, RNAi Loss-of-function Analy

The transparent C. elegans intestine can serve as an "in vivo tissue chamber" for studying apicobasal membrane and lumen biogenesis at the single-cell and subcellular level during multicellular tubulogenesis. This protocol describes how to combine standard labeling, loss-of-function genetic/RNAi and microscopic approaches to dissect these processes on a molecular level.

C. Elegans Darm als ein Modell für die interzelluläre Lumen Morphogenese und In Vivo polarisiert Membrane Biogenesis Ebene der einzelligen: Kennzeichnung durch Antikörper Färbung, RNAi Verlustfunktion Analyse und Bildgebung

Multicellular tubes, fundamental units of all internal organs, are composed of polarized epithelial or endothelial cells, with apical membranes lining the ...

Entwicklungsbiologie

The C. elegans Excretory Canal as a Model for Intracellular Lumen Morphogenesis and In Vivo Polarized Membrane Biogenesis in a Single Cell: labeling by GFP-fusions, RNAi Interaction Screen and Imaging

The four C. elegans excretory canals are narrow tubes extended through the length of the animal from a single cell, with almost equally far extended intracellular endotubes that build and stabilize the lumen with a membrane and submembraneous cytoskeleton of apical character. The excretory cell expands its length approximately 2,000 times to generate these canals, making this model unique for the in vivo assessment of de novo polarized membrane biogenesis, intracellular lumen morphogenesis and unicellular tubulogenesis. The protocol presented here shows how to combine standard labeling, gain- and loss-of-function genetic or RNA interference (RNAi)-, and microscopic approaches to use this model to visually dissect and functionally analyze these processes on a molecular level. As an example of a labeling approach, the protocol outlines the generation of transgenic animals with fluorescent fusion proteins for live analysis of tubulogenesis. As an example of a genetic approach, it highlights key points of a visual RNAi-based interaction screen designed to modify a gain-of-function cystic canal phenotype. The specific methods described are how to: label and visualize the canals by expressing fluorescent proteins; construct a targeted RNAi library and strategize RNAi screening for the molecular analysis of canal morphogenesis; visually assess modifications of canal phenotypes; score them by dissecting fluorescence microscopy; characterize subcellular canal components at higher resolution by confocal microscopy; and quantify visual parameters. The approach is useful for the investigator who is interested in taking advantage of the C. elegans excretory canal for identifying and characterizing genes involved in the phylogenetically conserved processes of intracellular lumen and unicellular tube morphogenesis.

The C. elegans Excretory Canal as a Model for Intracellular Lumen Morphogenesis and In Vivo Polarized Membrane Biogenesis in a Single Cell: labeling by GFP-fusions, RNAi Interaction Screen and Imaging

The C. elegans excretory canal is a unique single-cell model for the visual in vivo analysis of de novo polarized membrane biogenesis. This protocol describes a combination of standard genetic/RNAi and imaging approaches, adaptable for the identification and characterization of molecules directing unicellular tubulogenesis, and apical membrane and lumen biogenesis.

C. Elegans Excretory Kanal als Modell für die intrazelluläre Lumen Morphogenese und In Vivo polarisiert Membrane Biogenesis in einer einzelnen Zelle: Kennzeichnung von GFP-Fusionen, RNAi Interaktion Bildschirm und Imaging

The four C. elegans excretory canals are narrow tubes extended through the length of the animal from a single cell, with almost equally far extended ...

Immobilization of Caenorhabditis elegans to Analyze Intracellular Transport in Neurons

Axonal transport and intraflagellar transport (IFT) are essential for axon and cilia morphogenesis and function. Kinesin superfamily proteins and dynein are molecular motors that regulate anterograde and retrograde transport, respectively. These motors use microtubule networks as rails. Caenorhabditis elegans (C. elegans) is a powerful model organism to study axonal transport and IFT in vivo. Here, I describe a protocol to observe axonal transport and IFT in living C. elegans. Transported cargo can be visualized by tagging cargo proteins using fluorescent proteins such as green fluorescent protein (GFP). C. elegans is transparent and GFP-tagged cargo proteins can be expressed in specific cells under cell-specific promoters. Living worms can be fixed by microbeads on 10% agarose gel without killing or anesthetizing the worms. Under these conditions, cargo movement can be directly observed in the axons and cilia of living C. elegans without dissection. This method can be applied to the observation of any cargo molecule in any cells by modifying the target proteins and/or the cells they are expressed in. Most basic proteins such as molecular motors and adaptor proteins that are involved in axonal transport and IFT are conserved in C. elegans. Compared to other model organisms, mutants can be obtained and maintained more easily in C. elegans. Combining this method with various C. elegans mutants can clarify the molecular mechanisms of axonal transport and IFT.

