Die Autoren danken den Mitarbeitern des GreD, der Université Clermont Auvergne und des Centre International de Chirurgie Endoscopique (alle in Clermont-Ferrand, Frankreich).

Das Studienprotokoll wurde von der Tierethikkommission des französischen Ministère de l'Education Nationale, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche (Zulassungsnummer 01505.03) genehmigt, bevor es bei preclinicaltrials.eu registriert wurde (Präklinische Registerkennung PCTE0000129). Alle Eingriffe wurden im Centre International de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne,Clermont-Ferrand, Frankreich, in Übereinstimmung mit den Richtlinien von Animal Research: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE)36durchgeführt.
1. Tierpräparation und Anästhesie
<ol><li>Ferkel-Modus<ol>
<li>Stellen Sie sicher, dass das Versuchsprotokoll mit den Richtlinien für Tierversuche übereinstimmt, einschließlich der 3R-Prinzipien (Ersatz, Reduktion und Verfeinerung) und nationalen/internationalen Vorschriften.</li>
		<li>Holen Sie vor Beginn des Protokolls Genehmigungen der Ethikkommission für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren an der zuständigen Einrichtung ein.</li>
		<li>Verwenden Sie ein männliches weißes Landrassenferkel (2–4 Monate alt; mit einem Gewicht von 10–15 kg).</li>
		<li>Das Ferkel nach der Prämedikation mit intramuskulärem Azaperon (beschrieben in 1.2.2) in Rückenlage bringen.</li>
	</ol></li>
	<li>Anästhesie-Induktion<ol>
<li>Beschränken Sie die Tiere darauf, Futter für die Nacht zu haben, während Sie freien Zugang zu Wasser haben.</li>
		<li>Verabreichen Sie dem Ferkel eine anxiolytische Prämedikation mit intramuskulärem Azaperon (2 mg.kg-1) hinter dem Ohr.</li>
		<li>Üben Sie einen Fingerdruck auf die Weichteile der Ohrmuschelbasis des Ferkels aus, um die mediale und laterale Ohrvene zu identifizieren.</li>
		<li>Führen Sie einen peripheren intravenösen 22 G-Katheter in die mediale oder laterale Ohrvene des Ferkels ein. Mit dem Katheter in einem flachen Winkel von 45° durch die Haut ziehen und vorrücken, bis Blut durch den Katheter austritt.</li>
		<li>Induzieren Sie eine Vollnarkose mit intravenösem Propofol (3 mg.kg-1) und Sufentanil (0,3 μ g.kg-1)37. Überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie durch mangelnde Reaktion auf den Pedalreflex.</li>
	</ol></li>
	<li>Tracheale Intubation38,39<ol>
<li>Bereiten Sie das Laryngoskop mit einer geraden Miller Laryngoskopklinge der Größe 4 vor.</li>
		<li>Geben Sie das Laryngoskop in die Pharynxhöhle und drücken Sie die Zunge mit der Laryngoskopklinge, wodurch die Epiglottis sichtbar wird.</li>
		<li>Visualisieren Sie die Kehlkopföffnung des Ferkels vor der Orotrachealintubation.</li>
		<li>Setzen Sie einen mit 6 mm Innendurchmesser gefüllten Endotrachealtubus ein.</li>
		<li>Aufblasen der Endotrachealtubemanschette, um einen Manschettendruck um 20–30 cmH2O zu erreichen.</li>
		<li>Befestigen Sie den Endotrachealtubus mit Mikroporen-OPERATIONSBAND an der Nase des Ferkels.</li>
		<li>Schließen Sie das Beatmungsgerät an und leiten Sie die mechanische Beatmung gemäß den in Abschnitt 3 beschriebenen Einstellungen ein.</li>
	</ol></li>
	<li>Sedierungspflege<ol>
<li>Aufrechterhaltung der Anästhesie mit kontinuierlicher intravenöser Infusion von Propofol (5 mg.kg-1 .h-1) vor einer säureinduzierten Lungenverletzung. Die Infusion von Propofol wird gestoppt, wenn halogenierte Mittel begonnen werden.</li>
		<li>Fügen Sie eine kontinuierliche intravenöse Infusion von Remifentanil (10–20 μ g.kg−1 0,h−1 = 0,15–0,33 μ g.kg−1 min−1) zur Schmerzbehandlung hinzu.</li>
		<li>Fügen Sie eine kontinuierliche intravenöse Infusion von Cisatracurium (0,2 mg.kg-1 h-1) für eine neuromuskuläre Blockade hinzu.</li>
		<li>Halten Sie die Körpertemperatur des Ferkels mit warmen Decken bei ca. 38 °C.</li>
		<li>Überwachen Sie die Elektrokardiogrammaktivität, die periphere Sauerstoffsättigung (SpO2)und den arteriellen Druck kontinuierlich mit einem externen Monitor.</li>
	</ol></li>
	<li>Chirurgie<ol>
<li>Führen Sie einen zentralvenösen Zugang mit einer chirurgischen Exposition der rechten vena interna jugularis und der Seldinger-Methode ein, um einen 3-Lumen-Katheter (7 Französisch, 16 cm) einzuführen.<ol>
<li>Machen Sie einen kutanen Mittellinienschnitt am ventralen Aspekt des Halses, 2 cm lateral von der Luftröhre entfernt. Verwenden Sie eine chirurgische Pinzette, um das Gewebe zu sezieren.</li>
			<li>Lokalisieren Sie die Vena jugularis interna (ca. 1–2 cm tief, lateral zur Arteria carotis interna) und führen Sie mit der Nadel (18 G, 6,35 cm) eine Punktion mit kraniokaraudaler Richtungsorientierung durch.</li>
			<li>Führen Sie mit der Hand den "J"-Führungsdraht (0,81 mm Durchmesser, 60 cm) durch die Nadel ein. Entfernen Sie vorsichtig die Nadel und führen Sie schnell einen Venenkatheter mit drei Linien in die innere Jugularvene entlang des "J" -Führungsdrahtes ein. Entfernen Sie den "J" -Führungsdraht, während Sie den Venenkatheter an Ort und Stelle halten.</li>
			<li>Aspirieren Sie Blut durch jede Linie des Venenkatheters, um die Luft aus den verschiedenen Linien zu entfernen, und spülen Sie mit 5 ml Kochsalzlösung (0,9% NaCl), um die drei Linien zu spülen.</li>
