Les auteurs tiennent à remercier la personne qui a reçu la subvention de la colonne vertébrale biologique de la Pediatric Orthopaedic Society of North America et la subvention KL2 de l’Institut des sciences cliniques et translationnelles des National Institutes of Health, ainsi que la subvention de recherche chirurgicale HH Lee en tant que sources de financement majeures pour ces expériences.

Tous les animaux ont été manipulés en stricte conformité avec les bonnes pratiques animales telles que définies dans les règlements fédéraux tels qu’énoncés dans la Loi sur le bien-être des animaux (AWA), le Guide de 1996 pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire, la Politique de PHS pour le soin et l’utilisation sans cruauté des animaux de laboratoire, ainsi que les politiques et procédures de l’établissement telles qu’énoncées dans le Manuel de formation sur le soin et l’utilisation des animaux. et tous les travaux sur les animaux ont été approuvés par le Comité de recherche sur les animaux (ARC) du chancelier de l’Université de Californie à Los Angeles.
1. Choix de la souche bioluminescente de S. aureus
<ol><li>Utilisez la souche bioluminescente de S. aureus Xen36 comme inoculum d’intérêt. REMARQUE : Cette souche est dérivée de la souche parentale S. aureus ATCC-49525, qui est un isolat clinique provenant d’un patient septique. S. aureus Xen36 utilise de manière unique un opéron ABCDE de lux, qui est optimisé et intégré dans le plasmide natif de l’hôte. 19 En conséquence, la souche Xen36 est capable de produire une lumière bioluminescente bleu-vert avec une émission de longueur d’onde maximale de 490 nm. Ce signal d’émission n’est produit que par des organismes bactériens vivants métaboliquement actifs.</li>
</ol>2. Préparation de S. aureus pour l’inoculation
<ol><li>Ajouter 200 μg/mL de kanamycine au bouillon Luria et 1,5 % de gélose pour isoler S. aureus Xen36 des contaminants potentiels, en utilisant le gène de résistance à la kanamycine lié à l’opéron lux 19.</li>
	<li>Filtrer la bactérie S. aureus Xen36 sur des plaques de gélose tryptique de soja (bouillon de soja tryptique [TSB] plus gélose à 1,5 %) et incuber à 37 °C pendant 12 à 16 h.</li>
	<li>Isoler des colonies isolées de S. aureus Xen36 et les cultiver individuellement dans le BST pendant 12 à 16 h à 37 °C dans un incubateur à agitation (200 tr/min).</li>
	<li>Diluer la culture résultante dans un rapport de 1 :50.</li>
	<li>Cultiver pendant 2 h supplémentaires à 37 °C pour isoler les bactéries de la phase médio-logarithmique.</li>
	<li>Granulés, remettre en suspension et laver les bactéries dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) trois fois.</li>
	<li>Mesurer l’absorbance à 600 nm. Le OD600 idéal se situe entre 0,700 et 0,750, ce qui correspond à 4x105 UFC/mL. Effectuer des dilutions en série pour obtenir l’inoculum bactérien souhaité (1 x 103 UFC/2 μL). REMARQUE : La concentration optimale de Xen36 pour l’établissement d’une infection chronique s’est avérée être de 1 x 103 UFC. Une dose plus faible de bactéries a été éliminée par le système immunitaire de l’hôte et une dose plus élevée a provoqué une dégradation de la plaie. La rupture de la plaie ne fait pas la différence entre une infection implantaire profonde et une infection superficielle de la plaie et est donc évitée dans ce modèle (Figure 1)20.</li>
</ol>3. Souris
<ol><li>Utilisez des souris mâles de type sauvage C57BL/6J âgées de 12 semaines.</li>
	<li>Souris domestiques dans des cages avec un maximum de 4 à la fois.</li>
	<li>Gardez de l’eau disponible en tout temps. Maintenez un cycle lumière/obscurité de 12 heures et n’effectuez pas d’expérimentation pendant la phase sombre du cycle.</li>
	<li>Utilisez de la nourriture sans luzerne pour l’alimentation en raison des interférences potentielles avec la signalisation fluorescente.</li>
	<li>Demandez au personnel de recherche ou au personnel vétérinaire d’évaluer quotidiennement les souris pour s’assurer du bien-être des animaux tout au long de l’expérience.</li>
</ol>4. Interventions chirurgicales chez la souris
<ol><li>Induire l’anesthésie en plaçant les souris dans une chambre d’isoflurane (2 %) pendant environ 5 minutes. Confirmez la profondeur appropriée de l’anesthésie en surveillant les respirations pour qu’elles restent rythmées et plus lentes que lorsqu’elles sont éveillées et qu’elles ne changent pas en réponse à des stimuli nocifs (p. ex., manipulation chirurgicale, pincement des orteils).</li>
	<li>Transférez les souris anesthésiées dans une station de préparation et enlevez les poils du sacrum à la colonne thoracique supérieure à l’aide d’une tondeuse pour rongeurs.</li>
	<li>Nettoyez et stérilisez la peau avec trois lavages d’une solution alternée de bétadine et d’alcool isopropylique.</li>
	<li>Transférer les souris anesthésiées et stérilisées en position couchée sur un lit chirurgical stérile en maintenant l’anesthésie avec l’administration d’isoflurane inhalé (2 %) par cône nasal.</li>
	<li>Fléchissez au maximum les hanches et identifiez la position du genou au niveau de la colonne vertébrale pour vous rapprocher du corps lombaire 4 vertébral.</li>
	<li>Faites une incision longitudinale de 2 cm à travers la peau avec un scalpel chirurgical à 15 lames.</li>
	<li>Palpez les apophyses épineuses pour confirmer la ligne médiane et continuez l’incision jusqu’à l’os.</li>
	<li>Disséquer sous-périostée sur le côté droit de l’apophyse épineuse L4, en s’étendant latéralement jusqu’à l’apophyse transverse.</li>
	<li>Passez une suture tressée résorbable de taille 5-0 céphalade et caudade sur le corps L4 à travers le fascia et laissez ouvert, en préparation d’une fermeture future.</li>
	<li>À l’aide d’une aiguille spinale de 25 G, alésez l’apophyse épineuse de L4 à l’aide d’une aiguille spinale de 25 G et insérez un implant en acier inoxydable de qualité chirurgicale en forme de « L » de 0,1 mm de diamètre et de 1 cm de long le long de la lame avec le long bras de la céphalade de pose.</li>
	<li>Inoculez l’implant avec 1 x 103 UFC/2 μL de S. aureus Xen36 bioluminescent, en prenant soin de s’assurer que toute la solution entre en contact avec l’implant.</li>
	<li>Attendez environ 10 secondes avant de nouer la suture résorbable précédemment passée après l’inoculation pour assurer le confinement de l’inoculum sur l’implant.</li>
	<li>Fermez la peau en courant avec une suture résorbable.</li>
	<li>Administrer un analgésique par injection sous-cutanée de buprénorphine (0,1 mg/kg) immédiatement à l’arrêt, puis toutes les 12 heures pendant 3 jours par la suite.</li>
	<li>Récupérez les souris sur un coussin chauffant et surveillez le retour à une activité normale.</li>
	<li>Obtenir des radiographies postopératoires pour confirmer la mise en place appropriée de l’implant.</li>