Immobilization of Caenorhabditis elegans to Analyze Intracellular Transport in Neurons

Caenorhabditis elegans (C. elegans) is a good model to study axonal and intracellular transport. Here, I describe a protocol for in vivo recording and analysis of axonal and intraflagellar transport in C. elegans.

Immobilisierung von Caenorhabditis Elegans analysieren intrazellulären Transport in Neuronen

Axonal transport and intraflagellar transport (IFT) are essential for axon and cilia morphogenesis and function. Kinesin superfamily proteins and dynein ...

A Caenorhabditis elegans Model System for Amylopathy Study

Amylopathy is a term that describes abnormal synthesis and accumulation of amyloid beta (A&beta;) in tissues with time. A&beta; is a hallmark of Alzheimer's disease (AD) and is found in Lewy body dementia, inclusion body myositis and cerebral amyloid angiopathy 1-4. Amylopathies progressively develop with time. For this reason simple organisms with short lifespans may help to elucidate molecular aspects of these conditions. Here, we describe experimental protocols to study A&beta;-mediated neurodegeneration using the worm Caenorhabditis elegans. Thus, we construct transgenic worms by injecting DNA encoding human A&beta;42 into the syncytial gonads of adult hermaphrodites. Transformant lines are stabilized by a mutagenesis-induced integration. Nematodes are age synchronized by collecting and seeding their eggs. The function of neurons expressing A&beta;42 is tested in opportune behavioral assays (chemotaxis assays). Primary neuronal cultures obtained from embryos are used to complement behavioral data and to test the neuroprotective effects of anti-apoptotic compounds.

A Caenorhabditis elegans Model System for Amylopathy Study

We describe methods to study aspects of amylopathies in the worm C. elegans. We show how to construct worms expressing human A&beta;42 in neurons and how to test their function in behavioral assays. We further show how to obtain primary neuronal cultures that can be used for pharmacological testing.

A<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Modell-System für Amylopathy Study

Amylopathy is a term that describes abnormal synthesis and accumulation of amyloid beta (A&beta;) in tissues with time. A&beta; is a hallmark of ...

Neurowissenschaften

Stable Isotopic Profiling of Intermediary Metabolic Flux in Developing and Adult Stage Caenorhabditis elegans

Stable isotopic profiling has long permitted sensitive investigations of the metabolic consequences of genetic mutations and/or pharmacologic therapies in cellular and mammalian models. Here, we describe detailed methods to perform stable isotopic profiling of intermediary metabolism and metabolic flux in the nematode, Caenorhabditis elegans. Methods are described for profiling whole worm free amino acids, labeled carbon dioxide, labeled organic acids, and labeled amino acids in animals exposed to stable isotopes either from early development on nematode growth media agar plates or beginning as young adults while exposed to various pharmacologic treatments in liquid culture. Free amino acids are quantified by high performance liquid chromatography (HPLC) in whole worm aliquots extracted in 4% perchloric acid. Universally labeled 13C-glucose or 1,6-13C2-glucose is utilized as the stable isotopic precursor whose labeled carbon is traced by mass spectrometry in carbon dioxide (both atmospheric and dissolved) as well as in metabolites indicative of flux through glycolysis, pyruvate metabolism, and the tricarboxylic acid cycle. Representative results are included to demonstrate effects of isotope exposure time, various bacterial clearing protocols, and alternative worm disruption methods in wild-type nematodes, as well as the relative extent of isotopic incorporation in mitochondrial complex III mutant worms (isp-1(qm150)) relative to wild-type worms. Application of stable isotopic profiling in living nematodes provides a novel capacity to investigate at the whole animal level real-time metabolic alterations that are caused by individual genetic disorders and/or pharmacologic therapies.

