Wir danken den Mitgliedern des Evans-Labors für ihr aufmerksames Feedback zu diesem Manuskript. Diese Arbeit wird von Duke Whitehead Scholars, Duke Science and Technology Scholars und dem Hanna Gray Fellowship des Howard Hughes Medical Institute (HHMI) unterstützt. Abbildung 1A wurde mit BioRender.com erstellt.

Quantifizierung des mitochondrialen Membranpotentials und der Superoxidspiegel

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte zu erklären.

Der hier skizzierte Workflow kann verwendet werden, um das mitochondriale Membranpotenzial und die Superoxidkonzentrationen mit Hilfe der fluoreszenzbasierten Bildgebung robust und reproduzierbar zu quantifizieren30. Es gibt wichtige technische Einschränkungen, die bei der Planung dieser Experimente zu berücksichtigen sind. HeLa-Zellen wurden mit einem leeren YFP-Vektor, YFP-ParkinWT oder YFP-ParkinT240R, transfiziert. Der leere YFP-Vektor wurde als Kontrolle verwendet, um ...

Das mitochondriale Netzwerk besteht aus einer Reihe miteinander verbundener Organellen, die eine entscheidende Rolle bei der Energieproduktion1, der angeborenen Immunität 2,3 und der zellulären Signalübertragung 4,5 spielen. Mitochondriale Dysregulation wurde mit neurodegenerativen Erkrankungen wie der Parkinson-Krankheit (PD) in Verbindung gebracht6,7. Parkinson ist eine fortschreitende neurodegenerative Erkrankung, die dopaminerge Neuronen der Substantia nigra betrifft und von der weltweit fast 10 Millionen Menschen betroffen sind8. Parkinson wurde genetisch mit der Mitophagie in Verbindung gebracht, einem mitochondrialen Qualitätskontrollweg, der für die Aufrechterhaltung der zellulären Homöostase notwendig ist und beschädigte Mitochondrien selektiv entfernt 9,10. Studien haben mehrere unabhängige Mitophagie-Signalwege identifiziert, darunter die FUN14-Domäne mit 1 (FUNDC1)-vermittelter Mitophagie, die Bcl-2-interagierende Protein 3 (BNIP3)-geförderte Mitophagie, die NIX-abhängige Mitophagie und die gut charakterisierte PTEN-induzierte Kinase 1 (PINK1)/Parkin-regulierte Mitophagie10,11. PINK1 (eine mutmaßliche Kinase) und Parkin (eine E3-Ubiquitin-Ligase) arbeiten zusammen, um geschädigte Mitochondrien mit Phospho-Ubiquitinat zu versorgen, was die Bildung von Autophagosomen antreibt, die die beschädigte Organelle umhüllen und mit Lysosomen verschmelzen, um den Abbau einzuleiten 12,13,14,15,16. Mutationen bei Parkin wurden mit Parkinson-assoziierten Phänotypen wie Neurodegeneration über den Verlust dopaminerger Neuronen in Verbindung gebracht17,18.
Hier wird ein Protokoll beschrieben, in dem HeLa-Zellen, routinemäßig verwendete immortalisierte Zellen aus Gebärmutterhalskrebs, verwendet werden, um die Rolle von Parkin bei der Aufrechterhaltung der Gesundheit des mitochondrialen Netzwerks zu untersuchen. HeLa-Zellen exprimieren vernachlässigbare Mengen an endogenem Parkin und benötigen daher eine exogene Parkin-Expression19. Um die Rolle von Parkin für die Gesundheit des mitochondrialen Netzwerks zu untersuchen, werden HeLa-Zellen entweder mit Wildtyp-Parkin (ParkinWT), einer Parkin-Mutante (ParkinT240R) oder einem leeren Kontrollvektor transfiziert. ParkinT240R ist eine autosomal-rezessiv vererbte juvenile Parkinsonismus-Mutation, die die Aktivität der Parkin-E3-Ligase beeinträchtigt und die Effizienz des Mitophagie-Signalwegssignifikant verringert 20. HeLa-Zellen unterliegen milden (5 μM) oder schweren (20 μM) Konzentrationen von Carbonylcyanid m-Chlorphenylhydrazon (CCCP), einem mitochondrialen Entkopplungsmittel. Die Behandlung mit schweren Konzentrationen von CCCP wird routinemäßig eingesetzt, um Parkin-vermittelte Mitophagie in verschiedenen Zelllinien, wie z. B. HeLa- und COS-7-Zellen, zu induzieren21,22,23.
Nach der Behandlung verwendet das Protokoll eine Live-Bildgebung des mitochondrialen Netzwerks unter Verwendung von zwei derzeit verfügbaren mitochondrialen Fluoreszenzfarbstoffen. Tetramethylrhodamin, Ethylester, Perchlorat (TMRE) ist ein kationischer Farbstoff, der auf der Grundlage des mitochondrialen Membranpotentials24 fluoresziert, während MitoSOX ein mitochondrialer Superoxidindikator ist, bei dem die Fluoreszenzintensität eine Funktion der Superoxidkonzentrationist 25. Schließlich verwendet das skizzierte Protokoll eine fluoreszenzbasierte Quantifizierung und einen einfachen Arbeitsablauf, um das mitochondriale Membranpotenzial und den Superoxidgehalt mit minimalem Spielraum für Benutzerverzerrungen effektiv zu quantifizieren. Obwohl dieses Protokoll entwickelt wurde, um die mitochondriale Funktion in HeLa-Zellen zu untersuchen, kann es für weitere Zelllinien und primäre Zelltypen angepasst werden, um die Gesundheit des mitochondrialen Netzwerks quantitativ zu charakterisieren.