Name: simultaneous isolation and culture of atrial myocytes, ventricular myocytes, and non-myocytes from an adult mouse heart
Uploaded: 2020-06-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 53 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous Isolation and Culture of Atrial Myocytes, Ventricular Myocytes, and Non-Myocytes from an Adult Mouse Heart at JoVE.com

E.A.B. wurde von den National Institutes of Health (1F31HL140850), der ARCS Foundation, Inc., San Diego Chapter, unterstützt und ist eine Rees-Stealy Research Foundation Phillips Gausewitz, M.D. Scholar des SDSU Heart Institute. E.A.B. und A.S.B. wurden von der Inamori Foundation unterstützt. CCG by (NIH) gewährt R01 HL135893, R01 HL141463 und HL149931.

Alle in diesem Papier veröffentlichten Forschungsarbeiten an Mäusen wurden vom SDSU Institutional Animal Care and Use Committee überprüft und genehmigt und entsprechen dem vom National Research Council veröffentlichten Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren.
1. Vorbereitung von Isolations- und Kulturmedien und Beschichtungen
<ol><li>Bereiten Sie 1 L Herzperfusionsmedium vor der Verwendung vor, indem Sie Joklik modifizierte minimale essentielle Medien (MMEM) zu 1 L sterilem Wasser hinzufügen. Stellen Sie den pH-Wert mit 10 N NaOH auf 7,36 ein, filtern Sie dann durch einen 0,2 m Filter und lagern Sie ihn bis zu 2 Wochen bei 4 °C. HINWEIS: Joklik MMEM besteht aus 112 mM NaCl, 5,4 mM KCl, 1 mM MgCl2,9 mM NaH2PO4und 11,1 mMM D-Glucose. Ergänzt wird dies durch 10 mM HEPES (2,38 g/L), 30 mM Taurin (3,75 g/L), 2 mM D-l-Carnitin (0,4 g/L), 2 mM Kreatin und 10 mM Butandionmonoxim (1,01 g/L).</li>
	<li>Bereiten Sie den Verdauungspuffer kurz vor der Perfusion wie folgt vor: Ergänzung 50 ml Herzperfusionsmedium mit 6,25 l von 100 mM CaCl2 (siehe Schritt 1.3) und Kollagenase Typ 2 (enzymatische Aktivität 310–320 U/mg dw). HINWEIS: Wiegen Sie das Tier vor dem Opfer. Die Menge der Kollagenase Typ 2, die in den Verdauungspuffer eingebracht wird, wird durch das Gewicht des Tieres bestimmt (2,25 mg Kollagenase Typ 2 pro 1 g Körpergewicht).</li>
	<li>Zur Vorbereitung von 100 mM CaCl21,47 g CaCl2 bis 100 ml molekularbiologisches Wasser hinzufügen. Rühren, bis sie gelöst sind, dann durch einen 0,2 m Filter passieren und bei Raumtemperatur bis zu 2 Monate lagern.</li>
	<li>Bereiten Sie Myozyten-Stopppuffer 1 vor, indem Sie 90 ml Herzperfusionspuffer mit 10 ml fetalem Rinderserum (FBS) und 125 l von 100 mM CaCl2ergänzen. Durcheinen Sie einen 0,2-mm-Filter passieren und bei 4 °C bis zu 2 Wochen lagern.</li>
	<li>Bereiten Sie Myozyten-Stopppuffer 2 vor, indem Sie 114 ml Herzperfusionspuffer mit 6 ml FBS und 150 l von 10 mM CaCl2ergänzen. Durcheinen Sie einen 0,2-mm-Filter passieren und bei 4 °C bis zu 2 Wochen lagern.</li>
	<li>Bereiten Sie die Vorhofflmirsmyozytenbeschichtung kurz vor der Perfusion vor, indem Sie 95 ml des modifizierten Eagle-Mediums (DMEM) von Dulbecco mit 4 ml FBS, 1 ml 100x Pen/Strep-Glutamin, 1 ml 100x Insulin-Transferrin-Selen iumund 1 ml 10 mD-Dexamethason ergänzen. Durcheinen Sie einen 0,2-mm-Filter passieren und bei 37 °C bis zur Beschichtung lagern.</li>
	<li>Bereiten Sie ventrikuläre Myozytenbeschichtungsmedium durch Ergänzung 95 ml des minimalen essentiellen Mediums (MEM) mit 4 ml FBS, 1 ml 100x Pen/Strep-Glutamin, 10 ml 1 M HEPES-Lösung, 1 ml Insulin-Transferrin-Selen und 0,1 g Butandion-Monoxim vor. Durcheinen Sie einen 0,2-mm-Filter passieren und bei 4 °C bis zu 2 Wochen lagern.</li>
	<li>Bereiten Sie ventrikuläre Myozytenerhaltungsmedium vor, indem Sie 99 ml MEM mit 1 ml 100x Insulin-Transferrin-Selen, 0,1 mg/ml Rinderserumalbumin (BSA), 10 ml 1 M HEPES-Lösung und 1 ml 100x Pen/Strep-Glutamin ergänzen. Durcheinen Sie einen 0,2-mm-Filter passieren und bei 4 °C bis zu 2 Wochen lagern.</li>
	<li>Zur Herstellung von lamininbeschichteten Versuchsplatten und Dias, tauen Mauslaminin-Stammlösung (1,19 mg/ml). Fügen Sie jedem 1 ml DMEM 10 L Laminin-Lagerlösung hinzu und mischen Sie sie. Beschichten Sie Versuchsplatten und Dias gleichmäßig und lagern Sie in einem 37 °C, 5% CO2-Inkubator für mindestens 1 h vor der Perfusion, um einen Ausgleich zu ermöglichen. HINWEIS: Beschichtete Versuchsplatten und Dias können bis zu 2 Tage bei 4 °C gelagert werden.</li>
</ol>2. Isolationsapparat
<ol><li>Reinigen Sie vor jeder Isolierung die Schläuche und andere Komponenten des Systems mit drei kompletten Waschungen von 70% EtOH, indem Sie die Blasenfalle nach oben füllen (den unteren Hahn schließen und den oberen Stopcock offen halten).</li>
	<li>Spülen Sie das komplette System 3x mit sterilem H2O, indem Sie die Blasenfalle nach oben füllen (den unteren Hahn schließen und den oberen Stopcock offen halten).</li>
	<li>Spülen Sie das komplette System mit Herzperfusionspuffer aus und füllen Sie die Blasenfalle auf halbem Weg mit Medien.</li>
	<li>Stellen Sie das zirkulierende Wasserbad auf 37 °C ein.</li>
	<li>Stellen Sie ein Wasserbad für Medien auf 37 °C ein.</li>
	<li>Entfernen Sie alle Luftblasen in den peristaltischen Pumpenschläuchen.</li>
	<li>Stellen Sie den Durchfluss der Peristaltikpumpe auf 3 ml/min ein.</li>
</ol>3. Chirurgischer Eingriff (Nicht-Überleben)
<ol><li>Chirurgische Instrumente in 70% EtOH für mindestens 5 min einweichen.</li>
	<li>Legen Sie das Herzperfusionsmedium, Myozytenstopppuffer und Denkpuffer in das 37 °C-Wasserbad.</li>
	<li>Legen Sie das vorgericht liegende Myozytenbeschichtungsmedium, das ventrikuläre Myozytenbeschichtungsmedium und das ventrikuläre Myozyten-Erhaltungsmedium in ein 37 °C, 5% CO2-Inkubator 1 h vor Gebrauch und lösen Sie die Kappen, um eine Gleichgewichtslösung zu ermöglichen.</li>