</ol>5. Imagerie longitudinale in vivo par bioluminescence pour mesurer la charge bactérienne
<ol><li>Anesthésier les souris avec de l’isoflurane inhalé (2 %). Confirmez la profondeur appropriée de l’anesthésie en surveillant les respirations pour qu’elles restent rythmées et plus lentes que lorsqu’elles sont éveillées et qu’elles ne changent pas en réponse à des stimuli nocifs (p. ex., manipulation chirurgicale, pincement des orteils).</li>
	<li>Enlevez les poils du sacrum à la colonne thoracique supérieure avec une tondeuse à rongeurs.</li>
	<li>Chargez des souris sur le champ de vision de la plate-forme d’imagerie bioluminescente pour effectuer une imagerie par bioluminescence in vivo (BLI)19.</li>
	<li>Capturez le signal bioluminescent sur un temps d’acquisition de 5 minutes. Utilisez de grands paramètres de regroupement avec un champ de vision de 15 cm (B).</li>
	<li>Répétez les étapes 5.1 à 5.4 les jours postopératoires 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 et 35 (ou d’autres jours en fonction d’un plan expérimental spécifique) pour surveiller la charge bactérienne.</li>
	<li>Présentez les données BLI à l’aide d’une échelle de couleurs et superposez-les sur une photographie en niveaux de gris. Isolez une région ovoïde d’intérêt (ROI) standard à l’aide du logiciel BLI pour quantifier le BLI en flux total (photons par seconde) ou en flux maximum moyen (photons/seconde/centimètre2/stéradian).</li>
</ol>6. Quantifier les bactéries adhérentes aux implants et aux tissus environnants
<ol><li>Euthanasier les souris à la POD 35 ou à une autre date postopératoire de votre choix en cas d’exposition au dioxyde de carbone conformément aux directives de l’AVMA. Confirmer l’euthanasie avec luxation cervicale secondaire.</li>
	<li>Stérilisez la peau dorsale selon l’étape 4.3 et placez la souris sur le ventre sur un champ chirurgical stérile.</li>
	<li>Inciser nettement l’incision précédente à l’aide d’un scalpel chirurgical à 15 lames.</li>
	<li>Utilisez des ciseaux stériles pour disséquer sans ménagement l’apophyse épineuse L4 et identifier l’implant chirurgical.</li>
	<li>Utilisez un tournevis à aiguille pour tordre doucement et retirer l’implant de sa position dans le processus épineux L4.</li>
	<li>À l’aide d’une pince et de ciseaux stériles, prélever environ 0,1 g d’os et de tissus mous de l’apophyse épineuse entourant immédiatement l’implant chirurgical et placer 1 mL de PBS dans un petit tube rhinocéros conique avec 4 billes d’homogénéisation pointues.</li>
	<li>Enregistrez le poids des tissus mous en pesant le tube conique avant et après la récolte.</li>
	<li>Placer l’implant dans 0,5 mL de Tween-80 à 0,3 % dans du TSB et soniser pendant 15 min.</li>
	<li>Vortex la suspension de l’implant résultant pendant 2 min et culture pendant la nuit pendant 12-16 h.</li>
	<li>Homogénéiser les tissus mous et les apophyses épineuses préalablement placés dans 1 ml de PBS entourant l’implant à l’aide d’un homogénéisateur.</li>
	<li>Vortex la suspension des tissus mous résultante pendant 5 min et culture pendant la nuit pendant 12 à 16 h.</li>
	<li>Après une culture pendant la nuit, comptez l’UFC de l’implant et des tissus environnants, respectivement. Exprimez la valeur en UFC/g total récolté pour les tissus mous et en UFC/mL pour l’implant sonique.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Verdrengh, M., Tarkowski, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+neutrophils+in+experimental+septicemia+and+septic+arthritis+induced+by+Staphylococcus+aureus.">Role of neutrophils in experimental septicemia and septic arthritis induced by Staphylococcus aureus.</a> Infection and Immunity. 65 (7), 2517-2521 (1997).</li><li>Fang, A., Hu, S. S., Endres, N., Bradford, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Risk+factors+for+infection+after+spinal+surgery.">Risk factors for infection after spinal surgery.</a> Spine. 30 (12), 1460-1465 (2005).</li><li>Levi, A. D., Dickman, C. A., Sonntag, V. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Management+of+postoperative+infections+after+spinal+instrumentation.">Management of postoperative infections after spinal instrumentation.</a> Journal of Neurosurgery. 86 (6), 975-980 (1997).</li><li>Weinstein, M. A., McCabe, J. P., Cammisa, F. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postoperative+spinal+wound+infection:+a+review+of+2,391+consecutive+index+procedures.">Postoperative spinal wound infection: a review of 2,391 consecutive index procedures.</a> Journal of Spinal Disorders. 13 (5), 422-426 (2000).</li><li>Picada, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postoperative+deep+wound+infection+in+adults+after+posterior+lumbosacral+spine+fusion+with+instrumentation:+incidence+and+management.">Postoperative deep wound infection in adults after posterior lumbosacral spine fusion with instrumentation: incidence and management.</a> Journal of Spinal Disorders. 13 (1), 42-45 (2000).</li><li>Smith, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rates+of+infection+after+spine+surgery+based+on+108,419+procedures:+a+report+from+the+Scoliosis+Research+Society+Morbidity+and+Mortality+Committee.">Rates of infection after spine surgery based on 108,419 procedures: a report from the Scoliosis Research Society Morbidity and Mortality Committee.</a> Spine. 36 (7), 556-563 (2011).</li><li>Abbey, D. M., Turner, D. M., Warson, J. S., Wirt, T. C., Scalley, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Treatment+of+postoperative+wound+infections+following+spinal+fusion+with+instrumentation.">Treatment of postoperative wound infections following spinal fusion with instrumentation.</a> Journal of Spinal Disorders. 8 (4), 278-283 (1995).</li><li>Silber, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Management+of+postprocedural+discitis.">Management of postprocedural discitis.</a> Spine Journal. 2 (4), 279-287 (2002).</li><li>Pappou, I. P., Papadopoulos, E. C., Sama, A. A., Girardi, F. P., Cammisa, F. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postoperative+infections+in+interbody+fusion+for+degenerative+spinal+disease.">Postoperative infections in interbody fusion for degenerative spinal disease.</a> Clinical Orthopaedics and Related Research. 444, 120-128 (2006).</li><li>Sampedro, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+biofilm+approach+to+detect+bacteria+on+removed+spinal+implants.">A biofilm approach to detect bacteria on removed spinal implants.</a> Spine. 35 (12), 1218-1224 (2010).</li><li>Pull ter Gunne, A. F., Mohamed, A. S., Skolasky, R. L., van Laarhoven, C. J., Cohen, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+presentation,+incidence,+etiology,+and+treatment+of+surgical+site+infections+after+spinal+surgery.">The presentation, incidence, etiology, and treatment of surgical site infections after spinal surgery.