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>Chemicals, Peptides, and Recombinant Proteins</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CCCP (carbonyl cyanide m-chlorophenyl hydrazone)&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C2759</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM (1x) with 4.5 g/L glucose</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>11-965-084</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO, Anhydrous</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>D12345</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum</td>
			<td>Hyclone</td>
			<td>SH3007103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FuGENE 6 (Tranfection Reagent)</td>
			<td>Promega</td>
			<td>E2691</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GlutaMAX 100x (L-Glutamine Solution)&#160;</td>
			<td>Gibco&#160;</td>
			<td>35-050-061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hoescht 33342</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>62249</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MitoSOX&#160; Red&#160;</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>M36008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MitoTracker Deep Red</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>M7514</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Opti-MEM (Redued Serum media)</td>
			<td>ThermoFisher scientific</td>
			<td>31985070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetramethylrhodamine, Ethyl Ester, Perchlorate (TMRE)&#160;</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>T669</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Experimental models: Organisms/Strains</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HeLa-M (Homo sapiens)</td>
			<td>A. Peden (Cambridge Institute for Medical Research)</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recombinant DNA</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EYFP Empty Vector</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>YFP-Parkin T240R</td>
			<td>This Paper</td>
			<td>Generated by site-directed mutagenesis from YFP-Parkin</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>YFP-Parkin WT</td>
			<td>Addgene; PMID:19029340</td>
			<td>RRID:Addgene_23955</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Software and Algorithms</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adobe Illustrator</td>
			<td>Adobe Inc.</td>
			<td>https://www.adobe.com/products/illustrator</td>
			<td>(Schindelin, 2012)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Excel (Spreadsheet Software)</td>
			<td>Microsoft Office&#160;</td>
			<td>https://www.microsoft.com/en-us/microsoft-365/excel</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td></td>
			<td>https://imagej.net/software/fiji/</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica Application Suite (LAS X)</td>
			<td>Leica</td>
			<td>https://www.leica-microsystems.com/products/microscope-software/p/leica-las-x-ls/</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsoft Excel</td>
			<td>Microsoft Office</td>
			<td>https://www.microsoft.com/excel</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prism9 (Statistical Analysis Software)</td>
			<td>GraphPad Software</td>
			<td>https://www.graphpad.com</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Other</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35 mm Dish, No. 1.5 Coverslip, 20 mm Glass Diameter, Uncoated</td>
			<td>MatTek</td>
			<td>P35G-1.5-20-C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cage Incubator (Environmental Chamber)</td>
			<td>Okolab</td>
			<td>https://www.oko-lab.com/cage-incubator</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMiL Inverted Microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LIGHTNING Deconvolution Software</td>
			<td>Leica</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>STELLARIS 8 confocal microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

fluorescence-based quantification of mitochondrial membrane potential and superoxide levels using live imaging in hela cells

Mitochondrien sind dynamische Organellen, die für die metabolische Homöostase entscheidend sind, indem sie die Energieproduktion durch ATP-Synthese steuern. Um den Zellstoffwechsel zu unterstützen, arbeiten verschiedene mitochondriale Qualitätskontrollmechanismen zusammen, um ein gesundes mitochondriales Netzwerk aufrechtzuerhalten. Ein solcher Weg ist die Mitophagie, bei der die PTEN-induzierte Kinase 1 (PINK1) und die Parkin-Phospho-Ubiquitinierung geschädigter Mitochondrien die Sequestrierung von Autophagosomen und die anschließende Entfernung aus der Zelle durch Lysosomenfusion erleichtern. Mitophagie ist wichtig für die zelluläre Homöostase, und Mutationen in Parkin werden mit der Parkinson-Krankheit (PD) in Verbindung gebracht. Aufgrund dieser Ergebnisse wurde ein erheblicher Schwerpunkt auf die Untersuchung der mitochondrialen Schädigung und des Umsatzes gelegt, um die molekularen Mechanismen und die Dynamik der mitochondrialen Qualitätskontrolle zu verstehen. In dieser Arbeit wurde die Bildgebung lebender Zellen verwendet, um das mitochondriale Netzwerk von HeLa-Zellen sichtbar zu machen, um das mitochondriale Membranpotenzial und die Superoxidspiegel nach der Behandlung mit Carbonylcyanid m-chlorphenylhydrazon (CCCP), einem mitochondrialen Entkopplungsmittel, zu quantifizieren. Darüber hinaus wurde eine PD-chromosomale Mutation von Parkin (ParkinT240R) exprimiert, die die Parkin-abhängige Mitophagie hemmt, um zu bestimmen, wie sich die mutierte Expression auf das mitochondriale Netzwerk im Vergleich zu Zellen auswirkt, die Wildtyp-Parkin exprimieren. Das hier beschriebene Protokoll beschreibt einen einfachen Arbeitsablauf mit fluoreszenzbasierten Ansätzen zur effektiven Quantifizierung des mitochondrialen Membranpotentials und des Superoxidspiegels.

The mitochondrial network is a series of interconnected organelles that play a crucial role in energy production1, innate immunity2,3, and cell signalling4,5. Mitochondrial dysregulation has been associated with neurodegenerative diseases such as Parkinson&#39;s disease (PD)6,7. PD is a progressive neurodegenerative disorder affecting dopaminergic neurons of the substantia nigra that impacts nearly 10 million people worldwide8. PD has been genetically linked to mitophagy, a mitochondrial quality control pathway necessary for maintaining cellular homeostasis that selectively removes damaged mitochondria9,10. Studies have identified multiple independent mitophagy pathways, including FUN14 domain containing 1 (FUNDC1)-mediated mitophagy, Bcl-2 interacting protein 3 (BNIP3)-facilitated mitophagy, NIX-dependent mitophagy, and the well-characterized PTEN-induced kinase 1 (PINK1)/Parkin-regulated mitophagy10,11. PINK1 (a putative kinase) and Parkin (an E3 ubiquitin ligase) work in tandem to phospho-ubiquitinate damaged mitochondria, which drives the formation of autophagosomes that engulf the damaged organelle and fuse with lysosomes to initiate degradation12,13,14,15,16. Mutations in Parkin have been associated with PD-linked phenotypes such as neurodegeneration via the loss of dopaminergic neurons17,18.
Here, a protocol is described in which HeLa cells, routinely used immortalized cells derived from cervical cancer, are used to investigate the role of Parkin in maintaining mitochondrial network health. HeLa cells express negligible levels of endogenous Parkin and therefore require exogenous Parkin expression19. To study the role of Parkin in mitochondrial network health, HeLa cells are transfected with either wild-type Parkin (ParkinWT), a Parkin mutant (ParkinT240R), or an empty control vector. ParkinT240R is an autosomal recessive juvenile parkinsonism mutation that affects Parkin E3 ligase activity, significantly reducing the efficiency of the mitophagy pathway20. HeLa cells are subject to mild (5 &#181;M) or severe (20 &#181;M) concentrations of carbonyl cyanide m-chlorophenyl hydrazone (CCCP), a mitochondrial uncoupling agent. Treatment with severe concentrations of CCCP is routinely used to induce Parkin-mediated mitophagy in various cell lines, such as HeLa and COS-7 cells21,22,23.
Following treatment, the protocol employs live imaging of the mitochondrial network using two currently available mitochondrial-targeted fluorescent dyes. Tetramethylrhodamine, ethyl ester, perchlorate (TMRE) is a cationic dye that fluoresces based on mitochondrial membrane potential24, while MitoSOX is a mitochondrial superoxide indicator where the fluorescence intensity is a function of superoxide concentration25. Finally, the outlined protocol uses a fluorescence-based quantification and simple workflow to effectively quantify the mitochondrial membrane potential and superoxide levels with minimal scope for user bias. Although this protocol was designed to study mitochondrial function in HeLa cells, it can be adapted for additional cell lines and primary cell types to quantitively characterize mitochondrial network health.

Autor im Fokus: Fluoreszenzbasierte Quantifizierung des mitochondrialen Membranpotentials und der Superoxidspiegel mittels Live-Bildgebung in HeLa-Zellen  

Fluoreszenzbasierte Quantifizierung des mitochondrialen Membranpotentials und des Superoxidspiegels mittels Live-Bildgebung in HeLa-Zellen

This research focuses on mitochondria dysregulation in neurodegenerative diseases. We believe that this research can be used to understand potential causes for disease onset that could lead to therapeutics combating neurodegenerative diseases like Parkinson's disease and ALS. Techniques such as super resolution microscopy like STED and SIM or expansion microscopy have improved the ability to accurately understand protein distribution within individual organelles and mitochondria distribution throughout the cell.Results of this technique can be used as a starting point to study the effect of Parkinson's disease linked mutations on mitochondrial turnover and begin to understand the importance of regulating reactive oxygen species levels and mitochondrial membrane potential to maintain neuronal health. Our laboratory aims to mechanistically characterize individual mitochondrial quality control pathways to understand the interplay between these pathways. By having insights into pathway dynamics, one can understand how mitochondria are maintained and how mitochondrial dysregulation contributes to neurodegenerative disease onset.

In diesem Protokoll wurde die fluoreszenzbasierte Quantifizierung verwendet, um das Membranpotenzial und den Superoxidspiegel des mitochondrialen Netzwerks nach der CCCP-Behandlung zu messen (Abbildung 1). In diesem Workflow wurden HeLa-Zellen verwendet, eine immortalisierte Zelllinie, die aus Gebärmutterhalskrebs gewonnen wurde. HeLa-Zellen werden routinemäßig zur Untersuchung der mitochondrialen Biologie verwendet und sind relativ flach, was es einfach macht, das mitochondriale Netzwerk...

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Diese Technik beschreibt einen effektiven Arbeitsablauf zur Visualisierung und quantitativen Messung des mitochondrialen Membranpotentials und des Superoxidspiegels in HeLa-Zellen mittels fluoreszenzbasierter Live-Bildgebung.

Mitochondria are dynamic organelles critical for metabolic homeostasis by controlling energy production via ATP synthesis. To support cellular metabolism, ...

Diese Forschung konzentriert sich auf die Dysregulation von Mitochondrien bei neurodegenerativen Erkrankungen. Wir glauben, dass diese Forschung genutzt werden kann, um mögliche Ursachen für den Ausbruch von Krankheiten zu verstehen, die zu Therapeutika zur Bekämpfung neurodegenerativer Erkrankungen wie Parkinson und ALS führen könnten. Techniken wie die hochauflösende Mikroskopie wie STED und SIM oder die Expansionsmikroskopie haben die Fähigkeit verbessert, die Proteinverteilung innerhalb einzelner Organellen und die Verteilung der Mitochondrien in der gesamten Zelle genau zu verstehen.Die Ergebnisse dieser Technik können als Ausgangspunkt verwendet werden, um die Auswirkungen von Mutationen im Zusammenhang mit der Parkinson-Krankheit auf den mitochondrialen Umsatz zu untersuchen und zu verstehen, wie wichtig es ist, den Gehalt an reaktiven Sauerstoffspezies und das Potenzial der mitochondrialen Membran für die Aufrechterhaltung der neuronalen Gesundheit zu regulieren. Unser Labor zielt darauf ab, einzelne mitochondriale Qualitätskontrollwege mechanistisch zu charakterisieren, um das Zusammenspiel dieser Signalwege zu verstehen. Durch Einblicke in die Dynamik der Signalwege kann man verstehen, wie Mitochondrien erhalten werden und wie die mitochondriale Dysregulation zum Ausbruch neurodegenerativer Erkrankungen beiträgt.

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Research

JoVE Journal

Biology

Fluorescence-Based Quantification of Mitochondrial Membrane Potential and Superoxide Levels Using Live Imaging in HeLa Cells

3.1K Aufrufe.  Duke University Medical Center. Diese Forschung konzentriert sich auf die Dysregulation von Mitochondrien bei neurodegenerativen Erkrankungen. Wir glauben, dass diese Forschung genutzt werden kann, um mögliche Ursachen für den Ausbruch von Krankheiten zu verstehen, die zu Therapeutika zur Bekämpfung neurodegenerativer Erkrankungen wie Parkinson und ALS führen könnten. Techniken wie die hochauflösende Mikroskopie wie STED und SIM oder die Expansionsmikroskopie haben die Fähigkeit verbessert, die Proteinverteilung inne...

Serie: Autor im Fokus: Fluoreszenzbasierte Quantifizierung des mitochondrialen Membranpotentials und der Superoxidspiegel mittels Live-Bildgebung in HeLa-Zellen  

Mitochondria are dynamic organelles critical for metabolic homeostasis by controlling energy production via ATP synthesis. To support cellular metabolism, various mitochondrial quality control mechanisms cooperate to maintain a healthy mitochondrial network. One such pathway is mitophagy, where PTEN-induced kinase 1 (PINK1) and Parkin phospho-ubiquitination of damaged mitochondria facilitate autophagosome sequestration and subsequent removal from the cell via lysosome fusion. Mitophagy is important for cellular homeostasis, and mutations in Parkin are linked to Parkinson's disease (PD). Due to these findings, there has been a significant emphasis on investigating mitochondrial damage and turnover to understand the molecular mechanisms and dynamics of mitochondrial quality control. Here, live-cell imaging was used to visualize the mitochondrial network of HeLa cells, to quantify the mitochondrial membrane potential and superoxide levels following treatment with carbonyl cyanide m-chlorophenyl hydrazone (CCCP), a mitochondrial uncoupling agent. In addition, a PD-linked mutation of Parkin (ParkinT240R) that inhibits Parkin-dependent mitophagy was expressed to determine how mutant expression impacts the mitochondrial network compared to cells expressing wild-type Parkin. The protocol outlined here describes a simple workflow using fluorescence-based approaches to quantify mitochondrial membrane potential and superoxide levels effectively.

This technique describes an effective workflow to visualize and quantitatively measure mitochondrial membrane potential and superoxide levels within HeLa cells using fluorescence-based live imaging.

Forschung

Biologie

Biological Samples Preparation for Confocal Microscopy, Image Acquisition Setup, and Confocal Microscopy Imaging

Begin by mixing 200 microliters of reduced serum media with two micrograms of any one plasmid DNA separately in a sterile micro centrifuge tube one. Repeat this for two other plasmids in separate tubes. Then in the new tube two, mix 200 microliters of reduced serum media with six microliters of transfection reagent and mix the contents by pipetting.Incubate the tubes for five minutes at room temperature before mixing the content of tube two to tube one. In separate tubes, repeat the mixing of the other two plasmids with a transfection reagent. Incubate the mixture for 20 minutes at room temperature.Next, drop-wise, add the transfection complexes to the HeLa cell culture-seeded imaging dishes, ensuring equal distribution across the entire dish. One hour before imaging, open the carbon dioxide tank valve and turn on the environmental controller for the microscope. Using the up and down arrows on the touch pad, adjust the temperature to 37 degrees Celsius and the carbon dioxide to 5%Press Set when complete.To adjust the laser settings, turn on the white light laser by clicking the Acquire tab and selecting Open Laser Overview. In the dialogue box, toggle the white light laser to on. Enter laser power as 85%Click the excitation control button and select maximum power from the dropdown menu.Begin the tetraethyl rhodamine ethyl ester percolate or TMRE, experiment by setting the excitation laser to 514 nanometers and the emission spectra window to 524 to 545 nanometers for YFP. Next, for MitoTracker Deep Red, set the excitation laser to 641 and the emission spectra window to 650 to 750 nanometers. Similarly, for TMRE, set the excitation laser to 555 nanometers and the emission spectra window to 557 to 643 nanometers.Begin the image acquisition setting by selecting the Acquisition tab and adjusting the format to 1024 by 1024. Adjust the speed to 600 in the dropdown menu. Then click the Line Average button and from the dropdown menu, select three.Turn bidirectional scanning on and set the phase and zoom factor to 22.61 and 1.50 respectively. Once done, select the cells based on the YFP fluorescent signal by clicking on the YFP setting one and pressing Fast Live. Then adjust the gain and intensity of YFP and then select cells based on the YFP fluorescent signal.To image the DMSO control plate in the TMRE experiment, adjust the gain and intensity of the TMRE signal setting two so that the mitochondrial network intensity is just below saturation. Keep the gain and intensity for TMRE constant. Then adjust the gain and intensity of the MitoTracker setting one so that the mitochondrial network is visible, but dim.Once the gain and intensity settings are complete, click Start to acquire an image. Acquire images of 20 cells per experimental condition.

Biologische Probenvorbereitung für konfokale Mikroskopie, Bildaufnahmeaufbau und konfokale Mikroskopie-Bildgebung

Fluorescence Intensity Quantification of Transfected HeLa Cells Using ImageJ

To measure the fluorescence intensity of the transfected HeLa cells in ImageJ software, click file and select open. In the dialogue box, select the imaging files for the experiment and click okay. Once the bio-formats import options window appears, select split channels and click okay.In tetramethylrhodamine, ethyl ester, perchlorate, or TMRE experiments, YFP is the first channel, MitoTracker is the second channel and TMRE is the third channel. Adjust the brightness by selecting image, then adjust and then the brightness. Next, load the saved region of interest or ROI by clicking analyze, then tools, then ROI manager.In the ROI manager, click more, then open from the list and select the saved ROI. Then measure the fluorescent intensity of five random regions in a single cell by selecting the saved ROI from the ROI manager and moving the ROI to a random location within a cell. To measure the fluorescence intensity, press M on the keyboard and repeat this with four additional non-overlapping regions.When a dialogue box with the area and mean gray values appears, copy and paste the values into a spreadsheet for analysis. The results for the TMRE and MitoSOX fluorescence intensities showed that their treatment with the known uncoupling agent CCCP decreased the TMRE fluorescence intensity compared to the control conditions. In addition, 20 micromolar CCCP treatment induced superoxide production and increased the MitoSOX fluorescence intensity.In mild or five micromolar CCCP stress conditions, the expression of Parkin wild-type and Parkin T240R resulted in higher TMRE intensity compared to the empty YFP control vector. The MitoSOX intensity was lower in cells expressing Parkin wild-type and Parkin T240R compared to cells expressing the YFP control vector suggesting that Parking expression helps maintain the mitochondrial network health by preserving higher mitochondrial membrane potentials and low superoxide levels.