Monitoreo Juxtacellular y localización de las neuronas individual dentro de las estructuras cerebrales subcorticales de Alerta, ratas Head-restringido

Resumen

This protocol describes the design and surgical implantation of a head-restraining mechanism to monitor neuronal activity in sub-cortical brain structures in alert rats. It delineates procedures to isolate single neurons in the juxtacellular configuration and to efficiently identify their anatomical locations.

Resumen

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures in behaving animals remains a technical challenge, especially if the structures must be targeted stereotaxically. This protocol describes convenient surgical and electrophysiological techniques that maintain the animal’s head in the stereotaxic plane and unambiguously isolate the spiking activity of single neurons. The protocol combines head restraint of alert rodents, juxtacellular monitoring with micropipette electrodes, and iontophoretic dye injection to identify the neuron location in post-hoc histology. While each of these techniques is in itself well-established, the protocol focuses on the specifics of their combined use in a single experiment. These neurophysiological and neuroanatomical techniques are combined with behavioral monitoring. In the present example, the combined techniques are used to determine how self-generated vibrissa movements are encoded in the activity of neurons within the somatosensory thalamus. More generally, it is straightforward to adapt this protocol to monitor neuronal activity in conjunction with a variety of behavioral tasks in rats, mice, and other animals. Critically, the combination of these methods allows the experimenter to directly relate anatomically-identified neurophysiological signals to behavior.

Introducción

Supervisión de la actividad neuronal en un animal de alerta participando activamente en una tarea de comportamiento es crítica para la comprensión de la función y la organización del sistema nervioso. Registro extracelular de la actividad eléctrica de las unidades neuronales individuales ha sido durante mucho tiempo una herramienta básica de la neurociencia de sistemas y es todavía ampliamente en uso en la actualidad. Una variedad de tipos de electrodos y configuraciones están disponibles en función de las exigencias científicas y técnicas de un experimento particular. Crónicamente implantados microdrives o conjuntos de electrodos se utilizan a menudo en animales con libertad de movimientos, incluyendo aves, roedores y primates no humanos ^1.4. Alternativamente, las penetraciones agudos con microelectrodos de metal o de vidrio a través de un micromanipulador externa se utilizan a menudo para grabar a partir de animales anestesiados o cabeza-restringido. Electrodos de micropipeta de vidrio tienen la ventaja de que pueden ser utilizados en el juxtacellular o "célula unidos" configuración para aislar de manera inequívoca laactividad de las neuronas individuales sin las complicaciones de pico post-hoc de clasificación ^5. Estos electrodos permitan, además, la grabación a partir de células o lugares anatómicamente identificadas, ya que pueden ser utilizados para inyectar pequeños depósitos de tinte o neuroanatómicas trazadores, o incluso para llenar el individuo célula registrada. Esta configuración se ha aplicado con éxito en ratas, ratones y aves ^10.6. La técnica descrita actualmente centra en el seguimiento juxtacellular y los depósitos de tinte extracelular en alerta, ratas cabeza-restringido. Tenga en cuenta que una sola célula a diferencia de juxtacellular llena, estos depósitos de tinte no proporcionan información sobre la morfología celular o proyecciones axonales ^11, pero permitirá la localización anatómica exacta a aproximadamente 50 micras y, críticamente, tienen un rendimiento significativamente mayor en los animales de alerta. La información relativa a una sola célula juxtacellular llena, sin embargo, se proporciona como una estrategia alternativa para el etiquetado anatómica.

En resumen, elprotocolo consta de tres fases principales. En la primera fase, la rata se aclimataron a la restricción del cuerpo en un calcetín de tela (Figura 1) durante un período de 6 días. En la segunda fase, un aparato de apoyacabezas (Figura 2) y la cámara de grabación se implantan quirúrgicamente de tal manera que la rata se puede mantener en el plano estereotáxico durante múltiples sesiones de grabación posteriores (Figura 3); este procedimiento permite al experimentador de centrarse en las regiones subcorticales del cerebro para el estudio electrofisiológico basado en referencia estándar coordina ^12. La tercera fase consiste en la colocación de la rata en una plantilla adecuada para la realización de los experimentos de comportamiento y electrofisiológicos (Figura 4), ​​la construcción del electrodo de un tubo capilar de cuarzo (Figura 5), por lo que las grabaciones neuronales juxtacellular que sin ambigüedades aíslan unidades individuales ^6-9, y marcando los locati anatómicasen el sitio de la grabación con Chicago Sky colorante azul (Figuras 6 y 7). Las grabaciones se realizaron con monitorización simultánea de comportamiento; sin embargo, los detalles técnicos de la conducta dependerán de los objetivos científicos de cada experimento y por lo tanto más allá del alcance de un solo protocolo. Después de la terminación del procedimiento experimental, que se puede repetir en varios días, el animal es sacrificado. El cerebro se extrae y se procesa de acuerdo con las técnicas neuroanatómicas estándar utilizando cualquiera de campo claro o microscopía de fluorescencia.

Protocolo

Los protocolos experimentales se realizaron en ratas Long Evans hembras (250-350 g) de acuerdo con las directrices de cuidado y uso de animales prescritos por el gobierno federal y fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional de la Universidad de California en San Diego.

1. Acclimating la Rata a cuerpo de sujeción

NOTA: Coloque la rata en una dieta restringida. Alimentar a la rata una vez al día inmediatamente después de cada sesión de manejo diario para aclimatarse a la rata para el sistema de retención (descrito a continuación). Proporcionar suficiente de alimentación para mantener al animal en 80% de su peso inicial. Esta cantidad es de aproximadamente 6 gramos de alimento por día para un 250 g mujeres de largo Evans rata.

1. Aclimatarse a la rata a ser manipulado por los seres humanos. Frenar suavemente la rata a mano por períodos de aproximadamente 5 segundos cada 30 segundos. Haga esto durante 15 minutos al día en 2 días consecutivos. Monitorear las ratas diariamente para detectar signos de estrés durante el período de formación. Los signos incluyen luchando in respuesta a la moderación, la vocalización, y diente-parloteo.
2. En el día 3 ^rd, coloque la rata en un cuerpo que restringe su calcetín de tela (Figura 1) durante 15 minutos al día durante dos días consecutivos.
3. En el ^5º día, coloque la rata dentro del calcetín, y colocar el calcetín dentro de un tubo rígido en la plantilla experimental (Figura 4). Deja la rata en el tubo durante 15 minutos al día en 2 días consecutivos.
4. Alimentar a la rata inmediatamente después de cada sesión de entrenamiento. Al final de la última sesión ^(día 6) dar acceso sin restricciones a los alimentos. Seleccione para su implantación sólo aquellas ratas que no muestran signos de estrés excesivo en el último día de entrenamiento.
   NOTA: Aunque la selección de las ratas para la implantación es subjetiva, en nuestras manos más del 90% de las ratas se encontró que ser sensible a la habituación y capaz de someterse a la implantación.

2. Implantación del Mecanismo de Cámara Grabación y reposacabezas

1. Hacer una realambre Conferencia soldando alambre de acero inoxidable desnudo a un conector pin. Corte el cable de manera que 5.3 mm restos descubiertos por el pasador. Autoclave el cable de referencia, junto con todas las herramientas quirúrgicas.
2. Administrar ketamina / xilazina anestesia. Administrar 95 mg / kg de ketamina se mezcla con 5 mg / kg de xilazina por vía intraperitoneal. La dosis inicial tiene una duración de 1 ½ a 2 horas. Complementar la anestesia cada 30-45 min a partir de entonces, según sea necesario. Lubricar los ojos del animal con una pomada oftálmica.
3. Compruebe el reflejo de retirada del dedo del pie para determinar el plano de la anestesia, y mantener la anestesia según sea necesario.
4. Coloque la rata en un marco de soporte estereotáxica con barras de oído (Figura 3A). Afeitarse el pelo en la cabeza y la desinfección de la zona de la herida con povidona-yodo (solución al 10%). Tenga cuidado de insertar las barras de oído adecuadamente de modo que no dañen el tímpano. Barras de oído con puntas romas son preferibles.
5. Hacer una incisión con un bisturí aproxidamente a lo largo de la línea media del cráneo desde el nivel rostro-caudal de los ojos a la parte posterior de las orejas. Utilice unas tijeras para cortar y retirar una tira de 2-3 mm de piel en cada lado de la incisión.
6. Raspe el periostio para exponer la superficie del cráneo a los rebordes laterales. Cubra el cráneo expuesta con fina capa de pegamento.
7. Perforar un agujero pequeño, con un diámetro ligeramente menor que 0-80 tornillos, usando un taladro rebabas ½ mm de diámetro (véase la sección de Materiales). Perforar el agujero inmediatamente posterior a bregma, donde la sutura se encuentra con el canto lateral, y en un ángulo de 30-45 ° en el cráneo, de modo que el tornillo puede entrar con la parte superior más lateral de la parte inferior.
8. Enrosque un tornillo 0-80 máquina de fondo plano al agujero (aproximadamente 3 vueltas), en 30 a 45 ° de ángulo. Tenga cuidado de no enroscar demasiado profundamente para evitar dañar el tejido cerebral subyacente.
9. Repita este procedimiento para 6 tornillos adicionales en la configuración que se muestran (Figura 3B). Aplicar pegamento a la base de todos los tornillos.
10. Coloque una aguja de la jeringa en el manipulador stereotax. Mida desde la sutura bregma, y ​​hacer un hueco en el cráneo con la aguja cerca, pero fuera de la ubicación craneotomía deseada, como una marca de referencia.
    NOTA: En esta demostración, las coordenadas estereotáxica de la marca son 3 mm posterior y 1 mm lateral a la sutura bregma.
11. Marque la abolladura con un marcador permanente. Tenga en cuenta las coordenadas estereotáxica de la marca, ya que servirá como punto de referencia estereotáxica (Figura 3B).
12. Hacer una craneotomía centrado en las coordenadas deseadas (3 mm posterior y 3 mm lateral al bregma en este ejemplo). Deje la duramadre intacta. Cubrir la craneotomía con líquido cefalorraquídeo artificial modificada (NaCl 125 mM, glucosa 10 mM, HEPES 10 mM, 3,1 mM CaCl _2, 1,3 mM de MgCl _2, pH 7,4) ¹³ (Figura 3C).
13. Cortar un tubo de 0,2 ml centrífuga para 4 - 5 mm de longitud, y le cortó la tapa. Se coloca el tubo en el cráneo y centrarlo sobre la craneotomía.
14. Aplique el cemento dental alrededor de la parte inferior del tubo para sellar la base del tubo en el cráneo. Tenga cuidado de no tener fugas de cemento en la craneotomía expuesto (Figura 3D).
15. Perforar otro agujero pequeño (alrededor de ½ mm de diámetro) en la placa craneal contralateral e inserte con cuidado el cable de referencia. Construir el cable de referencia por la soldadura de un pasador que se conecta con el amplificador de grabación para el extremo del alambre (ver sección Equipment). No mueva el cable de referencia una vez que está en el cerebro, ya que esto puede causar daños.
16. Aplicar pegamento en el agujero en el que se insertó el alambre. Esto sellará el pasador y el cable en su lugar temporalmente.
17. Mezclar las dos partes del kit de gel de silicona (véase la sección de Materiales) en porciones aproximadamente iguales. Espere dos minutos para mezclar y fill el tubo de centrífuga aproximadamente ⅓ completo con gel.
18. Acople una abrazadera posterior ángulo recto (véase la sección de Materiales) de la barra de reposacabezas. Coloque la placa de cabeza (Figura 2A) a la barra de retención (Figura 2B) en un ángulo de 45 ° de tono de modo que la parte inferior de la placa es hacia la nariz del animal. Es útil usar un inclinómetro para ajustar el ángulo de paso para que coincida con la de la plantilla experimental (Figura 4).
19. Coloque la barra de sujeción al brazo manipulador stereotax para que la barra es paralela a las barras de oído. Bajar la barra y la placa de modo que la placa es posterior de la sutura lambda y anterior a la caudal más-tornillo.
20. Sujete la cabeza del perno delantero (un perno o tornillo 8-32, véase la sección de Materiales) a unos 45 ° ángulo con un brazo manos ayudar y abrazadera, de manera que la cabeza del tornillo quede hacia abajo y hacia la cola del animal. Baje el tornillo de modo que toque la hormigaerior 0-80 tornillos (Figura 3F, G).
21. Asegure el perno y la placa en su lugar con acrílico dental. Aplicar acrílico dental alrededor de las cabezas de los tornillos de hueso, el pasador de referencia, y alrededor de los lados del tubo de centrífuga. Espere aproximadamente 10 min para el acrílico dental se seque (Figura 3H).
22. Aplicar una capa de cemento dental alrededor de los bordes del acrílico dental, consolidando la piel para el implante. Espere a que el cemento se seque.
23. Meter varios agujeros en la tapa del tubo de centrífuga, y colocar el tapón en el tubo.
24. Retire la abrazadera manos ayudando. A continuación, retire con cuidado la barra de la cabeza de retención de la stereotax, y luego retire la placa de la cabeza de la barra (Figura 3I).
25. Quite el animal del stereotax y administrar cuidados postoperatorios y de seguimiento de conformidad con todas las reglas, reglamentos y leyes (por ejemplo, buprenorfina 0,02 mg / kg, cada 8 a 12 horas durante un mínimo de 24hr). Si la inflamación se desarrolla alrededor de los bordes del implante, aplicar una capa fina de pomada antibiótica al sitio afectado diariamente hasta que se resuelva.

3. Monitoreo Juxtacellular de unidades neuronales

1. Tire tubo capilar de cuarzo en una micropipeta láser de dióxido de carbono extractor (ver sección Equipment) con diámetros de punta de menos de 1 m (Figura 5A).
   Nota: Los parámetros de calentamiento variarán de acuerdo con el instrumento en particular, y que el diámetro del cuello requerida variará dependiendo de la estructura del cerebro de interés. Para grabaciones en el tálamo de ratas, micropipetas tienen cuellos que van de 5-7 mm.
2. Asegure la pipeta en el lugar bajo un contraste de interferencia diferencial (DIC) microscopio equipado con objetivos de larga distancia de trabajo. Use plastilina para sostener la pipeta en su lugar en el escenario del microscopio.
3. Lentamente mueva un bloque de vidrio (0,5 a 1 cm de espesor; un pedazo de vidrio utilizado para making cuchillos ultra-micrótomo es conveniente) en el campo de visión con la punta de pipeta. Utilizando el micromanipulador etapa, toque suavemente la punta de la pipeta para el cristal, haciendo que se rompa. Repita según sea necesario hasta que el diámetro exterior de la punta de pipeta está entre 1-3 micras (Figura 5B, C). Asegúrese de que estas micropipetas tienen impedancias entre aproximadamente 5-15 MΩ.
4. Preparar solución salina extracelular (NaCl 135 mM, 5,4 mM KCl, 1,8 mM CaCl _2, 1 mM de MgCl _2, 5 mM HEPES, pH 7,2 con NaOH) ⁸ y añadir 2% (w / v) Chicago Sky Azul. Usando una jeringa con una aguja de 30 G o menor, llenar el extremo posterior de la pipeta con la solución. Alternativamente, para el etiquetado juxtacellular sola célula añadir 2% (w / v) Neurobiotin o amina dextrano biotinilado (BDA-3000 o BDA-10000) a la solución salina en lugar de Chicago Sky Azul.
5. Coloque la rata dentro del calcetín de tela en el interior del tubo rígido en una plantilla experimental apropiado ( Figura 4) .Wait un mínimo de 72 horas después de la cirugía antes de colocar el animal en el montaje de reposacabezas. Apretar el cordón alrededor de la parte superior del esternón, en lugar del cuello, para evitar la obstrucción de la vía aérea. Si la respiración parece ser dificultosa u obstruida, afloje el cordón o moverlo posterior. Llevar a cabo este procedimiento mientras la rata está alerta.
6. Fije la placa frontal de restricción en la rata a la pieza correspondiente en la plantilla. Para ello, en primer pin de la placa reposacabezas en su lugar y, a continuación, fijarlo con un tornillo 4-40. Asegúrese de esperar hasta que el animal está tranquilo con el fin de evitar la aplicación de un par excesivo a la cabeza. Luego, coloque una tuerca de 8-32 en el perno de cabeza de restricción que se implanta en la rata. Luego atornille en una varilla de acero inoxidable roscado al perno en la cabeza. Colocar la varilla a la plantilla experimental de tal manera (Figura 4) que se puede apretar en su lugar.
   NOTA: Asegurar el animal con la cabeza del perno, así como el reposacabezas placa minducir al mínimo la flexión del aparato y mejora la estabilidad de la grabación. En la mayoría de los casos la grabación puede comenzar en el primer día del animal es el jefe-restringido. Sin embargo, si el animal se mueve nerviosamente en exceso o vocaliza, proporcionar un día de entrenamiento habituación reposacabezas antes de comenzar las grabaciones. En este caso, dejar al animal en la plantilla durante 15 minutos y luego se coloca de nuevo en su jaula. Repita este paso el día siguiente y continuar con el protocolo.
7. Abra la cámara de grabación y quitar el gel de silicona. Limpie la craneotomía utilizando unas pinzas finas si el tejido ha vuelto a crecer en la craneotomía.
8. Coloque la pipeta para el micromanipulador motorizado, y conecte el preamplificador cabezal de la platina.
   NOTA: En el presente manifestación, un circuito de relé pequeño en el cabezal de la platina se utiliza para cambiar entre los hilos conductores del amplificador y una fuente de corriente externa con alto cumplimiento (Figura 6A-C). Tenga en cuenta que algunos amplificadores tienen un adecuado incorporado fuente de alto cumplimiento(Ver Discusión y Materiales secciones).
9. Utilice el micromanipulador motorizado para mover la punta de la pipeta a la marca estereotáxicamente identificado en la cámara de grabación. Tenga en cuenta las coordenadas de la ubicación. Tenga cuidado de no romper la punta de la pipeta sobre el cráneo.
10. Mueva la pipeta a la ubicación de grabación que desee en los ejes antero-posterior y medio-lateral. Entonces avanzar la pipeta ventralmente a través de la dura hasta que es de aproximadamente 500 micras dorsal a la ubicación de grabación.
11. Avance lentamente la pipeta mientras escucha para clavar eventos en un monitor de audio de la tensión amplificada registrado entre la punta de la pipeta y el cable de referencia. Una vez identificados los eventos Rematar, continúan moviendo la pipeta 0-100 micras hasta deflexiones positivas tensión va mayores que se observan alrededor de 500 mV.
    NOTA: La resistencia del electrodo se incrementará en un factor de aproximadamente 1,5-10 when esta se produce.
12. Comienza la grabación una vez una unidad ha sido aislado como de acuerdo al paso 3.11, junto con todas las demás medidas conductuales y fisiológicos de interés. En la presente manifestación, movimientos Vibrisas autogenerados son monitoreados con la videografía de alta velocidad (véase la sección de Materiales).
13. Para etiquetar el sitio de registro, cambiar el electrodo lleva a conectarse a la fuente de corriente. Hay varias maneras de hacer esto, ya sea utilizando un circuito de relé (Figura 6 A - C), un sistema incorporado en la fuente de corriente en el amplificador, o manualmente (Figura 6D, consulte el paso 3.8 y Discusión). Pase -4 mu con 2 pulsos por segundo bajo ciclo de trabajo del 50% durante 4 minutos para inyectar iontoforéticamente Chicago Sky azul a través de la pipeta.
14. Matar y perfundir el animal después de varios procedimientos de etiquetado según la práctica estándar. Sección del cerebro y de contraste si es necesario para identificar la localización anatómica de la grabación sentarsee. Contratinción el tejido para la reactividad citocromo oxidasa como por ^14. Por otra parte, identificar los depósitos de Chicago Sky azul usando microscopía de fluorescencia.
    NOTA: Para diferenciar con precisión entre diferentes unidades marcadas es importante que todas las etiquetas están fabricadas con la misma pipeta en el mismo día, sin el desamarre la pipeta entre las etiquetas. En este caso, los sitios de grabación pueden ser diferenciados por su ubicación relativa en la histología post-hoc junto con las coordenadas del manipulador notables de cada sitio (véase el paso 3.9). Para la identificación inequívoca, marque las etiquetas de al menos 200 micras separados unos de otros, y no más de 3-5 etiquetas por región del cerebro.

Resultados

Unidades neuronal en ventral medial posterior (VPM) tálamo codificar la fase de movimiento Vibrisas durante auto-generado batiendo ^15,16. La Figura 7A muestra la actividad de la muestra spiking de una unidad de talámico VPM como una rata se batiendo activamente. La Figura 7B muestra un histograma de la espiga veces alineados a la fase instantánea de movimiento Vibrisas ^17. Hay más espigas durante la fase de retracción de batir. Después de la grabación,...

Discusión

Construcción de la plantilla experimental

La descripción de las partes mecánicas utilizadas para construir la plantilla experimental (Figura 4) se omite en el protocolo, ya que se puede construir en una variedad de maneras. En esta norma demostración se utilizan optomecánico partes y las abrazaderas de soporte para montar la barra de reposacabezas y el tubo de sujeción del cuerpo (véase la sección de Materiales). Partes...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Ketaset (Ketamine HCl)	Fort Dodge	N/A
Anased (Xylazine solution)	Lloyd Laboratories	N/A
Betadyne (Povidone-Iodine)	CVS Pharmacy	269281
Loctite 495	Grainger Industrial Supply	4KL86	20 - 40 cp cyanoacrylate
Vetbond	3M	1469SB
Grip cement powder	Dentsply Intl	675571	For the base of the recording chamber
Grip cement liquid	Dentsply Intl	675572	For the base of the recording chamber
Silicone gel	Dow Corning	3-4680
Jet denture repair acrylic powder	Lang Dental Manufacturing Co.	N/A	For securing the head restraint apparatus to the cranium
Ortho-Jet Fast curing orthodontic acrylic resin liquid	Lang Dental Manufacturing Co.	N/A	For securing the head restraint apparatus to the cranium
Chicago sky blue	Sigma	C8679
Paraformaldehyde	Sigma	158127	For perfusion and tissue fixation
Phosphate-buffered saline	Sigma	P3813	For perfusion and tissue fixation
Cytochrome C	Sigma	C2506	For cytochrome-oxidase staining, Figure 7
Diaminobenzidine	Sigma	D5905	For cytochrome-oxidase staining, Figure 7
Rat sock	Sew Elegant (San Diego, CA)	N/A	Custom made, Figures 1, 4
PVC tube 2 ½”	U.S. Plastic Co.	34108	Figure 4
Subminiature D pins & sockets	TE Connectivity	205089-1	Figure 3
Stainless steel music wire 0.010” diameter	Precision Brand Products, Inc.	21010	Figure 3
Stereotaxic holding frame	Kopf Instruments	Model 900	Figure 3
Stereotaxic ear bars	Kopf Instruments	Model 957	Figure 3
Stereotaxic manipulator	Kopf Instruments	Model 960	Figure 3
½ mm drill burr	Henry Schein	100-3995
Quiet-Air dental drill	Midwest Dental	393-1600
Stainless steel 0-80 ⅛” screw	Fastener superstore	247438	Figure 3
0.2 ml centrifuge tube	Fisher Scientific	05-407-8A	Figure 3
Custom head-holding bar	UCSD SIO Machine Shop	N/A	Custom made, Figures 2 - 4
Custom head-holding plate	UCSD SIO Machine Shop	N/A	Custom made, Figures 2 - 4
Right angle post-clamp	Newport	MCA-1	Figures 3, 4; standard opto-mechanical parts for the experimental jig (Figure 4) are also from Newport Corp.
8-32 ¾” screw	Fastener Superstore	240181	For head-restraint, Figure 3
4-40 ¼” screw	Fastener Superstore	239958	For head restraint, Figures 3, 4
Quartz capillary tubing	Sutter Instruments	QF-100-60-10	Figure 5
Carbon dioxide laser puller	Sutter instruments	P-2000
Motorized micromanipulator	Sutter Instruments	MP-285
Microelectrode amplifier	Molecular Devices	Multiclamp 700B	Alternate part: Molecular Devices Axoclamp 900A
Microelectrode amplifier head stage	Molecular Devices	CV-7B	Alternate part: HS-9Ax10 with Molecular Devices Axoclamp 900A
Isolated pulse stimulator	A-M Systems	Model 2100	Alternate part: HS-9Ax10 with Molecular Devices Axoclamp 900A
Audio monitor	Radio Shack	32-2040
Pipette holder	Warner Instruments	#MEW-F10T	Alternate parts: see Discussion, Figure 6A
Electrode lead wire	Cooner wire	NEF34-1646	(optional), Figure 6D
Relay for amplifier head-stage	COTO Technology	#2342-05-000	(optional) Used with a custom-made printed circuit board (UCSD Physics Electronics Shop), Figure 6A-C
Digital video camera	Basler	A602fm	(optional) For behavioral monitoring, Figure 7
Puralube vet ointment	Amazon.com, Inc	NC0138063