			<li>Nähen Sie die Haut mit einem nicht resorbierbaren 3.0-Nahtfaden nach dem kontinuierlichen Lembert-Muster und fixieren Sie den Katheter mit einem einzigen Stich und drei Knoten an jeder seitlichen Perforation des zentralen Venenkatheters an der Haut.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Führen Sie eine arterielle Linie durch chirurgische Exposition der rechten Oberschenkelarterie ein und verwenden Sie die Seldinger-Methode, um den Thermodilutionskatheter (3–5 Französisch, 20 cm) einzuführen.<ol>
<li>Setzen Sie das rechte Vorderbein des Ferkels in Verlängerung.</li>
			<li>Machen Sie einen Hautschnitt an der rechten Leistengegend des Ferkels. Verwenden Sie eine chirurgische Pinzette, um das subkutane und muskuläre Gewebe zu sezieren.</li>
			<li>Lokalisieren Sie die rechte Oberschenkelarterie, indem Sie den Femurpuls (ca. 3–4 cm tief) abtasten und mit der Nadel (19 G, 54 mm) eine Punktion mit caudokranieller Richtungsorientierung durchführen.</li>
			<li>Führen Sie den "J"-Führungsdraht durch die Nadel ein. Entfernen Sie vorsichtig die Nadel und führen Sie schnell einen arteriellen Katheter in die Oberschenkelarterie entlang des Führungsdrahtes ein. Entfernen Sie den Führungsdraht, während Sie den Katheter an Ort und Stelle halten.</li>
			<li>Entfernen Sie die Luft aus dem arteriellen Katheter und spülen Sie mit Kochsalzlösung, um die Leitung zu spülen.</li>
			<li>Nähen Sie die Haut mit einem nicht resorbierbaren 3.0-Nahtfaden nach dem kontinuierlichen Lembert-Muster und fixieren Sie den Katheter mit einem einzigen Stich und drei Knoten an jeder seitlichen Perforation des arteriellen Katheters an der Haut.</li>
			<li>Stecken Sie den Katheter auf einen arteriellen Leitungsschlauch, um die Entnahme von seriellen Blutproben und eine kontinuierliche hämodynamische Überwachung (arterieller Druck, Herzindex und extravaskuläres Lungenwasser, indiziert nach Körpergewicht) mit einem Pulskontur-Herzzeitvolumenmonitorgerät zu ermöglichen.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. Säureinduzierte akute Lungenschädigung
VORSICHT: Verwenden Sie während dieses Schritts Handschuhe und Brille, um das Risiko eines Kontakts der Säure mit der Haut oder den Augen zu vermeiden.)
<ol><li>Machen Sie 100 ml HCl bei 0,05 M und pH 1,4.</li>
	<li>Messen Sie anhand der anatomischen Landmarke des letzten Abschnitts des Brustbeins den Abstand zwischen der Spitze des Endotrachealtubus und der Carina des Ferkels.</li>
	<li>Markieren Sie diesen Abstand mit einem schwarzen Stift auf einem Ch14-Saugkatheter.</li>
	<li>Führen Sie den Saugkatheter durch das Endotrachealrohr bis zur schwarzen Landmarke ein.</li>
	<li>4 mL.kg-1 (Körpergewicht) Säure vorsichtig über 3 min durch den Saugkatheter einträufeln.</li>
	<li>Entfernen Sie den Saugkatheter.</li>
</ol>3. Mechanische Belüftung
<ol><li>Verwenden Sie eine volumengesteuerte Beatmung an einem Intensivbeatmungsgerät.</li>
	<li>Verwenden Sie ein Tidalvolumen von 6 mL.kg-1,einen positiven endexspiratorischen Druck (PEEP) von 5cmH2O und eine inspirierte Sauerstofffraktion (FiO2) von 40%.</li>
	<li>Stellen Sie die Atemfrequenz ein, um das endtidale Kohlendioxid zwischen 35 und 45 mmHg zu halten. ANMERKUNG: Basierend auf früheren Studien37,40,41gilt eine Lungenverletzung als erwiesen, wenn das Verhältnis von arterieller Sauerstoffspannung (PaO2)zu FiO 2 etwa 1 h nach Atstillation der Atemwege HCl auf25 % gegenüber dem Ausgangswert abnimmt.</li>
</ol>4. Halogenierte Anästhetika
HINWEIS: Beginnen Sie mit der Sedierung mit halogenierten Anästhetika (Sevofluran oder Isofluran), sobald eine säureinduzierte Lungenverletzung erreicht ist. Die intravenöse Sedierung mit Propofol sollte dann unterbrochen werden.
<ol><li>Befüllen der Spritze (Abbildung 1A): Befestigen Sie den vom Hersteller bereitgestellten Fülladapter an der 250-ml-Flasche des Halogenierungsmittels und eine 60-ml-Spritze am Fülladapter. Drehen Sie die Flasche auf den Kopf und füllen Sie die Spritze, indem Sie den Kolben drücken und ziehen. Drehen Sie die Flasche aufrecht und entfernen Sie die Spritze.</li>
	<li>Aufräumen (Abbildung 1B)<ol>
<li>Stellen Sie den Aktivkohlefilter, der zur Entfernung von halogenierten Kohlenwasserstoffanästhesiegasen verwendet wird, in der Nähe des Ventilators auf.</li>
		<li>Entfernen Sie die Schutzkappe vom Aktivkohlefilter.</li>
		<li>Schließen Sie den Aktivkohlefilter mit einem Flexrohr an das Exspirationsventil des Ventilators an.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verwenden Sie die Anästhesiekonservierungsvorrichtung (Gerät zur inhalationsintensiven Sedierung) (Abbildung 1C) wie unten beschrieben.<ol>
<li>Schließen Sie die Ionomermembran-Trocknerleitung an den Gasprobenahmeanschluss der Anästhesiekonservierungsvorrichtung an.</li>
		<li>Verbinden Sie eine Seite der Gasprobenahmeleitung mit der Ionomermembran-Trocknerleitung.</li>
		<li>Schließen Sie die andere Seite der Gasprobenahmeleitung an den Gasanalysator an.</li>
		<li>Führen Sie die Anästhesiekonservierungsvorrichtung zwischen das Y-Stück des Atmungskreislaufs und den Endotrachealtubus ein.</li>
		<li>Stellen Sie sicher, dass die Anästhesiekonservierungsvorrichtung die schwarze Seite nach oben hat und zum Ferkel hin nach unten geneigt ist.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Geben Sie eine inhalative Sedierung durch die anästhetische Konservierungsvorrichtung ab (Abbildung 2).<ol>
<li>Legen Sie die spezifische Spritze in die Spritzenpumpe.</li>
		<li>Schließen Sie die Anästhesiemittelleitung an die Spritze an.</li>
		<li>Grundierung der Wirkstofflinie mit einem Bolus von 1,5 ml des halogenierten Mittels.</li>
		<li>Passen Sie die anfängliche Pumprate in mL.h-1 (anfängliche Spritzenpumprateneinstellungen von Isofluran und Sevofluran sind 3 bzw. 5 ml/h) an die angestrebte abgelaufene Sevofluranfraktion (FEsevo) oder den abgelaufenen Isofluranfraktionswert (FEiso) an, wie auf dem Gasanalysator angezeigt.</li>
		<li>Stellen Sie sicher, dass der Gasanalysator einen FEsevo %–FEiso % oder einen gleichwertigen minimalen Alveolarkonzentrationswert größer als Null anzeigt. Falls erforderlich, geben Sie einen zusätzlichen Bolus von 0,3 ml des halogenierten Mittels.</li>
		<li>Anpassung der Spritzenpumprate, die erforderlich ist, um eine bestimmte Konzentration in Abhängigkeit vom Minutenvolumen und der Angestrebten Konzentration zu erreichen, wobei Raten von 2–7 mL.h-1 und 4–10 mL.h-1 im Allgemeinen mit abgelaufenen Fraktionen von 0,2 %–0,7 % bzw. 0,5 %–1,4 % für Isofluran42 bzw. Sevofluran28,43, assoziiert sind.</li>
		<li>Während des Experiments wird die Verabreichung der halogenierten Mittel mit FEsevo und FEiso Targets von 0,8–1,1 bzw. 0,5–0,8 fortgesetzt.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. Messungen
<ol><li>Überwachung<ol>
<li>Erfassen Sie verschiedene Parameter, die vom externen Monitor gemessen werden: Herzfrequenz, Blutdruck und periphere Sauerstoffsättigung.</li>
		<li>Zeichnen Sie die vom Beatmungsgerät gemessenen Parameter auf: Tidalvolumen, Atemfrequenz, eingestelltes PEEP, Auto-PEEP (durch Anwenden eines exspiratorischen Haltemanövers von 5 s auf das Beatmungsgerät), Nachgiebigkeit des Atmungssystems, Atemwegswiderstand, inspiratorischer Plateaudruck (durch Anwendung eines inspiratorischen Haltemanövers von 2 s auf das Beatmungsgerät), Spitzeninspiratordruck und Fahrdruck.</li>
		<li>Berechnen Sie die funktionelle Restkapazität der Lunge mit der Nitrogen Wash In/Wash Out-Methode, wenn sie in das Beatmungsgerät integriert ist.</li>
		<li>Verwenden Sie den wärmen Indikator, der zuvor in die Oberschenkelarterie eingeführt wurde, um das extravaskuläre Wasservolumen der Lunge, den Herzindex und den systemischen Gefäßwiderstand zu messen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Unverdünnte Lungenödem-Flüssigkeitsprobenahme zur Messung der Netto-AFC-Rate.<ol>
<li>Führen Sie einen weichen 14 Fr Saugkatheter in eine verkeilte Position im distalen Bronchus durch den Endotrachealtubus ein.</li>
		<li>Proben Sie Ödemflüssigkeit durch sanfte Absaugung in eine Saugfalle.</li>
		<li>Zentrifugieren Sie alle Proben bei 240 x g bei 4 °C für 10 min in einer gekühlten Zentrifuge.</li>
		<li>Sammle die Überstände. HINWEIS: Die Gesamtproteinkonzentration in unverdünnter Lungenödemflüssigkeit wird mit einer kolorimetrischen Methode gemessen. Da die Clearance-Rate von Ödemflüssigkeit aus dem Alveolarraum viel schneller ist als die Rate der Proteinentfernung, wurde die Netto-AFC-Rate als Prozent AFC = 100 × [1 - (Anfangsödemprotein/Endödem-Gesamtprotein)] berechnet und danach als %/h37angegeben. Unverdünnte Lungenödemflüssigkeitsproben werden von den Tieren zu Studienbeginn und 4 h später entnommen, wie zuvor beschrieben34,44,45,46,47,48,49.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mini bronchoalveoläre Lavage-Probenahme.<ol>
<li>Führen Sie einen weichen 14 Fr Saugkatheter in eine verkeilte Position in einem distalen Bronchus durch den Endotrachealtubus ein.</li>
		<li>Geben Sie 50 ml einer 0,9% igen Natriumchloridlösung in den Saugkatheter ein.</li>
		<li>Nehmen Sie die Flüssigkeit umgehend in eine Saugfalle.</li>
		<li>Sammle die mini bronchoalveoläre Lavage. HINWEIS: Die Gesamtproteinkonzentration in Mini-BAL wird mit einer kolorimetrischen Methode gemessen, und beispielsweise werden die Spiegel proinflammatoratorischer Zytokine wie TNF-α, IL-6, IL-1β und IL-18 mit einer Multiplex-Immunoassay-Methode gemessen. Die Proben werden 4 h nach der säureinduzierten Lungenverletzung entnommen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Blutgasanalyse<ol>
<li>Sammeln Sie arterielle Blutgase durch die arterielle Linie in einer 3 ml BD Preset Spritze mit BD Luer-Lok Spitze zu Studienbeginn. Messen Sie sofort PaO2/ FiO2, PaCO2, pH, Serumlaktat und Serumkreatinin mit einem Point-of-Care-Blutgasanalysator.</li>
		<li>Wiederholen Sie diesen Schritt jede Stunde für 4 h nach dem Einträufeln der Säure.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Lungenprobenahme<ol>
<li>Opfern Sie das Ferkel mit einer intravenösen Injektion von Pentobarbital (150 mg.kg-1) am Ende des Experiments (4 h nach säureinduzierter Lungenverletzung).</li>
		<li>Sezieren und entfernen Sie die gesamte Lunge. Fix mit Alkohol acetifiziertes Formalin.</li>
		<li>In Paraffin einbetten und mit einer Dicke von 10 μm in Scheiben schneiden.</li>
		<li>Färben Sie mit Hämatoxylin und Eosin. HINWEIS: Der histologische Nachweis einer Lungenschädigung kann mit einem standardisierten histologischen Verletzungswert50beurteilt werden.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Dieser Artikel beschreibt ein reproduzierbares experimentelles Modell von ARDS, das durch die intratracheale Instillation von HCl in Ferkeln induziert wird, um die lungenschützenden Wirkungen von halogenierten flüchtigen Stoffen wie Sevofluran oder Isofluran zu untersuchen, die mit einem anästhetischen konservierenden Gerät abgegeben werden.
Das primäre Ziel dieser Studie war es, ein experimentelles Modell von ARDS zu entwickeln, in dem flüchtige Wirkstoffe durch ein anästhetisches kons...

Akutes Atemnotsyndrom (ARDS) ist eine häufige Ursache für hypoxämisches respiratorisches Versagen und Tod bei kritisch kranken Patienten1. Es ist sowohl durch diffuse alveoläre epitheliale als auch durch endotheliale Verletzungen gekennzeichnet, was zu erhöhter Permeabilität und Lungenödem, veränderter alveolärer Flüssigkeitsclearance (AFC) und verschlechterter Atemnot führt2. Die Resorption von Alveolarödemen und die Erholung von ARDS erfordern einen epithelialen Flüssigkeitstransport durch die Alveolen, um intakt zu bleiben, was darauf hindeutet, dass eine Therapie, die die AFC verbessert, nützlich sein könnte3,4. Obwohl sich die lungenschützende Beatmung und eine restriktive Strategie für die intravenöse Flüssigkeitstherapie als vorteilhaft erwiesenhaben,um die Ergebnisse2,5zu verbessern, sind sie immer noch mit einer hohen Mortalität und Morbidität verbunden6. Daher ist es dringend notwendig, wirksame Therapien für das Syndrom zu entwickeln und die genauen Mechanismen, durch die solche Therapien funktionieren könnten, besser zu verstehen.
Halogenierte Anästhetika wie Isofluran oder Sevofluran wurden häufig zur Vollnarkose im Operationssaal eingesetzt. Sevofluran ist mit einer verminderten Entzündung in der Lunge von Patienten verbunden, die sich einer Thoraxoperation unterziehen, und mit einer Abnahme postoperativer Lungenkomplikationen wie ARDS7. Ähnliche Ergebnisse wurden in einer Meta-Analyse von Patienten nach Herzoperationen gefunden8. Halogenierte flüchtige Stoffe haben auch eine bronchodilatatorische Wirkung9,10 und vielleicht einige Eigenschaften, die mehrere Organe schützen, wie das Herz8,11 und die Nieren12,13,14. In jüngster Zeit wächst das Interesse an der klinischen Anwendung von Inhalationsanästhetika als Beruhigungsmittel auf der Intensivstation (ICU). Sowohl Tier- als auch Humanstudien unterstützen die schützende Wirkung der Vorbehandlung mit halogenierten Wirkstoffen vor längerer Ischämie der Leber15, desGehirns 16oder des Herzens11. Halogenierte Wirkstoffe haben auch potenzielle pharmakokinetische und pharmakodynamische Vorteile gegenüber anderen intravenösen Wirkstoffen für die Sedierung von kritisch kranken Patienten, einschließlich eines schnellen Wirkungseintritts und eines schnellen Offsets aufgrund einer geringen Akkumulation im Gewebe. Inhalative halogenierte Mittel verringern die Intubationszeiten im Vergleich zur intravenösen Sedierung bei Patienten, die sich einer Herzoperation unterziehen17. Mehrere Studien unterstützen die Sicherheit und Wirksamkeit halogenierter Wirkstoffe bei der Sedierung von Intensivpatienten18,19,20. In experimentellen Modellen von ARDS verbessert inhalatives Sevofluran den Gasaustausch21,22, reduziert alveoläre Ödeme21,22und schwächt sowohl pulmonale als auch systemische Entzündungenab 23. Isofluran verbessert auch die Lungenreparatur nach einer Verletzung, indem es die Integrität der Alveolar-Kapillar-Schranke aufrechterhält, möglicherweise durch Modulation der Expression eines wichtigen Tight-Junction-Proteins24,25,26. Darüber hinaus hatten Mausmakrophagen, die mit Isofluran kultiviert und behandelt wurden, bessere phagozytische Wirkungen auf Neutrophile als Makrophagen, die nicht mit Isofluran behandelt wurden27.
Die genauen biologischen Wege und Mechanismen, die für die lungenschützenden Eigenschaften flüchtiger Anästhetika verantwortlich sind, sind jedoch bis heute weitgehend unbekannt und erfordern weitere Untersuchungen18. Zusätzliche Studien sind auch gerechtfertigt, um die genauen Auswirkungen von Sevofluran auf Lungenverletzungen zu untersuchen und zu überprüfen, ob experimentelle Beweise auf Patienten übertragen werden können. Die erste randomisierte Kontrollstudie unseres Teams ergab, dass die Verabreichung von inhalativem Sevofluran bei Patienten mit ARDS mit einer Verbesserung der Sauerstoffversorgung und einer Abnahme der Spiegel sowohl proinflammatorischer Zytokine als auch lungenepithelialer Verletzungsmarker verbunden war, wie durch Plasma und alveoläre lösliche Rezeptoren für fortgeschrittene Glykationsendprodukte (sRAGE) beurteilt28 . Da sRAGE heute als Marker für alveoläre Typ-1-Zellverletzungen und als Schlüsselmediator der alveolären Entzündung angesehen wird, könnten diese Ergebnisse auf einige positive Wirkungen von Sevofluran auf die lungenale alveoläre Epithelverletzunghindeuten 21,29,30.
Die Verwendung von halogenierten Mitteln für die inhalative Intensivsedierung erfordert seit langem den Einsatz von Anästhesiebeatmungsgeräten und Gasverdampfern im Operationssaal auf der Intensivstation. Seitdem wurden anästhetische Reflektoren, die für den Einsatz mit modernen Intensivbeatmungsgeräten geeignet sind, für den spezifischen Einsatz auf der Intensivstation31entwickelt. Diese Geräte verfügen über modifizierte Wärme- und Feuchtigkeitsaustauschfilter, die zwischen dem Y-Stück des Atmungskreislaufs und dem Endotrachealtubus eingesetzt werden. Sie ermöglichen die Verabreichung von halogenierten Mitteln, wobei Isofluran und Sevofluran am häufigsten verwendet werden, und bestehen aus einem porösen Polypropylen-Verdampferstab, in den ein flüssiges Mittel freigesetzt wird, das von einer speziellen Spritzenpumpe abgegeben wird. Das halogenierte Mittel wird während der Exspiration von einem in der Vorrichtung enthaltenen reflektierenden Medium absorbiert und bei der nächsten Inspiration freigesetzt, wodurch eine Rezirkulation von etwa 90% des abgelaufenen Halogenierungsmittels31,32ermöglicht wird. Vor kurzem wurde eine miniaturisierte Version des Geräts mit einem instrumentellen Totraum von 50 ml entwickelt, wodurch es noch besser für den Einsatz während der ultraprotektiven Beatmung bei ARDS-Patienten geeignet ist, mit Tidalvolumina, die bis zu 200 mlbetragen können 31. Ein solches miniaturisiertes Gerät wurde noch nie in einem experimentellen Ferkelmodell von ARDS untersucht.
Da frühere Forschungen die vielversprechenden Rollen halogenierter flüchtiger Stoffe bei Lungenalveolarentzündungen und -verletzungen während ards unterstützen, haben wir ein experimentelles Tiermodell entwickelt, um ein translationales Verständnis der Mechanismen der Wirkungen halogenierter Mittel auf Lungenverletzungen und -reparaturen zu erreichen33,34,35. In dieser Studie entwickelten wir ein Modell von Salzsäure (HCl)-induziertem ARDS bei Ferkeln, bei denen die inhalationssedierte Sedierung mit der miniaturisierten Version des Anästhesiekonservierungsgeräts, einem Intensivgerät, durchgeführt werden kann. Dieses große Tiermodell von ARDS könnte verwendet werden, um unser Verständnis der potenziellen lungenschützenden Wirkungen von inhalativen halogenierten Wirkstoffen zu verbessern.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Tracheal intubation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endotracheal tube 6-mm</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>18860</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal preparation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French - 16 cm)</td>
			<td>Arrow</td>
			<td>CV-12703</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French - 20 cm)</td>
			<td>Getinge Pulsion Medical System</td>
			<td>catheter</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Warm blankets WarmTouch5300</td>
			<td>MedTronic</td>
			<td>5300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monitoring</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>External monitor IntelliVue MP40</td>
			<td>Phillips</td>
			<td>MNT 142</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Point-of-care blood gas analyzer Epoc&#174; Blood Analysis System</td>
			<td>Siemens</td>
			<td>20093</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex Monitor</td>
			<td>Getinge Pulsion Medical System</td>
			<td>PulsioFlex</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mechanical ventilation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ventilator Engstr&#246;m Carestation</td>
			<td>General Electrics</td>
			<td>Engstr&#246;m</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halogenated anesthetics</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anaconda Syringe</td>
			<td>SedanaMedical</td>
			<td>26022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthetic conserving device AnaConDa-S</td>
			<td>SedanaMedical</td>
			<td>26050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Charcoal filter FlurAbsorb</td>
			<td>SedanaMedical</td>
			<td>26096</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filling Adaptaters</td>
			<td>SedanaMedical</td>
			<td>26042</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ionomer membrane dryer line Nafion</td>
			<td>SedanaMedical</td>
			<td>26053</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Products</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol</td>
			<td>Mylan</td>
			<td>66617123</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Virbac</td>
			<td>QN01AB06</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital</td>
			<td>PanPharma</td>
			<td>68942457</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sevoflurane</td>
			<td>Abbvie</td>
			<td>N01AB08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sufentanil</td>
			<td>Mylan</td>
			<td>62404996</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

halogenated agent delivery in porcine model of acute respiratory distress syndrome via an intensive care unit type device

Das akute Atemnotsyndrom (ARDS) ist eine häufige Ursache für hypoxämisches Respiratorische Versagen und Tod bei kritisch kranken Patienten, und es besteht ein dringender Bedarf, wirksame Therapien zu finden. Präklinische Studien haben gezeigt, dass eingeatmete halogenierte Mittel in Tiermodellen von ARDS positive Wirkungen haben können. Die Entwicklung neuer Geräte zur Verabreichung halogenierter Wirkstoffe mit modernen Beatmungsgeräten auf Intensivstationen hat die Abgabe von halogenierten Wirkstoffen an Intensivpatienten deutlich vereinfacht. Da frühere experimentelle und klinische Forschungen potenzielle Vorteile von halogenierten flüchtigen Stoffen wie Sevofluran oder Isofluran für Lungenalveolarepithelverletzungen und -entzündungen, zwei pathophysiologische Meilensteine diffuser alveolarer Schäden während ARDS, nahelegten, entwarfen wir ein Tiermodell, um die Mechanismen der Auswirkungen halogenierter Mittel auf Lungenverletzungen und -reparaturen zu verstehen. Nach Vollnarkose, Trachealintubation und Einleitung der mechanischen Beatmung wurde ARDS bei Ferkeln durch intratracheale Instillation von Salzsäure induziert. Dann wurden die Ferkel mit inhalativem Sevofluran oder Isofluran unter Verwendung eines Intensivgeräts sediert, und die Tiere wurden während eines Zeitraums von 4 Stunden mit lungenschützender mechanischer Beatmung beatmet. Während des Studienzeitraums wurden Blut- und Alveolarproben gesammelt, um die arterielle Sauerstoffversorgung, die Durchlässigkeit der Alveolar-Kapillarmembran, die Alveolarflüssigkeitsclearance und die Lungenentzündung zu bewerten. Mechanische Beatmungsparameter wurden während des gesamten Experiments ebenfalls erfasst. Obwohl dieses Modell eine deutliche Abnahme der arteriellen Oxygenierung mit veränderter alveolär-kapillarer Permeabilität induzierte, ist es reproduzierbar und zeichnet sich durch einen schnellen Beginn, eine gute Stabilität im Laufe der Zeit und keine tödlichen Komplikationen aus.
Wir haben ein Ferkelmodell der sauren Aspiration entwickelt, das die meisten physiologischen, biologischen und pathologischen Merkmale des klinischen ARDS reproduziert, und es wird hilfreich sein, unser Verständnis der potenziellen lungenschützenden Wirkungen von halogenierten Wirkstoffen zu vertiefen, die durch Geräte zur inhalativen ICU-Sedierung abgegeben werden.

Für dieses Experiment wurden 25 Ferkel anästhesiert und in zwei Gruppen eingeteilt: 12 Ferkel in der unbehandelten Gruppe (SHAM-Gruppe) und 13 Ferkel in der säureverletzten Gruppe (HCl-Gruppe). Kein Ferkel starb vor dem Ende des Experiments. Eine Zwei-Wege-Varianzanalyse mit wiederholten Messungen (RM-ANOVA) zeigte eine signifikante Zeit nach Gruppeninteraktion (P < 10−4) mit einer schädlichen Wirkung von HCl-induziertem ARDS auf PaO2/FiO2 im Vergleich zuScheintierenohne ARDS (<stro...

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Halogenated Agent Delivery in Porcine Model of Acute Respiratory Distress Syndrome via an Intensive Care Unit Type Device

Wir beschreiben ein Modell des Salzsäure-induzierten akuten Atemnotsyndroms (ARDS) bei Ferkeln, die mit halogenierten Mitteln, Isofluran und Sevofluran, durch ein Gerät zur inhalationsintensiven Intensivsedierung sediert werden. Dieses Modell kann verwendet werden, um die biologischen Mechanismen halogenierter Mittel auf Lungenverletzungen und -reparaturen zu untersuchen.

Halogenierte Wirkstoffabgabe im Schweinemodell des akuten Atemnotsyndroms über ein Gerät vom Typ Intensivstation

Acute respiratory distress syndrome (ARDS) is a common cause of hypoxemic respiratory failure and death in critically ill patients, and there is an urgent ...

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2.6K Aufrufe.  CHU Clermont-Ferrand. Wir beschreiben ein Modell des Salzsäure-induzierten akuten Atemnotsyndroms (ARDS) bei Ferkeln, die mit halogenierten Mitteln, Isofluran und Sevofluran, durch ein Gerät zur inhalationsintensiven Intensivsedierung sediert werden. Dieses Modell kann verwendet werden, um die biologischen Mechanismen halogenierter Mittel auf Lungenverletzungen und -reparaturen zu untersuchen.

Serie: Halogenated Agent Delivery in Porcine Model of Acute Respiratory Distress Syndrome via an Intensive Care Unit Type Device

Lavage-induced Surfactant Depletion in Pigs As a Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS)

Various animal models of lung injury exist to study the complex pathomechanisms of human acute respiratory distress syndrome (ARDS) and evaluate future therapies. Severe lung injury with a reproducible deterioration of pulmonary gas exchange and hemodynamics can be induced in anesthetized pigs using repeated lung lavages with warmed 0.9% saline (50 ml/kg body weight). Including standard respiratory and hemodynamic monitoring with clinically applied devices in this model allows the evaluation of novel therapeutic strategies (drugs, modern ventilators, extracorporeal membrane oxygenators, ECMO), and bridges the gap between bench and bedside. Furthermore, induction of lung injury with lung lavages does not require the injection of pathogens/endotoxins that impact on measurements of pro- and anti-inflammatory cytokines. A disadvantage of the model is the high recruitability of atelectatic lung tissue. Standardization of the model helps to avoid pitfalls, to ensure comparability between experiments, and to reduce the number of animals needed.

Lavage-induced Surfactant Depletion in Pigs As a Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome ARDS

Repeated pulmonary lavages in anesthetized pigs induce lung injury resembling major aspects of human acute respiratory distress syndrome (ARDS). For this purpose the lungs are repeatedly lavaged with 0.9% saline at 37 &#176;C. The goal of the protocol is a reproducible mitigation of gas exchange and hemodynamics for research in ARDS.

Lavage-induzierte Surfactant Depletion in Schweine als Modell des Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS)

Various animal models of lung injury exist to study the complex pathomechanisms of human acute respiratory distress syndrome (ARDS) and evaluate future ...

Forschung

Medizin

Oleic Acid-Injection in Pigs As a Model for Acute Respiratory Distress Syndrome

The acute respiratory distress syndrome is a relevant intensive care disease with an incidence ranging between 2.2% and 19% of intensive care unit patients. Despite treatment advances over the last decades, ARDS patients still suffer mortality rates between 35 and 40%. There is still a need for further research to improve the outcome of patients suffering from ARDS. One problem is that no single animal model can mimic the complex pathomechanism of the acute respiratory distress syndrome, but several models exist to study different parts of it. Oleic acid injection (OAI)-induced lung injury is a well-established model for studying ventilation strategies, lung mechanics and ventilation/perfusion distribution in animals. OAI leads to severely impaired gas exchange, deterioration of lung mechanics and disruption of the alveolo-capillary barrier. The disadvantage of this model is the controversial mechanistic relevance of this model and the necessity for central venous access, which is challenging especially in smaller animal models. In summary, OAI-induced lung injury leads to reproducible results in small and large animals and hence represents a well-suited model for studying ARDS. Nevertheless, further research is necessary to find a model that mimics all parts of ARDS and lacks the problems associated with the different models existing today.

In this article, we present a protocol to induce acute lung injury in pigs by central-venous injection of oleic acid. This is an established animal model for studying the acute respiratory distress syndrome (ARDS).

Ölsäure-Injektion bei Schweinen als Modell für Acute Respiratory Distress Syndrome

The acute respiratory distress syndrome is a relevant intensive care disease with an incidence ranging between 2.2% and 19% of intensive care unit ...

A Protocol to Set Up Needle-Free Connector with Positive Displacement on Central Venous Catheter in Intensive Care Unit

Needle-free connectors were initially designed and promoted to avoid blood exposure for healthcare workers. Some recent data suggest that the latest generation of connectors (with positive displacement) may be of interest for reducing central venous line infections. We have been using needle-free connectors for several years in our intensive care unit and here we present a protocol for installing these connectors on central venous catheters. After insertion of the catheter and control of the permeability of the lines, the connectors must be purged with 0.9% NaCl before being connected. The connectors replace all disposable caps used on infusion stopcocks and manifolds. All the connectors are changed every 7 days as recommended by the manufacturer (except when there is macroscopic contamination, which requires an immediate change of the connector). Before each injection, the connector must be disinfected for at least 3 seconds with 70% isopropyl alcohol. The connectors must not be disconnected (unless changed), as the injection is done through the device. Setting up the connectors slightly increases the total time required to place the catheter and there is no formal evidence that these connectors reduce the incidence of infectious or thrombotic complications. However, these devices simplify the management of central venous lines and prevent the catheter circuit from &#34;opening&#34; once it has been sterilely installed.

We present a protocol to show the installation of a needle-free connector with positive displacement on a central venous catheter.

Ein Protokoll zum Einrichten eines nadelfreien Steckverbinders mit positiver Verschiebung auf dem zentralen Venenkatheter auf der Intensivstation

Needle-free connectors were initially designed and promoted to avoid blood exposure for healthcare workers. Some recent data suggest that the latest ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

Induzieren akute Lungenschädigung bei Mäusen durch direkte intratracheale Lipopolysaccharid-Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...

Assessment of Dependence in Activities of Daily Living Among Older Patients in an Acute Care Unit

During an acute medical problem, older people may lose functional independence. ADL scales are used to assess this loss of independence. The simplest and most convenient ADL scale is the Katz Index, which measures six ADL: bathing, dressing, toileting, transferring, continence, and feeding. A lower ADL score indicates greater loss of functional independence. The ADL score prior to the acute medical problem (baseline) is estimated by questioning the patient or the caregivers, and this score is then compared with that on hospital admission. The ADL score should be monitored from hospital admission until discharge to allow early detection of changes in functional independence. Identifying any loss of functional independence before and during hospitalization provides information to caregivers regarding the risk of short-term mortality risk and complications, and the prognosis after hospitalization.

During acute medical problems, older people may lose independence in activities of daily living (ADL). Assessment of baseline ADL and ADL on admission can guide personalized treatment plans aimed at preventing nosocomial dependence and ensuring better functional outcomes.

Bewertung der Abhängigkeit von Aktivitäten des täglichen Lebens bei älteren Patienten in einer Akutstation

During an acute medical problem, older people may lose functional independence. ADL scales are used to assess this loss of independence. The simplest and ...

A Reproducible Intensive Care Unit-Oriented Endotoxin Model in Rats

Sepsis and septic shock remain the leading cause of death in intensive care units. Despite significant improvements in sepsis management, mortality still ranges between 20 and 30%. Novel treatment approaches in order to reduce sepsis-related multiorgan failure and death are urgently needed. Robust animal models allow for one or multiple treatment approaches as well as for testing their effect on physiological and molecular parameters. In this article, a simple animal model is presented.
First, general anesthesia is induced in animals either with the use of volatile or by intraperitoneal anesthesia. After placement of an intravenous catheter (tail vein), tracheostomy, and insertion of an intraarterial catheter (tail artery), mechanical ventilation is started. Baseline values of mean arterial blood pressure, arterial blood oxygen saturation, and heart rate are recorded.
The injection of lipopolysaccharides (1 milligram/kilogram body weight) dissolved in phosphate-buffered saline induces a strong and reproducible inflammatory response via the toll-like receptor 4. Fluid corrections as well as the application of norepinephrine are performed based on well-established protocols.
The animal model presented in this article is easy to learn and strongly oriented towards clinical sepsis treatment in an intensive care unit with sedation, mechanical ventilation, continuous blood pressure monitoring, and repetitive blood sampling. Also, the model is reliable, allowing for reproducible data with a limited number of animals in accordance with the 3R (reduce, replace, refine) principles of animal research. While animal experiments in sepsis research cannot easily replaced, repetitive measurements allow for a reduction of animals and keeping septic animals anesthetized diminishes suffering.

Here, we present a reproducible intensive care unit-oriented endotoxin model in rats.

Ein reproduzierbares intensivstationsorientiertes Endotoxinmodell bei Ratten

Sepsis and septic shock remain the leading cause of death in intensive care units. Despite significant improvements in sepsis management, mortality still ...

Surfactant Depletion Combined with Injurious Ventilation Results in a Reproducible Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS)

Various animal models exist to study the complex pathomechanisms of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). These models include pulmo-arterial infusion of oleic acid, infusion of endotoxins or bacteria, cecal ligation and puncture, various pneumonia models, lung ischemia/reperfusion models and, of course, surfactant depletion models, among others. Surfactant depletion produces a rapid, reproducible deterioration of pulmonary gas exchange and hemodynamics and can be induced in anesthetized pigs using repeated lung lavages with 0.9% saline (35 mL/kg body weight, 37 &#176;C). The surfactant depletion model supports investigations with standard respiratory and hemodynamic monitoring with clinically applied devices. But the model suffers from a relatively high recruitability and ventilation with high airway pressures can immediately reduce the severity of the injury by reopening atelectatic lung areas. Thus, this model is not suitable for investigations of ventilator regimes that use high airway pressures. A combination of surfactant depletion and injurious ventilation with high tidal volume/low positive end-expiratory pressure (high Tv/low PEEP) to cause ventilator induced lung injury (VILI) will reduce the recruitability of the resulting lung injury. The advantages of a timely induction and the possibility to perform experimental research in a setting comparable to an intensive care unit are preserved.

Surfactant Depletion Combined with Injurious Ventilation Results in a Reproducible Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome ARDS

A combination of surfactant washout using 0.9% saline (35 mL/kg body weight, 37 &#176;C) and high tidal volume ventilation with low PEEP to cause moderate ventilator induced lung injury (VILI) results in experimental acute respiratory distress syndrome (ARDS). This method provides a model of lung injury with low/limited recruitability to study the effect of various ventilation strategies for extended periods.

Tensidmangel in Kombination mit schädlicher Beatmung führt zu einem reproduzierbaren Modell des akuten Atemnotsyndroms (ARDS)

Various animal models exist to study the complex pathomechanisms of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). These models include pulmo-arterial ...

Porcine Liver Transplantation Without Veno-Venous Bypass As an Extended Criteria Donor Model

Liver transplantation is regarded as the gold standard for the treatment of a variety of fatal hepatic diseases. However, unsolved issues of chronic graft failure, ongoing organ donor shortages, and the increased use of marginal grafts call for the improvement of current concepts, such as the implementation of organ machine perfusion. In order to evaluate new methods of graft reconditioning and modulation, translational models are required. With respect to anatomical and physiological similarities to humans and recent progress in the field of xenotransplantation, pigs have become the main large animal species used in transplantation models. After the initial introduction of a porcine orthotopic liver transplant model by Garnier et al. in 1965, several modifications have been published over the past 60 years.
Due to specifies-specific anatomical traits, a veno-venous bypass during the anhepatic phase is regarded as a necessity to reduce intestinal congestion and ischemia resulting in hemodynamic instability and perioperative mortality. However, the implementation of a bypass increases the technical and logistical complexity of the procedure. Furthermore, associated complications such as air embolism, hemorrhage, and the need for a simultaneous splenectomy have been reported previously.
In this protocol, we describe a model of porcine orthotopic liver transplantation without the use of a veno-venous bypass. The engraftment of donor livers after static cold storage of 20 h - simulating extended criteria donor conditions - demonstrates that this simplified approach can be performed without significant hemodynamic alterations or intraoperative mortality and with regular uptake of liver function (as defined by bile production and liver-specific CYP1A2 metabolism). The success of this approach is ensured by an optimized surgical technique and a sophisticated anesthesiologic volume and vasopressor management.
This model should be of special interest for workgroups focusing on the immediate postoperative course, ischemia-reperfusion injury, associated immunological mechanisms, and the reconditioning of extended criteria donor organs.

In this protocol, a model of porcine orthotopic liver transplantation after static cold storage of donor organs for 20 h without the use of a veno-venous bypass during engraftment is described. The approach uses a simplified surgical technique with minimization of the anhepatic phase and sophisticated volume and vasopressor management.

Schweinelebertransplantation ohne veno-venösen Bypass als erweitertes Kriterien-Spendermodell

Liver transplantation is regarded as the gold standard for the treatment of a variety of fatal hepatic diseases. However, unsolved issues of chronic graft ...

Hemodynamic Precision in the Neonatal Intensive Care Unit using Targeted Neonatal Echocardiography

Targeted neonatal echocardiography (TnECHO) refers to the use of comprehensive echocardiographic evaluation and physiologic data to obtain accurate, reliable, and real-time information on developmental hemodynamics in sick newborns. The comprehensive assessment is based on a multiparametric approach that overcomes the reliability issues of individual measurements, allows for earlier recognition of cardiovascular compromise and promotes enhanced diagnostic precision and timely management. TnECHO-driven research has led to an enhanced understanding of the mechanisms of illness and the development of predictive models to identify at-risk populations. This information may then be used to formulate a diagnostic impression and provide individualized guidance for the selection of cardiovascular therapies. TnECHO is based on the expert consultative model in which a neonatologist, with advanced training in neonatal hemodynamics, performs comprehensive and standardized TnECHO assessments. The distinction from point of care ultrasonography (POCUS), which provides limited and brief one-time assessments, is important. Neonatal hemodynamics training is a 1-year structured program designed to optimize image acquisition, measurement analysis, and hemodynamic knowledge (physiology, pharmacotherapy) to support cardiovascular decision-making. Neonatologists with hemodynamic expertise are trained to recognize deviations from normal anatomy and appropriately refer cases of possible structural abnormalities. We provide an outline of neonatal hemodynamics training, the standardized TnECHO imaging protocol, and an example of representative echo findings in a hemodynamically significant patent ductus arteriosus.

Presented here is a protocol to perform comprehensive neonatal echocardiography by trained neonatologists in the neonatal intensive care unit. The trained individuals provide longitudinal assessments of heart function, systemic and pulmonary hemodynamics in a consultative role. The manuscript also describes the requirements to become a fully trained neonatal hemodynamics specialist.

Hämodynamische Präzision auf der Neugeborenen-Intensivstation mit gezielter neonataler Echokardiographie

Targeted neonatal echocardiography (TnECHO) refers to the use of comprehensive echocardiographic evaluation and physiologic data to obtain accurate, ...

Verbesserung der Behandlung von Lungeninfektionen mit M-ROSE

Microbiological Rapid On-Site Evaluation for Pulmonary Infectious Diseases

The prompt initiation of empirical anti-infective therapy is crucial in patients presenting with unexplained pulmonary infection. Although imaging acquisition is relatively straightforward in clinical practice, its lack of specificity often necessitates additional time-consuming tests such as sputum culture, bronchoalveolar-lavage fluid culture, or genetic sequencing to identify the underlying etiology of the disease accurately. Moreover, the limited efficacy of empirical anti-infective treatment may contribute to antibiotic misuse. Recent advancements in interpreting microbial background on rapid on-site evaluation (ROSE) slides have enabled clinicians to promptly obtain samples through bronchoscopy (e.g., alveolar lavage, mucosal brushing, tissue clamp), facilitating bedside staining and interpretation that provides essential microbial background information. Consequently, this establishes a foundation for developing targeted anti-infection treatment and individualized drug therapy plans. With a better understanding of which pathogens are causing infections in real-time, physicians can avoid unnecessary broad-spectrum antibiotics contributing to antibiotic resistance. Establishing a rapid and standardized M-ROSE workflow within respiratory medicine departments or intensive care units will greatly assist physicians in formulating accurate treatment strategies for patients, which holds significant clinical implications.

Autor im Rampenlicht: Advancing Pathogen Detection and Disease Assessment in Echtzeit mit M-ROSE

The protocol here demonstrates a fast and standardized microbiological rapid on-site evaluation (M-ROSE) workflow, including three steps: slide making, staining, and interpretation. This protocol will help physicians make rapid clinical decisions.