JoVE Logo
Autores
Contáctenos

Iniciar sesión

Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

En este artículo

  • Resumen
  • Resumen
  • Introducción
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discusión
  • Divulgaciones
  • Agradecimientos
  • Materiales
  • Referencias
  • Reimpresiones y Permisos

Resumen

El artículo describe una adaptación fácil fácil In vitro Modelo para investigar la polarización de macrófagos. En la presencia de GM-CSF/M-CSF, las células madre / progenitoras hematopoyéticas de la médula ósea se dirigen en la diferenciación monocítica, seguido por la estimulación M1 o M2. El estado de activación puede ser rastreado por los cambios en antígenos de superficie celular, expresión de genes y vías de señalización celulares.

Resumen

El artículo describe una adaptación fácil fáciles modelo in vitro para investigar la polarización de macrófagos. En la presencia de GM-CSF/M-CSF, las células madre / progenitoras hematopoyéticas de la médula ósea se dirigen en la diferenciación monocítica, seguido por la estimulación M1 o M2. El estado de activación puede ser rastreado por los cambios en antígenos de superficie celular, expresión de genes y vías de señalización celulares.

Introducción

A diferencia de las respuestas inflamatorias clásicas, macrófagos que infiltran tejidos a menudo muestran el estado de activación polarizada que juega un papel crucial en la regulación de las funciones fisiológicas del tejido huésped 1-8. Después de la estimulación, la activación de los macrófagos puede ser ordenada en clásicos (M1) y (M2) de activación alternativa 2, 4, 9. La activación de macrófagos M1 depende de los receptores de tipo Toll (TLR) y la activación del factor nuclear kappa B (NFkB) / c-Jun N-terminal quinasa 1 (JNK1), conducen a la producción de citoquinas inflamatorias, como el TNF-α e IL- 1β y la activación de iNOS que resulta en aumento de la producción de especies reactivas del oxígeno, tales como óxido de nitruro (NO) 10, 11. En contraste, la activación de macrófagos M2 reclutas PPAR, PPAR, o IL-4-STAT6 vías, que conduce a la activación alternativa, anti-inflamatoria (M2) que se asocia con la regulación positiva de CD206 receptor de manosa, y arginasa 1 (Arg 1) 6, 12 - 14 </ Sup>.

Macrófagos derivados de médula ósea (BMDM) presentan un ideal modelo in vitro para entender los mecanismos que controlan la polarización de macrófagos activados 15. Específicamente, la activación de los macrófagos M1 puede ser inducida por lipopolisacáridos (LPS) de estimulación, mientras que la polarización de los macrófagos M2 puede ser inducida por la IL-4 y / o IL-13. Macrófagos derivados de médula ósea y macrófagos maduros activados pueden ser identificados a través de análisis de citometría de flujo para la expresión de antígenos de superficie, incluyendo CD11b, F4/80, CD11c, CD206, CD69, CD80 y CD86 9, 16, 17. Además, los cambios en la producción de citoquinas y vías de señalización celular asociadas con la polarización de macrófagos pueden ser medidos por RT-PCR cuantitativa y Western Blot, respectivamente. En resumen, macrófagos derivados de médula ósea de ratón pueden servir como un modelo relevante para estudiar la polarización de macrófagos in vitro.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocolo

1. Aislamiento de células de médula ósea

  1. Aislar huesos fémur y tibia 6-8 semanas de edad ratones, enjuagar el cabello y luego cortar el hueso.
  2. Utilice una aguja 21G y una jeringa 10 ml para eliminar ósea en PBS 2% inactivado por calor suero fetal bovino frío (FBS) (3-5 ml / ratón).
  3. Pasar ósea a través de una aguja 21G 4-6 veces para disociar las células.
  4. Pasar las células a través de un filtro de células de 70 micras para eliminar grupos de células, hueso, pelo y otras células / tejidos.
  5. Añadir 3 volumen de solución de NH4Cl (0,8% solución de NH 4 Cl, Stemcell Tecnología), e incubar en hielo durante 10 min para eliminar las células rojas de la sangre.
  6. Centrifugar las células a 500 xg durante 5 min a 4 ° C.
  7. Resuspender el sedimento celular en PBS frío 2% de FBS (20-50 ml, dependiendo de la cantidad de células).

2. Formación BMDM Inducción

  1. Resuspender las células de médula ósea aisladas en medio de crecimiento BMDM (2x10 6 células / ml).

BMDM medio de crecimiento:

Medio de Dulbecco modificado por Iscove (IMDM) + 10% de FBS + 15% filtrada (0,2 micras) L-929 células (ATCC, CCL-1) sobrenadante de cultivo (que contiene el factor estimulante de colonias de monocitos, M-CSF) o 10 ng / ml de M -CSF.

Nota: L-929 sobrenadante celular contiene M-CSF 18. Para garantizar la actividad eficaz de medio condicionado, 5 X 10 5 L-929 células se sembraron en matraces T75 cm 2 durante 6-7 días, se recogió el medio acondicionado y se hace pasar a través de un filtro de 0,45 mM antes de su uso. Mediano alícuotas se pueden utilizar inmediatamente o se almacenan en -80 ° C durante 1-2 meses.

