Die Autoren möchten sich für den Erhalt des Biomet Spine Grant der Pediatric Orthopaedic Society of North America und des National Institutes of Health Clinical and Translational Science Institute KL2 sowie des HH Lee Surgical Research Grant als Hauptfinanzierungsquellen für diese Experimente bedanken.

Alle Tiere wurden in strikter Übereinstimmung mit der guten Tierpraxis behandelt, wie sie in den Bundesvorschriften definiert ist, wie sie im Tierschutzgesetz (AWA), dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren von 1996, der PHS-Richtlinie für die humane Pflege und Verwendung von Labortieren sowie in den Richtlinien und Verfahren der Einrichtung festgelegt sind, wie sie im Schulungshandbuch für die Pflege und Verwendung von Tieren festgelegt sind. und alle Tierarbeiten wurden vom Animal Research Committee (ARC) des Kanzlers der University of California in Los Angeles genehmigt.
1. Wahl des biolumineszierenden Stamms S. aureus
<ol><li>Verwenden Sie den biolumineszierenden S. aureus-Stamm Xen36 als Inokulum von Interesse. HINWEIS: Dieser Stamm wurde vom Elternstamm S. aureus ATCC-49525 abgeleitet, einem klinischen Isolat eines septischen Patienten. S. aureus Xen36 nutzt auf einzigartige Weise ein Lux-ABCDE-Operon, das optimiert und in das native Plasmid des Wirts integriert ist. 19 Infolgedessen ist der Xen36-Stamm in der Lage, ein blau-grünes biolumineszierendes Licht mit einer Spitzenwellenlänge von 490 nm zu erzeugen. Dieses Emissionssignal wird nur von lebenden stoffwechselaktiven Bakterien erzeugt.</li>
</ol>2. Zubereitung von S. aureus zur Inokulation
<ol><li>Zugabe von 200 μg/ml Kanamycin zu Luria-Bouillon plus 1,5%igem Agar, um S. aureus Xen36 aus potenziellen Verunreinigungen zu isolieren, wobei das Kanamycin-Resistenzgen, das mit dem Lux-Operon 19 verbunden ist, verwendet wird.</li>
	<li>S. aureus Xen36-Bakterien auf tryptische Soja-Agarplatten (tryptische Sojabrühe [TSB] plus 1,5 % Agar) auftragen und bei 37 °C für 12-16 h inkubieren.</li>
	<li>Einzelne Kolonien von S. aureus Xen36 isolieren und einzeln in TSB für 12-16 h bei 37 °C in einem Schüttelinkubator (200 U/min) kultivieren.</li>
	<li>Die resultierende Kultur wird im Verhältnis 1:50 verdünnt.</li>
	<li>Weitere 2 h bei 37 °C kultivieren, um Bakterien in der mittleren logarithmischen Phase zu isolieren.</li>
	<li>Pelletieren, resuspendieren und waschen Sie Bakterien dreimal in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS).</li>
	<li>Messen Sie die Absorption bei 600 nm. Der ideale OD600 liegt zwischen 0,700 und 0,750, was 4x105 KBE/ml entspricht. Führen Sie serielle Verdünnungen durch, um das gewünschte bakterielle Inokulum (1 x 103 KBE/2 μl) zu erreichen. HINWEIS: Die optimale Konzentration von Xen36 für die Etablierung einer chronischen Infektion betrug 1 x 103 KBE. Eine niedrigere Dosierung der Bakterien wurde vom Immunsystem des Wirts beseitigt und eine höhere Dosierung führte zu einem Wundabbau. Der Wundabbau unterscheidet nicht zwischen einer tiefen Implantatinfektion und einer oberflächlichen Wundinfektion und wird daher in diesem Modell vermieden (Abbildung 1)20.</li>
</ol>3. Mäuse
<ol><li>Verwenden Sie 12 Wochen alte männliche C57BL/6J-Wildtyp-Mäuse.</li>
	<li>Hausmäuse in Käfigen mit maximal 4 auf einmal.</li>
	<li>Halten Sie jederzeit Wasser bereit. Halten Sie einen 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus ein und führen Sie während der Dunkelphase des Zyklus keine Experimente durch.</li>
	<li>Verwenden Sie luzernefreies Futter für die Fütterung, da es zu Interferenzen mit der Fluoreszenzsignalisierung kommen kann.</li>
	<li>Lassen Sie die Mäuse täglich von Forschungs- oder Veterinärpersonal untersuchen, um das Wohlergehen der Tiere während des gesamten Versuchs zu gewährleisten.</li>
</ol>4. Chirurgische Eingriffe bei Mäusen
<ol><li>Induzieren Sie eine Anästhesie, indem Sie Mäuse für etwa 5 Minuten in eine Isofluran-Kammer (2 %) legen. Bestätigen Sie eine angemessene Anästhesietiefe, indem Sie die Atmung so überwachen, dass sie rhythmisch und langsamer bleibt als im Wachzustand und sich nicht als Reaktion auf schädliche Reize (z. B. chirurgische Manipulation, Zehenkneifen) verändert.</li>
	<li>Bringen Sie betäubte Mäuse in eine Vorbereitungsstation und entfernen Sie die Haare vom Kreuzbein bis zur oberen Brustwirbelsäule mit einer Nagetierschere.</li>
	<li>Reinigen und sterilisieren Sie die Haut mit dreifachen Waschungen mit abwechselnder Betadinlösung und Isopropylalkohol.</li>
	<li>Übertragen Sie anästhesierte und sterilisierte Mäuse in Bauchlage auf ein steriles Operationsbett unter Aufrechterhaltung der Anästhesie mit Verabreichung von inhalativem Isofluran (2%) über den Nasenkegel.</li>
	<li>Beugen Sie die Hüften maximal und identifizieren Sie die Position des Knies auf Höhe der Wirbelsäule, um sich dem Wirbelkörper der Lendenwirbelsäule 4 anzunähern.</li>
	<li>Machen Sie einen 2 cm langen Längsschnitt durch die Haut mit einem chirurgischen Skalpell mit 15 Klingen.</li>
	<li>Abtasten Sie die Dornfortsätze, um die Mittellinie zu bestätigen, und setzen Sie den Schnitt bis zum Knochen fort.</li>
	<li>Subperiostal auf der rechten Seite des Dornfortsatzes L4 sezieren, der sich lateral zum Querfortsatz erstreckt.</li>
	<li>Eine resorbierbare geflochtene Naht der Größe 5-0 Cephalad und Caudad durch die Faszie an den L4-Körper führen und offen lassen, um einen zukünftigen Verschluss vorzubereiten.</li>
	<li>Mit einer 25-G-Wirbelsäulennadel den Dornfortsatz von L4 mit einer 25-G-Wirbelsäulennadel einreiben und ein 1 cm langes, "L-förmiges" chirurgisches Edelstahlimplantat mit 0,1 mm Durchmesser entlang der Lamina einsetzen, wobei der lange Arm auf Cephalad liegt.</li>
	<li>Beimpfen Sie das Implantat mit 1 x 103 KBE/2 μl biolumineszierendem S. aureus Xen36 und achten Sie darauf, dass die gesamte Lösung mit dem Implantat in Kontakt kommt.</li>
	<li>Warten Sie ca. 10 Sekunden, bevor Sie die zuvor durchgeführte resorbierbare Naht nach der Inokulation abbinden, um sicherzustellen, dass das Inokulum auf dem Implantat eingeschlossen ist.</li>
	<li>Schließen Sie die Haut laufend mit resorbierbarem Nahtmaterial.</li>
	<li>Verabreichen Sie Schmerzmittel durch subkutane Injektion von Buprenorphin (0,1 mg/kg) sofort nach und danach alle 12 Stunden für 3 Tage.</li>
	<li>Erholen Sie Mäuse auf einem Heizkissen und überwachen Sie sie, um zur normalen Aktivität zurückzukehren.</li>
	<li>Postoperative Röntgenaufnahmen anfertigen, um die richtige Platzierung des Implantats zu bestätigen.</li>
</ol>5. Longitudinale In-vivo-Biolumineszenz-Bildgebung zur Messung der Bakterienbelastung
<ol><li>Mäuse mit inhalativem Isofluran anästhesieren (2%). Bestätigen Sie eine angemessene Anästhesietiefe, indem Sie die Atmung so überwachen, dass sie rhythmisch und langsamer bleibt als im Wachzustand und sich nicht als Reaktion auf schädliche Reize (z. B. chirurgische Manipulation, Zehenkneifen) verändert.</li>
	<li>Entfernen Sie die Haare vom Kreuzbein bis zur oberen Brustwirbelsäule mit einer Nagetierschere.</li>
	<li>Laden Sie Mäuse in das Sichtfeld der biolumineszierenden Bildgebungsplattform, um In-vivo-Biolumineszenz-Bildgebung (BLI) durchzuführen19.</li>
	<li>Erfassen Sie biolumineszierende Signale über eine Aufnahmezeit von 5 Minuten. Verwende große Binning-Einstellungen mit einem Sichtfeld von 15 cm (B).</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 5.1-5.4 an den postoperativen Tagen 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 und 35 (oder an anderen Tagen, die auf einem bestimmten Versuchsdesign basieren), um die Bakterienlast zu überwachen.</li>
	<li>Präsentieren Sie BLI-Daten über Farbskala und Überlagerung auf einem Graustufenfoto. Isolieren Sie eine standardmäßige eiförmige Region of Interest (ROI) mit BLI-Software, um BLI im Gesamtfluss (Photonen pro Sekunde) oder im mittleren maximalen Fluss (Photonen/Sekunde/Zentimeter2/Steradian) zu quantifizieren.</li>
</ol>6. Quantifizierung von Bakterien, die an Implantaten und umgebendem Gewebe haften
<ol><li>Euthanasieren Sie Mäuse am POD 35 oder zu einem alternativen postoperativen Zeitpunkt Ihrer Wahl mit Kohlendioxid-Exposition gemäß den AVMA-Richtlinien. Euthanasie mit sekundärer Zervixluxation bestätigen.</li>
	<li>Sterilisieren Sie die Rückenhaut gemäß Schritt 4.3 und positionieren Sie die Maus in Bauchlage auf einem sterilen Operationsfeld.</li>
	<li>Schneiden Sie den vorherigen Schnitt mit einem chirurgischen Skalpell mit 15 Klingen scharf ein.</li>
	<li>Verwenden Sie eine sterile Schere, um den Dornfortsatz L4 stumpf zu präparieren und das chirurgische Implantat zu identifizieren.</li>
	<li>Verwenden Sie einen Nadeltreiber, um das Implantat vorsichtig zu drehen und aus seiner Position im Dornfortsatz L4 zu entfernen.</li>
	<li>Entnehmen Sie mit einer sterilen Pinzette und Schere ca. 0,1 g Dornfortsatzknochen und Weichgewebe unmittelbar um das chirurgische Implantat herum und geben Sie 1 ml PBS in ein kleines konisches Nashornröhrchen mit 4 scharfen Homogenisierungskügelchen.</li>
	<li>Erfassen Sie das Gewicht des Weichgewebes, indem Sie das konische Röhrchen vor und nach der Ernte wiegen.</li>
	<li>Platzieren Sie das Implantat in 0,5 ml 0,3 % Tween-80 in TSB und beschallen Sie es 15 Minuten lang.</li>
	<li>Die resultierende Implantatsuspension wird 2 min vortex und über Nacht 12-16 h kultiviert.</li>
	<li>Homogenisieren Sie das Weichgewebe und die Dornfortsätze, die zuvor in 1 ml PBS um das Implantat herum platziert wurden, mit einem Homogenisator.</li>
	<li>Die resultierende Weichteilsuspension wird 5 min vortex und über Nacht 12-16 h kultiviert.</li>
	<li>Zählen Sie nach der Kultur über Nacht KBE aus dem Implantat bzw. aus dem umliegenden Gewebe. Geben Sie den Wert als Gesamtmenge KBE/g für Weichgewebe und KBE/ml für beschallte Implantate an.</li>
</ol>

<ol>
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Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Implantatbedingte Infektionen in der Wirbelsäule deuten auf schlechte Ergebnisse für die Patienten hin 1,2,3,4,5. Im Gegensatz zu vielen anderen Bereichen im Körper kann infizierte Hardware in der Wirbelsäule aufgrund des Risikos von Instabilität und neurologischer Beeinträchtigung häufig nicht entfernt werden. Diese einzigartige Herausforderung im Umfe...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/60560">In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection</a>. The Authors section was updated from:
Benjamin V. Kelley1 
Stephen D. Zoller1 
Danielle Greig1 
Kellyn Hori1 
Nicolas Cevallos1 
Chad Ishmael1 
Peter Hsiue1 
Rishi Trikha1 
Troy Sekimura2 
Thomas Olson2 
Ameen Chaudry2 
Michael M. Le2 
Anthony A. Scaduto1 
Kevin P. Francis1 
Nicholas M. Bernthal1 
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles 
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles
to:
Benjamin V. Kelley1 
Christopher Hamad1 
Stephen D. Zoller1 
Danielle Greig1 
Zeinab Mamouei1 
Rene Chun1 
Kellyn Hori1 
Nicolas Cevallos1 
Chad Ishmael1 
Peter Hsiue1 
Rishi Trikha1 
Troy Sekimura2 
Brandon Gettleman3 
Autreen Golzar2 
Adrian Lin2 
Thomas Olson2 
Ameen Chaudry2 
Michael M. Le2 
Anthony A. Scaduto1 
Kevin P. Francis1 
Nicholas M. Bernthal1 
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles 
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles 
3University of South Carolina School of Medicine, University of South Carolina

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/60560">In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection</a>. The Authors section was updated.

