Wir danken Kosuke Yusa für die Bereitstellung der pMCS-AAT_PB-PGKpuroTK- und pCMV-hyPBase-Plasmide. Wir danken Jia-Yin Yang und Karamjit Singh-Dolt für hilfreiche Diskussionen zum Thema Genome Editing. Das D.C.H.-Labor wird durch eine Auszeichnung des Chief Scientist Office (TC/16/37) und der UK Regenerative Medicine Platform (MR/L022974/1) unterstützt. Y.W. wurde durch ein PhD-Stipendium unterstützt, das vom Chinese Scholarship Council und der University of Edinburgh finanziert wurde.

1. Design und Konstruktion von CRISPR/Cas9n-sgRNA-Expressionsplasmiden
<ol><li>Suchen Sie nach 20-bp-Führungssequenzen direkt stromaufwärts eines beliebigen 5'-NGG in der Nähe des zu ändernden Standorts. Ein Paar Single-Guide-RNAs (sgRNAs) wird benötigt, wenn die Cas9-Nickase (Cas9n) aus Streptococcus pyogenes verwendet wird. Das sgRNA-Paar muss in der Lage sein, 5'-Überhänge beim Nicken miteinem Offset von -4 bis 20 bp 6 zu erzeugen.</li>
	<li>Bestellen Sie notwendige Oligos und pSpCas9n-2A-puro Vektor.</li>
	<li>Klonen Sie sgRNA in den pSpCas9n-Vektor zur Co-Expression mit Cas9n gemäß dem veröffentlichten Protokoll12.</li>
</ol>2. Entwurf und Aufbau eines piggyBac-basierten Targeting-Vektors
<ol><li>Laden Sie die Zielgensequenz herunter und suchen Sie nach einer TTAA-Stelle in der Nähe der zu modifizierenden Stelle. HINWEIS: Der Abstand zwischen dem TTAA-Standort und dem zu ändernden Standort sollte so gering wie möglich sein. Wenn innerhalb der kodierenden Sequenz und innerhalb eines 100-bp-Abstands keine TTAA-Stelle vorhanden ist, ist es notwendig, eine durch synonyme Nukleotidsubstitutionen einzuführen.</li>
	<li>Entwerfen Sie Homologiearme (HAs) und integrieren Sie gewünschte Punktmutationen in die HAs. Die optimale Länge von HAs sollte etwa 500 - 1200 bp betragen. HINWEIS: Es wird empfohlen, synonyme Nukleotidsubstitutionen einzuführen, um die PAM-Sequenz zu mutieren, um eine mögliche Cas9n-Re-Spaltung zu vermeiden.</li>
	<li>Konstruieren Sie den endgültigen Zielvektor nach einem festgelegten Protokoll10. HINWEIS: In dem hier verwendeten Zielvektor wird eine PGK-Promotor-gesteuerte Puro-deltaTK-Auswahlkassette von transposon-invertierten Wiederholungen flankiert.</li>
</ol>3. Genetische Editierung humaner pluripotenter Stammzellen
<ol><li>Halten Sie humane pluripotente Stammzellen (hPSCs) in einem befeuchteten Inkubator bei 37 °C und 5% CO2 auf rekombinanten Laminin 521-beschichteten Oberflächen (5 μg/ml) in mTeSR1-Medium13. Die Zellen sollten nach 72 Stunden nach einem 1:3-Split-Verhältnis 70-85% Konfluenz erreichen. HINWEIS: Falls vorhanden, entfernen Sie spontan differenzierte Zellen vor dem täglichen Medienwechsel, indem Sie sie sanft absaugen.</li>
	<li>Am Tag der Transfektion genügend Vertiefungen einer 24-Well-Platte mit 300 μL der Laminin 521-Lösung (5 μg/ml) bei 37 °C für mindestens 2 h beschichten.</li>
	<li>Entfernen Sie die Beschichtungslösung vorsichtig und geben Sie 300 μL frisches mTeSR1-Medium, ergänzt mit 10 μM ROCK-Inhibitor, in jede Vertiefung und legen Sie dann die Platte zurück in den Inkubator, um Zellen aufzunehmen. HINWEIS: Lassen Sie die Platten zu keinem Zeitpunkt trocknen, wenn die Laminin-Beschichtungslösung entfernt wird.</li>
	<li>Ziehen Sie die hPS-Zellen aus dem Inkubator, entfernen Sie verbrauchtes Medium und waschen Sie die Zellen einmal mit 1 ml sterilem 1x DPBS.</li>
	<li>Geben Sie 1 ml sanftes Zelldissoziationsreagenz in jede Vertiefung einer 6-Well-Platte und inkubieren Sie bei 37 °C für 6-8 min, um die Zellen zu dissoziieren. HINWEIS: Klopfen Sie vorsichtig auf die Platte und prüfen Sie, ob sich die Zellen leicht lösen können, um zu entscheiden, ob die Verdauung lang genug ist.</li>
	<li>Pipettieren Sie vorsichtig mit einer P1000-Spitze, um alle hPSCs abzuheben.</li>
	<li>Beenden Sie die Dissoziation durch Zugabe von 2 ml frischem mTeSR1-Medium, ergänzt mit 10 μM ROCK-Inhibitor (Y-27632), in die Zellsuspension.</li>
	<li>Gut mischen und die einzellige Suspension in ein 50-ml-Röhrchen geben und bei 200 x g für 3 min bei Raumtemperatur zentrifugieren.</li>
	<li>Entfernen Sie den Überstand und resuspendieren Sie die Zellen gut in 2 ml frischem mTeSR1-Medium, ergänzt mit 10 μM ROCK-Inhibitor.</li>
	<li>Zählen Sie die lebensfähigen Zellen mit einem Hämozytometer. Verwenden Sie Trypan Blue, um tote Zellen zu färben und auszuschließen.</li>
	<li>8 x 10 5 bis 1 x 106 lebende Zellen werden für jede Nukleofektionsreaktion in ein1,5 ml Röhrchen überführt und bei 200 x g für 3 min zentrifugiert. Dann saugen Sie den Überstand vorsichtig ab.</li>
	<li>Mischen Sie 3 μg der gepaarten Cas9n-sgRNA-Expressionsplasmide und 5 μg Zielvektorplasmid in 100 μL gemischter Nukleofektionslösung/Ergänzung aus dem humanen Stammzell-Nukleofektionskit. Verwenden Sie das GFP-Kontrollplasmid aus dem Kit und bereiten Sie auch eine GFP-Kontrollplasmidmischung vor. HINWEIS: Es ist wichtig, eine Maxi-Vorbereitung aller Plasmide durchzuführen, um die Endotoxinkontamination vor der Nukleofektion zu reduzieren. Die Konzentration der Plasmide sollte etwa 1 μg/μL betragen.</li>
	<li>Verwenden Sie die DNA-Mischung (Volumen ~ 111 μL), um die vorbereiteten Zellen zu resuspendieren und in eine Elektroporationsküvette (im Lieferumfang des Nukleofektionskits enthalten) zu übertragen, um Blasen zu vermeiden.</li>
	<li>Elektropolieren Sie die Zellen mit der Nukleofektionsvorrichtung, indem Sie die optimierten Bedingungen für menschliche pluripotente Stammzellen auswählen. HINWEIS: Wenn Sie das Nukleofektionskit zum ersten Mal für humane pluripotente Stammzellen verwenden, ist es notwendig, das Elektroporationsprogramm zu testen und das effizienteste auszuwählen.</li>
	<li>Sofort 500 μL frisches und warmes bis 37 °C mTeSR1-Medium, ergänzt mit 10 μM ROCK-Inhibitor, in die elektropolierten Zellen geben. Die Mischung wird in 2 Vertiefungen einer aus den Schritten 3.2 und 3.3 vorbereiteten 24-Well-Platte überführt.</li>
	<li>Legen Sie die Platte schnell wieder in den 37 °C/5%CO2-Inkubator und lassen Sie die Zellen sich erholen.</li>
	<li>12-16 h später das Zellerhaltungsmedium wechseln. Wenn die Zellen Zell-Zell-Kontakt hergestellt haben, ziehen Sie den ROCK-Inhibitor zurück, wenn nicht, ergänzen Sie das Medium weiterhin mit dem Inhibitor.</li>
	<li>Überprüfen Sie zwischen 24-48 h die Effizienz der Nukleofektion, indem Sie die GFP-Expression in den Kontrollzellen untersuchen. GFP-positive Zellen sollten mindestens 30 Prozent betragen.</li>
	<li>48 h nach der Nukleofektion beginnen Sie mit der Zellselektion, indem Sie das mTeSR1-Medium mit 1 μg/ml Puromycin ergänzen.</li>
	<li>72 h nach der Nukleofektion das mTeSR1-Medium mit 0,5 μg/ml Puromycin ergänzen. Wenn die Zellkonfluenz niedriger als 30% ist, ergänzen Sie das Medium auch mit einem 10 μM ROCK-Inhibitor.</li>
	<li>4-6 Tage nach der Nukleofektion passieren Sie die Puromycin-resistenten Zellen zu 10-15 x 96-Well-Platten mit einer Konzentration von 0,8 Zellen / Well. HINWEIS: Es ist wichtig, das Medium mit 10 μM ROCK-Inhibitor und 0,5 μg / ml Puromycin zu ergänzen.</li>
	<li>Halten Sie diese Zellen 10-12 Tage lang bei 37 °C / 10% CO2 , um einzelne Zellkolonien zu bilden. Medium einmal 7 Tage nach der Aussaat auffüllen. HINWEIS: Ein erhöhter CO2 -Gehalt hilft einzelnen hPSCs, Kolonien zu bilden.</li>
	<li>Markieren Sie Vertiefungen, die eine einzelne Kolonie enthalten, und ersetzen Sie das Medium durch frisches mTeSR1-Medium, das 0,5 μg/ml Puromycin, aber keinen ROCK-Inhibitor enthält. HINWEIS: Ab diesem Zeitpunkt werden die Zellen unter 37 °C/5%CO2 gezüchtet.</li>
	<li>Zwei Tage später wechseln Sie das Medium für Brunnen mit undifferenzierten Kolonien. Ergänzen Sie das Medium mit 10 μM ROCK-Inhibitor und 0,5 μg/ml Puromycin. HINWEIS: In einigen Vertiefungen haben sich die Zellen möglicherweise differenziert und müssen verworfen werden.</li>
	<li>Verwenden Sie P2-Pipettenspitzen, um die Kolonien sanft abzukratzen. Übertragen Sie die von einer Kolonie abgeleitete Zellsuspension in 2 neue Vertiefungen auf separaten 96-Well-Platten und verwenden Sie eine für die Genotypisierung und eine für die Wartung. HINWEIS: Es ist wichtig, die Kolonien sorgfältig zu pflegen und das spontane Differenzierungsniveau auf ein Minimum zu beschränken.</li>
	<li>Nehmen Sie die Platte mit Zellen zur Genotypisierung heraus, sobald der Konfluenz in den meisten Vertiefungen 50% oder mehr erreicht hat. Entsorgen Sie das verbrauchte Medium und waschen Sie die Zellen dann einmal mit DPBS.</li>
	<li>Lysieren Sie die Zellen mit Bradley-Lysepuffer gut und isolieren Sie genomische DNA aus jeder Vertiefung in der Platte nach zugehörigem Protokoll (https://mcmanuslab.ucsf.edu/protocol/dna-isolation-es-cells-96-well-plate).</li>
	<li>Verwenden Sie eine Drei-Primer-Junction-PCR-Methode, um sowohl linke als auch rechte Homologiearme unabhängig voneinander zu genotypisieren10. HINWEIS: Ein Schema, das die PCR-Methode zeigt, ist in Abbildung 2 dargestellt.</li>
	<li>Senden Sie die Junction-PCR-Produkte für beide Homologiearme von 4-5 Kolonien zur Sanger-Sequenzierung und erhalten Sie die Sequenzen. HINWEIS: Das Sequenzierungsergebnis von 2 etablierten Kolonien ist in Abbildung 3A dargestellt.</li>
	<li>Halten Sie Kolonien mit dem richtigen Genotyp und werfen Sie den Rest weg.</li>
	<li>Erweitern Sie die richtigen Kolonien unter kontinuierlicher Puromyklektion und frieren Sie sie so früh wie möglich ein.</li>
</ol>4. Entfernung von Transposon aus gezielten humanen pluripotenten Stammzellen
<ol><li>Pflegen Sie eine Kolonie mit korrektem Genotyp unter 0,5 μg / ml Puromycin-Selektion.</li>
	<li>Nucleofect 8 x 10 5 bis 1 x 106 Zellen mit5 μg hyperaktiver Transposase (pCMV-hyPBase) wie oben beschrieben (Abschnitt 3, Schritte 3.4-3.18). Führen Sie parallel eine GFP-Kontrollnukleofektion durch. HINWEIS: Puromycin sollte unmittelbar nach der Nukleofektion dieser Zellen aus dem mTeSR1-Medium entfernt werden.</li>
	<li>Züchten und Screening auf Zellen, wobei die Puro-deltaTK-Auswahlkassette nach veröffentlichten Verfahren entfernt wurde10. HINWEIS: Es ist wichtig, die ursprünglichen Verfahren sorgfältig zu befolgen. FIAU, oder 1-(2-Desoxy-2-fluor-β-d-arabinofuranosyl)-5-iodouracil), wurde als Thymidin-Analogon für Herpes-simplex-Virus-abgeleitete Thymidinkinase (HSV-tk)-basierte negative Selektion verwendet.</li>
	<li>Sequenzieren Sie den modifizierten Bereich, um die Entfernung des Transposon zu bestätigen. HINWEIS: Das Sequenzierungsergebnis von 3 etablierten Kolonien ist in Abbildung 3B dargestellt.</li>
	<li>Halten Sie Kolonien mit dem richtigen Genotyp und erweitern Sie sie für die weitere Verwendung.</li>
	<li>Führen Sie eine Charakterisierung von Pluripotenzmarkern in den ausgewählten Kolonien durch, bevor Sie sie für die weitere Analyse verwenden. HINWEIS: Die Charakterisierung von zwei etablierten Kolonien ist in Abbildung 4 dargestellt.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Rashidi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+human+liver+tissue+from+pluripotent+stem+cells+displays+stable+phenotype+in+vitro+and+supports+compromised+liver+function+in+vivo.">3D human liver tissue from pluripotent stem cells displays stable phenotype in vitro and supports compromised liver function in vivo.</a> Archives of Toxicology. 92 (10), 3117-3129 (2018).</li><li>Hockemeyer, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+targeting+of+expressed+and+silent+genes+in+human+ESCs+and+iPSCs+using+zinc-finger+nucleases.">Efficient targeting of expressed and silent genes in human ESCs and iPSCs using zinc-finger nucleases.</a> Nature Biotechnology. 27 (9), 851-857 (2009).</li><li>Porteus, M. H., Baltimore, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chimeric+nucleases+stimulate+gene+targeting+in+human+cells.">Chimeric nucleases stimulate gene targeting in human cells.</a> Science. 300 (5620), 763 (2003).</li><li>Watanabe, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+ROCK+inhibitor+permits+survival+of+dissociated+human+embryonic+stem+cells.">A ROCK inhibitor permits survival of dissociated human embryonic stem cells.</a> Nature Biotechnology. 25 (6), 681-686 (2007).</li><li>Jinek, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+programmable+dual-RNA-guided+DNA+endonuclease+in+adaptive+bacterial+immunity.">A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity.</a> Science. 337, 816-822 (2012).</li><li>Ran, F. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Double+nicking+by+RNA-guided+CRISPR+cas9+for+enhanced+genome+editing+specificity.">Double nicking by RNA-guided CRISPR cas9 for enhanced genome editing specificity.</a> Cell. 154 (6), 1380-1389 (2013).</li><li>Cong, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiplex+genome+engineering+using+CRISPR/Cas+systems.">Multiplex genome engineering using CRISPR/Cas systems.</a> Science. 339 (6121), 819-824 (2013).</li><li>Mali, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA-guided+human+genome+engineering+via+Cas9.">RNA-guided human genome engineering via Cas9.</a> Science. 339 (6121), 823-826 (2013).</li><li>Yusa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+correction+of+&#945;1-antitrypsin+deficiency+in+induced+pluripotent+stem+cells.">Targeted gene correction of &#945;1-antitrypsin deficiency in induced pluripotent stem cells.</a> Nature. 478 (7369), 391-394 (2011).</li><li>Yusa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seamless+genome+editing+in+human+pluripotent+stem+cells+using+custom+endonuclease-based+gene+targeting+and+the+piggyBac+transposon.">Seamless genome editing in human pluripotent stem cells using custom endonuclease-based gene targeting and the piggyBac transposon.</a> Nature Protocols. 8 (10), 2061-2078 (2013).</li><li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiomics+Analyses+of+HNF4&#945;+Protein+Domain+Function+during+Human+Pluripotent+Stem+Cell+Differentiation.">Multiomics Analyses of HNF4&#945; Protein Domain Function during Human Pluripotent Stem Cell Differentiation.</a> iScience. 16, 206-217 (2019).</li><li>Ran, F. A., Hsu, P. D., Wright, J., Agarwala, V., Scott, D. A., Zhang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome+engineering+using+the+CRISPR-Cas9+system.">Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system.</a> Nature Protocols. 8 (11), 2281-2308 (2013).</li><li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Defined+and+Scalable+Generation+of+Hepatocyte-like+Cells+from+Human+Pluripotent+Stem+Cells.">Defined and Scalable Generation of Hepatocyte-like Cells from Human Pluripotent Stem Cells.</a> Journal of Visualized Experiments. (121), 1-8 (2017).</li><li>Eggenschwiler, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+bi-allelic+modification+of+a+transcriptionally+silent+locus+in+patient-derived+iPSC+by+Cas9+nickase.">Improved bi-allelic modification of a transcriptionally silent locus in patient-derived iPSC by Cas9 nickase.</a> Scientific Reports. 6, 1-14 (2016).</li></ol>

D.C.H ist Mitbegründer, Aktionär und Direktor von Stemnovate Limited.

Das hierin beschriebene Protokoll kann verwendet werden, um vorgegebene Punktmutationen in einen endogenen Locus in hPS-Zellen einzuführen. Die Kombination aus einem piggyBac-basierten Targeting-Vektor und gepaarten CRISPR/Cas9n-Expressionsplasmiden erwies sich als zuverlässig und effizient11. Nach der HNF4α-Geneditierung wurden 12 von 43 analysierten Klonen korrekt anvisiert, wie durch Junction-PCR-Screening bestimmt. Insbesondere lag die biallelische Targeting-Effizienz bei etwa 21% (9/43) und die monoallelische Targeting-Effizienz bei etwa 7% (3/43).
Nach Targeting-Experimenten ist es entscheidend, die Puromycin-Selektion beizubehalten, um den Ziellocus während der ersten Screening-Runde für die piggyBac-Transposase zugänglich zu halten. Dies minimiert die Stummschaltung der PGK-Promotor-gesteuerten puro-deltaTK-Auswahlkassette und reduziert den Hintergrund in der zweiten Runde von Screening10. Ein kürzlich veröffentlichter Bericht zeigte, dass CAG-Promotor resistenter gegen Silencing ist als PGK-Promotor in hPSCs14. Ein Wechsel des Promoters für die Auswahlkassette könnte dieses System daher in Zukunft verbessern. Es ist auch wichtig, die Anzahl der resistenten Kolonien aus hyPBase- und GFP-transfizierten Zellen zu vergleichen. Nach erfolgreicher Entfernung des Transposon sollten mehr überlebende Kolonien aus den hyPBase- als GFP-transfizierten Zellen vorhanden sein. Zusätzlich zur PCR-Analyse der Transposon-Exzision ist eine direkte Sequenzierung der modifizierten Region erforderlich, um die Exzisionstreue zu bestätigen.
Basierend auf Yusas piggyBac-Transposon-basierter Targeting-Vektor-Strategie 9,10 konzentrierten sich die oben beschriebenen Verfahren auf die Verbesserung der hPS-Nukleofektion und der Effizienz der Klonierung einzelner Zellen. Die Zellaussaatdichte wurde optimiert, um die Wahrscheinlichkeit einer heterogenen Koloniebildung zu reduzieren. Wir verwendeten auch 10-12 Tage Kultur unter 10% CO2, um die Kolonieproduktion für das Genotyp-Screening zu verbessern. Nach unserer Erfahrung konnten aus jeder 96-Well-Platte etwa 20 Kolonien gewonnen werden. Obwohl dieser Schritt mehr Zeit in Anspruch nehmen kann als andere Methoden, ist er zuverlässig und hocheffizient.
Je nach Bedarf können Targeting-Vektoren entworfen werden, um Punktmutationen einzuführen oder zu korrigieren, Reporterzelllinien zu erzeugen sowie Knockout-Genexpression. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die Kombination des CRISPR/Cas9(n)-Systems und eines Targeting-Vektors ein effizienter Weg ist, um verschiedene Arten von genetisch veränderten hPS-Zellen zu liefern.

Humane pluripotente Stammzellen (hPS-Zellen) stellen eine unbegrenzte Quelle somatischer Zellen für die Forschung oder die Klinik dar1. Das Gen-Targeting in hPS-Zellen bietet eine leistungsstarke Methode, um die Genfunktion während der Zellspezifikation zu untersuchen und Krankheitsmechanismen zu verstehen. Obwohl es effiziente Genom-Editing-Methoden gibt, bleibt die Modifizierung von Genen in hPS-Zellen eine technische Herausforderung. Standard-Gen-Targeting durch homologe Rekombination in hPS-Zellen tritt bei niedriger Frequenz auf oder ist bei einigen Genen sogar nicht nachweisbar 2, und DNA-Doppelstrangbruch (DSB) stimuliertes Gen-Targeting (als Geneditierung bezeichnet) ist daher in diesen Zellennotwendig 2,3. Darüber hinaus ist die Transfektion von hPS-Zellen und die anschließende Klonierung einzelner Zellen nicht sehr effizient, obwohl die Einzelzell-assoziierte Apoptose durch den Einsatz des Rho-assoziierten Proteinkinase-Inhibitors (ROCK) reduziert werden kann4. Schließlich können auch die potenziellen On-Target- und Off-Target-Mutationen am interessierenden Gen problematisch sein. Daher ist ein zuverlässiges Protokoll unerlässlich, um maßgeschneiderte genetische Veränderungen in hPS-Zellen vorzunehmen.
Die RNA-geführte CRISPR- (Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats) und CRISPR-assoziierte Protein-9-Technologie (Cas9) ist heute ein etabliertes Werkzeug in der Genbearbeitung. Transkribierte CRISPR-RNA (crRNA) und eine transaktivierende RNA (tracrRNA) bilden die Single Guide RNA (sgRNA), die sich mit dem Cas9-Protein komplexiert und eine genspezifische Spaltung ermöglicht5. Das CRISPR/Cas9-System ist programmierbar, indem eine 20-bp-Führungssequenz der sgRNA geändert wird, was bedeutet, dass fast jeder Locus, der die Anforderung an das Protospacer-benachbarte Motiv (PAM) erfüllt, bearbeitet werden kann. Der Wildtyp Cas9 kann jedoch einige Diskrepanzen zwischen seiner Führungssequenz und einem DNA-Ziel tolerieren, was zu unerwünschten Off-Target-Effekten führen kann. Um seine Spezifität zu verbessern, wurde eine Nickase-Mutante (Cas9n) entwickelt. Eine Cas9n-Mutation, die D10A oder N863A enthält, besitzt nur eine funktionelle Nukleasedomäne und kann daher nur DNA auf einem Strang einnicken. Ein Paar Cas9n, das angemessen verteilt und orientiert ist, kann effektiv DNA-DSB induzieren, und die Off-Target-Effekte werden dramatisch reduziert6. Um eine effiziente Cas9n-Modifikation zu gewährleisten, wurde gezeigt, dass zwei Cas9n-sgRNA idealerweise mit einem Offset von -4 bis 20 bp platziert werden und immer einen 5'-Überhang6 erzeugen sollten.
Cas9(n)-sgRNA-induziertes DSB kann für die Genom-Editierung in hPSCs 7,8 verwendet werden. Es kann Gen-Knockout durch nicht-homologe Endverbindungsreparatur erzeugen oder Genmodifikation durch homologiegesteuerte Reparatur (HDR) einführen, wenn eine Spender-DNA-Vorlage vorhanden ist. Das hier beschriebene Protokoll verwendet ein piggyBac-Transposon-basiertes Donor-Plasmid (oder Targeting-Vektor) für HDR, bei dem ein Arzneimittelresistenzmarker von den transposon-invertierten Wiederholungen flankiert wird. Der Vorteil dieses Ansatzes ist ein effizientes Screening und eine nahtlose Gen-Editierung, wie Yusa et al.9,10 erstmals gezeigt haben. Die Wirkstoffauswahlkassette ermöglicht die Anreicherung von Zellen mit dem integrierten Vektor, die anschließend mittels Junction-PCR gescreent werden, um die durch HDR abgeleiteten Zellen zu identifizieren. Darüber hinaus kann die Wirkstoffauswahlkassette so positioniert werden, dass sie die Zielsequenzen für die Cas9(n)-Spaltung ersetzt, so dass nach HDR kein weiterer DNA-Bruch auftritt, wodurch "On"-Zielmutationen eliminiert werden, die aus der Cas9(n)-Re-Spaltung resultieren. Darüber hinaus wird durch Ausnutzung der präzisen Exzision, die durch piggyBac-Transposase katalysiert wird, der Selektionsmarker dann aus dem Genom entfernt, ohne eine Narbe zu hinterlassen. Nur die ursprüngliche endogene TTAA-Sequenz für die piggyBac-Insertion verbleibt nach der Entfernung des Arzneimittelauswahlmarkers9. Selbst wenn die TTAA-Standorte durch die Einführung von Substitutionen geschaffen werden müssen, ist die Wahrscheinlichkeit störender regulatorischer Elemente im Vergleich zu anderen Methoden geringer10.
Hier beschreiben wir detaillierte Verfahren zur Implementierung von Seamless Genome Editing in hPSCs. Durch die Kombination eines piggyBac-basierten Donorplasmids und der CRISPR-Cas9-Nickase-Mutante in einer zweistufigen genetischen Selektion haben wir zwei vorbestimmte Punktmutationen in das Hepatozyten-Kernfaktor-4-alpha-Gen (HNF4α)11 eingeführt. Dieser Ansatz ist zuverlässig und effizient und hat eingehende Analysen der wichtigen Rolle ermöglicht, die HNF4α bei der Endoderm- und Hepatozytenspezifikation von humanen pluripotenten Stammzellenspielt 11.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Anti-Human SSEA4 PE</td>
			<td>eBioscience</td>
			<td>12-8843-42</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Human TRA-1-60 PE</td>
			<td>eBioscience</td>
			<td>11-0159-42</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPBS</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>14190144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPBS with calcium and magnesium</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>14040133</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FIAU</td>
			<td>Moravek</td>
			<td>M251</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gentle cell dissociation reagent</td>
			<td>Stem Cell Technologies</td>
			<td>07174</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>H9 human embryonic stem cells</td>
			<td>WiCell</td>
			<td>WA09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human NANOG antibody</td>
			<td>R&#38;D systems</td>
			<td>AF1997</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human OCT4 antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>AB19857</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human stem cell Nucleofector kit 1</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>VPH-5012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse IgG3 isotype control PE</td>
			<td>eBioscience</td>
			<td>12-4742-41</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mTeSR1 medium</td>
			<td>Stem Cell Technologies</td>
			<td>85850</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nucleofector 2b device</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>AAB-1001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pCMV-hyPBase</td>
			<td>Wellcome Trust Sanger Institute</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pMCS-AAT_PBPGKpuroTK</td>
			<td>Wellcome Trust Sanger Institute</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pSpCas9n(BB)-2A-Puro (PX462)</td>
			<td>Addgene</td>
			<td>PX462</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puromycin dihydrochloride</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>A11138-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>QIAprep spin maxiprep kit</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>12162</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>QIAprep spin miniprep kit</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>27106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recombinant laminin 521</td>
			<td>BioLamina</td>
			<td>LN521</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan blue solution, 0.4%</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>15250061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Y-27632(Dihydrochloride)</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>SCM075</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

introducing point mutations into human pluripotent stem cells using seamless genome editing

Maßgeschneiderte Endonukleasen, wie RNA-geführte Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR)-Cas9, ermöglichen eine effiziente Genom-Editierung in Säugetierzellen. Hier beschreiben wir detaillierte Verfahren zur nahtlosen Genomeditierung des Hepatozyten-Kernfaktor-4-alpha-Locus (HNF4α) als Beispiel in humanen pluripotenten Stammzellen. Durch die Kombination eines piggyBac-basierten Donorplasmids und der CRISPR-Cas9-Nickase-Mutante in einer zweistufigen genetischen Selektion demonstrieren wir ein korrektes und effizientes Targeting des HNF4α-Locus.

Vektorbasierte Knock-in-Strategie im Visier Das Hepatozyten-Kernfaktor-4-alpha-Gen (HNF4α) wurde für die gezielte Genom-Editierung ausgewählt, um Zwei-Punkt-Mutationen in Exon 8 einzuführen. Ein Paar Cas9n-sgRNA mit 11 bp Offset wurde in der Nähe der zu modifizierenden Stelle entworfen. Der piggyBac-basierte Zielvektor diente als homologiegesteuerte Reparaturvorlage für die Einführung der gewünschten Punktmutationen. Ein 967 bp 5'-HA und ein 1142 bp 3'-HA mit synonymen Nukleotidsubstitutionen oder den gewünschten Punktmutationen wurden amplifiziert und in den endgültigen Zielvektor kloniert. Die piggyBac-Insertionsstelle war 16 bp und 22 bp von den beiden gewünschten Punktmutationen entfernt. Kolonien, die die Puro-deltaTK-Selektionskassette enthielten, wurden in der ersten Runde mit Puromycin selektiert. Nachdem die Selektionskassette in der zweiten Runde durch Transposase-Exzision entfernt wurde, wurde die Zielstelle nahtlos modifiziert, wobei nur die gewünschten Punktmutationen in das Gen eingebaut wurden (Abbildung 1).
Genetische Editierung in humanen pluripotenten Stammzellen Um nach korrekt anvisierten Zellen zu suchen, wurde eine drei-Primer-basierte PCR-Methode zur Genotypisierung verwendet (Abbildung 2). Zur Bestätigung der PCR-Ergebnisse wurde eine Sanger-Sequenzierung durchgeführt (Abbildung 3A). Nach der Entnahme der Selektionskassette wurde die modifizierte Region erneut sequenziert, um die korrekte Einführung der gewünschten Punktmutationen zu bestätigen (Abbildung 3B).
Koloniebildung und Charakterisierung editierter humaner pluripotenter Stammzellen Kolonien mit dem richtigen Genotyp wurden ausgewählt und nach Bedarf erweitert. Die etablierten Kolonien müssen charakterisiert werden, bevor sie für weitere Analysen verwendet werden. Die bearbeiteten Zellen besitzen die gleiche Morphologie wie die Elternzellen (Abbildung 4A). Sie exprimieren auch repräsentative humane pluripotente Stammzellmarker, einschließlich der Transkriptionsfaktoren NANOG und OCT4 (Abbildung 4 B) sowie der Zelloberflächenmarker SSEA4 und TRA-1-60 (Abbildung 4C).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61152/61152fig1.jpg"> Abbildung 1: Targeting-vektorbasierte Knock-in-Strategie11. Ein Paar Cas9n-sgRNA-Expressionsplasmide wurde verwendet, um DNA-Doppelstrangbruch im Exon 8 des HNF4α-Gens zu induzieren. Ein Zielvektor mit einer Auswahlkassette wurde verwendet, um vorgegebene Punktmutationen einzuführen, die 16 bp und 22 bp entfernt lagen. Diese Selektionskassette war im piggyBac-Transposon enthalten, bestehend aus einem positiv-negativen Selektionsmarker (puro-deltaTK), der von einem konstitutiv aktiven Promotor (PGK) angetrieben wurde. Über einen homologiegesteuerten Reparaturweg bauten die Zielzellen die Selektionskassette ein. Die Transposon-Exzision, die durch Transposase vermittelt wird, führt zu einer nahtlosen Modifikation, bei der nur die Punktmutationen vorhanden sind. Rotes Kreuz zeigt den Ort der gewünschten Punktmutationen an. HA = Homologiearm; PB = piggyBac; PM = Punktmutation. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61152/61152fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61152/61152fig2.jpg"> Abbildung 2: Drei Primer-basierte PCR-Methoden. Um Gen-zielgerichtete Zellen zu screenen, wurde PCR-basierte Genotypisierung verwendet. Drei Primer, LA-F1, -R1 und -R2 wurden verwendet, um die linke Homologiearmregion zu verstärken. Unabhängig voneinander wurden RA-F1, -F2 und -R1 verwendet, um die rechte Homologiearmregion zu verstärken. Basierend auf dem Ergebnis der Gelelektrophorese wurden nicht-zielgerichtete Zellen sowie heterozygote und homozygote Zellen voneinander unterschieden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61152/61152fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61152/61152fig3.jpg"> Abbildung 3: Sequenzierungsergebnisse von gentechnisch veränderten Zellen11. PCR-Produkte aus zwei Klonen wurden sequenziert und bestätigten das korrekte Einsetzen der Auswahlkassette am Ziellocus (A). 5' und 3' piggyBac inverted terminal repeats (ITR) wurden von den TTAA direct repeats flankiert. Drei Klone wurden nach der Transposonexzision sequenziert (B). Ein Paar Cas9n-sgRNA mit 11 bp Offset wurde verwendet, um DNA-Doppelstrangbruch einzuführen. Zwei vorgegebene Punktmutationen (A zu G und A zu C) wurden in das Gen eingebracht. Eine synonyme Mutation wurde eingeführt, um das Protospacer-benachbarte Motiv (PAM) zu mutieren, und eine weitere, um die TTAA-Stelle zu schaffen, die für die PiggyBac-Exzision notwendig ist. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61152/61152fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61152/61152fig4.jpg"> Abbildung 4: Charakterisierung editierter humaner pluripotenter Stammzellen. Morphologie zweier editierter Zelllinien und der Elternzellen (A), Maßstabsbalken = 100 μm. Die Expression der pluripotenten Stammzellmarker NANOG und OCT4 wurde durch Immunfärbung (B, Maßstabsbalken = 50 μm) zusätzlich zu SSEA4 und TRA-1-60 mittels Durchflusszytometrie (C) in zwei modifizierten Zelllinien und den Elternzellen untersucht. IgG wurde als Negativkontrolle verwendet. DAPI wurde verwendet, um den Kern zu färben. Die Prozentsätze wurden als Durchschnitt von drei unabhängigen Experimenten berechnet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61152/61152fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>

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Introducing Point Mutations into Human Pluripotent Stem Cells Using Seamless Genome Editing

Hier beschreiben wir eine detaillierte Methode zur nahtlosen Genbearbeitung in humanen pluripotenten Stammzellen unter Verwendung eines piggyBac-basierten Donorplasmids und der Cas9-Nickase-Mutante. Zwei Punktmutationen wurden in Exon 8 des Hepatozyten-Kernfaktor-4-alpha-Locus (HNF4α) in humanen embryonalen Stammzellen (hES-Zellen) eingeführt.

Einführung von Punktmutationen in humane pluripotente Stammzellen durch nahtlose Genom-Editierung

Custom designed endonucleases, such as RNA-guided Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR)-Cas9, enable efficient genome editing ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Genetics

4.0K Aufrufe.  University of Edinburgh. Hier beschreiben wir eine detaillierte Methode zur nahtlosen Genbearbeitung in humanen pluripotenten Stammzellen unter Verwendung eines piggyBac-basierten Donorplasmids und der Cas9-Nickase-Mutante. Zwei Punktmutationen wurden in Exon 8 des Hepatozyten-Kernfaktor-4-alpha-Locus (HNF4α) in humanen embryonalen Stammzellen (hES-Zellen) eingeführt.

Serie: Introducing Point Mutations into Human Pluripotent Stem Cells Using Seamless Genome Editing

Mapping RNA-RNA Interactions Globally Using Biotinylated Psoralen

Knowing how RNAs interact with themselves and with others is key to understanding RNA based gene regulation in the cell. While examples of RNA-RNA interactions such as microRNA-mRNA interactions have been shown to regulate gene expression, the full extent to which RNA interactions occur in the cell is still unknown. Previous methods to study RNA interactions have primarily focused on subsets of RNAs that are interacting with a particular protein or RNA species. Here, we detail a method named Sequencing of Psoralen crosslinked, Ligated, and Selected Hybrids (SPLASH) that allows genome-wide capture of RNA interactions in vivo in an unbiased manner. SPLASH utilizes in vivo crosslinking, proximity ligation, and high throughput sequencing to identify intramolecular and intermolecular RNA base-pairing partners globally. SPLASH can be applied to different organisms including bacteria, yeast and human cells, as well as diverse cellular conditions to facilitate the understanding of the dynamics of RNA organization under diverse cellular contexts. The entire experimental SPLASH protocol takes about 5 days to complete and the computational workflow takes about 7 days to complete.

Here, we detail the method of Sequencing of Psoralen crosslinked, Ligated, and Selected Hybrids (SPLASH), which enables genome-wide mapping of intramolecular and intermolecular RNA-RNA interactions in vivo. SPLASH can be applied to study RNA interactomes of organisms including yeast, bacteria and humans.

Zuordnung von RNA-RNA-Wechselwirkungen unter Verwendung von biotinyliertem Psoralen

Knowing how RNAs interact with themselves and with others is key to understanding RNA based gene regulation in the cell. While examples of RNA-RNA ...

Forschung

Genetik

Genome Editing and Directed Differentiation of hPSCs for Interrogating Lineage Determinants in Human Pancreatic Development

Interrogating gene function in self-renewing or differentiating human pluripotent stem cells (hPSCs) offers a valuable platform towards understanding human development and dissecting disease mechanisms in a dish. To capitalize on this potential application requires efficient genome-editing tools to generate hPSC mutants in disease-associated genes, as well as in vitro hPSC differentiation protocols to produce disease-relevant cell types that closely recapitulate their in vivo counterparts. An efficient genome-editing platform for hPSCs named iCRISPR has been developed through the TALEN-mediated targeting of a Cas9 expression cassette in the AAVS1 locus. Here, the protocols for the generation of inducible Cas9 hPSC lines using cells cultured in a chemically defined medium and a feeder-free condition are described. Detailed procedures for using the iCRISPR system for gene knockout or precise genetic alterations in hPSCs, either through non-homologous end joining (NHEJ) or via precise nucleotide alterations using a homology-directed repair (HDR) template, respectively, are included. These technical procedures include descriptions of the design, production, and transfection of CRISPR guide RNAs (gRNAs); the measurement of the CRISPR mutation rate by T7E1 or RFLP assays; and the establishment and validation of clonal mutant lines. Finally, we chronicle procedures for hPSC differentiation into glucose-responsive pancreatic &#946;-like cells by mimicking in vivo pancreatic embryonic development. Combining iCRISPR technology with directed hPSC differentiation enables the systematic examination of gene function to further our understanding of pancreatic development and diabetes disease mechanisms.

Protocols to generate hPSC mutant lines using the iCRISPR platform and to differentiate hPSCs into glucose-responsive &#946;-like cells are described. Combining genome editing technology with hPSC-directed differentiation provides a powerful platform for the systematic analysis of the role of lineage determinants in human development and disease progression.

Genome Editing und gerichteten Differenzierung von hPSCs zur Abfrage Lineage Bestimmungsfaktoren im Bereich Human Pancreatic Entwicklung

Interrogating gene function in self-renewing or differentiating human pluripotent stem cells (hPSCs) offers a valuable platform towards understanding ...

A Standard Methodology to Examine On-site Mutagenicity As a Function of Point Mutation Repair Catalyzed by CRISPR/Cas9 and SsODN in Human Cells

Combinatorial gene editing using CRISPR/Cas9 and single-stranded oligonucleotides is an effective strategy for the correction of single-base point mutations, which often are responsible for a variety of human inherited disorders. Using a well-established cell-based model system, the point mutation of a single-copy mutant eGFP gene integrated into HCT116 cells has been repaired using this combinatorial approach. The analysis of corrected and uncorrected cells reveals both the precision of gene editing and the development of genetic lesions, when indels are created in uncorrected cells in the DNA sequence surrounding the target site. Here, the specific methodology used to analyze this combinatorial approach to the gene editing of a point mutation, coupled with a detailed experimental strategy to measuring indel formation at the target site, is outlined. This protocol outlines a foundational approach and workflow for investigations aimed at developing CRISPR/Cas9-based gene editing for human therapy. The conclusion of this work is that on-site mutagenesis takes place as a result of CRISPR/Cas9 activity during the process of point mutation repair. This work puts in place a standardized methodology to identify the degree of mutagenesis, which should be an important and critical aspect of any approach destined for clinical implementation.

This protocol outlines the workflow of a CRISPR/Cas9-based gene editing system for the repair of point mutations in mammalian cells. Here, we use a combinatorial approach to gene editing with a detailed follow-on experimental strategy for measuring indel formation at the target site&#8212;in essence, analyzing onsite mutagenesis.

Eine Standardmethodik, vor-Ort-Mutagenität als Funktion der Punktmutation Reparatur katalysiert durch CRISPR/Cas9 und SsODN in den menschlichen Zellen zu untersuchen

Combinatorial gene editing using CRISPR/Cas9 and single-stranded oligonucleotides is an effective strategy for the correction of single-base point ...

Highly Efficient Gene Disruption of Murine and Human Hematopoietic Progenitor Cells by CRISPR/Cas9

Advances in the hematopoietic stem cell (HSCs) field have been aided by methods to genetically engineer primary progenitor cells as well as animal models. Complete gene ablation in HSCs required the generation of knockout mice from which HSCs could be isolated, and gene ablation in primary human HSCs was not possible. Viral transduction could be used for knock-down approaches, but these suffered from variable efficacy. In general, genetic manipulation of human and mouse hematopoietic cells was hampered by low efficiencies and extensive time and cost commitments. Recently, CRISPR/Cas9 has dramatically expanded the ability to engineer the DNA of mammalian cells. However, the application of CRISPR/Cas9 to hematopoietic cells has been challenging, mainly due to their low transfection efficiencies, the toxicity of plasmid-based approaches and the slow turnaround time of virus-based protocols.
A rapid method to perform CRISPR/Cas9-mediated gene editing in murine and human hematopoietic stem and progenitor cells with knockout efficiencies of up to 90% is provided in this article. This approach utilizes a ribonucleoprotein (RNP) delivery strategy with a streamlined three-day workflow. The use of Cas9-sgRNA RNP allows for a hit-and-run approach, introducing no exogenous DNA sequences in the genome of edited cells and reducing off-target effects. The RNP-based method is fast and straightforward: it does not require cloning of sgRNAs, virus preparation or specific sgRNA chemical modification. With this protocol, scientists should be able to successfully generate knockouts of a gene of interest in primary hematopoietic cells within a week, including downtimes for oligonucleotide synthesis. This approach will allow a much broader group of users to adapt this protocol for their needs.

A protocol for fast CRISPR/Cas9-mediated gene disruption in mouse and human primary hematopoietic cells is described in this article. Cas9-sgRNA ribonucleoproteins are introduced via electroporation with sgRNAs generated through in vitro transcription and commercial Cas9. High editing efficiencies are achieved with limited time and financial cost.

Hocheffiziente gen Störung der murinen und menschlichen hämatopoetischen Vorläuferzellen von CRISPR/Cas9

Advances in the hematopoietic stem cell (HSCs) field have been aided by methods to genetically engineer primary progenitor cells as well as animal models. ...

Enhanced Genome Editing with Cas9 Ribonucleoprotein in Diverse Cells and Organisms

Site-specific eukaryotic genome editing with CRISPR (clustered regularly interspaced short palindromic repeats)-Cas (CRISPR-associated) systems has quickly become a commonplace amongst researchers pursuing a wide variety of biological questions. Users most often employ the Cas9 protein derived from Streptococcus pyogenes in a complex with an easily reprogrammed guide RNA (gRNA). These components are introduced into cells, and through a base pairing with a complementary region of the double-stranded DNA (dsDNA) genome, the enzyme cleaves both strands to generate a double-strand break (DSB). Subsequent repair leads to either random insertion or deletion events (indels) or the incorporation of experimenter-provided DNA at the site of the break.
The use of a purified single-guide RNA and Cas9 protein, preassembled to form an RNP and delivered directly to cells, is a potent approach for achieving highly efficient gene editing. RNP editing particularly enhances the rate of gene insertion, an outcome that is often challenging to achieve. Compared to the delivery via a plasmid, the shorter persistence of the Cas9 RNP within the cell leads to fewer off-target events. 
Despite its advantages, many casual users of CRISPR gene editing are less familiar with this technique. To lower the barrier to entry, we outline detailed protocols for implementing the RNP strategy in a range of contexts, highlighting its distinct benefits and diverse applications. We cover editing in two types of primary human cells, T cells and hematopoietic stem/progenitor cells (HSPCs). We also show how Cas9 RNP editing enables the facile genetic manipulation of entire organisms, including the classic model roundworm Caenorhabditis elegans and the more recently introduced model crustacean, Parhyale hawaiensis.

Utilizing a preassembled Cas9 ribonucleoprotein complex (RNP) is a powerful method for precise, efficient genome editing. Here, we highlight its utility across a broad range of cells and organisms, including primary human cells and both classic and emerging model organisms.

Verbesserte Genom Bearbeitung mit Cas9 Ribonucleoprotein in verschiedenen Zellen und Organismen

Site-specific eukaryotic genome editing with CRISPR (clustered regularly interspaced short palindromic repeats)-Cas (CRISPR-associated) systems has ...

Endogenous Protein Tagging in Human Induced Pluripotent Stem Cells Using CRISPR/Cas9

A protocol is presented for generating human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) that express endogenous proteins fused to in-frame&#160;N- or C-terminal fluorescent tags. The prokaryotic CRISPR/Cas9 system (clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated 9) may be used to introduce large exogenous sequences into genomic loci via homology directed repair (HDR). To achieve the desired knock-in, this protocol employs the ribonucleoprotein (RNP)-based approach where wild type Streptococcus pyogenes Cas9 protein, synthetic 2-part guide RNA (gRNA), and a donor template plasmid are delivered to the cells via electroporation. Putatively edited cells expressing the fluorescently tagged proteins are enriched by fluorescence activated cell sorting (FACS). Clonal lines are then generated and can be analyzed for precise editing outcomes. By introducing the fluorescent tag at the genomic locus of the gene of interest, the resulting subcellular localization and dynamics of the fusion protein can be studied under endogenous regulatory control, a key improvement over conventional overexpression systems. The use of hiPSCs as a model system for gene tagging provides the opportunity to study the tagged proteins in diploid, nontransformed cells. Since hiPSCs can be differentiated into multiple cell types, this approach provides the opportunity to create and study tagged proteins in a variety of isogenic cellular contexts.

Described here is a protocol for tagging endogenously expressed proteins with fluorescent tags in human induced pluripotent stem cells using CRISPR/Cas9. Putatively edited cells are enriched by fluorescence activated cell sorting and clonal cell lines are generated.

Endogene Protein Tagging in menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen mit CRISPR/Cas9

A protocol is presented for generating human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) that express endogenous proteins fused to in-frame&#160;N- or ...

CRISPR-mediated Genome Editing of the Human Fungal Pathogen Candida albicans

This method describes the efficient CRISPR mediated genome editing of the diploid human fungal pathogen Candida albicans. CRISPR-mediated genome editing in C. albicans requires Cas9, guide RNA, and repair template. A plasmid expressing a yeast codon optimized Cas9 (CaCas9) has been generated. Guide sequences directly upstream from a PAM site (NGG) are cloned into the Cas9 expression vector. A repair template is then made by primer extension in vitro. Cotransformation of the repair template and vector into C. albicans leads to genome editing. Depending on the repair template used, the investigator can introduce nucleotide changes, insertions, or deletions. As C. albicans is a diploid, mutations are made in both alleles of a gene, provided that the A and B alleles do not harbor SNPs that interfere with guide targeting or repair template incorporation. Multimember gene families can be edited in parallel if suitable conserved sequences exist in all family members. The C. albicans CRISPR system described is flanked by FRT sites and encodes flippase. Upon induction of flippase, the antibiotic marker (CaCas9) and guide RNA are removed from the genome. This allows the investigator to perform subsequent edits to the genome. C. albicans CRISPR is a powerful fungal genetic engineering tool, and minor alterations to the described protocols permit the modification of other fungal species including C. glabrata, N. castellii, and S. cerevisiae.

CRISPR-mediated Genome Editing of the Human Fungal Pathogen Candida albicans

Efficient genome engineering of Candida albicans is critical to understanding the pathogenesis and development of therapeutics. Here, we described a protocol to quickly and accurately edit the C. albicans genome using CRISPR. The protocol allows investigators to introduce a wide variety of genetic modifications including point mutations, insertions, and deletions.

CRISPR-vermittelten Genom-Bearbeitung von menschlichen pilzliche Erreger Candida albicans

This method describes the efficient CRISPR mediated genome editing of the diploid human fungal pathogen Candida albicans. CRISPR-mediated genome editing ...

Genome Editing in Mammalian Cell Lines using CRISPR-Cas

The clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR) system functions naturally in bacterial adaptive immunity, but has been successfully repurposed for genome engineering in many different living organisms. Most commonly, the wildtype CRISPR associated 9 (Cas9) or Cas12a endonuclease is used to cleave specific sites in the genome, after which the DNA double-stranded break is repaired via the non-homologous end joining (NHEJ) pathway or the homology-directed repair (HDR) pathway depending on whether a donor template is absent or present respectively. To date, CRISPR systems from different bacterial species have been shown to be capable of performing genome editing in mammalian cells. However, despite the apparent simplicity of the technology, multiple design parameters need to be considered, which often leave users perplexed about how best to carry out their genome editing experiments. Here, we describe a complete workflow from experimental design to identification of cell clones that carry desired DNA modifications, with the goal of facilitating successful execution of genome editing experiments in mammalian cell lines. We highlight key considerations for users to take note of, including the choice of CRISPR system, the spacer length, and the design of a single-stranded oligodeoxynucleotide (ssODN) donor template. We envision that this workflow will be useful for gene knockout studies, disease modeling efforts, or the generation of reporter cell lines.

CRISPR-Cas is a powerful technology to engineer the complex genomes of plants and animals. Here, we detail a protocol to efficiently edit the human genome using different Cas endonucleases. We highlight important considerations and design parameters to optimize editing efficiency.

Genom-Bearbeitung in Säugetieren Zelllinien mit CRISPR-Cas

The clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR) system functions naturally in bacterial adaptive immunity, but has been ...

Lentiviral Vector Platform for the Efficient Delivery of Epigenome-editing Tools into Human Induced Pluripotent Stem Cell-derived Disease Models

The use of hiPSC-derived cells represents a valuable approach to study human neurodegenerative diseases. Here, we describe an optimized protocol for the differentiation of hiPSCs derived from a patient with the triplication of the alpha-synuclein gene (SNCA) locus into Parkinson&#8217;s disease (PD)-relevant dopaminergic neuronal populations. Accumulating evidence has shown that high levels of SNCA are causative for the development of PD. Recognizing the unmet need to establish novel therapeutic approaches for PD, especially those targeting the regulation of SNCA expression, we recently developed a CRISPR/dCas9-DNA-methylation-based system to epigenetically modulate SNCA transcription by enriching methylation levels at the SNCA intron 1 regulatory region. To deliver the system, consisting of a dead (deactivated) version of Cas9 (dCas9) fused with the catalytic domain of the DNA methyltransferase enzyme 3A (DNMT3A), a lentiviral vector is used. This system is applied to cells with the triplication of the SNCA locus and reduces the SNCA-mRNA and protein levels by about 30% through the targeted DNA methylation of SNCA intron 1. The fine-tuned downregulation of the SNCA levels rescues disease-related cellular phenotypes. In the current protocol, we aim to describe a step-by-step procedure for differentiating hiPSCs into neural progenitor cells (NPCs) and the establishment and validation of pyrosequencing assays for the evaluation of the methylation profile in the SNCA intron 1. To outline in more detail the lentivirus-CRISPR/dCas9 system used in these experiments, this protocol describes how to produce, purify, and concentrate lentiviral vectors and to highlight their suitability for epigenome- and genome-editing applications using hiPSCs and NPCs. The protocol is easily adaptable and can be used to produce high titer lentiviruses for in vitro and in vivo applications.

Targeted DNA epigenome editing represents a powerful therapeutic approach. This protocol describes the production, purification, and concentration of all-in-one lentiviral vectors harboring the CRISPR-dCas9-DNMT3A transgene for epigenome-editing applications in human induced pluripotent stem cell (hiPSC)-derived neurons.

Lentivirale Vektor-Plattform für die effiziente Bereitstellung von Epigenom-editing-Tools in menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen abgeleitet Krankheitsmodelle

The use of hiPSC-derived cells represents a valuable approach to study human neurodegenerative diseases. Here, we describe an optimized protocol for the ...

Introducing a Gene Knockout Directly Into the Amastigote Stage of Trypanosoma cruzi Using the CRISPR/Cas9 System

Trypanosoma cruzi is a pathogenic protozoan parasite that causes Chagas&#8217; disease mainly in Latin America. In order to identify a novel drug target against T. cruzi, it is important to validate the essentiality of the target gene in the mammalian stage of the parasite, the amastigote. Amastigotes of T. cruzi replicate inside the host cell; thus, it is difficult to conduct a knockout experiment without going through other developmental stages. Recently, our group reported a growth condition in which the amastigote can replicate axenically for up to 10 days without losing its amastigote-like properties. By using this temporal axenic amastigote culture, we successfully introduced gRNAs directly into the Cas9-expressing amastigote to cause gene knockouts and analyzed their phenotypes exclusively in the amastigote stage. In this report, we describe a detailed protocol to produce in vitro derived extracellular amastigotes, and to utilize the axenic culture in a CRISPR/Cas9-mediated knockout experiment. The growth phenotype of knockout amastigotes can be evaluated either by cell counts of the axenic culture, or by replication of intracellular amastigote after host cell invasion. This method bypasses the parasite stage differentiation normally involved in producing a transgenic or a knockout amastigote. Utilization of the temporal axenic amastigote culture has the potential to expand the experimental freedom of stage-specific studies in T. cruzi.

Introducing a Gene Knockout Directly Into the Amastigote Stage of Trypanosoma cruzi Using the CRISPR/Cas9 System

Here, we describe a protocol to introduce a gene knockout into the extracellular amastigote of Trypanosoma cruzi, using the CRISPR/Cas9 system. The growth phenotype can be followed up either by cell counting of axenic amastigote culture or by proliferation of intracellular amastigotes after host cell invasion.

Einführung eines Gene Knockout direkt in die Amastigote-Phase von Trypanosoma cruzi mit dem CRISPR/Cas9-System

Trypanosoma cruzi is a pathogenic protozoan parasite that causes Chagas&#8217; disease mainly in Latin America. In order to identify a novel drug target ...