Vorhofmyopathie kann zu Vorhofflimmern führen, der häufigsten Arrhythmie beim Menschen. Das sterile Perikarditis-Modell ist ein zuverlässiges, großes Tiermodell, das der Pathogenese der atrialen Myopathie ähnelt. Dieses Modell bietet eine schnelle Induktion der Vorhofmyopathie innerhalb weniger Wochen.
Auch wiederholte elektrophysiologische Studien können leicht in einer Nachbeobachtungszeit durchgeführt werden, ohne dass wiederholte Katheterisierungen erforderlich sind. Aufgrund der Ähnlichkeit in Anatomie und Physiologie im Vergleich zum Menschen kann das hier vorgestellte Minipig-Modell verwendet werden, um die Pathophysiologie der Vorhofmyopathie und des Vorhofflimmerns zu untersuchen, kann aber auch in der präklinischen Arzneimittelforschung verwendet werden. Beginnen Sie mit der Vorbereitung des Druckleitungssystems.
Fügen Sie 5.000 internationale Einheiten Heparin zu einem Infusionsbeutel mit 500 Millilitern 0,9% Kochsalzlösung hinzu. Platzieren Sie das Tier in Rückenlage, strecken Sie dann das Bein aus und lokalisieren Sie die Oberschenkelarterie mittels Ultraschall mit der Gefäßsonde in der Halsschlagader. Desinfizieren Sie die Leistenzone mit Chlorhexidin.
Punktieren Sie die Oberschenkelarterie mit Ultraschallführung und führen Sie eine 3-französische Scheide mit der Seldinger-Technik ein. Befestigen Sie den Mantel mit der Naht und verbinden Sie ihn mit dem Wandler, um ihn zu spülen. Überwachen Sie den arteriellen Blutdruck in Echtzeit.
Machen Sie einen fünf Zentimeter großen Schnitt in der Rille am medialen Rand des Musculus sterocleidomastoideus. Dann stumpf sezieren, bis die Vena jugularis interna erreicht ist. Entfernen Sie fibröses Gewebe um die Vene und legen Sie eine Prolene 6 x 0 Quadratnaht um die gewünschte Katheterstelle, um die Gefäßkontrolle zu erlangen.
Kanülieren Sie die Vena jugularis interna mit einem 3-fachen Dreifachlumen-CVC unter Verwendung der Seldinger-Technik. Ziehen Sie dann die Prolene 6-0 Naht um den Katheter fest. Fixieren Sie den Griff des Katheters am Musculus sternocleidomastoideus.
Tunneln Sie die drei Katheterleuchten separat und befestigen Sie die Enden fest an der Haut. Setzen Sie den nadelfreien Injektionsanschluss auf und schließen Sie dann die Einschnittstelle in zwei Schichten. Machen Sie ein medianes Inzisionsmanubrium des Brustbeins bis drei Zentimeter unterhalb des Xiphoidprozesses, bis das Brustbein sichtbar wird.
Sezieren Sie unverblümt kaudal aus dem Xiphoid-Prozess. Legen Sie eine Finger- oder stumpfe Sezierschere auf die viszerale Seite des Brustbeins und entfernen Sie das Bindegewebe, das der viszeralen Sternaloberfläche folgt, so weit wie möglich. Verwenden Sie die Brustkorbsäge, um das Brustbein zu spalten.
Verwenden Sie dann den Brustbeinspreizer, um den Zugang zur Brusthöhle zu vergrößern und eine Beschädigung der Pleura zu vermeiden. Öffnen Sie das Perikard vorsichtig und verwenden Sie Suspensionsnähte, um es aus dem chirurgischen Bereich fernzuhalten. Nachdem Sie den Aus- und Rückzugsmechanismus der Bleibefestigungsschraube getestet haben, setzen Sie die Bleispitze auf eine gekrümmte Pinzette und krümmen Sie den Stylet bei Bedarf um 60 Grad.
Legen Sie eine Kompresse auf den linken Ventrikel und ziehen Sie ihn vorsichtig zur Seite, um einen Blick auf den linken Vorhof zu erhalten. Legen Sie nach der Visualisierung des linken Vorhofs die Bleispitze so nah wie möglich an die Lungenvenen und so weit wie möglich vom Ventrikel entfernt. Schrauben Sie es ein, indem Sie die Helix in das Vorhofgewebe verlängern, vorzugsweise mit einer leichten Neigung.
Arbeiten Sie schnell und lassen Sie den Druck auf den linken Ventrikel sofort los. Messen Sie die Erfassungs- und Schrittmacherschwelle und Impedanz der Leitung mit einem programmierbaren elektrischen Stimulator oder Schrittmacherprogramm. Sicherstellen, dass beim Pacing bei hohen Spannungen keine ventrikuläre Übererfassung stattfindet.
Platzieren Sie eine Herzschrittmachermine auf dem rechten Vorhof, die völlig analog zur Platzierung der linken Vorhofleitung ist. Sicherstellen, dass beide Leitungen den Thorax an der Mittellinie verlassen. Die linke Vorhofleitung muss durch das abdominale subkutane Fett vom Xiphoidfortsatz zur linken Flanke und die rechte Vorhofleitung zur rechten Flanke getunnelt werden.
Machen Sie eine Schrittmachertasche in das Unterhautfett an der linken und rechten Flanke des Schweins. Verbinden Sie einen Herzschrittmacher, der in der Lage ist, 50 Hertz Burst-Pacing mit der linken Vorhofleitung durchzuführen, und einen Herzschrittmacher eines anderen Herstellers mit der rechten Vorhofleitung, und legen Sie sie dann in die Taschen. Legen Sie die Vorhöfe wieder frei, indem Sie die Ventrikel vorsichtig beiseite ziehen und dann die Ventrikel mit Gaze bedecken.
Sprühen Sie steriles Talkum mit dem Spender über die epikardiale Oberfläche beider Vorhöfe. Lassen Sie eine Schicht sterile Gaze auf der epikardialen Oberfläche der Vorhöfe. Überprüfen Sie die Position der Schrittmacherführung ein letztes Mal, bevor Sie mit dem Schließen beginnen.
Schließen Sie das Perikard mit Monocryl 3-0 und das Brustbein mit dem Edelstahldraht, schließen Sie dann subkutan und die Haut mit Vicryl zero bzw. monocryl 3-0. Nachdem die Halswunde verheilt ist, wiegen Sie das Schwein erneut für die Nachsorge, legen Sie das Tier dann in eine Fesselschlinge und bringen Sie es in den Operationssaal. Befestigen Sie EKG- und Sättigungsüberwachung und legen Sie die Köpfe des Programmierers über die entsprechenden Herzschrittmacher.
Befragen Sie den Herzschrittmacher. Überprüfen Sie die Herzschrittmachereinstellungen auf das Auftreten eines spontanen Vorhofflimmerns. Eine ventrikuläre Warnung ist normal, wenn ein Zweikammer-Herzschrittmacher verwendet wird. Bestimmen Sie Impedanz-, Erfassungs- und Schrittmacherschwellen.
Bestimmen Sie die effektive Feuerfestperiode des Vorhofs, angenähert durch die kürzeste Zykluslänge, bei der während des Burst-Pacings ein Eins-zu-Eins-Verhältnis aufrechterhalten wird. Bestimmen Sie die Leitungszeit zwischen linken und rechten Vorhofleitungen, indem Sie die Zeit zwischen dem Beginn der Schrittmacherspitze und der Vorhofdepolarisation auf der rechten Vorhofleitung messen. Führen Sie drei Protokolle durch, wie im Textmanuskript beschrieben.
Notieren Sie die AF-Dauer und die AF-Induktibilität für jedes Protokoll, dann lassen Sie das Tier aufwachen oder mit anderen Verfahren fortfahren. Im Laufe der Zeit wurde ein allmählicher Anstieg der Spannungsschwelle und der Impedanz der linken Vorhofleitung beobachtet, was auf eine erhöhte Fibrose hindeutet. Schädliche Pacing- und 50-Hertz-Burst-Pacing-Protokolle waren erfolgreicher als das AERP plus 30-Millisekunden-Pacing-Protokoll.
Die AF-Induktibilität begann zwei Wochen nach der Operation auf etwa 25% zu steigenDas AERP plus 30-Millisekunden-Protokoll war das am wenigsten wirksame und zeigte eine AF-Induzierbarkeit von etwa 10%. Schädliches Tempo und 50-Hertz-Burst-Pacing erhöhten die AF-Induktibilität auf etwa 40% Dieses Vorhofelektrogramm des linken Vorhof-Schrittmachers zeigt die Induktion einer AF-Episode nach fünf Sekunden von 50 Hertz-Burst-Pacing. Während es in diesem keine AF-Induktion gibt.
Massons trichrome Färbung des linken Vorhofgewebes zeigte bei den sterilen Perikarditis-Tieren im Vergleich zu Scheintieren höhere interstitielle oder paravaskuläre Fibrose. Die verblindete Quantifizierung des Prozentsatzes der blauen fibrotischen Gewebefläche im Verhältnis zur gesamten Myokardfläche zeigte, dass sterile Perikarditis mehr paravaskuläre und interstitielle Fibrose im Vorhofgewebe induziert als Scheinoperationen. Das Wichtigste ist, eine gute Positionierung der Herzschrittmacherleitungen mit ausreichender Spannungsschwelle und ohne ventrikuläre Erfassung zu erreichen.
Es ist sehr schwierig, Probleme mit Herzschrittmacher-Leitungen nach der ersten Operation zu korrigieren, da die in diesem Modell beobachtete ausgedehnte Fibrose den Ersatz der Leitungen verbietet. Dieses Protokoll konzentriert sich auf die chirurgischen und elektrophysiologischen Studien, aber das Modell kann auch für die Histologie und kardiale Bildgebung, einschließlich CT und MRT, verwendet werden. Im Vergleich zu Nagetieren ermöglicht die größere Menge an Vorhofgewebe detaillierte transkriptomische und proteomische Studien.