	<li>10 Wochen alte männliche oder weibliche C57b6/j-Mäuse intraperitoneal (i.p.) mit 0,35 ml Heparin injizieren, in Phosphat gepufferter Kochsaline (PBS) auf 100 I.E./ml verdünnt. Lassen Sie das Medikament für ca. 10 min wirksam werden. HINWEIS: Wenn zwei Herzen diesem Isolationsverfahren unterzogen werden sollen, kann die zweite Maus an dieser Stelle des ersten Verfahrens beästhetisiert und Heparin verabreicht werden. Um die Belastung des Tieres zu minimieren, kann eine leichte Anästhesie mit 2% Isofluran/Sauerstoffgemisch in einer hermetisch abgedichteten Induktionskammer verabreicht werden.</li>
	<li>Anästhetisieren Sie das Tier mit einem 2% Isofluran/Sauerstoff-Gemisch und injizieren i.p. mit Pentobarbital (0,3 ml von 10 mg/ml Vorrat), dann bereiten Sie die Brust durch Abwischen mit 70% EtOH.</li>
	<li>Bereiten Sie eine gebundene 5-0 Seidennaht vor, um bereit zu sein, das Herz an die Perfusionskanüle zu binden. Montieren Sie Kanüle direkt neben dem chirurgischen Mikroskop.</li>
	<li>Öffnen Sie schnell die Brust, indem Sie zuerst einen Mittellinien-Hautschnitt machen, vom Mittelbauch bis zum Kiefer, dann mit der großen Schere in das Peritoneum eindringen und das Zwerchfell durch stumpfe Zerlegung entfernen. Dann schneiden Sie den Rippenkäfig mit der Schere mit Schnitten der Brustwand auf dem seitlichen Aspekt beider Seiten.</li>
	<li>Schneiden Sie faserige Verbindungen zwischen Herz und Brustwand (einschließlich Thymus) weg. Dann schneiden Sie den Rippenkäfig alle zusammen. Heben Sie das Herz mit den kleinen Zangen und der Schere sanft an der Spitze an und legen Sie den hinteren Aspekt des Herzens frei.</li>
	<li>Expflanzen Sie das Herz, indem Sie sofort schlechter als die innomische Arterie auf der aufsteigenden Aorta und legen Sie das Herz sofort in eiskalte PBS oder kalte Herzperfusionsmedien. Anschließend, schnell dissektect weg restliches Gewebe aus dem explantierten Herzen in eiskalten Herz Perfusion Medien, die aufsteigende Aorta aussetzen. HINWEIS: Es ist nützlich, das Herz mit dem intakten Thymus zu expflanzen, um es als anatomisches Wahrzeichen zu verwenden.</li>
	<li>Reinigen Sie den Bereich um die Aorta von überschüssigem Gewebe mit mikrosezierenden Zangen und Scheren. Positionieren Sie die Aorta mit feingekippten Zangen auf die Kanüle und sichern Sie sie mit einer 5-0 Seidennaht. HINWEIS: Die beste Platzierung findet sich in der Regel mit der Aorta, die sich etwa 2 mm auf der Kanüle erstreckt.</li>
	<li>Durchdringen Sie das kanülierte Herz mit Herzperfusionsmedien mit einer Durchflussrate von 3 ml/min für 4 min. Wechseln Sie dann das Medium von Herzperfusionsmedien auf Verdauungspuffer für 15,0 bis 17,5 min Perfusion (Abbildung 1A). HINWEIS: Die koronare Durchflussrate wird wahrscheinlich zunehmen, was auf eine effektive Gewebeverdauung (d. h. blasses, geschwollenes Herz) hindeutet.</li>
	<li>Sammeln Sie 8 ml Verdauungspufferdurchfluss während der letzten Minuten der Perfusion für die spätere Verwendung in Schritt 5.4.</li>
	<li>Entfernen Sie das Herz aus der Kanüle und legen Sie es auf eine 60 mm Kunststoffkulturschale. Überschüssiges Gewebe (d. h. Aorta, Venen) entfernen und das Herz in 2,5 ml Verdauungspuffer als Vorbereitung auf die mechanische Trennung untertauchen. HINWEIS: An dieser Stelle werden die Vorhöfe entfernt, und ein Experimentator sollte das Vorhofzellisolationsprotokoll durchführen, während ein zweiter Experimentator die ventrikuläre Zellisolierung durchführen sollte.</li>
</ol>4. Vorhofzellisolation und -kultur
<ol><li>Sezieren Sie die Vorhöfe vom Herzen weg und legen Sie sie in eine 30 mm Plastikkulturschale. Tauchen Sie es in 0,75 ml Verdauungspuffer für die mechanische Trennung. Bewahren Sie die Ventrikel in der 60 mm Schale (Schritt 3.12) auf und führen Sie die getrennten Isolationsmethoden gleichzeitig durch (Abschnitt 5, Abbildung 1B). HINWEIS: An dieser Stelle können die Vorhöfe und Ventrikel weiter getrennt werden, wenn die links- und rechten Zellen isoliert werden müssen.</li>
	<li>Beginnen Sie, die Vorhöfe auseinander zu hacken und zu necken, zunächst mit einer feinspitzen chirurgischen Schere und gefolgt von feinen Zangen für weitere Schnitte. Vermeiden Sie das Gewebe zu rühren, und ziehen Sie nicht schnell Muskelfasern auseinander.</li>
	<li>Mit einer sterilen Transferpipettenspitze das Gewebe 15 min lang sanft mischen und trennen. Alle 5 min beobachten Sie die Vorhofflinz-Myozyten-Disassoziation vom Gewebe unter einem 10-fachobjektiven Hellfeldmikroskop. Wenn das Gewebe weiter verdaut wird, mischen und dissoziieren Sie das Gewebe mit einer sterilen Transferpipettenspitze mit einer kleineren Porengröße.</li>
	<li>Übertragen Sie die Zellsuspension in ein 2 ml steriles Mikrozentrifugenrohr. Spülen Sie die 30-mm-Platte mit 0,75 ml 37 °C Myozyten-Stopppuffer 1 und kombinieren Sie mit der Zellsuspension (Endvolumen = 1,5 ml).</li>
	<li>Lassen Sie die vorgerichtliegenden Myozyten durch Schwerkraft für 10 min bei Raumtemperatur sedimentieren. Rühren Sie die Zellsuspension sanft auf, damit Myozyten bis zum Boden des konischen Rohres sedimentieren und ein sichtbares Pellet bilden.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Zellsuspension für 5 min bei 20 x g. Entfernen Sie vorsichtig den Überstand, der die Nicht-Myozyten enthält, und übertragen Sie ihn mit einer sterilen Pipettenspitze in ein 15 ml Polypropylen-Konusrohr, ohne das Pellet von Vorhofmyozyten zu stören.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Nicht-Myozyten-Fraktion für 5 min bei 20.000 x g. Aspirieren Sie den Überstand und setzen Sie das Nicht-Myozyten-Pellet in 10 ml DMEM, ergänzt mit 10% fetalem Kalbsserum (FCS), wieder aus.</li>
	<li>Zählen Sie Nicht-Myozyten mit einem Hämozytometer oder einer anderen Methode, dann Platte nach experimentellen Bedürfnissen, oder weiter in einzelne spezifische Zellpopulationen über Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung isolieren (Abbildung 1C).</li>
	<li>Setzen Sie das Pellet isolierter Vorhofmyozyten von Schritt 4,6 in 1 ml Vorhoffmyozytenbeschichtungsmedium aus und tragen Sie 10 l dieser Suspension auf ein Hämozytometer auf. Führen Sie eine Zellzahl von stabförmigen Myozyten pro Feld aus.</li>
	<li>Aspirieren Sie Laminin aus vorbeschichteten Versuchsplatten/Dias und setzen Sie die isolierten Vorhofmyozyten im entsprechenden Volumen des vorgerichtlichen Myozyten-Beschichtungsmediums, ergänzt mit 25 M Blebbistatin, wieder aus. Platte mit der gewünschten Dichte pro Versuchsbedarf (Abbildung 1C). HINWEIS: Typische Beschichtungsdichte für die hier beschriebene Langzeitkultivierung beträgt 5 x 105 Zellen/Kammer auf Vierkammer-Glasgweise (1,7 cm2).</li>
</ol>5. Ventrikuläre Zellisolation und -kultur
<ol><li>Beginnen Sie, Hackfleisch und necken Herz auseinander ventrikuläres Gewebe, zuerst mit feiner Spitze chirurgische Schere und gefolgt von feinen Zangen für weitere Hacken (Abbildung 1B). Vermeiden Sie das Gewebe zu agitieren, indem Sie schnell Muskelfasern auseinander ziehen.</li>
	<li>Übertragen Sie die Zellsuspension in ein 15 ml Polypropylen-Konusrohr. Spülen Sie die Platte mit 2,5 ml 37 °C Myozyten-Stopppuffer 1 und kombinieren Sie mit der Zellsuspension (Endvolumen = 5 ml).</li>
	<li>Mit einer sterilen Transferpipettenspitze, weiterhin sanft mischen und dissoziieren Sie das Gewebe für 4 min. Tragen Sie 10 L dieser Zellsuspension auf das Dia auf und visualisieren Sie das Vorhandensein von stabförmigen Myozyten, um die Isolationsqualität zu gewährleisten.</li>
	<li>Übergeben Sie die Zellsuspension durch einen 100 m sterilen Nylonfilter in ein 50 ml Polypropylen-Konrohr. Verwenden Sie 2 ml Verdauungspuffer, der in Schritt 3.12 gesammelt wurde, um alle verbleibenden Zellen vom sterilen Nylonfilter zu waschen.</li>
	<li>Lassen Sie die ventrikulären Myozyten durch Schwerkraft für 6 min bei Raumtemperatur sedimentieren. Rühren Sie die gefilterte Zellsuspension sanft, damit Myozyten am Boden des Konischen sedimentieren und ein sichtbares Pellet bilden.</li>
	<li>Ohne das Pellet ventrikulärer Myozyten zu stören, entfernen Sie vorsichtig den Überstand (Nicht-Myozyten) und übertragen Sie mit einer sterilen Pipettenspitze auf ein 50 ml Polypropylen-Konusrohr. Zentrifugieren Sie die Nicht-Myozyten-Fraktion für 5 min bei 20.000 x g. Aspirieren Sie den Überstand und setzen Sie das Nicht-Myozyten-Pellet in 10 ml DMEM, ergänzt mit 10% FCS, wieder aus.</li>
	<li>Zählen Sie Nicht-Myozyten mit einem Hämozytometer und resuspendieren Sie in einem entsprechenden Volumen von DMEM mit 10% FCS ergänzt. Dann Platte nach experimentellen Bedürfnissen, oder weiter in einzelne spezifische Zellpopulationen über Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung isolieren (Abbildung 1C).</li>
	<li>Setzen Sie die isolierten ventrikulären Myozyten in 2 ml Myozyten-Stopppuffer 2 wieder auf und tragen Sie 10 l Zellsuspension auf das Hämozytometer auf. Führen Sie eine Zellzahl von stabförmigen Myozyten pro Feld aus.</li>
	<li>Wiedereinführung von Ca2+ nach einem stufenweisen Paradigma HINWEIS: Calcium-Wiedereinführungsschritte sind spezifisch für ventrikuläre Myozyten und sollten nicht für vorgerichtliche Myozyten durchgeführt werden, da dies zum Zelltod führen wird.<ol>
<li>Fügen Sie der ventrikulären Myozytenzellsuspension 50 l von 10 mM CaCl2 hinzu. Gut mischen und 4 min bei Raumtemperatur inkubieren.</li>
		<li>Fügen Sie der ventrikulären Myozytenzellsuspension eine zusätzliche Suspension von 50 l von 10 mM CaCl2 hinzu. Gut mischen und 4 min bei Raumtemperatur inkubieren.</li>
		<li>Fügen Sie der ventrikulären Myozytenzellsuspension eine zusätzliche Suspension von 100 l von 10 mM CaCl2 hinzu. Gut mischen und 4 min bei Raumtemperatur inkubieren.</li>
		<li>Fügen Sie der ventrikulären Myozytenzellsuspension 80 l von 100 mM CaCl2 hinzu. Gut mischen und 4 min bei Raumtemperatur inkubieren.</li>
	</ol></li>
	<li>Entfernen Sie die Lamininbeschichtung von Platten oder Dias und setzen Sie die isolierten ventrikulären Myozyten in einem geeigneten Volumen ventrikulärer Myozytenbeschichtungsmediumentsprechend entsprechend den experimentellen Bedürfnissen wieder auf (Abbildung 1C). HINWEIS: Typische Beschichtungsdichte für die hier beschriebene Langzeitkultivierung beträgt 5 x 105 Zellen/Kammer auf Vierkammer-Glasgweise (1,7 cm2). Vermeiden Sie eine Beschichtung bei einer Dichte von mehr als 75 % Konfluenz, da die zelluläre Überdichteung die Zellverklumpung fördert und dadurch die Bindung an die Platte hemmt. Darüber hinaus gehen während der ersten mittleren Veränderung eine große Anzahl von Zellen verloren. Plattenzellen schnell nach der Isolierung, da extrazelluläre Ca2+ Hyperkontraktion und Verlust lebensfähiger Myozyten fördert.</li>
	<li>Lassen Sie die ventrikulären Myozyten sich niederlassen und für mindestens 1 h haften. Anschließend ändern Sie das Medium in ventrikuläre Myozytenpflege Medium ergänzt mit 25 M Blebbistatin. ANMERKUNG: Ventrikuläre Myozyten können nach der Beschichtung in 'M blebbistatin bis zu 96 h kultiviert werden. Experimente sollten in ventrikuläre Myozyten-Erhaltungsmedium in Abwesenheit von Blebbistatin durchgeführt werden.</li>
</ol>