</a> Spine. 35 (13), 1323-1328 (2010).</li><li>Olsen, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Risk+factors+for+surgical+site+infection+in+spinal+surgery.">Risk factors for surgical site infection in spinal surgery.</a> Journal of Neurosurgery. 98, 149-155 (2003).</li><li>Ofluoglu, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implant-related+infection+model+in+rat+spine.">Implant-related infection model in rat spine.</a> Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 127 (5), 391-396 (2007).</li><li>Guiboux, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+prophylactic+antibiotics+in+spinal+instrumentation.+A+rabbit+model.">The role of prophylactic antibiotics in spinal instrumentation. A rabbit model.</a> Spine. 23 (6), 653-656 (1998).</li><li>Stavrakis, A. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+Animal+Models+of+Postoperative+Spine+Infection+and+Potential+Future+Advances.">Current Animal Models of Postoperative Spine Infection and Potential Future Advances.</a> Frontiers in Medicine (Lausanne). 2, 34 (2015).</li><li>Pribaz, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+chronic+post-arthroplasty+infection:+noninvasive+in+vivo+bioluminescence+imaging+to+monitor+bacterial+burden+for+long-term+study.">Mouse model of chronic post-arthroplasty infection: noninvasive in vivo bioluminescence imaging to monitor bacterial burden for long-term study.</a> Journal of Orthopaedic Research. 30 (3), 335-340 (2012).</li><li>Bernthal, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+of+post-arthroplasty+Staphylococcus+aureus+joint+infection+to+evaluate+in+vivo+the+efficacy+of+antimicrobial+implant+coatings.">A mouse model of post-arthroplasty Staphylococcus aureus joint infection to evaluate in vivo the efficacy of antimicrobial implant coatings.</a> PLoS One. 5 (9), 12580 (2010).</li><li>Niska, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+bacterial+burden,+inflammation+and+bone+damage+longitudinally+using+optical+and+muCT+imaging+in+an+orthopaedic+implant+infection+in+mice.">Monitoring bacterial burden, inflammation and bone damage longitudinally using optical and muCT imaging in an orthopaedic implant infection in mice.</a> PLoS One. 7 (10), 47397 (2012).</li><li>Francis, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+bioluminescent+Staphylococcus+aureus+infections+in+living+mice+using+a+novel+luxABCDE+construct.">Monitoring bioluminescent Staphylococcus aureus infections in living mice using a novel luxABCDE construct.</a> Infection and Immunity. 68 (6), 3594-3600 (2000).</li><li>Dworsky, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+in+vivo+mouse+model+of+implant+related+spine+infection.">Novel in vivo mouse model of implant related spine infection.</a> Journal of Orthopaedic Research. 35 (1), 193-199 (2017).</li><li>Hegde, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activity+of+telavancin+against+heterogeneous+vancomycin-intermediate+Staphylococcus+aureus+(hVISA)+in+vitro+and+in+an+in+vivo+mouse+model+of+bacteraemia.">Activity of telavancin against heterogeneous vancomycin-intermediate Staphylococcus aureus (hVISA) in vitro and in an in vivo mouse model of bacteraemia.</a> Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 65 (4), 725-728 (2010).</li><li>Crandon, J. L., Kuti, J. L., Nicolau, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+efficacies+of+human+simulated+exposures+of+telavancin+and+vancomycin+against+methicillin-resistant+Staphylococcus+aureus+with+a+range+of+vancomycin+MICs+in+a+murine+pneumonia+model.">Comparative efficacies of human simulated exposures of telavancin and vancomycin against methicillin-resistant Staphylococcus aureus with a range of vancomycin MICs in a murine pneumonia model.</a> Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 54 (12), 5115-5119 (2010).</li><li>Reyes, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+of+telavancin+in+a+murine+model+of+bacteraemia+induced+by+methicillin-resistant+Staphylococcus+aureus.">Efficacy of telavancin in a murine model of bacteraemia induced by methicillin-resistant Staphylococcus aureus.</a> Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 58 (2), 462-465 (2006).</li><li>Sakoulas, G., Eliopoulos, G. M., Alder, J., Eliopoulos, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+of+daptomycin+in+experimental+endocarditis+due+to+methicillin-resistant+Staphylococcus+aureus.">Efficacy of daptomycin in experimental endocarditis due to methicillin-resistant Staphylococcus aureus.</a> Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 47 (5), 1714-1718 (2003).</li><li>Hu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combinatory+antibiotic+therapy+increases+rate+of+bacterial+kill+but+not+final+outcome+in+a+novel+mouse+model+of+Staphylococcus+aureus+spinal+implant+infection.">Combinatory antibiotic therapy increases rate of bacterial kill but not final outcome in a novel mouse model of Staphylococcus aureus spinal implant infection.</a> PLoS One. 12 (2), 0173019 (2017).</li><li>Poelstra, K. A., Barekzi, N. A., Grainger, D. W., Gristina, A. G., Schuler, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+spinal+implant+infection+model+in+rabbits.">A novel spinal implant infection model in rabbits.</a> Spine. 25 (4), 406-410 (2000).</li></ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Les infections liées aux implants dans la colonne vertébrale laissent présager de mauvais résultats pour les patients 1,2,3,4,5. Contrairement à de nombreuses autres zones du corps, le matériel infecté de la colonne vertébrale ne peut souvent pas être retiré en raison du risque d’instabilité et de compromission neurologique. Ce défi unique dans l...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/60560">In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection</a>. The Authors section was updated from:
Benjamin V. Kelley1 
Stephen D. Zoller1 
Danielle Greig1 
Kellyn Hori1 
Nicolas Cevallos1 
Chad Ishmael1 
Peter Hsiue1 
Rishi Trikha1 
Troy Sekimura2 
Thomas Olson2 
Ameen Chaudry2 
Michael M. Le2 
Anthony A. Scaduto1 
Kevin P. Francis1 
Nicholas M. Bernthal1 
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles 
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles
to:
Benjamin V. Kelley1 
Christopher Hamad1 
Stephen D. Zoller1 
Danielle Greig1 
Zeinab Mamouei1 
Rene Chun1 
Kellyn Hori1 
Nicolas Cevallos1 
Chad Ishmael1 
Peter Hsiue1 
Rishi Trikha1 
Troy Sekimura2 
Brandon Gettleman3 
Autreen Golzar2 
Adrian Lin2 
Thomas Olson2 
Ameen Chaudry2 
Michael M. Le2 
Anthony A. Scaduto1 
Kevin P. Francis1 
Nicholas M. Bernthal1 
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles 
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles 
3University of South Carolina School of Medicine, University of South Carolina