Stable Isotopic Profiling of Intermediary Metabolic Flux in Developing and Adult Stage Caenorhabditis elegans

Stable isotopic profiling by gas chromatography mass spectrometric analysis of intermediary metabolic flux is described in the nematode, Caenorhabditis elegans. Methods are detailed for assessing isotopic enrichment in carbon dioxide, organic acids, and amino acids following isotope exposure either during development on agar plates or during adulthood in liquid culture.

Stabilen Isotopen Profiling von Intermediary Metabolic Flux in Entwicklungs-und Erwachsenen-Stadium Caenorhabditis elegans</em

Stable isotopic profiling has long permitted sensitive investigations of the metabolic consequences of genetic mutations and/or pharmacologic therapies in ...

Biologie

RNA Fluorescence in situ Hybridization (FISH) to Visualize Microbial Colonization and Infection in Caenorhabditis elegans Intestines

The intestines of wild Caenorhabditis nematodes are inhabited by a variety of microorganisms, including gut microbiome bacteria and pathogens, such as microsporidia and viruses. Because of the similarities between Caenorhabditis elegans and mammalian intestinal cells, as well as the power of the C. elegans system, this host has emerged as a model system to study host intestine-microbe interactions in vivo. While it is possible to observe some aspects of these interactions with bright-field microscopy, it is difficult to accurately classify microbes and characterize the extent of colonization or infection without more precise tools. RNA fluorescence in situ hybridization (FISH) can be used as a tool to identify and visualize microbes in nematodes from the wild or to experimentally characterize and quantify infection in nematodes infected with microbes in the lab. FISH probes, labeling the highly abundant small subunit ribosomal RNA, produce a bright signal for bacteria and microsporidian cells. Probes designed to target conserved regions of ribosomal RNA common to many species can detect a broad range of microbes, whereas targeting divergent regions of the ribosomal RNA is useful for narrower detection. Similarly, probes can be designed to label viral RNA. A protocol for RNA FISH staining with either paraformaldehyde (PFA) or acetone fixation is presented. PFA fixation is ideal for nematodes associated with bacteria, microsporidia, and viruses, whereas acetone fixation is necessary for the visualization of microsporida spores. Animals were first washed and fixed in paraformaldehyde or acetone. After fixation, FISH probes were incubated with samples to allow for the hybridization of probes to the desired target. The animals were again washed and then examined on microscope slides or using automated approaches. Overall, this FISH protocol enables detection, identification, and quantification of the microbes that inhabit the C. elegans intestine, including microbes for which there are no genetic tools available.

RNA Fluorescence in situ Hybridization FISH to Visualize Microbial Colonization and Infection in Caenorhabditis elegans Intestines

Intestinal microbes, including extracellular bacteria and intracellular pathogens like the Orsay virus and microsporidia (fungi), are often associated with wild Caenorhabditis nematodes. This article presents a protocol for detecting and quantifying microbes that colonize and/or infect C. elegans nematodes, and for measuring pathogen load after controlled infections in the lab.

RNA-Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (FISH) zur Visualisierung mikrobieller Besiedlung und Infektion im Darm von Caenorhabditis elegans

The intestines of wild Caenorhabditis nematodes are inhabited by a variety of microorganisms, including gut microbiome bacteria and pathogens, such as ...

Immunologie und Infektion

An Anoxia-starvation Model for Ischemia/Reperfusion in C. elegans

Protocols for anoxia/starvation in the genetic model organism C. elegans simulate ischemia/reperfusion. Worms are separated from bacterial food and placed under anoxia for 20 hr&#160;(simulated ischemia), and subsequently moved to a normal atmosphere with food (simulated reperfusion). This experimental paradigm results in increased death and neuronal damage, and techniques are presented to assess organism viability, alterations to the morphology of touch neuron processes, as well as touch sensitivity, which represents the behavioral output of neuronal function. Finally, a method for constructing hypoxic incubators using common kitchen storage containers is described. The addition of a mass flow control unit allows for alterations to be made to the gas mixture in the custom incubators, and a circulating water bath allows for both temperature control and makes it easy to identify leaks. This method provides a low cost alternative to commercially available units.

An Anoxia-starvation Model for Ischemia/Reperfusion in C. elegans

A protocol is described that uses anoxia/starvation in C. elegans to model ischemia/reperfusion. Functional outcomes include increased mortality, visible abnormalities in GFP-labeled neuronal processes, and impaired behavioral responses that require neuronal function.

Ein Anoxia-Hunger-Modell für Ischämie / Reperfusion in<em&gt; C. elegans</em

Protocols for anoxia/starvation in the genetic model organism C. elegans simulate ischemia/reperfusion. Worms are separated from bacterial food and placed ...

Measuring the Effects of Bacteria and Chemicals on the Intestinal Permeability of Caenorhabditis elegans

In living organisms, intestinal hyperpermeability is a serious symptom that leads to many inflammatory bowel diseases (IBDs). Caenorhabditis elegans is a nonmammalian animal model that is widely used as an assay system due to its short lifespan, transparency, cost-effectiveness, and lack of animal ethics issues. In this study, a method was developed to investigate the effects of different bacteria and 3,3'-diindolylmethane (DIM) on the intestinal permeability of C. elegans with a high-throughput image analysis system. The worms were infected with different gut bacteria or cotreated with DIM for 48 h and fed with fluorescein isothiocyanate (FITC)-dextran overnight. Then, the intestinal permeability was examined by comparing the fluorescence images and the fluorescence intensity inside the worm bodies. This method may also have the potential to identify probiotic and pathogenic intestinal bacteria that affect intestinal permeability in the animal model and is effective for examining the effects of harmful or health-promoting chemicals on intestinal permeability and intestinal health. However, this protocol also has some considerable limitations at the genetic level, especially for determining which genes are altered to control illness, because this method is mostly used for phenotypic determination. In addition, this method is limited to determining exactly which pathogenic substrates cause inflammation or increase the permeability of the worms' intestines during infection. Therefore, further in-depth studies, including investigation of the molecular genetic mechanism using mutant bacteria and nematodes as well as chemical component analysis of bacteria, are required to fully evaluate the function of bacteria and chemicals in determining intestinal permeability.

Measuring the Effects of Bacteria and Chemicals on the Intestinal Permeability of Caenorhabditis elegans

This protocol describes how to measure intestinal permeability of Caenorhabditis elegans. This method is helpful for basic biological research on intestinal health related to the interaction between intestinal bacteria and their host and for screening to identify probiotic and chemical agents to cure leaky gut syndrome and inflammatory bowel diseases.

Messung der Auswirkungen von Bakterien und Chemikalien auf die Darmdurchlässigkeit von Caenorhabditis elegans

In living organisms, intestinal hyperpermeability is a serious symptom that leads to many inflammatory bowel diseases (IBDs). Caenorhabditis elegans is a ...

Medizin

Hand Dissection of Caenorhabditis elegans Intestines

Comprised of only 20 cells, the Caenorhabditis elegans intestine&#160;is the nexus of many life-supporting functions, including digestion, metabolism, aging, immunity, and environmental response. Critical interactions between the C. elegans host and its environment converge within the intestine, where gut microbiota concentrate. Therefore, the ability to isolate intestine tissue away from the rest of the worm is necessary to assess intestine-specific processes. This protocol describes a method for hand dissecting adult C. elegans intestines. The procedure can be performed in fluorescently labeled strains for ease or training purposes. Once the technique is perfected, intestines can be collected from unlabeled worms of any genotype. This microdissection approach allows for the simultaneous capture of host intestinal tissue and gut microbiota, a benefit to many microbiome studies. As such, downstream applications for the intestinal preparations generated by this protocol can include but are not limited to RNA isolation from intestinal cells and DNA isolation from captured microbiota. Overall, hand dissection of C. elegans intestines affords a simple and robust method to investigate critical aspects of intestine biology.

Hand Dissection of Caenorhabditis elegans Intestines

The present protocol describes a procedure for isolating intestines from adult Caenorhabditis elegans nematode worms by hand for input in genomics, proteomics, microbiome, or other assays.

Handdissektion von Caenorhabditis elegans Darm

Comprised of only 20 cells, the Caenorhabditis elegans intestine&#160;is the nexus of many life-supporting functions, including digestion, metabolism, ...

Beurteilung der lysosomalen Alkalisierung in den Darm von Leben Caenorhabditis elegans

Zusammenfassung

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