Erratum: In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection

Das Ziel dieser Methode ist es, ein neuartiges Mausmodell der spinalen Implantatinfektion (SII) zu beschreiben. Dieses Modell wurde entwickelt, um ein kostengünstiges und genaues Werkzeug zur flexiblen Bewertung der Wirkung von Wirts-, Erreger- und/oder Implantatvariablen in vivo bereitzustellen. Die Erprobung potenzieller Therapeutika und Behandlungsstrategien für Wirbelsäulenimplantatinfektionen in diesem Modell zielt darauf ab, die Forschungsentwicklung vor der Anwendung in größeren Tiermodellen und klinischen Studien zu steuern.
Implantatbedingte Infektionen nach Wirbelsäulenoperationen sind eine verheerende Komplikation und treten leider bei etwa 3–8 % der Patienten auf, die sich einer elektiven Wirbelsäulenoperation unterziehen 1,2,3,4,5 und bis zu 65 % der Patienten, die sich einer Mehrebenen- oder Revisionsoperation unterziehen 6. Die Behandlung von Wirbelsäulenimplantatinfektionen erfordert oft mehrere Krankenhausaufenthalte, mehrere Operationen und eine längere Antibiotikatherapie. SIIs deuten auf schlechte Patientenergebnisse hin, einschließlich neurologischer Beeinträchtigungen, Behinderungen und eines erhöhten Mortalitätsrisikos. Die Behandlung von SII ist extrem teuer und kostet mehr als 900.000 US-Dollar pro Patient7.
Staphylococcus aureus ist der häufigste virulente Erreger von SII 8,9,10,11. Bakterien können die Hardware direkt während der Operation, durch die Wunde während der postoperativen Phase oder später durch hämatogene Ausbreitung aussäen. In Gegenwart von Metallimplantaten bildet S. aureus einen Biofilm, der die Bakterien vor einer Antibiotikatherapie und Immunzellen schützt. Während die Entfernung infizierter Hardware dazu beitragen kann, eine Infektion effektiv auszurotten, ist dies in der Wirbelsäule häufig nicht möglich, ohne eine Destabilisierung zu verursachen und eine neurologische Beeinträchtigung zu riskieren12.
Da infizierte Hardware nicht explantiert werden kann, sind neue Ansätze zur Vorbeugung, Erkennung und Behandlung von SII erforderlich. In der Vergangenheit gab es nur begrenzte Tiermodelle für SII, um die Sicherheit und Wirksamkeit neuartiger Therapien effizient zu bewerten. Bisherige Tiermodelle der SII erfordern eine große Anzahl von Tieren und die Erfassung von Datenpunkten, die Euthanasie erfordern, einschließlich Koloniezählung, Histologie und Kultur13,14,15. Da es keine longitudinale In-vivo-Überwachung gibt, liefern diese Modelle nur einen Datenpunkt pro Tier und sind daher teuer und ineffizient.
Frühere Arbeiten zur Untersuchung eines Mausmodells für Knieendoprothetikinfektionen erwiesen den Wert und die Genauigkeit der nicht-invasiven optischen In-vivo-Bildgebung zur longitudinalen Überwachung der Infektionslast16. Der Nachweis von Biolumineszenz ermöglicht es, die bakterielle Belastung über einen longitudinalen Zeitverlauf in einem einzelnen Tier human, genau und effizient zu quantifizieren. Darüber hinaus haben frühere Studien eine hohe Korrelation zwischen In-vivo-Biolumineszenz und an Implantaten haftenden KBE gezeigt17. Die Fähigkeit, Infektionen im Laufe der Zeit zu verfolgen, hat zu einem nuancierteren Verständnis von implantatbedingten Infektionen geführt. Darüber hinaus hat die Überwachung der longitudinalen Infektion auf diese Weise eine genaue Bewertung der Wirksamkeit der Antibiotikatherapie und neuartiger antimikrobieller Mittel ermöglicht16,17,18.
Mit Hilfe dieser Werkzeuge haben wir ein Modell der postoperativen Wirbelsäulenimplantatinfektion entwickelt und validiert. In der vorgestellten Methode verwenden wir ein Inokulum von biolumineszierendem S. aureus Xen36, um ein in vivo Mausmodell der SII zu etablieren, um die bakterielle Belastung longitudinal zu überwachen16,17,18. Dieses neuartige Modell bietet ein wertvolles Werkzeug, um potenzielle Erkennungs-, Präventions- und Behandlungsstrategien für SII effizient zu testen, bevor sie in größeren Tiermodellen und klinischen Studien angewendet werden.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Analytical Balance ME104</td>
			<td>Mettler Toledo</td>
			<td>30029067</td>
			<td>120 g capacity, 0.1 mg readability, backlit LCD, internal adjustment, metal base</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Bacto Tryptic Soy Broth</td>
			<td>Becton Dickinson (BD)</td>
			<td>BD 211825</td>
			<td>BD Bacto Tryptic Soy Broth (Soybean-Casein Digest Medium)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biomate 3S UV-VIS Spectrophotometer</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>840-208300</td>
			<td>Spectrophotometer; Thermo Scientific; BioMate 3S; Six-position cell holder; Spectral bandwidth: 1.8nm; Long-life xenon lamp; Store up to 40 test methods; 16L x 13W x 9 in. H; 19 lb.; 100/240V US line cord</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bioshield 720+ swinging bucket rotor</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>75003183</td>
			<td>Rotor, Swinging bucket; Thermo Scientific; BIOShield 720 high speed; Capacity: 4 x 180mL (0.72L); Angle: 90 deg. ; Max. speed/RCF: 6300rpm/7188 x g; Max. radius: 16.2cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Branson Ultrasonics 2510R-MTH (Sonicator)</td>
			<td>Branson Ultrasonics</td>
			<td>CPX952217R</td>
			<td>*similar model, our model is discontinued* Branson Ultrasonics MH Series Heated Ultrasonic Cleaning Bath, 120V, 0.75 gal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bullet Blender Storm Homogenizer</td>
			<td>Next Advance</td>
			<td>BBY24M</td>
			<td>The Bullet Blender Storm is the most powerful member of the Bullet Blender family. Homogenize up to 24 of your toughest samples (mouse femur, skin, cartilage, tumor, etc.) in just minutes. Air cooling&#8482; minimizes sample heat up. Uses 1.5ml screw-cap RINO&#174; tubes or snap-cap Eppendorf&#174; Safe-lock&#8482; tubes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Germinator 500</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>66118-10</td>
			<td>The Germinator 500 is designed to decontaminate metal micro-dissecting instruments only. It is to be 
			used exclusively for research purposes. The Germinator 500 should not be used as a substitute for 
			traditional methods of terminal sterilization. Effective sterilization cannot be assured due to lack of routine 
			sterilization-efficacy monitoring methods for glass bead sterilization. The Germinator 500 has been 
			designed and built to pass the Validation of Dry Sterilizer Spore Suspension Test: USP XXIII, Part 1211.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heracell 150i CO2 Incubator</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>51026282</td>
			<td>Single 150L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS Lumina X5 Imaging System</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>CLS148590</td>
			<td>The IVIS Lumina X5 high-throughput 2D optical imaging system combines high-sensitivity bioluminescence and fluorescence with high-resolution x-ray into a compact system that fits on your benchtop. With an expanded 5 mouse field of view for 2D optical imaging plus our unique line of accessories to accelerate setup and labeling, it has never been easier or faster to get robust data&#8212;and answers&#8212;on anatomical and molecular aspects of disease.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MAXQ 4450 Digtial Incubating Bench Shaker</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>SHKE4450</td>
			<td>Shaker, Incubated; Thermo Scientific; Digital; MaxQ 4450; Speed 15 to 500rpm +/-1rpm; 5 deg. C above ambient to 80 deg. C; 120V 50/60Hz</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS, Phosphate Buffered Saline</td>
			<td>Fisher Bioreagents</td>
			<td>BP24384</td>
			<td>PBS, Phosphate Buffered Saline, 1X Solution, pH 7.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sorvall Legend Micro 21 Centrifuge, Ventilated</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>75002436</td>
			<td>24 x 1.5/2.0mL rotor with ClickSeal biocontainment lid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SORVALL LEGEND X1R 120V Centrifuge</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>75004261</td>
			<td>Centrifuge, Benchtop; Thermo Scientific; Sorvall Legend X1R (Refrigerated), 1L capacity; Max. Speed/RCF 15,200rpm/25,830 x g; CFC-free cooling -10C to +40C; 120V 60Hz</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Staphylococcus aureus - Xen36</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>119243</td>
			<td>Staphylococcus aureus - Xen36 bioluminescent pathogenic bacteria for in vivo and in vitro drug discovery. This product was derived from a parental strain from the American Type Culture Collection, used under license. Staph. aureus-Xen36 possesses a stable copy of the Photorhabdus luminescens lux operon on the native plasmid.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TUTTNAUER AUTOCLAVE 2540E 120V</td>
			<td>Heidolph Tuttnauer</td>
			<td>23210401</td>
			<td>Sterilizer, Benchtop; Heidolph; Tuttnauer; Model 2540E; Self-contained design with refillable reservoir controls water purity for sterilization; 120V 50/60Hz; 1400w. With electronic controls</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween 80</td>
			<td>Fisher Bioreagents</td>
			<td>BP338-500</td>
			<td>Tween 80, Fisher BioReagents, Non-ionic detergent for selective protein extraction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex mixer VX-200</td>
			<td>Labnet Internation</td>
			<td>S0200</td>
			<td>120V touch or continuous mixer, 230V: 0 - 2,850 rpm,120V: 0 - 3,400 rpm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9% Sodium Chloride</td>
			<td>Pfizer Injectables/Hospira</td>
			<td>00409-4888-10</td>
			<td>0.9% Sodium Chloride Injection, USP</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo mouse model of spinal implant infection

Infektionen mit Wirbelsäulenimplantaten deuten auf schlechte Ergebnisse hin, da die Diagnose schwierig ist und die chirurgische Eradikation im Widerspruch zur mechanischen Stabilität der Wirbelsäule steht. Der Zweck dieser Methode ist es, ein neuartiges Mausmodell für spinale Implantatinfektionen (SII) zu beschreiben, das entwickelt wurde, um ein kostengünstiges, schnelles und genaues In-vivo-Werkzeug zum Testen potenzieller Therapeutika und Behandlungsstrategien für Wirbelsäulenimplantatinfektionen bereitzustellen.
In dieser Methode stellen wir ein Modell der posterioren Wirbelsäulenchirurgie vor, bei dem ein K-Draht aus Edelstahl in den Dornfortsatz L4 von 12 Wochen alten C57BL/6J-Wildtyp-Mäusen eingedrungen und mit 1 x 103 KBE eines biolumineszierenden Stammes des Staphylococcus aureus Xen36-Bakteriums inokuliert wird. Die Mäuse werden dann an den postoperativen Tagen 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 und 35 in vivo longitudinal für Biolumineszenz abgebildet. Biolumineszenz-Bildgebungssignale (BLI) aus einem standardisierten Sichtfeld werden quantifiziert, um die bakterielle Belastung in vivo zu messen.
Um Bakterien zu quantifizieren, die an Implantaten und periimplantärem Gewebe haften, werden Mäuse euthanasiert und das Implantat und das umgebende Weichgewebe entnommen. Die Bakterien werden durch Beschallung vom Implantat gelöst, über Nacht kultiviert und dann werden koloniebildende Einheiten (KBE) gezählt. Zu den Ergebnissen, die mit dieser Methode gewonnen werden, gehören longitudinale Bakterienzahlen, gemessen durch in vivo S. aureus-Biolumineszenz (mittlerer maximaler Fluss) und KBE-Zählungen nach Euthanasie.
Während frühere Tiermodelle für instrumentierte Wirbelsäuleninfektionen eine invasive Ex-vivo-Gewebeanalyse beinhalteten, nutzt das in dieser Arbeit vorgestellte Mausmodell der SII die nicht-invasive, optische Echtzeit-In-vivo-Bildgebung von biolumineszierenden Bakterien, um statische Gewebeuntersuchungen zu ersetzen. Die Anwendungen des Modells sind breit gefächert und können die Verwendung alternativer biolumineszierender Bakterienstämme, die Einbeziehung anderer Arten von gentechnisch veränderten Mäusen zur gleichzeitigen Untersuchung der Immunantwort des Wirts und die Bewertung aktueller oder die Untersuchung neuer diagnostischer und therapeutischer Modalitäten wie Antibiotika oder Implantatbeschichtungen umfassen.

Das hier vorgestellte Verfahren wurde verwendet, um die Wirksamkeit von Antibiotikatherapien in einem in vivo Mausmodell der SII zu bewerten. Insbesondere wurde die Wirksamkeit einer kombinierten Antibiotikatherapie mit Vancomycin und Rifampicin mit einer Vancomycin-Monotherapie und unbehandelten infizierten Kontrollen verglichen.
Vor der Operation wurden die Mäuse entweder einer Kombinationstherapie, einer Monotherapie oder einer infizierten Kontrolle zugeteilt. Eine statistische Poweranalys...

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In Vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection

Das Protokoll beschreibt ein neuartiges In-vivo-Mausmodell für Wirbelsäulenimplantatinfektionen, bei dem ein K-Draht-Implantat aus Edelstahl mit biolumineszierendem Staphylococcus aureus Xen36 infiziert ist. Die bakterielle Belastung wird longitudinal mit biolumineszierender Bildgebung überwacht und mit koloniebildenden Einheitenzählungen nach Euthanasie bestätigt.

In-vivo-Mausmodell für Wirbelsäulenimplantatinfektionen

Spine implant infections portend poor outcomes as diagnosis is challenging and surgical eradication is at odds with mechanical spinal stability. The ...

in-vivo-mouse-model-of-spinal-implant-infection

Research

JoVE Journal

Medicine

2.2K Aufrufe.  University of California Los Angeles. Das Protokoll beschreibt ein neuartiges In-vivo-Mausmodell für Wirbelsäulenimplantatinfektionen, bei dem ein K-Draht-Implantat aus Edelstahl mit biolumineszierendem Staphylococcus aureus Xen36 infiziert ist. Die bakterielle Belastung wird longitudinal mit biolumineszierender Bildgebung überwacht und mit koloniebildenden Einheitenzählungen nach Euthanasie bestätigt.

Serie: In Vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection

Ex Vivo Infection of Live Tissue with Oncolytic Viruses

Oncolytic Viruses (OVs) are novel therapeutics that selectively replicate in and kill tumor cells1. Several clinical trials evaluating the effectiveness of a variety of oncolytic platforms including HSV, Reovirus, and Vaccinia OVs as treatment for cancer are currently underway2-5. One key characteristic of oncolytic viruses is that they can be genetically modified to express reporter transgenes which makes it possible to visualize the infection of tissues by microscopy or bio-luminescence imaging6,7. This offers a unique advantage since it is possible to infect tissues from patients ex vivo prior to therapy in order to ascertain the likelihood of successful oncolytic virotherapy8. To this end, it is critical to appropriately sample tissue to compensate for tissue heterogeneity and assess tissue viability, particularly prior to infection9. It is also important to follow viral replication using reporter transgenes if expressed by the oncolytic platform as well as by direct titration of tissues following homogenization in order to discriminate between abortive and productive infection. The object of this protocol is to address these issues and herein describes 1. The sampling and preparation of tumor tissue for cell culture 2. The assessment of tissue viability using the metabolic dye alamar blue 3. Ex vivo infection of cultured tissues with vaccinia virus expressing either GFP or firefly luciferase 4. Detection of transgene expression by fluorescence microscopy or using an In Vivo Imaging System (IVIS) 5. Quantification of virus by plaque assay. This comprehensive method presents several advantages including ease of tissue processing, compensation for tissue heterogeneity, control of tissue viability, and discrimination between abortive infection and bone fide viral replication.

Ex Vivo Infection of Live Tissue with Oncolytic Viruses

Oncolytic viruses are promising for cancer therapeutics. The ability to ascertain the infectability of live tissue specimens obtained from patients prior to treatment is a unique advantage of this therapeutic approach. This protocol describes how to process tissues for ex vivo infection with oncolytic virus and subsequent viral quantification.

Ex-vivo-Infektion von lebendem Gewebe mit onkolytischen Viren

Oncolytic Viruses (OVs) are novel therapeutics that selectively replicate in and kill tumor cells1. Several clinical trials evaluating the effectiveness ...

Forschung

Medizin

Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

Spinal cord injury (SCI) is often accompanied by osteoporosis in the sublesional regions of the pelvis and lower extremities, leading to a higher frequency of fractures 1. As these fractures often occur in regions that have lost normal sensory function, the patient is at a greater risk of fracture-dependent pathologies, including death. SCI-dependent loss in both bone mineral density (BMD, grams/cm2) and bone mineral content (BMC, grams) has been attributed to mechanical disuse 2, aberrant neuronal signaling 3 and hormonal changes 4. The use of rodent models of SCI-induced osteoporosis can provide invaluable information regarding the mechanisms underlying the development of osteoporosis following SCI as well as a test environment for the generation of new therapies 5-7 (and reviewed in 8). Mouse models of SCI are of great interest as they permit a reductionist approach to mechanism-based assessment through the use of null and transgenic mice. While such models have provided important data, there is still a need for minimally-invasive, reliable, reproducible, and quantifiable methods in determining the extent of bone loss following SCI, particularly over time and within the same cohort of experimental animals, to improve diagnosis, treatment methods, and/or prevention of SCI-induced osteoporosis.
An ideal method for measuring bone density in rodents would allow multiple, sequential (over time) exposures to low-levels of X-ray radiation. This study describes the use of a new whole-animal scanner, the IVIS Lumina XR (Caliper Instruments) that can be used to provide low-energy (1-3 milligray (mGy)) high-resolution, high-magnification X-ray images of mouse hind limb bones over time following SCI. Significant bone density loss was seen in the tibiae of mice by 10 days post-spinal transection when compared to uninjured, age-matched control (na&iuml;ve) mice (13% decrease, p&lt;0.0005). Loss of bone density in the distal femur was also detectable by day 10 post-SCI, while a loss of density in the proximal femur was not detectable until 40 days post injury (7% decrease, p&lt;0.05). SCI-dependent loss of mouse femur density was confirmed post-mortem through the use of Dual-energy X-ray Absorptiometry (DXA), the current "gold standard" for bone density measurements. We detect a 12% loss of BMC in the femurs of mice at 40 days post-SCI using the IVIS Lumina XR. This compares favorably with a previously reported BMC loss of 13.5% by Picard and colleagues who used DXA analysis on mouse femurs post-mortem 30 days post-SCI 9. Our results suggest that the IVIS Lumina XR provides a novel, high-resolution/high-magnification method for performing long-term, longitudinal measurements of hind limb bone density in the mouse following SCI.

Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

A longitudinal examination of bone loss in the femurs and tibiae of adult mice was performed following spinal cord injury using sequential low-dose X-ray scans. Tibia bone loss was detected throughout the study, while bone loss in the femur was not detected until 40 days post injury.

Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Knochenverlust nach Rückenmarksverletzungen mit Novel, In vivo Methodology

Spinal cord injury (SCI) is often accompanied by osteoporosis in the sublesional regions of the pelvis and lower extremities, leading to a higher ...

Clinical Testing and Spinal Cord Removal in a Mouse Model for Amyotrophic Lateral Sclerosis (ALS)

Amyotrophic lateral sclerosis (ALS) is a fatal neurodegenerative disorder resulting in progressive degeneration of motoneurons. Peak of onset is around 60 years for the sporadic disease and around 50 years for the familial disease. Due to its progressive course, 50% of the patients die within 30 months of symptom onset. In order to evaluate novel treatment options for this disease, genetic mouse models of ALS have been generated based on human familial mutations in the SOD gene, such as the SOD1 (G93A) mutation. Most important aspects that have to be evaluated in the model are overall survival, clinical course and motor function. Here, we demonstrate the clinical evaluation, show the conduction of two behavioural motor tests and provide quantitative scoring systems for all parameters. Because an in depth analysis of the ALS mouse model usually requires an immunohistochemical examination of the spinal cord, we demonstrate its preparation in detail applying the dorsal laminectomy method. Exemplary histological findings are demonstrated. The comprehensive application of the depicted examination methods in studies on the mouse model of ALS will enable the researcher to reliably test future therapeutic options which can provide a basis for later human clinical trials.

Clinical Testing and Spinal Cord Removal in a Mouse Model for Amyotrophic Lateral Sclerosis ALS

A mouse model for amyotrophic lateral sclerosis (ALS) is examined clinically and behaviorally. As a prerequisite for an accompanying immunohistological analysis the preparation of the spinal cord is depicted in detail.

Klinische Tests und Rückenmark Removal in einem Mausmodell für Amyotrophe Lateralsklerose (ALS)

Amyotrophic lateral sclerosis (ALS) is a fatal neurodegenerative disorder resulting in progressive degeneration of motoneurons. Peak of onset is around 60 ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Eine Prellung Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Combined In vivo Optical and &#181;CT Imaging to Monitor Infection, Inflammation, and Bone Anatomy in an Orthopaedic Implant Infection in Mice

Multimodality imaging has emerged as a common technological approach used in both preclinical and clinical research. Advanced techniques that combine in vivo optical and &#956;CT imaging allow the visualization of biological phenomena in an anatomical context. These imaging modalities may be especially useful to study conditions that impact bone. In particular, orthopaedic implant infections are an important problem in clinical orthopaedic surgery. These infections are difficult to treat because bacterial biofilms form on the foreign surgically implanted materials, leading to persistent inflammation, osteomyelitis and eventual osteolysis of the bone surrounding the implant, which ultimately results in implant loosening and failure. Here, a mouse model of an infected orthopaedic prosthetic implant was used that involved the surgical placement of a Kirschner-wire implant into an intramedullary canal in the femur in such a way that the end of the implant extended into the knee joint. In this model, LysEGFP mice, a mouse strain that has EGFP-fluorescent neutrophils, were employed in conjunction with a bioluminescent Staphylococcus aureus strain, which naturally emits light. The bacteria were inoculated into the knee joints of the mice prior to closing the surgical site. In vivo bioluminescent and fluorescent imaging was used to quantify the bacterial burden and neutrophil inflammatory response, respectively. In addition, &#956;CT imaging was performed on the same mice so that the 3D location of the bioluminescent and fluorescent optical signals could be co-registered with the anatomical &#956;CT images. To quantify the changes in the bone over time, the outer bone volume of the distal femurs were measured at specific time points using a semi-automated contour based segmentation process. Taken together, the combination of in vivo bioluminescent/fluorescent imaging with &#956;CT imaging may be especially useful for the noninvasive monitoring of the infection, inflammatory response and anatomical changes in bone over time.

Combined In vivo Optical and  &amp;#181;CT Imaging to Monitor Infection, Inflammation, and Bone Anatomy in an Orthopaedic Implant Infection in Mice

Combined optical and &#956;CT imaging in a mouse model of orthopaedic implant infection, utilizing a bioluminescent engineered strain of Staphylococcus aureus, provided the capability to noninvasively and longitudinally monitor the dynamics of the bacterial infection, as well as the corresponding inflammatory response and anatomical changes in the bone.

Kombiniert<em&gt; In-vivo-</em&gt; Optische und μCT Imaging-Infektion, Entzündung und Knochenanatomie in einem Orthopädie Implantat-Infektion in Mäuse Monitor

Multimodality imaging has emerged as a common technological approach used in both preclinical and clinical research. Advanced techniques that combine in ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Controlled Cortical Impact-Modell für traumatische Hirnverletzung

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. Despite the discovery of key regulators of uterine contractility, this process is still not fully understood. Transgenic mice provide an ideal model in which to study parturition. Previously, the only method to study uterine contractility in the mouse was ex vivo isometric tension recordings, which are suboptimal for several reasons. The uterus must be removed from its physiological environment, a limited time course of investigation is possible, and the mice must be sacrificed. The recent development of radiometric telemetry has allowed for longitudinal, real-time measurements of in vivo intrauterine pressure in mice. Here, the implantation of an intrauterine telemeter to measure pressure changes in the mouse uterus from mid-pregnancy until delivery is described. By comparing differences in pressures between wild type and transgenic mice, the physiological impact of a gene of interest can be elucidated. This technique should expedite the development of therapeutics used to treat myometrial disorders during pregnancy, including preterm labor.

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy.

Intrauterine Telemetrie zur Maus Kontraktionsdruck messen<em&gt; In-vivo-</em

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

Ein Neonatal Maus Spinal Cord Injury Kompression Modell

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

Stem-cell Based Engineered Immunity Against HIV Infection in the Humanized Mouse Model

With the rapid development of stem cell-based gene therapies against HIV, there is pressing requirement for an animal model to study the hematopoietic differentiation and immune function of the genetically modified cells. The humanized Bone-marrow/Liver/Thymus (BLT) mouse model allows for full reconstitution of a human immune system in the periphery, which includes T cells, B cells, NK cells and monocytes. The human thymic implant also allows for thymic selection of T cells in autologous thymic tissue. In addition to the study of HIV infection, the model stands as a powerful tool to study differentiation, development and functionality of cells derived from hematopoietic stem cells (HSCs). Here we outline the construction of humanized non-obese diabetic (NOD)-severe combined immunodeficient (SCID)-common gamma chain knockout (c&#947;-/-)-Bone-marrow/Liver/Thymus (NSG-BLT) mice with HSCs transduced with CD4 chimeric antigen receptor (CD4CAR) lentivirus vector. We show that the CD4CAR HSCs can successfully differentiate into multiple lineages and have anti-HIV activity. The goal of the study is to demonstrate the use of NSG-BLT mouse model as an in vivo model for engineered immunity against HIV. It is worth noting that, because lentivirus and human tissue is used, experiments and surgeries should be performed in a Class II biosafety cabinet in a Biosafety Level 2 (BSL2) with special precautions (BSL2+) facility.

This protocol describes the methods in constructing a humanized bone-marrow/liver/thymus mouse model with stem cell-based engineered immunity against HIV infection.

Stammzellen Basierend Engineered Immunität gegen HIV-Infektion in der humanisierten Maus-Modell

With the rapid development of stem cell-based gene therapies against HIV, there is pressing requirement for an animal model to study the hematopoietic ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

Depletion von Maus-Zellen aus menschlichem Tumorxenografte deutlich verbessert Downstream-Analyse von Zielzellen

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...