  1. Se siembran las células en 6 o 12 placas de cultivo de tejidos (dependiendo del diseño experimental) (Corning Costar).
  2. Cambio de medio de crecimiento fresco en BMDM día 3.
  3. En el día 7, se evalúa la formación de BMDM madura usando análisis de citometría de flujoy anticuerpos conjugados con fluoróforo para detectar células que expresan CD11b y F4/80.

3. BMDM activación polarizada

  1. En el día 7, cambiar a medio de estimulación fresco: para la activación M1, utilizar IMDM que contenía 10% de FBS y 100 ng / ml de LPS o 100 ng / ml de LPS con 50 ng / ml de IFN; para la activación M2, utilizar IMDM que contenía 10% de FBS con 10 ng / ml de IL-4 y / o 10 ng / ml de IL-13.
  2. Recoger BMDMs estimuladas por separarlas de la placa caliente usando 0,05% de tripsina, seguido por lavado de las células dos veces con PBS que contenía 10% de FBS.

Nota: Para separar y volver a suspender los macrófagos maduros después de la diferenciación, solución de tripsina 0,05% (que contiene 0,48 mM de EDTA, Invitrogen) o 2-5 mM de EDTA en-Ca y Mg libre de PBS o tampón equilibrada de Hank (HBSS) se puede utilizar. Cuando se usa medio digestivo que contiene tripsina, las células se tratan a 37 ° C durante menos de 10 min para evitar la pérdida de surproteínas de la cara debido a la sobre-digestión.

  1. Usar anticuerpos para detectar la expresión de antígenos de superficie celular, incluyendo CD11b, F4/80, CD11c, CD206, CD69, CD80 o CD86 en varios puntos de tiempo utilizando los procedimientos de tinción de citometría de flujo estándar.
  2. Determinar la expresión de genes característicos de los macrófagos M1 y M2 activados incluyendo IL-1β, TNF-α e IL-6 (activación M1) o IL-10, IL-13, arginase1 y PPAR? (Activación M2) utilizando QRT-PCR. Determinar la activación de vías de señalización celular implicadas en la activación de los macrófagos M1 o M2 por análisis de Western Blot.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Resultados

Se presenta una descripción esquemática del procedimiento de generación de BMDM (Figura 1). De alta pureza de los macrófagos maduros se puede observar en el día 7 cuando representan 95 a 99% de las células CD11b + F4/80 + (Figura 2). Macrófagos polarizadas se pueden examinar utilizando anticuerpos contra CD11b, F4/80, CD11c y CD206 seguidos por análisis de citometría de flujo. Como se muestra en la Figura 3, los macrófagos M1 se detectan como CD11b + F4/80 + C...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discusión

Se presenta aquí un procedimiento simple y fácilmente adaptable in vitro para inducir la activación de los macrófagos derivados de células progenitoras de médula ósea. Este procedimiento se puede utilizar para la investigación de los mecanismos responsables de la polarización de los macrófagos. La pureza de los macrófagos maduros obtuvo utilizando este protocolo promedios 95 a 99%, y no se requieren procedimientos de purificación adicionales. Para investigar la función de los genes específicos de ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Divulgaciones

No hay conflictos de interés declarado.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por la American Heart Association (BGIA 7850037 al Dr. Beiyan Zhou).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
IMDMThermo ScientificSH30259.01
Fetal bovine serumInvitrogen10438-026
Murine GM-CSFPeproTech315-03
NH4ClStemCell Technologies7850
L-929ATCCCCL-1
70 μm cell strainerBD Biosciences352350
10 x PBSThermo ScientificAP-9009-10
Anti-mouse CD11b-APCeBioscience17-0112-81
Anti-mouse F4/80-FITCeBioscience11-4801-81
Anti-mouse CD69-PEeBioscience12-0691-81
Anti-mouse CD86-PEeBioscience12-0862-81
Propidium IodineInvitrogenP3566