<ol>
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Die Autoren haben nichts zu verraten.

Die Qualität der zellenisoliert nach dem hier beschriebenen Verfahren, wie durch die Zellausbeute und die allgemeine Gesundheit der Zellen in kultur bestimmt, hängt von zahlreichen kontrollierbaren Faktoren ab. Beginnend mit der Maus selbst, wurde dokumentiert, dass Stress auf das Tier auferlegt kann negativ beeinflussen Zellertrag und Lebensfähigkeit in der Kultur, vermutlich aufgrund von überschüssigen systemischen Cortisol, Katecholamine, und der hyperkontraktilen Zustand desHerzgewebes 2,5,7. Aus diesen Gründen sollten Maßnahmen ergriffen werden, um eine Alarmierung des Tieres vor dem Opfer zu vermeiden. Zu diesen Maßnahmen gehören die Abdeckung des Käfigs des Tieres und die Begrenzung der Zeit außerhalb des Vivariums vor dem Opfern. Heparin und viele Barbiturate, die häufig für Diethanasie verwendet werden, können Signalwege beeinflussen; Daher sollte die optimale Methode der Euthanasie entsprechend angepasst werden. Das Alter des Tieres hat einen erheblichen Einfluss auf die Qualität und Lebensfähigkeit isolierter Zellen, wahrscheinlich aufgrund der fortschreitenden Anhäufung von interstitiellem Fibrose, die gleichzeitig mit dem Alterungsprozess auftritt, was die Gewebeverdauung beeinträchtigen kann25. In Daten, die hier nicht vorgestellt wurden, während die oben beschriebene Methode bei Mäusen im Alter von bis zu 78 Wochen funktioniert, war die Qualität der Zellen bei diesen älteren Tieren geringer.
Der kritischste Schritt im beschriebenen Isolationsprozess sowie andere Protokolle mit einem Langendorff-Gerät zur retrograden Perfusion ist die Cannulation und Erstdurchblutung des Herzens. Für optimale Ergebnisse sollte die Zeit von der Herzexplantation bis zur Cannulation der aufsteigenden Aorta und der Einleitung der Perfusion nicht mehr als 90 s dauern. Neben der Zeit sind zwei weitere wichtige Faktoren die Tiefe der Kanüle und die Möglichkeit, Luftemboli aus dem Perfusionsapparat einzuführen. Dementsprechend sollte die Kanüle in die aufsteigende Aorta vorgeschoben werden, um nicht in die Aortenwurzel einzutreten und die Aortenklappe zu behindern, was die Durchblutung der Herzkranzgefäße beeinträchtigen würde.
Während des Verdauungsprozesses ist es wichtig, regelmäßig die Steifigkeit des Herzens zu testen, um eine längere Exposition gegenüber der Verdauungsenzymkollagenase zu vermeiden, die die Kalziumtoleranz der Herzmyozyten reduziert. Das oben beschriebene Protokoll für die Wiedereinführung von Kalzium in die isolierten ventrikulären Myozytenkulturen wurde entwickelt, um den Tod von Herzmyozyten durch unangemessenen Kalziumzufluss über speicherbetriebene Kalziumkanäle zu begrenzen. Es sollte beachtet werden, dass die schrittweise Kalziumwiedereinführung nicht für isolierte Vorhoffyzuskulturen durchgeführt werden sollte, da dies den Zelltod während der kurz- und langfristigen Kultur fördern wird12. Zur weiteren Vorsichtgehören gehören die hier verwendeten Perfusions- und Verdauungspuffer den Herzmuskelkontraktionsinhibitor Butandionmonoxim (BDM), um eine Hyperkontraktion isolierter Myozyten zu vermeiden, sowie das Calciumparadoxon, die beide die Myozytenlebensfähigkeit beeinträchtigen26. Jedoch, der Wechsel von BDM zu Blebbistatin sollte beachtet werden, da es das bevorzugte Anti-Contractile-Mittel bei der Aufrechterhaltung von Medien für isolierte Herzmyozyten ist. In nicht gezeigten Daten, Blebbistatin verleiht größere Lebensfähigkeit für langfristige Kultur von isolierten Herzmyozyten.
Unmittelbar nach der Isolierung ist es wichtig, die Auswirkungen der Langzeitkultur von Herzzellen, insbesondere Myozyten, zu berücksichtigen. Das hier beschriebene Herz-Nicht-Myozyten-Isolations- und Kultivierungsprotokoll basiert auf gängigen Methoden, die die unterschiedlichen Dichten und Hafteigenschaften verschiedener Herzzellen nutzen. Der Vorteil von Nicht-Myozyten ist ihr hohes Expansionspotenzial in der Kultur; Daher sind sie im Gegensatz zu Herzmyozyten für die Verewigung zugänglich. Jedoch, Es ist bekannt, dass Kultivierung Bedingungen, einschließlich der mittleren Supplementierung mit FBS, herzmyozyten Funktionalität beeinflussen können27. Die hier beschriebenen Kulturmedien wurden entwickelt, um die Lebensfähigkeit zu optimieren und funktionale Derangements zu begrenzen, insbesondere für die isolierten Vorhofmyozyten. Während in Abwesenheit von Blebbistatin-Supplementierung keine unübersehbare kontraktile Fähigkeit in isolierten Herzmyozyten nach Kultur beobachtet wurde, sollten Studien, die sich auf Elektrophysiologie, Kontraktilität und andere einzellige in vivo-basierte molekulare Signalgebung konzentrieren, bald nach der Isolierung durchgeführt werden, wenn die sarkmere Struktur und molekulare Signatur noch die des intakten Herzens imitiert.
Ein Markenzeichen der vorgerichtlichen Myozyten ist ihre Fähigkeit, als endokrine Zelle mit immenser Sekretorienkapazität, zusätzlich zu ihrer kontraktilen Funktion, Mondlicht zu machen. Unter physiologischen Bedingungen produzieren vorhoffalmyozyten große Mengen an ANP, das im endoplasmatischen Retikulum und in großen dichten Kernsekretoganzgranulaten gespeichert wird, die für eine regulierte Exozytose nach Erhalt eines Stimulus16,17vorbereitet sind. Während viele isolierte Vorhofmyozytenstudien sich auf ihre einzigartigen elektrophysiologischen Eigenschaften konzentrieren, ist dies die erste Studie, die ein Kulturmedium entwirft. Dies ermöglicht eine langfristige Lebensfähigkeit sowie die Förderung der gepflegten Funktionen der endokrinen und kontraktilen Eigenschaften von Vorhofmyozyten. Diese neuartige Methode zur Kultivierung sowie die gleichzeitige Isolierung aller Zelltypen aus Atrial- und Ventrikulärkammern aus einem einzigen Mausherz wird nützlich und wirksam für Studien über die physiologischen und pathophysiologischen Eigenschaften sowohl atrialer als auch ventrikulärer Myozyten sein.

Primäre Zellkultur ist eine integrale Ressource, die eine kontrollierte Umgebung für detaillierte mechanistische Studien der herzmyozyten Funktion bietet. Aufgrund ihrer haltbareren Natur und der einfachen Isolation waren neonatale Rattenvorhof und ventrikuläre Myozyten die häufige Quelle solcher Zellkulturen1. Erwachsene Maus-Vorhof und ventrikuläre Myozyten (AMAMs und AMVMs) sind jedoch sehr wünschenswert für In-vitro-Studien, da ihre molekularen und funktionellen Eigenschaften besser die von erwachsenen Herzzellen imitieren. So sind sie relevant geworden für Studien im Zusammenhang mit Herzpathologien, von denen die meisten bei Erwachsenen entwickeln2.
Darüber hinaus erweitert die Verfügbarkeit und Verwendung von transgenen und Krankheitsmausmodellen den Nutzen isolierter erwachsener Herzmyozyten. Protokolle für die Isolierung und Kultur von Maus AMVMs für Kurz- und Langzeitstudien wurden in zahlreichen früheren Publikationen2,3,4,5,6,7,8,9,10,11beschrieben. Im Vergleich dazu wurden nur wenige Protokolle für die Isolierung von AMAMs beschrieben. Darüber hinaus sind die beschriebenen personen in erster Linie für akute Studien an frisch isolierten Zellen optimiert, ohne dass bisher ein Langzeit-Kultivierungsprotokoll beschrieben wurde11,12,13. Daher wurden AMAM-Isolationsprotokolle nicht entwickelt, um die Nützlichkeit und Vielseitigkeit veröffentlichter Protokolle für die Isolierung und Kultur von AMVMs bereitzustellen. Darüber hinaus haben sich die wegweisenden Studien zur Isolierung von AMAMs und AMVMs als einfallsreich erwiesen, aber es gibt keine Protokolle für eine optimale gleichzeitige Isolierung und Kultur von AMAMs und AMVMs, was zu einer effizienten Nutzung des gesamten Herzens für jede Zubereitung führt.
Bisher wurden veröffentlichte AMAM- und AMVM-Isolationsprotokolle nicht für die gleichzeitige Isolierung beider Zelltypen entwickelt, da die meisten Studien über Atrial- und Ventrikuläre Funktion einen kammerspezifischen Fokus haben. Zum Beispiel werden AMAMs vorwiegend zur Untersuchung der Vorhofflzytenelektrophysiologie eingesetzt, teilweise wegen des Interesses an Vorhofflimmern (AF), der häufigsten Herzrhythmusstörung in den USA. Jedoch, AF ist keine Krankheit, die die Vorhöfe isoliert betrifft, und es wurde als eine ursächliche Rolle bei leichten bis schweren linksventrikulären Dysfunktion14beteiligt. Darüber hinaus haben Elektrokardiogramme von Patienten mit Herzinsuffizienz mit konservierter Auswurffraktion (HFpEF) gezeigt, dass die linke Vorhofgröße einer der stärksten Prädiktoren für die Anfälligkeit für Herzinsuffizienzist 15.
Neben seiner Rolle in der Elektrophysiologie und Kontraktilität ist das Atrium auch ein endokrines Organ, das Kardiokine (d.h. vorhoffnales natriuretisches Peptid [ANP]) absondert, das den Blutdruck und das Volumen16,17homöostisch reguliert. Darüber hinaus hat ANP (vermutlich aus vorhofflenden Myozyten) eine prominente schützende und antihypertrophe Rolle bei ventrikulären Myozyten16,17. Zwar gibt es eine starke Implikation der neurohormonalen Kommunikation zwischen Vorhöfen und Ventrikeln in verschiedenen Krankheitszuständen, die Mechanismen, die dieser Kommunikation zugrunde liegen, wurden nicht vollständig erforscht. Dieser Punkt wird durch den Anstieg der Forschung, der sich auf 1) die Rolle von Nicht-Myozyten (insbesondere Herz-Fibroblasten und Immunzellen) im erkrankten Herzen und 2) wie herzische Umgestaltung als Funktion der Krankheit direkt beeinflusst Herzmyozyten Lebensfähigkeit und globale Herzfunktion18,19,20,21,22. Daher ist die Untersuchung von Herzzellen aus Vorhöfen und Ventrikeln ein notwendiger Ansatz, um ein vollständigeres Bild ihrer Rolle in der Karditophysiologie zu erhalten.
Das folgende Protokoll beschreibt die gleichzeitige Isolierung von vorgerichtlichen und ventrikulären Myozyten und Nicht-Myozyten aus einem einzigen Mausherz unter physiologischen und pathophysiologischen Bedingungen. Darüber hinaus ist diese Methode die erste, die optimale Bedingungen beschreibt, die für die Erhaltung von Kulturen von vorgerichtlichen Herzmyozyten notwendig sind, da die Bedingungen für die Erhaltung von Kulturen ventrikulärer Myozyten bereits veröffentlicht wurden.

<table><tbody><tr><td>(-)-Blebbistatin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B0560</td><td></td></tr><tr><td>1 Liter Water Jacketed Reservoir</td><td>Radnoti</td><td>120142-1</td><td></td></tr><tr><td>2,3-Butanedione monoxime</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B0753</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Silk Suture Thread</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-50</td><td></td></tr><tr><td>Adenosine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9251</td><td></td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A6003</td><td></td></tr><tr><td>Bubble Trap Compliance Chamber</td><td>Radnoti</td><td>130149</td><td></td></tr><tr><td>Calcium Chloride Anhydrous</td><td>Fisher Scientific</td><td>C614-500</td><td></td></tr><tr><td>Carnitine hydrochloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C9500</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase type 2</td><td>Worthington Biochemical Corporation</td><td>LS004176</td><td></td></tr><tr><td>Creatine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C0780</td><td></td></tr><tr><td>Dexamethasone</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D2915</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F12 (1:1; 1X)</td><td>Gibco</td><td>11330-032</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 - Fine Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Epifluorescent micropscpe</td><td>Olympus X70</td><td>IX70</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum (Heat Inactivated)</td><td>Omega Scientific</td><td>FB-12</td><td>Lot# 206018</td></tr><tr><td>Fine Scissors - Sharp</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Graefe Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11051-10</td><td></td></tr><tr><td>Headband Magnifiers</td><td>Fine Science Tools</td><td>28030-04</td><td></td></tr><tr><td>Hemacytometer (Bright-Line)</td><td>Hausser Scientific</td><td>1475</td><td></td></tr><tr><td>HEPES (1M)</td><td>Gibco</td><td>15630-080</td><td></td></tr><tr><td>Inosine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I4125</td><td></td></tr><tr><td>Insulin-Transferrin-Selenium-X</td><td>Gibco</td><td>51500-056</td><td></td></tr><tr><td>Isotemp 105 Water Bath</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC0858659</td><td></td></tr><tr><td>Isotemp 3006</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-874-182</td><td></td></tr><tr><td>Joklik Modified Minimum Essential Media</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M-0518</td><td></td></tr><tr><td>Laminin (Natural, Mouse)</td><td>Gibco</td><td>1795024</td><td>Lot# 1735572</td></tr><tr><td>L-Glutamine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8540</td><td></td></tr><tr><td>Masterflex C/L Single-Channel Variable-Speed Compact Pump</td><td>Cole-Palmer</td><td>EW-77122-24</td><td></td></tr><tr><td>Minimum Essential Medium (MEM 1X)</td><td>Gibco</td><td>12350-039</td><td></td></tr><tr><td>Molecular Biology Grade Water</td><td>Corning</td><td>46-000-CM</td><td></td></tr><tr><td>Pen Strep Glutamine (100X)</td><td>Gibco</td><td>10378-016</td><td></td></tr><tr><td>Spring Scissors - 6mm Cutting Edge</td><td>Fine Science Tools</td><td>15020-15</td><td></td></tr><tr><td>Taurine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T-8691</td><td></td></tr></tbody></table>

simultaneous isolation and culture of atrial myocytes, ventricular myocytes, and non-myocytes from an adult mouse heart

Die Isolierung und Kultivierung von Herzmyozyten von Mäusen war wesentlich für die Förderung des Verständnisses der Herzphysiologie und Pathophysiologie. Während die Isolierung von Myozyten aus neonatalen Mausherzen relativ einfach ist, werden Myozyten aus dem erwachsenen murinen Herzen bevorzugt. Dies liegt daran, im Vergleich zu neonatalen Zellen, erwachsene Myozyten genauer rekapitulieren Zellfunktion, wie es im erwachsenen Herzen in vivoauftritt. Es ist jedoch technisch schwierig, adulte Herzmyozyten in den notwendigen Mengen und Lebensfähigkeit zu isolieren, was zu einer experimentellen Sackgasse beiträgt. Darüber hinaus sind veröffentlichte Verfahren spezifisch für die Isolierung von vorgerichtlichen oder ventrikulären Myozyten auf Kosten von Vorhof- und ventrikulären Nicht-Myozytenzellen. Hier wird eine detaillierte Methode zur Isolierung von vorgerichtlichen und ventrikulären Herzmyozyten, zusammen mit vorbläfernen und ventrikulären Nicht-Myozyten, gleichzeitig von einem einzigen Mausherz beschrieben. Ebenfalls zur Verfügung gestellt werden die Details für optimale zellspezifische Kultivierungsmethoden, die die Zelllebensfähigkeit und -funktion verbessern. Dieses Protokoll zielt nicht nur darauf ab, den Prozess der Isolierung von erwachsenen murinen Herzzellen zu beschleunigen, sondern auch die Ausbeute und Lebensfähigkeit von Zellen für Untersuchungen von atrialen und ventrikulären Herzzellen zu erhöhen.

Ein 10 Wochen altes Mausherz C57b6/j führt in der Regel zu einer Gesamtmenge von 75.000 bis 150.000 Vorhoffnundmyozyten und 1,0 x 1,5 x 106 ventrikulären Myozyten, was einer ungefähren Ausbeute von 30 % bis 50 % für vorgerichtliche und ventrikuläre Myozyten18,19entspricht. Während und unmittelbar nach Isolierungen sollten lebensfähige Herzmyozyten stabförmig und nicht kontrahiert erscheinen. Die Mehrheit der isolierten Herzmyozyten sollte diese Morphologie anpassen, die ein Hinweis auf eine effektive Perfusion ist. Die Stabformmorphologie kann auch ein Prädiktor für die Lebensfähigkeit sein. Das Protokoll zielt darauf ab, die Ausbeute und Lebensfähigkeit von Myozyten und Nicht-Myozyten zu verbessern, die von einem kranken Mausherz isoliert sind. Darüber hinaus wurde es in einem Modell der drucküberlastinduzierten Herzinsuffizienz getestet (Daten nicht gezeigt).
Um eine adäquate und reproduzierbare Isolierung von Myozyten und Nicht-Myozyten aus Vorhof- und Ventrikulärgewebe zu bestätigen, wurden Zellen beobachtet und an verschiedenen Tagen in kultur fotografiert (Abbildung 2). Zusätzlich wurde eine quantitative Reverse-Transkriptions-Polymerase-Kettenreaktion (qRT-PCR) durchgeführt, um die Konzentrationen von Transkripten zu messen, die zelltypspezifisch waren. Herzmuskeltroponin T (Tnnt2) ist ein Marker von Herzmyozyten und wurde robust in vorgerichtlichen und ventrikulären Herzmyozytenkulturen ausgedrückt (Abbildung 3A). Im Gegensatz dazu waren das vorhole natriuretische Peptid (Nppa, das typischerweise ausschließlich in erwachsenen vorgerichtlichen Herzmyozyten unter physiologischen Bedingungen exprimiert wird) und Myosin-Lichtkette 2 (Myl2, ein ventrikuläres Myozyten-spezifisches Gen) robust und spezifisch in vorhoffenden und ventrikulären Herzmyozytenkulturen bzw.(Abbildung 3B,C) ausgedrückt.
Fibroblastenmarker, Transkriptionsfaktor 21 (Tcf21), Thrombozyten-abgeleiteter Wachstumsfaktorrezeptor A (Pdgfra) und monozytenabgeleiteter Zellmarker-Cluster der Differenzierung 68 (Cd68) wurden ausschließlich in Nicht-Myozytenkulturen exprimiert, die sowohl aus Atrial- als auch aus ventrikulären Kammern isoliert wurden (Abbildung 3D-F). Es wird geschätzt, dass Nicht-Myozyten 65 % aller Herzzellen kompromittieren und dass die Mehrheit dieser Von ihnen aus einer Fibroblasten- oder Monozyten-abgeleiteten Abstammung18,19,23,24stammt. So wurden Marker für diese beiden Linien gewählt, um repräsentativ zu sein, angesichts des Interesses an diesen zellulären Populationen in Studien verschiedener Modelle und Ätiologien der Herzpathologie.
Die Immunostainierung von AMAMs und AMVMs für den t-Tubule-Marker Dihydropyridin (DHPR, ein spannungsabhängiger (L)-Typ Calciumkanal) sowie des Ryanodinrezeptors (RYR2) zeigte intakte T-Tubulen während der Isolation und Langzeitkultur (Abbildung 4A,B). Die Fülle von DHPR und Lokalisation, die charakteristisch und einzigartig für vorgerichtliche und ventrikuläre Myozyten war, deutete auf die Anwesenheit von T-Tubulen hin. Darüber hinaus war die Kolokalisierung von DHPR mit RYR2-Immunostainierung ein Indikator für intakte Diadstrukturen. Die Immunostainierung des sarkomischen Proteins Alpha-Actinin in vorgerichtlichen und ventrikulären Herzmyozyten führte zu dem erwarteten sarkomischen Striationsmuster. Das sarkomische Striationsmuster wurde verwendet, um die Reinheit und Lebensfähigkeit isolierter Herzmyozyten in Verbindung mit stabförmiger morphologischer Form und kernischer Färbung mit TOPRO-3 zu bewerten (Abbildung 4C,D; lila und rot). Wie erwartet, waren ventrikuläre Herzmyozyten groß und zeigten eine durchschnittliche Länge von 150 mm, während vorgerichtliche Herzmyozyten durchschnittlich 75 mm betrugen. Darüber hinaus zeigten vorgerichtliche Herzmyozyten (aber nicht ventrikuläre Herzmyozyten) bei der immunfärbungsanalyse eine robuste Expression von atrialem natriuretischem Peptid (ANP) in einem Färbungsmuster, das für die Lokalisierung des endoplasmatischen Retikulums und des sekretorischen Granulats charakteristisch war (Abbildung 4C,D; grün).
Ein merkmalstypisches Herzmyozyten ist seine Einstufung als endokrine Zelle zusätzlich zu kontraktilen Zellen. Während vorGericht Myozyten anP unter basalen Bedingungen absondern, Sekretion erhöht als Reaktion auf Sekretagogen (d.h. die alpha-adrenergen Agonisten, Phenylephrin [PE]). Darüber hinaus sekretieren vorgerichtliche Herzmyozyten ANP und verarbeiten gemeinsam einen Teil des Hormons aus seinem Vorläuferzustand (Pro-ANP, 15 kD) zum Produkt Peptid (ANP 3kD)16,17. Diese sekretole Fähigkeit kann durch Immunoblot-Nachweis von ANP in den Medien isolierter vorgerichtter Herzmyozyten als Reaktion auf eine akute PE-Behandlung quantifiziert werden (Abbildung 4E). Diese sekretore und Verarbeitungsfähigkeit der vorhofen Herzmyozyten wurde festgestellt, dass empfindlich auf Kultivierungsbedingungen. Daher ist es zwingend notwendig, dass das vorhofflende Myozytenbeschichtungsmedium mit Dexamethason, Insulin, Transferrin und Selen ergänzt wird.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61224/61224fig1.jpg"> Abbildung 1: Schematische Übersicht über retrograde Herzperfusion, Verdauung und Zellisolation. Gezeigt werden die wichtigsten Schritte bei der Zellisolierung von Atrial- und Ventrikulärkammern gleichzeitig von einem einzigen Mausherz. (A) Ein einzelnes Mausherz wird schnell über die aufsteigende Aorta kanüliert und retrograde Weise durchtränkt. (B) Das Herz wird zur weiteren Verdauung und körperlichen Trennung in vorgerichtliches und ventrikuläres Gewebe getrennt. (C) Nach ausreichender Verdauung werden die Zellen durch Gravitationsfiltration in insgesamt vier zelluläre Fraktionen getrennt, die für nachfolgende Experimente kultiviert werden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61224/61224fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61224/61224fig2.jpg"> Abbildung 2: Morphologische Analyse isolierter vorgerichtlicher und ventrikulärer Herzmyozyten und Nichtmyozyten in der Kultur. (A) Isolierte erwachsene Maus-Vorhofmyozyten (AMAMs), (B) erwachsene Maus-Vorhof-Nicht-Myozyten (AMANMs), (C) erwachsene Maus ventrikuläre Myozyten (AMVMs) oder (D) erwachsene Maus ventrikuläre Nicht-Myozyten (AMVNMs) wurden bei 5 x 105 Zellen/Kammer auf Vierkammer-Glas (1,7 cm2) Glas in jeweiligen Plattenplatten plattiert. Phasenbilder wurden an angegebenen Tagen in der Kultur mit einem 10-fachen Objektiv unter einem Epifluoreszenzmikroskop gewonnen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61224/61224fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61224/61224fig3.jpg"> Abbildung 3: Repräsentative qRT-PCR-Analyse isolierter Zellkulturen. RNA wurde aus frisch isolierten Kardialmyozyten und Nicht-Myozyten extrahiert, und mRNA-Spiegel für zellspezifische Genmarker wurden durch qRT-PCR4bestimmt. (A) Tnnt2, Herzmuskeltroponin T (Herzmyozytenmarker); (B) Nppa, vorhofes natriuretisches Peptid (Atrialmyozytenmarker); (C) Myl2, Myosin-Lichtkette 2 (ventrikulärer Myozytenmarker); (D) Tcf21, Transkriptionsfaktor 21 (Fibroblastenmarker); (E) Pdgfra, Thrombozyten-abgeleiteter Wachstumsfaktorrezeptor A (Fibroblastenmarker); (F) Cd68, Differenzierungscluster 68 (monozytenabgeleiteter Zellmarker). Die Daten stellen den Mittelwert ± SEM dar (*p ≤ 0,05, der sich von allen anderen Werten unterscheidet, wie von ANOVA bestimmt, gefolgt von Newman Keuls Post-hoc-Analyse). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61224/61224fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61224/61224fig4.jpg"> Abbildung 4: Repräsentative morphologische und funktionelle Analyse isolierter vorgerichtlicher und ventrikulärer Herzmyoykten. (A) AMAMs oder (B) AMVMs wurden mit 5 x 105 Zellen/Kammer auf Vierkammer-Glasgletten in den jeweiligen Beschichtungsmedien für 1 h plattiert, um eine Haftung zu ermöglichen. Es folgten entweder die Vorspeise myozytenbeschichtungsmedien oder der Wechsel zu ventrikulären Myozytenpflegemedien, die mit Blebbistatin für weitere 16 h ergänzt wurden. Die Kulturen wurden anschließend für RYR2 (lila), DHPR (grün) und nuklearen Fleck TOPRO-3 (rot) immunstainiert. (C) AMAMs oder (D) AMVMs wurden isoliert und plattiert, dann immunstainiert für a-Actinin (lila), ANP (grün) und TOPRO-3 (rot). Gezeigt werden zwei repräsentative Bilder für jeden Zelltyp. (E) AMAMs wurden mit 5 x 105 Zellen/gut auf einem 12-Well-Kulturgericht für 16 h in vorgerichtlichen Myozyten-Beschichtungsmedien plattiert. AMAMs wurden anschließend 0,5 h lang mit dem Fahrzeug oder dem ANP-Sekretagog (Phenylephrin, 50 mM) behandelt, bevor Medien gesammelt und immunoblot-Analysen für ANP unterzogen wurden. Vor der Immunoblot-Analyse wurden Medienproben mit 500 x g für 5 min zentrifugiert, um Zellablagerungen zu entfernen und sicherzustellen, dass der beobachtete ANP das Ergebnis einer aktiven Sekretion von AMAMs war. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61224/61224fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

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Simultaneous Isolation and Culture of Atrial Myocytes, Ventricular Myocytes, and Non-Myocytes from an Adult Mouse Heart

Eine Methode wird beschrieben, um Myozyten und Nicht-Myozyten gleichzeitig von den Vorhöfen und Ventrikeln eines einzelnen erwachsenen Mausherzens zu isolieren. Dieses Protokoll führt zu konsistenten Erträgen von hochlebensfähigen Herzmyozyten und Nicht-Myozyten und beschreibt optimale zellspezifische Kulturbedingungen für Phänotypisierung und In-vitro-Analyse.

Gleichzeitige Isolierung und Kultur von Atrial Myozyten, ventrikulären Myozyten und Nicht-Myozyten aus einem erwachsenen Mausherz

The isolation and culturing of cardiac myocytes from mice has been essential for furthering the understanding of cardiac physiology and pathophysiology. ...

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JoVE Journal

Biology

7.3K Aufrufe.  San Diego State University. Eine Methode wird beschrieben, um Myozyten und Nicht-Myozyten gleichzeitig von den Vorhöfen und Ventrikeln eines einzelnen erwachsenen Mausherzens zu isolieren. Dieses Protokoll führt zu konsistenten Erträgen von hochlebensfähigen Herzmyozyten und Nicht-Myozyten und beschreibt optimale zellspezifische Kulturbedingungen für Phänotypisierung und In-vitro-Analyse.

Serie: Simultaneous Isolation and Culture of Atrial Myocytes, Ventricular Myocytes, and Non-Myocytes from an Adult Mouse Heart

Isolation of Human Atrial Myocytes for Simultaneous Measurements of Ca2+ Transients and Membrane Currents

The study of electrophysiological properties of cardiac ion channels with the patch-clamp technique and the exploration of cardiac cellular Ca2+ handling abnormalities requires isolated cardiomyocytes. In addition, the possibility to investigate myocytes from patients using these techniques is an invaluable requirement to elucidate the molecular basis of cardiac diseases such as atrial fibrillation (AF).1 Here we describe a method for isolation of human atrial myocytes which are suitable for both patch-clamp studies and simultaneous measurements of intracellular Ca2+ concentrations. First, right atrial appendages obtained from patients undergoing open heart surgery are chopped into small tissue chunks ("chunk method") and washed in Ca2+-free solution. Then the tissue chunks are digested in collagenase and protease containing solutions with 20 &mu;M Ca2+. Thereafter, the isolated myocytes are harvested by filtration and centrifugation of the tissue suspension. Finally, the Ca2+ concentration in the cell storage solution is adjusted stepwise to 0.2 mM. We briefly discuss the meaning of Ca2+ and Ca2+ buffering during the isolation process and also provide representative recordings of action potentials and membrane currents, both together with simultaneous Ca2+ transient measurements, performed in these isolated myocytes.

Isolation of Human Atrial Myocytes for Simultaneous Measurements of Ca2+ Transients and Membrane Currents

We describe the isolation of human atrial myocytes which can be used for intracellular Ca2+ measurements in combination with electrophysiological patch-clamp studies.

Isolierung humaner Vorhofmyozyten für gleichzeitige Messungen von Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Transienten und Membrane Currents

The study of  electrophysiological properties of cardiac ion channels with the patch-clamp  technique and the exploration of cardiac cellular Ca2+ ...

Forschung

Biologie

Isolation, Culture, and Functional Characterization of Adult Mouse Cardiomyoctyes

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of heart disease. In particular, the ability to study ion homeostasis, ion channel function, cellular excitability and excitation-contraction coupling and their alterations in diseased conditions and by disease-causing mutations have led to significant insights into cardiac diseases. Furthermore, the lack of an adequate immortalized cell line to mimic adult CMs, and the limitations of neonatal CMs (which lack many of the structural and functional biomechanics characteristic of adult CMs) in culture have hampered our understanding of the complex interplay between signaling pathways, ion channels and contractile properties in the adult heart strengthening the importance of studying adult isolated cardiomyocytes. Here, we present methods for the isolation, culture, manipulation of gene expression by adenoviral-expressed proteins, and subsequent functional analysis of cardiomyocytes from the adult mouse. The use of these techniques will help to develop mechanistic insight into signaling pathways that regulate cellular excitability, Ca2+ dynamics and contractility and provide a much more physiologically relevant characterization of cardiovascular disease.

Here we describe the isolation of adult mouse cardiomyoctyes using a Langendorff perfusion system. The resulting cells are Ca2+-tolerant, electrically quiescent and can be cultured and transfected with adeno- or lentiviruses to manipulate gene expression. Their functionality can also be analyzed using the MMSYS system and patch clamp techniques.

Isolierung, Kultur, und funktionelle Charakterisierung der erwachsenen Maus Cardiomyoctyes

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of ...

Isolation of Atrial Myocytes from Adult Mice

The electrophysiological properties of atrial myocytes importantly affect overall cardiac function. Alterations in the underlying ionic currents responsible for the action potential can cause pro-arrhythmic substrates that underlie arrhythmias, such as atrial fibrillation, which are highly prevalent in many conditions and disease states. Isolating adult mouse atrial cardiomyocytes for use in patch-clamp experiments has greatly advanced our knowledge and understanding of the cellular electrophysiology in the healthy atrial myocardium and in the setting of atrial pathophysiology. In addition, studies using genetic mouse models have elucidated the role of a vast array of proteins in regulating atrial electrophysiology. Here we provide a detailed protocol for the isolation of cardiomyocytes from the atrial appendages of adult mice using a combination of enzymatic digestion and mechanical dissociation of these tissues. This approach consistently and reliably yields isolated atrial cardiomyocytes that can then be used to characterize cellular electrophysiology by measuring action potentials and ionic currents in patch-clamp experiments under a number of experimental conditions.

This protocol is used to isolate single atrial cardiomyocytes from the adult mouse heart using a chunk digestion approach. This approach is used to isolate right or left atrial myocytes that can be used to characterize atrial myocyte electrophysiology in patch-clamp studies.

Isolierung von Atrial Myozyten von erwachsenen Mäusen

The electrophysiological properties of atrial myocytes importantly affect overall cardiac function. Alterations in the underlying ionic currents ...

Medizin

Isolation and Culture of Adult Mouse Cardiomyocytes for Cell Signaling and in vitro Cardiac Hypertrophy

Technological advances have made genetically modified mice, including transgenic and gene knockout mice, an essential tool in many research fields. Adult cardiomyocytes are widely accepted as a good model for cardiac cellular physiology and pathophysiology, as well as for pharmaceutical intervention. Genetically modified mice preclude the need for complicated cardiomyocyte infection processes to generate the desired genotype, which are inefficient due to cardiomyocytes&#8217; terminal differentiation. Isolation and culture of high quantity and quality functional cardiomyocytes will dramatically benefit cardiovascular research and provide an important tool for cell signaling transduction research and drug development. Here, we describe a well-established method for isolation of adult mouse cardiomyocytes that can be implemented with little training. The mouse heart is excised and cannulated to an isolated heart system, then perfused with a calcium-free and high potassium buffer followed by type II collagenase digestion in Langendorff retrograde perfusion mode. This protocol yields a consistent result for the collection of functional adult mouse cardiomyocytes from a variety of genetically modified mice.

Isolation and Culture of Adult Mouse Cardiomyocytes for Cell Signaling and in vitro Cardiac Hypertrophy

We describe a reliable method for isolation of adult mouse cardiomyocytes. This protocol yields a consistent result for the culture of functional adult cardiomyocytes from a variety of genetically modified mice.

Isolation und Kultur der erwachsenen Maus Kardiomyozyten für Cell Signaling und<em&gt; In-vitro-</em&gt; Herzhypertrophie

Technological advances have made genetically modified mice, including transgenic and gene knockout mice, an essential tool in many research fields. Adult ...

Modifications of the Langendorff Method for Simultaneous Isolation of Atrial and Ventricular Myocytes from Adult Mice

A single cardiomyocyte is a vital tool in the cellular and subcellular level studies of cardiac biology and diseases as a fundamental unit of contraction and electrical activity. Hence, isolating viable, high-quality cardiomyocytes from the heart is the initial and most crucial experimental step. Comparing the various protocols for isolating the cardiomyocytes of adult mice, the Langendorff retrograde perfusion is the most successful and reproducible method reported in the literature, especially for isolating ventricular myocytes. However, isolating quality atrial myocytes from the perfused heart remains challenging, and few successful isolation reports are available. Solving this complicated problem is extremely important because apart from ventricular disease, atrial disease accounts for a large part of heart diseases. Therefore, further investigations on the cellular level to reveal the mechanisms are warranted. In this paper, a protocol based on the Langendorff retrograde perfusion method is introduced and some modifications in the depth of aorta cannulation and the steps that may affect the digestion process to isolate atrial and ventricular myocytes were simultaneously made. Moreover, the isolated cardiomyocytes are confirmed to be amenable to patch clamp investigation.

This protocol describes modifications of the Langendorff method including the depth of aorta cannulation for simultaneous Isolation of atrial and ventricular myocytes from adult mice.

Modifikationen der Langendorff-Methode zur gleichzeitigen Isolierung von atrialen und ventrikulären Myozyten aus erwachsenen Mäusen

A single cardiomyocyte is a vital tool in the cellular and subcellular level studies of cardiac biology and diseases as a fundamental unit of contraction ...

Isolation, Culture and Transduction of Adult Mouse Cardiomyocytes

Cultured cardiomyocytes can be used to study cardiomyocyte biology using techniques that are complementary to in vivo systems. For example, the purity and accessibility of in vitro culture enables fine control over biochemical analyses, live imaging, and electrophysiology. Long-term culture of cardiomyocytes offers access to additional experimental approaches that cannot be completed in short term cultures. For example, the in vitro investigation of dedifferentiation, cell cycle re-entry, and cell division has thus far largely been restricted to rat cardiomyocytes, which appear to be more robust in long-term culture. However, the availability of a rich toolset of transgenic mouse lines and well-developed disease models make mouse systems attractive for cardiac research. Although several reports exist of adult mouse cardiomyocyte isolation, few studies demonstrate their long-term culture. Presented here, is a step-by-step method for the isolation and long-term culture of adult mouse cardiomyocytes. First, retrograde Langendorff perfusion is used to efficiently digest the heart with proteases, followed by gravity sedimentation purification. After a period of dedifferentiation following isolation, the cells gradually attach to the culture and can be cultured for weeks. Adenovirus cell lysate is used to efficiently transduce the isolated cardiomyocytes. These methods provide a simple, yet powerful model system to study cardiac biology.

This protocol describes a step-by-step method for the reproducible isolation and long-term culture of adult mouse cardiomyocytes with high yield, purity, and viability.

Isolierung, Kultur und Transduction von erwachsenen Maus Kardiomyozyten

Cultured cardiomyocytes can be used to study cardiomyocyte biology using techniques that are complementary to in vivo systems. For example, the purity and ...

Methods for the Isolation, Culture, and Functional Characterization of Sinoatrial Node Myocytes from Adult Mice

Sinoatrial node myocytes (SAMs) act as the natural pacemakers of the heart, initiating each heart beat by generating spontaneous action potentials (APs). These pacemaker APs reflect the coordinated activity of numerous membrane currents and intracellular calcium cycling. However the precise mechanisms that drive spontaneous pacemaker activity in SAMs remain elusive. Acutely isolated SAMs are an essential preparation for experiments to dissect the molecular basis of cardiac pacemaking. However, the indistinct anatomy, complex microdissection, and finicky enzymatic digestion conditions have prevented widespread use of acutely isolated SAMs. In addition, methods were not available until recently to permit longer-term culture of SAMs for protein expression studies. Here we provide a step-by-step protocol and video demonstration for the isolation of SAMs from adult mice. A method is also demonstrated for maintaining adult mouse SAMs in vitro and for expression of exogenous proteins via adenoviral infection. Acutely isolated and cultured SAMs prepared via these methods are suitable for a variety of electrophysiological and imaging studies.

Methods are demonstrated for the isolation of sinoatrial node myocytes (SAMs) from adult mice for patch clamp electrophysiology or imaging studies. Isolated cells can be used directly or can be maintained in culture to permit expression of proteins of interest, such as genetically encoded reporters.

Verfahren zur Isolierung, Kultur, und funktionelle Charakterisierung von Sinoatrialknoten Myozyten aus erwachsenen Mäusen

Sinoatrial node myocytes (SAMs) act as the natural pacemakers of the heart, initiating each heart beat by generating spontaneous action potentials (APs). ...

A Simple and Effective Method to Consistently Isolate Mouse Cardiomyocytes

The need for reproducible yet technically simple methods yielding high-quality cardiomyocytes is essential for research in cardiac biology. Cellular and molecular functional experiments (e.g., contraction, electrophysiology, calcium cycling, etc.) on cardiomyocytes are the gold standard for establishing mechanism(s) of disease. The mouse is the species of choice for functional experiments and the described technique is specifically for the isolation of mouse cardiomyocytes. Previous methods requiring a Langendorff apparatus require high levels of training and precision for aortic cannulation, often resulting in ischemia. The field is shifting toward Langendorff-free isolation methods that are simple, are reproducible, and yield viable myocytes for physiological data acquisition and culture. These methods greatly diminish ischemia time compared to aortic cannulation and result in reliably obtained cardiomyocytes. Our adaptation to the Langendorff-free method includes an initial perfusion with ice-cold clearing solution, use of a stabilizing platform that ensures a steady needle during perfusion, and additional digestion steps to ensure reliably obtained cardiomyocytes for use in functional measurements and culture. This method is simple and quick to perform and requires little technical skill.

The gold standard in cardiology for cellular and molecular functional experiments are cardiomyocytes. This article describes adaptations to the non-Langendorff technique to isolate mouse cardiomyocytes.

Eine einfache und effektive Methode zur konsistenten Isolierung von Maus-Kardiomyozyten

The need for reproducible yet technically simple methods yielding high-quality cardiomyocytes is essential for research in cardiac biology. Cellular and ...

Simultaneous Isolation of High Quality Cardiomyocytes, Endothelial Cells, and Fibroblasts from an Adult Rat Heart

The rat is an important animal model used in cardiovascular research, and rat cardiac cells are used routinely for in vitro analysis of the molecular mechanisms of cardiovascular disease progression such as cardiac hypertrophy, fibrosis, and atherosclerosis. Although several attempts with variable success have been made to develop immortalized cell lines from the cardiovascular system to understand these cellular mechanisms, primary cells offer a more natural and close to in vivo environment for such studies. Therefore, different laboratories working on a particular cell type have developed protocols to isolate individual types of rat cardiac cells of interest. A protocol that allows the isolation of more than one cell type, however, is missing. Here an optimized protocol is described that allows the isolation of high-quality major cardiac cell types (cardiomyocytes, endothelial cells, and fibroblasts) from a single preparation and enables their use for cellular analyses. This permits the most efficient use of available resources, which may save time and reduce research costs.

Several protocols have been developed and described for the isolation of different cardiac cell types from a rat heart. Here, an optimized protocol is described that allows the isolation of high-quality major cardiac cell types (cardiomyocytes, endothelial cells, and fibroblasts) from a single preparation, reducing the experimental costs.

Gleichzeitige Isolierung von hochwertigen Kardiomyozyten, Endothelzellen und Fibroblasten aus einem erwachsenen Rattenherz

The rat is an important animal model used in cardiovascular research, and rat cardiac cells are used routinely for in vitro analysis of the molecular ...

An Antegrade Perfusion Method for Cardiomyocyte Isolation from Mice

In basic research using mouse heart, isolating viable individual cardiomyocytes is a crucial technical step to overcome. Traditionally, isolating cardiomyocytes from rabbits, guinea pigs or rats has been performed via retrograde perfusion of the heart with enzymes using a Langendorff apparatus. However, a high degree of skill is required when this method is used with a small mouse heart. An antegrade perfusion method that does not use a Langendorff apparatus was recently reported for the isolation of mouse cardiomyocytes. We herein report a complete protocol for the improved antegrade perfusion of the excised heart to isolate individual heart cells from adult mice (8 - 108 weeks old). Antegrade perfusion is performed by injecting perfusate near the apex of the left ventricle of the excised heart, the aorta of which was clamped, using an infusion pump. All procedures are carried out on a pre-warmed heater mat under a microscope, which allows for the injection and perfusion processes to be monitored. The results suggest that ventricular and atrial myocytes, and fibroblasts can be well isolated from a single adult mouse simultaneously.

We developed a simple method for isolating high quality individual mouse heart cells by the antegrade perfusion technique. This method is Langendorff-free and useful for isolating ventricular and atrial myocytes or interstitial cells, such as cardiac fibroblasts or progenitors.

Gleichzeitige Isolierung und Kultur von Atrial Myozyten, ventrikulären Myozyten und Nicht-Myozyten aus einem erwachsenen Mausherz

Zusammenfassung

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Isolierung humaner Vorhofmyozyten für gleichzeitige Messungen von Ca