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/60560">In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection</a>. The Authors section was updated.

Erratum: In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection

L’objectif de cette méthode est de décrire un nouveau modèle murin d’infection par implant rachidien (SII). Ce modèle a été conçu pour fournir un outil peu coûteux et précis permettant d’évaluer de manière flexible l’effet des variables de l’hôte, de l’agent pathogène et/ou de l’implant in vivo. La mise à l’essai de thérapies potentielles et de stratégies de traitement pour les infections par implants rachidiens dans ce modèle vise à guider le développement de la recherche avant l’application dans des modèles animaux plus grands et des essais cliniques.
L’infection liée à l’implant après une chirurgie de la colonne vertébrale est une complication dévastatrice et survient malheureusement chez environ 3 à 8 % des patients subissant une chirurgie élective de la colonne vertébrale 1,2,3,4,5 et jusqu’à 65 % des patients subissant une chirurgie à plusieurs niveaux ou une chirurgie de révision6. Le traitement des infections par implants rachidiens nécessite souvent de multiples hospitalisations, de multiples interventions chirurgicales et une antibiothérapie prolongée. Les SII laissent présager de mauvais résultats pour les patients, notamment une atteinte neurologique, une invalidité et un risque accru de mortalité. La prise en charge de l’IS est extrêmement coûteuse, coûtant plus de 900 000 $ par patient7.
Staphylococcus aureus est l’agent pathogène virulent le plus courant du SII 8,9,10,11. Les bactéries peuvent ensemencer le matériel directement pendant la chirurgie, à travers la plaie pendant la période postopératoire ou plus tard via la propagation hématogène. En présence d’implants métalliques, S. aureus forme un biofilm qui protège les bactéries de l’antibiothérapie et les cellules immunitaires. Bien que l’élimination du matériel infecté puisse aider à éradiquer efficacement une infection, cela n’est souvent pas possible dans la colonne vertébrale sans provoquer de déstabilisation et risquer une atteinte neurologique12.
En l’absence d’explantation de matériel infecté, de nouvelles approches sont nécessaires pour prévenir, détecter et traiter le SII. Historiquement, il y a eu peu de modèles animaux de SII pour évaluer efficacement l’innocuité et l’efficacité de nouvelles thérapies. Les modèles animaux antérieurs de SII nécessitaient un grand nombre d’animaux et la collecte de points de données nécessitant l’euthanasie, y compris le comptage des colonies, l’histologie et la culture13,14,15. En l’absence d’un suivi longitudinal in vivo, ces modèles ne fournissent qu’un seul point de données par animal et sont donc coûteux et inefficaces.
Des travaux antérieurs portant sur un modèle murin d’infection par arthroplastie du genou ont permis d’établir la valeur et la précision de l’imagerie optique in vivo non invasive pour surveiller longitudinalement la charge de l’infection16. La détection de la bioluminescence permet de quantifier la charge bactérienne sur une période longitudinale chez un seul animal de manière humaine, précise et efficace. De plus, des études antérieures ont démontré une forte corrélation entre la bioluminescence in vivo et l’adhérence des UFC aux implants17. La capacité de suivre l’infection au fil du temps a conduit à une compréhension plus nuancée de l’infection liée à l’implant. De plus, le suivi de l’infection longitudinale de cette manière a permis d’évaluer avec précision l’efficacité de l’antibiothérapie et des nouveaux antimicrobiens16,17,18.
En nous appuyant sur ces outils, nous avons développé et validé un modèle d’infection postopératoire des implants rachidiens. Dans la méthode présentée, nous utilisons un inoculum de S. aureus Xen36 bioluminescent pour établir un modèle murin in vivo de SII afin de surveiller longitudinalement la charge bactérienne16,17,18. Ce nouveau modèle fournit un outil précieux pour tester efficacement les stratégies potentielles de détection, de prévention et de traitement de l’IS avant leur application dans des modèles animaux et des essais cliniques de plus grande envergure.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Analytical Balance ME104</td>
			<td>Mettler Toledo</td>
			<td>30029067</td>
			<td>120 g capacity, 0.1 mg readability, backlit LCD, internal adjustment, metal base</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Bacto Tryptic Soy Broth</td>
			<td>Becton Dickinson (BD)</td>
			<td>BD 211825</td>
			<td>BD Bacto Tryptic Soy Broth (Soybean-Casein Digest Medium)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biomate 3S UV-VIS Spectrophotometer</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>840-208300</td>
			<td>Spectrophotometer; Thermo Scientific; BioMate 3S; Six-position cell holder; Spectral bandwidth: 1.8nm; Long-life xenon lamp; Store up to 40 test methods; 16L x 13W x 9 in. H; 19 lb.; 100/240V US line cord</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bioshield 720+ swinging bucket rotor</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>75003183</td>
			<td>Rotor, Swinging bucket; Thermo Scientific; BIOShield 720 high speed; Capacity: 4 x 180mL (0.72L); Angle: 90 deg. ; Max. speed/RCF: 6300rpm/7188 x g; Max. radius: 16.2cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Branson Ultrasonics 2510R-MTH (Sonicator)</td>
			<td>Branson Ultrasonics</td>
			<td>CPX952217R</td>
			<td>*similar model, our model is discontinued* Branson Ultrasonics MH Series Heated Ultrasonic Cleaning Bath, 120V, 0.75 gal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bullet Blender Storm Homogenizer</td>
			<td>Next Advance</td>
			<td>BBY24M</td>
			<td>The Bullet Blender Storm is the most powerful member of the Bullet Blender family. Homogenize up to 24 of your toughest samples (mouse femur, skin, cartilage, tumor, etc.) in just minutes. Air cooling&#8482; minimizes sample heat up. Uses 1.5ml screw-cap RINO&#174; tubes or snap-cap Eppendorf&#174; Safe-lock&#8482; tubes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Germinator 500</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>66118-10</td>
			<td>The Germinator 500 is designed to decontaminate metal micro-dissecting instruments only. It is to be 
			used exclusively for research purposes. The Germinator 500 should not be used as a substitute for 
			traditional methods of terminal sterilization. Effective sterilization cannot be assured due to lack of routine 
			sterilization-efficacy monitoring methods for glass bead sterilization. The Germinator 500 has been 
			designed and built to pass the Validation of Dry Sterilizer Spore Suspension Test: USP XXIII, Part 1211.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heracell 150i CO2 Incubator</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>51026282</td>
			<td>Single 150L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS Lumina X5 Imaging System</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>CLS148590</td>
			<td>The IVIS Lumina X5 high-throughput 2D optical imaging system combines high-sensitivity bioluminescence and fluorescence with high-resolution x-ray into a compact system that fits on your benchtop. With an expanded 5 mouse field of view for 2D optical imaging plus our unique line of accessories to accelerate setup and labeling, it has never been easier or faster to get robust data&#8212;and answers&#8212;on anatomical and molecular aspects of disease.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MAXQ 4450 Digtial Incubating Bench Shaker</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>SHKE4450</td>
			<td>Shaker, Incubated; Thermo Scientific; Digital; MaxQ 4450; Speed 15 to 500rpm +/-1rpm; 5 deg. C above ambient to 80 deg. C; 120V 50/60Hz</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS, Phosphate Buffered Saline</td>
			<td>Fisher Bioreagents</td>
			<td>BP24384</td>
			<td>PBS, Phosphate Buffered Saline, 1X Solution, pH 7.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sorvall Legend Micro 21 Centrifuge, Ventilated</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>75002436</td>
			<td>24 x 1.5/2.0mL rotor with ClickSeal biocontainment lid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SORVALL LEGEND X1R 120V Centrifuge</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>75004261</td>
			<td>Centrifuge, Benchtop; Thermo Scientific; Sorvall Legend X1R (Refrigerated), 1L capacity; Max. Speed/RCF 15,200rpm/25,830 x g; CFC-free cooling -10C to +40C; 120V 60Hz</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Staphylococcus aureus - Xen36</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>119243</td>
			<td>Staphylococcus aureus - Xen36 bioluminescent pathogenic bacteria for in vivo and in vitro drug discovery. This product was derived from a parental strain from the American Type Culture Collection, used under license. Staph. aureus-Xen36 possesses a stable copy of the Photorhabdus luminescens lux operon on the native plasmid.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TUTTNAUER AUTOCLAVE 2540E 120V</td>
			<td>Heidolph Tuttnauer</td>
			<td>23210401</td>
			<td>Sterilizer, Benchtop; Heidolph; Tuttnauer; Model 2540E; Self-contained design with refillable reservoir controls water purity for sterilization; 120V 50/60Hz; 1400w. With electronic controls</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween 80</td>
			<td>Fisher Bioreagents</td>
			<td>BP338-500</td>
			<td>Tween 80, Fisher BioReagents, Non-ionic detergent for selective protein extraction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex mixer VX-200</td>
			<td>Labnet Internation</td>
			<td>S0200</td>
			<td>120V touch or continuous mixer, 230V: 0 - 2,850 rpm,120V: 0 - 3,400 rpm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9% Sodium Chloride</td>
			<td>Pfizer Injectables/Hospira</td>
			<td>00409-4888-10</td>
			<td>0.9% Sodium Chloride Injection, USP</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo mouse model of spinal implant infection

Les infections des implants rachidiens laissent présager de mauvais résultats, car le diagnostic est difficile et l’éradication chirurgicale est en contradiction avec la stabilité mécanique de la colonne vertébrale. L’objectif de cette méthode est de décrire un nouveau modèle murin d’infection par implant rachidien (SII) qui a été créé pour fournir un outil in vivo peu coûteux, rapide et précis pour tester des thérapies potentielles et des stratégies de traitement pour les infections par implants vertébraux.
Dans cette méthode, nous présentons un modèle de chirurgie de la colonne vertébrale par voie postérieure dans lequel un fil k en acier inoxydable est transfigé dans l’apophyse épineuse L4 de souris de type sauvage C57BL/6J âgées de 12 semaines et inoculé avec 1 x 103 UFC d’une souche bioluminescente de la bactérie Staphylococcus aureus Xen36. Les souris sont ensuite imagées longitudinalement pour la bioluminescence in vivo les jours postopératoires 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 et 35. Les signaux d’imagerie par bioluminescence (BLI) provenant d’un champ de vision normalisé sont quantifiés pour mesurer la charge bactérienne in vivo.
Pour quantifier l’adhérence des bactéries aux implants et aux tissus péri-implantaires, les souris sont euthanasiées et l’implant et les tissus mous environnants sont prélevés. Les bactéries sont détachées de l’implant par sonication, cultivées pendant la nuit, puis les unités formant colonie (UFC) sont comptées. Les résultats obtenus à l’aide de cette méthode comprennent les numérations bactériennes longitudinales mesurées par bioluminescence in vivo de S. aureus (flux maximal moyen) et les numérations d’UFC après euthanasie.
Alors que les modèles animaux antérieurs d’infection de la colonne vertébrale instrumentée impliquaient une analyse tissulaire invasive ex vivo, le modèle murin de SII présenté dans cet article tire parti de l’imagerie optique in vivo non invasive en temps réel des bactéries bioluminescentes pour remplacer l’étude statique des tissus. Les applications du modèle sont vastes et peuvent inclure l’utilisation de souches bactériennes bioluminescentes alternatives, l’incorporation d’autres types de souris génétiquement modifiées pour étudier simultanément la réponse immunitaire de l’hôte, et l’évaluation des modalités diagnostiques et thérapeutiques actuelles ou en recherche de nouvelles telles que les antibiotiques ou les revêtements d’implants.

La procédure présentée ici a été utilisée pour évaluer l’efficacité des régimes antibiotiques dans un modèle murin in vivo de SII. Plus précisément, l’efficacité de l’antibiothérapie combinée à la vancomycine et à la rifampicine a été comparée à celle de la vancomycine en monothérapie et à celle de témoins infectés non traités.
Avant la chirurgie, les souris ont été randomisées pour recevoir une thérapie combinée, une monothérapie ou un contrôle infecté....

Watch this Scientific Journal Video about In Vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection at JoVE.com

In Vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection

Le protocole décrit un nouveau modèle murin in vivo d’infection par implant rachidien où un implant k-wire en acier inoxydable est infecté par Staphylococcus aureus Xen36 bioluminescent. La charge bactérienne est surveillée longitudinalement par imagerie bioluminescente et confirmée par le nombre d’unités formant colonie après euthanasie.

Modèle murin in vivo d’infection par implant rachidien

Spine implant infections portend poor outcomes as diagnosis is challenging and surgical eradication is at odds with mechanical spinal stability. The ...

in-vivo-mouse-model-of-spinal-implant-infection

Research

JoVE Journal

Medicine

2.2K vues.  University of California Los Angeles. Le protocole décrit un nouveau modèle murin in vivo d’infection par implant rachidien où un implant k-wire en acier inoxydable est infecté par Staphylococcus aureus Xen36 bioluminescent. La charge bactérienne est surveillée longitudinalement par imagerie bioluminescente et confirmée par le nombre d’unités formant colonie après euthanasie.

Vidéo: In Vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection

Ex Vivo Infection of Live Tissue with Oncolytic Viruses

Oncolytic Viruses (OVs) are novel therapeutics that selectively replicate in and kill tumor cells1. Several clinical trials evaluating the effectiveness of a variety of oncolytic platforms including HSV, Reovirus, and Vaccinia OVs as treatment for cancer are currently underway2-5. One key characteristic of oncolytic viruses is that they can be genetically modified to express reporter transgenes which makes it possible to visualize the infection of tissues by microscopy or bio-luminescence imaging6,7. This offers a unique advantage since it is possible to infect tissues from patients ex vivo prior to therapy in order to ascertain the likelihood of successful oncolytic virotherapy8. To this end, it is critical to appropriately sample tissue to compensate for tissue heterogeneity and assess tissue viability, particularly prior to infection9. It is also important to follow viral replication using reporter transgenes if expressed by the oncolytic platform as well as by direct titration of tissues following homogenization in order to discriminate between abortive and productive infection. The object of this protocol is to address these issues and herein describes 1. The sampling and preparation of tumor tissue for cell culture 2. The assessment of tissue viability using the metabolic dye alamar blue 3. Ex vivo infection of cultured tissues with vaccinia virus expressing either GFP or firefly luciferase 4. Detection of transgene expression by fluorescence microscopy or using an In Vivo Imaging System (IVIS) 5. Quantification of virus by plaque assay. This comprehensive method presents several advantages including ease of tissue processing, compensation for tissue heterogeneity, control of tissue viability, and discrimination between abortive infection and bone fide viral replication.

Ex Vivo Infection of Live Tissue with Oncolytic Viruses

Oncolytic viruses are promising for cancer therapeutics. The ability to ascertain the infectability of live tissue specimens obtained from patients prior to treatment is a unique advantage of this therapeutic approach. This protocol describes how to process tissues for ex vivo infection with oncolytic virus and subsequent viral quantification.

L&#39;infection ex vivo de tissus vivants avec des virus oncolytiques

Oncolytic Viruses (OVs) are novel therapeutics that selectively replicate in and kill tumor cells1. Several clinical trials evaluating the effectiveness ...

Recherche

Médecine

Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

Spinal cord injury (SCI) is often accompanied by osteoporosis in the sublesional regions of the pelvis and lower extremities, leading to a higher frequency of fractures 1. As these fractures often occur in regions that have lost normal sensory function, the patient is at a greater risk of fracture-dependent pathologies, including death. SCI-dependent loss in both bone mineral density (BMD, grams/cm2) and bone mineral content (BMC, grams) has been attributed to mechanical disuse 2, aberrant neuronal signaling 3 and hormonal changes 4. The use of rodent models of SCI-induced osteoporosis can provide invaluable information regarding the mechanisms underlying the development of osteoporosis following SCI as well as a test environment for the generation of new therapies 5-7 (and reviewed in 8). Mouse models of SCI are of great interest as they permit a reductionist approach to mechanism-based assessment through the use of null and transgenic mice. While such models have provided important data, there is still a need for minimally-invasive, reliable, reproducible, and quantifiable methods in determining the extent of bone loss following SCI, particularly over time and within the same cohort of experimental animals, to improve diagnosis, treatment methods, and/or prevention of SCI-induced osteoporosis.
An ideal method for measuring bone density in rodents would allow multiple, sequential (over time) exposures to low-levels of X-ray radiation. This study describes the use of a new whole-animal scanner, the IVIS Lumina XR (Caliper Instruments) that can be used to provide low-energy (1-3 milligray (mGy)) high-resolution, high-magnification X-ray images of mouse hind limb bones over time following SCI. Significant bone density loss was seen in the tibiae of mice by 10 days post-spinal transection when compared to uninjured, age-matched control (na&iuml;ve) mice (13% decrease, p&lt;0.0005). Loss of bone density in the distal femur was also detectable by day 10 post-SCI, while a loss of density in the proximal femur was not detectable until 40 days post injury (7% decrease, p&lt;0.05). SCI-dependent loss of mouse femur density was confirmed post-mortem through the use of Dual-energy X-ray Absorptiometry (DXA), the current "gold standard" for bone density measurements. We detect a 12% loss of BMC in the femurs of mice at 40 days post-SCI using the IVIS Lumina XR. This compares favorably with a previously reported BMC loss of 13.5% by Picard and colleagues who used DXA analysis on mouse femurs post-mortem 30 days post-SCI 9. Our results suggest that the IVIS Lumina XR provides a novel, high-resolution/high-magnification method for performing long-term, longitudinal measurements of hind limb bone density in the mouse following SCI.

Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

A longitudinal examination of bone loss in the femurs and tibiae of adult mice was performed following spinal cord injury using sequential low-dose X-ray scans. Tibia bone loss was detected throughout the study, while bone loss in the femur was not detected until 40 days post injury.

Évaluation longitudinale des souris Limb perte osseuse Hind après un traumatisme médullaire utilisant Novel, In vivo Méthodologie

Spinal cord injury (SCI) is often accompanied by osteoporosis in the sublesional regions of the pelvis and lower extremities, leading to a higher ...

Clinical Testing and Spinal Cord Removal in a Mouse Model for Amyotrophic Lateral Sclerosis (ALS)

Amyotrophic lateral sclerosis (ALS) is a fatal neurodegenerative disorder resulting in progressive degeneration of motoneurons. Peak of onset is around 60 years for the sporadic disease and around 50 years for the familial disease. Due to its progressive course, 50% of the patients die within 30 months of symptom onset. In order to evaluate novel treatment options for this disease, genetic mouse models of ALS have been generated based on human familial mutations in the SOD gene, such as the SOD1 (G93A) mutation. Most important aspects that have to be evaluated in the model are overall survival, clinical course and motor function. Here, we demonstrate the clinical evaluation, show the conduction of two behavioural motor tests and provide quantitative scoring systems for all parameters. Because an in depth analysis of the ALS mouse model usually requires an immunohistochemical examination of the spinal cord, we demonstrate its preparation in detail applying the dorsal laminectomy method. Exemplary histological findings are demonstrated. The comprehensive application of the depicted examination methods in studies on the mouse model of ALS will enable the researcher to reliably test future therapeutic options which can provide a basis for later human clinical trials.

Clinical Testing and Spinal Cord Removal in a Mouse Model for Amyotrophic Lateral Sclerosis ALS

A mouse model for amyotrophic lateral sclerosis (ALS) is examined clinically and behaviorally. As a prerequisite for an accompanying immunohistological analysis the preparation of the spinal cord is depicted in detail.

Tests cliniques et retrait de la moelle épinière dans un modèle de souris pour la sclérose latérale amyotrophique (SLA)

Amyotrophic lateral sclerosis (ALS) is a fatal neurodegenerative disorder resulting in progressive degeneration of motoneurons. Peak of onset is around 60 ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Un modèle de contusion de graves lésions de la moelle épinière chez les rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Combined In vivo Optical and &#181;CT Imaging to Monitor Infection, Inflammation, and Bone Anatomy in an Orthopaedic Implant Infection in Mice

Multimodality imaging has emerged as a common technological approach used in both preclinical and clinical research. Advanced techniques that combine in vivo optical and &#956;CT imaging allow the visualization of biological phenomena in an anatomical context. These imaging modalities may be especially useful to study conditions that impact bone. In particular, orthopaedic implant infections are an important problem in clinical orthopaedic surgery. These infections are difficult to treat because bacterial biofilms form on the foreign surgically implanted materials, leading to persistent inflammation, osteomyelitis and eventual osteolysis of the bone surrounding the implant, which ultimately results in implant loosening and failure. Here, a mouse model of an infected orthopaedic prosthetic implant was used that involved the surgical placement of a Kirschner-wire implant into an intramedullary canal in the femur in such a way that the end of the implant extended into the knee joint. In this model, LysEGFP mice, a mouse strain that has EGFP-fluorescent neutrophils, were employed in conjunction with a bioluminescent Staphylococcus aureus strain, which naturally emits light. The bacteria were inoculated into the knee joints of the mice prior to closing the surgical site. In vivo bioluminescent and fluorescent imaging was used to quantify the bacterial burden and neutrophil inflammatory response, respectively. In addition, &#956;CT imaging was performed on the same mice so that the 3D location of the bioluminescent and fluorescent optical signals could be co-registered with the anatomical &#956;CT images. To quantify the changes in the bone over time, the outer bone volume of the distal femurs were measured at specific time points using a semi-automated contour based segmentation process. Taken together, the combination of in vivo bioluminescent/fluorescent imaging with &#956;CT imaging may be especially useful for the noninvasive monitoring of the infection, inflammatory response and anatomical changes in bone over time.

Combined In vivo Optical and  &amp;#181;CT Imaging to Monitor Infection, Inflammation, and Bone Anatomy in an Orthopaedic Implant Infection in Mice

Combined optical and &#956;CT imaging in a mouse model of orthopaedic implant infection, utilizing a bioluminescent engineered strain of Staphylococcus aureus, provided the capability to noninvasively and longitudinally monitor the dynamics of the bacterial infection, as well as the corresponding inflammatory response and anatomical changes in the bone.

Combiné<em&gt; In vivo</em&gt; Optique et μCT imagerie pour surveiller l&#39;infection, l&#39;inflammation, et Bone Anatomy dans une infection orthopédique Implant souris

Multimodality imaging has emerged as a common technological approach used in both preclinical and clinical research. Advanced techniques that combine in ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Contrôlée corticale modèle d&#39;impact pour Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. Despite the discovery of key regulators of uterine contractility, this process is still not fully understood. Transgenic mice provide an ideal model in which to study parturition. Previously, the only method to study uterine contractility in the mouse was ex vivo isometric tension recordings, which are suboptimal for several reasons. The uterus must be removed from its physiological environment, a limited time course of investigation is possible, and the mice must be sacrificed. The recent development of radiometric telemetry has allowed for longitudinal, real-time measurements of in vivo intrauterine pressure in mice. Here, the implantation of an intrauterine telemeter to measure pressure changes in the mouse uterus from mid-pregnancy until delivery is described. By comparing differences in pressures between wild type and transgenic mice, the physiological impact of a gene of interest can be elucidated. This technique should expedite the development of therapeutics used to treat myometrial disorders during pregnancy, including preterm labor.

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy.

Télémétrie intra-utérine mesurer souris contractile pression<em&gt; In Vivo</em

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

Un nouveau-né de la moelle épinière de souris Compression Modèle de lésion

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

Stem-cell Based Engineered Immunity Against HIV Infection in the Humanized Mouse Model

With the rapid development of stem cell-based gene therapies against HIV, there is pressing requirement for an animal model to study the hematopoietic differentiation and immune function of the genetically modified cells. The humanized Bone-marrow/Liver/Thymus (BLT) mouse model allows for full reconstitution of a human immune system in the periphery, which includes T cells, B cells, NK cells and monocytes. The human thymic implant also allows for thymic selection of T cells in autologous thymic tissue. In addition to the study of HIV infection, the model stands as a powerful tool to study differentiation, development and functionality of cells derived from hematopoietic stem cells (HSCs). Here we outline the construction of humanized non-obese diabetic (NOD)-severe combined immunodeficient (SCID)-common gamma chain knockout (c&#947;-/-)-Bone-marrow/Liver/Thymus (NSG-BLT) mice with HSCs transduced with CD4 chimeric antigen receptor (CD4CAR) lentivirus vector. We show that the CD4CAR HSCs can successfully differentiate into multiple lineages and have anti-HIV activity. The goal of the study is to demonstrate the use of NSG-BLT mouse model as an in vivo model for engineered immunity against HIV. It is worth noting that, because lentivirus and human tissue is used, experiments and surgeries should be performed in a Class II biosafety cabinet in a Biosafety Level 2 (BSL2) with special precautions (BSL2+) facility.

This protocol describes the methods in constructing a humanized bone-marrow/liver/thymus mouse model with stem cell-based engineered immunity against HIV infection.

De cellules souches Basé Immunité Engineered contre l&#39;infection à VIH dans le modèle humanisé Souris

With the rapid development of stem cell-based gene therapies against HIV, there is pressing requirement for an animal model to study the hematopoietic ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

Appauvrissement des cellules de souris de xénogreffes de tumeurs humaines améliore de manière significative l&#39;analyse en aval des cellules cibles

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...