Referencias

  1. Meng, Z. X., Wang, G. X., Lin, J. D. A microrna circuitry links macrophage polarization to metabolic homeostasis. Circulation. , (2012).
  2. Lumeng, C. N., Bodzin, J. L., Saltiel, A. R. Obesity induces a phenotypic switch in adipose tissue macrophage polarization. J. Clin. Invest. 117, 175-184 (2007).
  3. Gordon, S., Taylor, P. R. Monocyte and macrophage heterogeneity. Nat. Rev. Immunol. 5, 953-964 (2005).
  4. Gordon, S. Alternative activation of macrophages. Nat. Rev. Immunol. 3, 23-35 (2003).
  5. Tabas, I. Macrophage death and defective inflammation resolution in atherosclerosis. Nat. Rev. Immunol. 10, 36-46 (2010).
  6. Odegaard, J. I., Ricardo-Gonzalez, R. R., Goforth, M. H., Morel, C. R., Subramanian, V., Mukundan, L., Eagle, A. R., Vats, D., Brombacher, F., Ferrante, A. W., Chawla, A. Macrophage-specific pparg controls alternative activation and improves insulin resistance. Nature. 447, 1116-1120 (2007).
  7. Odegaard, J. I., Ricardo-Gonzalez, R. R., Red Eagle, A., Vats, D., Morel, C. R., Goforth, M. H., Subramanian, V., Mukundan, L., Ferrante, A. W., Chawla, A. Alternative m2 activation of kupffer cells by ppard ameliorates obesity-induced insulin resistance. Cell Metabolism. 7, 496-507 (2008).
  8. Vats, D., Mukundan, L., Odegaard, J. I., Zhang, L., Smith, K. L., Morel, C. R., Greaves, D. R., Murray, P. J., Chawla, A. Oxidative metabolism and pgc-1[beta] attenuate macrophage-mediated inflammation. Cell Metabolism. 4, 13-24 (2006).
  9. Mosser, D. M., Edwards, J. P. Exploring the full spectrum of macrophage activation. Nat Rev Immunol. 8, 958-969 (2008).
  10. Arkan, M. C., Hevener, A. L., Greten, F. R., Maeda, S., Li, Z. -W., Long, J. M., Wynshaw-Boris, A., Poli, G., Olefsky, J., Karin, M. Ikk-b links inflammation to obesity-induced insulin resistance. Nat. Med. 11, 191-198 (2005).
  11. Saberi, M., Woods, N. -B., de Luca, C., Schenk, S., Lu, J. C., Bandyopadhyay, G., Verma, I. M., Olefsky, J. M. Hematopoietic cell-specific deletion of toll-like receptor 4 ameliorates hepatic and adipose tissue insulin resistance in high-fat-fed mice. Cell Metab. 10, 419-429 (2009).
  12. Kang, K., Reilly, S. M., Karabacak, V., Gangl, M. R., Fitzgerald, K., Hatano, B., Lee, C. -H. Adipocyte-derived th2 cytokines and myeloid ppard regulate macrophage polarization and insulin sensitivity. Cell Metabolism. 7, 485-495 (2008).
  13. Bouhlel, M. A., Derudas, B., Rigamonti, E., Dievart, R., Brozek, J., Haulon, S., Zawadzki, C., Jude, B., Torpier, G., Marx, N., Staels, B., Chinetti-Gbaguidi, G. Pparg activation primes human monocytes into alternative m2 macrophages with anti-inflammatory properties. Cell Metabolism. 6, 137-143 (2007).
  14. Bronte, V., Zanovello, P. Regulation of immune responses by l-arginine metabolism. Nat. Rev. Immunol. 5, 641-654 (2005).
  15. Zhuang, G., Meng, C., Guo, X., Cheruku, P. S., Shi, L., Xu, H., Li, H., Wang, G., Evans, A. R., Safe, S., Wu, C., Zhou, B. A novel regulator of macrophage activation: Mir-223 in obesity-associated adipose tissue inflammation. Circulation. 125, 2892-2903 (2012).
  16. Kradin, R. L., McCarthy, K. M., Preffer, F. I., Schneeberger, E. E. Flow-cytometric and ultrastructural analysis of alveolar macrophage maturation. J. Leukoc. Biol. 40, 407-417 (1986).
  17. Stein, M., Keshav, S., Harris, N., Gordon, S. Interleukin 4 potently enhances murine macrophage mannose receptor activity: A marker of alternative immunologic macrophage activation. J. Exp. Med. 176, 287-292 (1992).
  18. Strassmann, G., Bertolini, D. R., Kerby, S. B., Fong, M. Regulation of murine mononuclear phagocyte inflammatory products by macrophage colony-stimulating factor. Lack of il-1 and prostaglandin e2 production and generation of a specific il-1 inhibitor. J. Immunol. 147, 1279-1285 (1991).
  19. Biswas, S. K., Mantovani, A. Macrophage plasticity and interaction with lymphocyte subsets: Cancer as a paradigm. Nat. Immunol. 11, 889-896 (2010).
  20. Sica, A., Mantovani, A. Macrophage plasticity and polarization: In vivo veritas. J. Clin. Invest. 122, 787-795 (2012).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reimpresiones y Permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este JoVE artículos

Solicitar permiso

Explorar más artículos

Inmunolog aN mero 76Biolog a CelularBiolog a MolecularMedicinaGen ticaIngenier a Biom dicabiolog a generalgen tica animal y vegetalinmunolog aciencias de la vidaciencias de la vida Generalla polarizaci n de macr fagosmacr fagos derivados de la m dula seael flujo citometr aPCRmodelo animal

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidad

Condiciones de uso

Políticas

Contáctenos

RECOMIENDE A LA BIBLIOTECA

BOLETINES de JoVE

Investigación

Educación

Autores

Bibliotecarios

ACERCA DE JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados