Un modelo de rata de la fibrilación ventricular y Reanimación por Convencional cerrado pecho Técnica

Resumen

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Resumen

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO₂. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes – but is not limited to – hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

Introducción

Cerca de 360,000 personas en los Estados Unidos ¹ y muchos más en todo el mundo ² sufren un episodio de paro cardiaco repentino cada año. Los intentos de restaurar la vida no requieren ser prevenidas sólo que la actividad cardiaca ser restablecido, pero que los daños en órganos vitales, reducen al mínimo, o se invierte. Las técnicas de reanimación cardiopulmonar actuales arrojan una tasa de resucitación inicial de aproximadamente 30%; Sin embargo, la supervivencia al alta hospitalaria es sólo el 5% ^1. La disfunción miocárdica, disfunción neurológica, la inflamación sistémica, enfermedades intercurrentes, o una combinación de los mismos darse cuenta después de la reanimación de la gran proporción de los pacientes que mueren a pesar del retorno inicial de la circulación. Por lo tanto, una mayor comprensión de la fisiopatología y la novela de reanimación enfoques subyacentes se necesitan con urgencia para aumentar la velocidad de la reanimación inicial y posterior supervivencia con la función del órgano intacto.

Modo Animalls de arresto cardiaco tienen un papel crítico en el desarrollo de nuevas terapias de reanimación, proporcionando conocimientos sobre la fisiopatología de un paro cardíaco y la reanimación y ofrecer medios prácticos para conceptualizar y probar nuevas intervenciones antes de que puedan ser probados en humanos ^3. El modelo de rata de tórax cerrado la reanimación cardiopulmonar (RCP) se describe aquí ha jugado un papel importante. El modelo fue desarrollado en 1988 por Irene von Planta - investigador en el momento - y sus colaboradores ⁴ en el laboratorio del fallecido profesor Max Harry Weil MD, Ph.D. en la Universidad de Ciencias de la Salud (rebautizada Rosalind Franklin de la Universidad de Medicina y Ciencia en 2004) y se ha utilizado ampliamente en el campo de la reanimación predominantemente por los becarios del profesor Weil y sus aprendices.

El modelo simula un episodio de parada cardíaca súbita con reanimación intentada por técnicas de RCP convencionales y por lo tanto incluye induction de fibrilación ventricular (VF) mediante la entrega de una corriente eléctrica al endocardio ventricular derecha y el suministro de CPR tórax cerrado por un dispositivo de pistón accionado neumáticamente mientras que concomitantemente la entrega de ventilación de presión positiva con gas enriquecido en oxígeno. La terminación de VF se logra mediante la entrega transtorácica de choques eléctricos. El modelo de rata establece un equilibrio entre los modelos desarrollados en los animales grandes (por ejemplo, cerdos) y modelos desarrollados en los animales más pequeños (por ejemplo, ratones) que permite la exploración de nuevos conceptos de investigación en una forma bien estandarizado, reproducible y eficiente con acceso a una robusta inventario de mediciones pertinentes. El modelo es particularmente útil en las primeras etapas de la investigación para explorar nuevos conceptos y examinar los efectos de los factores de confusión antes de la realización de estudios en modelos animales más grandes que son más costosas, pero de mayor impacto de la traducción.

Una búsqueda en Medline para todos los artículos revisados ​​por pares de informes comomodelo de rata imilar tener VF como el mecanismo de un paro cardíaco y algún tipo de reanimación tórax cerrado reveló un total de 69 estudios originales adicionales utilizando el modelo desde que se publicó por primera vez en 1988 ^4. Las áreas de investigación incluyen aspectos fisiopatológicos de reanimación ^5-17, factores que influyen en los resultados de ^{18 a 30,} el papel de las intervenciones farmacológicas que examinan agentes vasopresores ^31-43, agentes tampón ^{44, 45} agentes inotrópicos, agentes destinados a infarto o protección cerebral ^46-70, y también los efectos de las células madre mesenquimales ^71-73.

El modelo y el protocolo descrito en este artículo está siendo usado actualmente en el Instituto de reanimación. Sin embargo, hay múltiples oportunidades para "personalizar" el modelo basado en las capacidades disponibles a los investigadores individuales y los objetivos de los estudios.

Protocolo

NOTA: El protocolo fue aprobado por el Comité de Cuidado y Uso de Animales institucional a Rosalind Franklin de la Universidad de Medicina y Ciencia. Todos los procedimientos fueron realizados de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio publicados por el Consejo Nacional de Investigación.

1. Configuración Experimental y Anestesia

1. Realizar calibraciones de las diversas señales que se capturaron utilizando un sistema de adquisición de datos (las presiones, la temperatura, el desplazamiento del pistón, el electrocardiograma [ECG], capnografía, etc.).
2. Esterilizar instrumentos y catéteres (por ejemplo, en un autoclave para instrumentos y esterilizador de óxido de etileno para catéteres) y operar vestida y con una máscara, gorro y guantes estériles si el experimento consiste en una cirugía de supervivencia. Limpiar los instrumentos quirúrgicos y catéteres pero no hay necesidad de ser estéril para cirugía no supervivencia.
3. Preparar los catéteres describen a continuación y representan en internetfigura 1 para una rata con un peso entre 0,45 kg y 0,55 kg.
   1. Marcar un catéter 2F termopar de tipo T, tamaño 0,6 mm OD (2F), a los 3, 5, y 8 cm de la punta con un marcador permanente, para el avance en la aorta torácica. Utilice este catéter para medir la temperatura y el gasto cardíaco.
   2. Corte el tubo de polietileno, tamaño 0,46 mm y 0,91 mm ID OD (PE25) ≈ 25 cm de longitud, uno para el avance en la aorta torácica y otro para el avance hacia la aurícula derecha.
   3. Cortar el extremo de cada punta del catéter PE25 a ser insertado en el recipiente en un ángulo de 90 °.
      NOTA: consejos biselados a 45 ° de ángulo pueden causar perforación del vaso cuando se utilizan tubos de PE. Sin embargo, la punta biselada se puede recortar hacia abajo con papel de lija para reducir su nitidez.
   4. Adjuntar un adaptador luer hembra trozo de calibre 26 al extremo proximal de cada catéter PE25.
   5. Marque el catéter aórtico a los 3, 5, y 8 cm y el catéter de la aurícula derecha a los 3, 5, 8, 10 y 12 cm de la punta. Utilice el aoRTIC catéter para medir la presión aórtica y para el muestreo de sangre. Utilice el catéter de la aurícula derecha para medir la presión de la aurícula derecha.
   6. Adjuntar cada adaptador luer stub a un transductor de presión equipado con una llave de paso de 3 vías.
   7. Cortar la punta de un catéter venoso de poliuretano 3F pediátrica, el tamaño de 0,6 mm de ID y 1,0 mm OD (3F), en un ángulo de 45 ° para el avance en la aurícula derecha.
   8. Marque el catéter yugular externa 3F a 4 cm de la punta. Utilice este catéter para avanzar un alambre de guía en el ventrículo derecho para la inducción eléctrica de VF con la consiguiente posibilidad de utilizarlo para la administración de fármacos y el muestreo de sangre. Coloque una llave de paso de 3 vías para el catéter.
      NOTA: Las marcas hechas en los catéteres son de carácter orientativo del cirujano como los catéteres están avanzadas. La marca en 3 cm en los catéteres avanzar a través de los vasos femorales alertas el cirujano de un área de la resistencia potencial resultante de los vasos a partir de la curva hacia la región torácica. El 8 cm marks en el catéter y el catéter aórtico termopar indican la punta es en la aorta torácica descendente. La marca de 12 cm en el catéter de la aurícula derecha indica que la punta está en la aurícula derecha. Marcas provisionales son guías como los catéteres están avanzadas. La marca de 4 cm en el catéter yugular externa derecha indica que la punta está en la aurícula derecha.
   9. Primer cada catéter con solución salina que contiene 10 UI / ml de heparina (para garantizar su permeabilidad) y gire las llaves de paso correspondientes a la posición cerrada.
   10. Cortar una cánula 5F fluorado de etileno propileno, tamaño ID 1,1 mm y 1,6 mm OD (5F) montado sobre un estilete, para ser ≈ 8 cm de longitud, creando una punta roma. Utilice esta cánula para el avance en la tráquea colocando su punta ≈ 2 cm de la carina para la ventilación con presión positiva durante y después de la resucitación cardiaca.
       NOTA: El estilete de metal de la cánula debe ser dobladas en un ángulo de 145 ° ≈ 3 cm de la punta para ayudar en el avance hacia la tráquea.
4. Preparar la rata para la instrumentación quirúrgica.
   1. Anestesiar la rata mediante inyección intraperitoneal de pentobarbital sódico (45 mg / kg). Si es necesario, administrar dosis adicionales (10 mg / kg) por vía intravenosa cada 30 minutos (después de establecer el acceso vascular) para mantener un plano quirúrgico de anestesia.
      NOTA: La mayoría de los estudios han utilizado machos reproductores retirado ratas Sprague-Dawley.
   2. Clip del pelo de las áreas quirúrgicas y las zonas donde se entregan las descargas eléctricas; que incluyen la zona dorsal torácica, la ingle izquierda y derecha, el cuello, y la superficie anterior del tórax.
   3. Administrar 0,02 mg / kg (1 ml / kg) por vía subcutánea buprenorfina para la analgesia.
   4. Fijar la rata en una posición supina sobre una tabla quirúrgica con cinta adhesiva la parte delantera y las extremidades traseras en un ángulo de 45 ° de la línea media.
   5. Áreas de incisión Scrub con matorrales betadine seguido de 70% de etanol 3 veces.
   6. Aplique una capa fina de pomada oftálmica antibacteriano para las córneas.
   7. Inserte un ≈ termistor rectal 4 cm en el recto y asegurar el termistor a la junta quirúrgica.
   8. Mantener la temperatura central corporal entre 36,5 ° C y 37,5 ° C usando una lámpara incandescente de calentamiento durante todo el experimento.
   9. Agujas Place ECG subcutáneamente en el miembro superior derecho, dejaron miembro superior, y la extremidad posterior derecha, y registrar el ECG durante todo el experimento.

2. vasculares canulaciones

2.1) Izquierda arteria femoral para avanzar el catéter de termopar de tipo T en la aorta torácica descendente

1. Hacer una incisión de 2 cm en la zona inguinal izquierda en un ángulo de 90 ° en relación con su arboleda.
2. Exponer los vasos femorales y el nervio mediante disección roma del tejido conectivo circundante usando un par de pinzas hemostáticas.
3. Exponer la vaina vascular alrededor de los vasos utilizando un fórceps curvos micro disección.
   NOTA: Evite perforar la embarcación a la nerve.
4. Viaje con pinza de disección micro debajo de la arteria femoral, vena y nervio y apoyarlos en un ángulo de 90 ° con respecto a los vasos. Con los dos vasos y el nervio apoyado, comenzará la separación de la arteria del nervio y la vena utilizando otro par de curvas forceps micro disección.
   NOTA: La separación se realiza desde abajo y paralela a los vasos para minimizar el riesgo de lesión de los vasos y nervios.
5. Vuelva a colocar las pinzas de apoyo; liberando el nervio para apoyar sólo la vena y la arteria.
6. Pase un fórceps entre la arteria y la vena y separar a una longitud de ≈ 1 cm.
7. Suelte la vena aislada de las pinzas de apoyo suavemente, y siguen siendo el apoyo a la arteria.
8. Inserte dos 3-0 trenzadas ligaduras no absorbibles de seda y una posición distal y uno proximal ≈ 1 cm.
9. Apriete firmemente la ligadura distal mientras que la arteria aún se admite el uso de nudo & # de un cirujano160; seguido por dos nudos simples. Apriete la ligadura proximal con un nudo de cirujano suelta.
10. Hacer una pequeña incisión en el vaso usando un par de tijeras de disección micro cerca de la ligadura distal en un ángulo de 60 ° con relación al recipiente de corte de aproximadamente ¼ de su área de la sección transversal.
    NOTA: Una pequeña gota de sangre que salen de las señales de corte se llegó a la luz.
11. Gotear solución salina heparinizada en el recipiente para permitir la inserción suave del catéter.
    NOTA: una a dos gotas de solución de lidocaína al 1% también se puede utilizar para prevenir el espasmo del vaso.
12. Inserte una aguja de calibre 22 - cuya punta ha sido doblada a medida en un ángulo de 70 ° y embotado con papel de lija (es decir, introductor) - en la abertura del vaso mientras tira suavemente la ligadura distal con las pinzas hemostáticas para estabilizar el buque.
13. Levante el introductor suavemente para exponer el lumen y guiar el catéter termopar tipo T bajo el introductor, la eliminaciónuna vez se ha insertado la punta del catéter.
14. Mantenga el catéter en su lugar con una mano mientras que acomoda otra parte en una posición cómoda para avanzar el catéter.
15. Cierre las pinzas de soporte y moverlos distal como el catéter se avanza.
    NOTA: Si alguna resistencia se conoció mientras se avanza el catéter; detener, retroceder e insertar en un ángulo alternativo.
16. Avance el catéter hasta la marca de 8 cm para colocar la punta dentro de la aorta torácica descendente.
17. Asegurar el catéter al recipiente apretando la ligadura proximal y la adición de dos nudos individuales adicionales.
    NOTA: nudos seguros suficientemente apretados para evitar el sangrado alrededor del catéter y el desplazamiento involuntario; sin embargo, lo suficientemente floja para permitir movimiento de vaivén, si es necesario para el reposicionamiento.
18. Retire las pinzas y las pinzas hemostáticas suavemente.

2.2) vena femoral izquierda para hacer avanzar el catéter PE25 en la aurícula derecha

1. Ascensor tél arteria femoral ya una cánula con el catéter termopar tipo T tirando suavemente hacia arriba en la ligadura y la exposición de la vena femoral adyacente.
2. Viaja bajo la vena utilizando pinzas y abrirlos para apuntalar la vena.
3. Siga los pasos 2.1.8 través 2.1.18 pero avanzar el catéter PE25 (en lugar del tipo T termopar) hasta la marca de 12 cm para colocar la punta cerca de la aurícula derecha.
4. Verifique la sangre puede ser retirada a través del catéter para confirmar su posición sin obstáculos intraluminal y lavar el catéter con 0,2 ml de solución salina heparinizada.
5. Cerrar la incisión quirúrgica con el nudo de un solo cirujano.

2.3) de la arteria femoral derecha para avanzar el catéter PE25 en la aorta torácica descendente

1. Siga los pasos 2.1.1 al 2.1.18, pero el avance del catéter PE25 a la marca de 8 cm para colocar la punta dentro de la aorta torácica descendente.
2. Repita los pasos 2.2.4 y 2.2.5.

2.4) vena yugular externa derecha para hacer avanzar el catéter venoso pediátrico 3F de poliuretano en la aurícula derecha

1. Haz un 1,5 cm de largo incisión comenzando en la base del cuello, 1 cm a la derecha de la tráquea, terminando justo debajo de la tiroides.
   NOTA: Evite herir o exponer la glándula tiroides.
2. Diseccionar suavemente el tejido conectivo que rodea usando un par de pinzas hemostáticas para exponer la vena yugular externa.
3. Viaja bajo la vena utilizando pinzas y abrirlos para apuntalar la vena.
4. Repita los pasos 2.1.8 través 2.1.18 para cateterización de la vena, pero el avance del catéter 3F a la marca de 4 cm posicionando la punta en la aurícula derecha.
5. Repita el paso 2.2.4.
6. Tapar el catéter con la llave de paso de 3 vías y gire a la posición cerrada.

3. La intubación traqueal

3.1) La exposición traqueal

1. Ampliar la incisión en el cuello realizado previamente hacia la línea media usando pinzas hemostáticas.
2. Diss ect con pinzas y pinzas utilizando la técnica contundente la parte esternohioideo, esternotiroideo y mastoides de los músculos cleidocephalic para exponer la tráquea y manténgalo exponen mediante un esparcidor de tejido.

3.2) La intubación traqueal

1. Tire de la lengüeta para estirar la vía aérea. Avanzar el catéter 5F (es decir, la cánula traqueal) montado sobre el estilete. Sostenga firmemente la cánula mientras se avanza con la punta hacia arriba y avanzar tratando de entrar en la vía aérea superior, las cuerdas vocales y la tráquea.
2. Trans-visualizar la cánula traqueal a medida que avanza para la orientación en la posición correcta.
3. Retire el estilete de la cánula y conectar un adaptador de infrarrojos del analizador de CO ₂ al extremo distal de la cánula.
4. Confirme la intubación traqueal exitosa al reconocer la forma de onda de capnografía característica, es decir, el CO ₂ de la vía aérea durante la espiración aumentando y disminuyendo durante la inspiración.

ove_title "> 4. Confirmación de Estabilidad Línea Base

1. Complete la instrumentación quirúrgica y la conexión de los catéteres, cánulas diversos, y derivaciones a través de sus correspondientes transductores y acondicionadores de señal a un sistema de adquisición de datos y confirmar la estabilidad hemodinámica basado en la producción y la presión arterial meaurements cardíacos y estabilidad metabólica (aconsejable) mediante la medición de la sangre gases y los niveles de lactato.
   NOTA: El gasto cardíaco se mide por análisis informático de la curva de termodilución registrada en la aorta torácica descendente a través del termopar 200 después de la inyección en bolo l de NaCl al 0,9% a temperatura ambiente en la aurícula derecha.
2. Definir los valores de referencia de línea de base específicas para los distintos parámetros de interés; que puede variar depende de la cepa de rata, sexo y peso. Los valores basales y de referencia posterior a la reanimación de un experimento representativo que usa el modelo de rata descrito en este documento se enumeran en la Tabla 1.

5. Protocolo Experimental

5.1) La inducción de fibrilación ventricular (VF)

1. Inserte una aguja por vía subcutánea en la pared abdominal de la rata conectado al polo negativo de un 60 Hz, corriente (AC) generador (de 0 a 12 mA) alterna. Evitar el avance de la aguja más allá del tejido subcutáneo en la cavidad abdominal para evitar la lesión inadvertida a los órganos internos.
2. Una un extremo de un precurvado 0,38 mm OD y 40 cm de alambre de guía largo (a través de un conector de cable) al polo positivo del generador de AC. Asegúrese de que la polaridad no se invierte; de lo contrario VF no puede ser inducida.
3. Retire la llave de paso de 3 vías del catéter de poliuretano 3F insertado en la vena yugular externa derecha y avanzar en la punta más blanda de la guía de aproximadamente 7 cm que buscan ingresar al ventrículo derecho mientras se monitoriza el ECG y la presión aórtica.
   NOTA: La correcta colocación de la aguja guía será sugerido por ventr ectópicolatidos CONCRETAS observaron en el ECG y la presión aórtica.
4. Encienda el generador de corriente alterna de 60 Hz y aumentar gradualmente la corriente, mientras que el control de la presión aórtica.
   NOTA: Una corriente de 2,0 mA es típicamente suficiente para inducir VF pero varía depende de la ubicación del cable de guía en relación con el ventrículo derecho. Los ajustes menores a la localización de la punta pueden ser requeridos para inducir la FV en los niveles actuales inferiores.
5. Confirmar la inducción de VF mediante la documentación de (1) el cese de las pulsaciones de la aorta y la decadencia exponencial de la presión aórtica a ≈ 20 mm Hg dentro ≈ 5 segundos y (2) aparición de la actividad eléctrica desorganizada en el ECG, como se muestra en la Figura 2.
6. Mantener la corriente ininterrumpida durante 3 minutos reducción de la intensidad después de la primera minutos a aproximadamente la mitad del nivel requerido para inducir VF.
7. Girar la corriente después de 3 min y documento que VF continúa sin la necesidad de aplicar actual.
   NOTA: Pequeños corazones desfibrilan espontáneamentedada una longitud de circuito corto por el que el borde delantero de la parte delantera fibrilatoria alcanza su extremo posterior en período refractario que impide la reentrada. Sólo después de un período de isquemia miocárdica;. Es decir, 3 min, lo suficiente para reducir la velocidad de conducción para permitir la reentrada es que VF se convierte en auto-sostenida, como se muestra en la Figura 2.
8. Retire el cable guía, vuelva a tapar el catéter yugular con la llave de paso de 3 vías, retire la aguja de tierra, y permitir VF para continuar de forma espontánea durante la duración deseo del protocolo antes de iniciar las intervenciones de reanimación (es decir, 4-15 min basada en criterios públicos estudios).

5.2) Las compresiones torácicas y ventilación con presión positiva

NOTA: El compresor torácico aparece en esta publicación es un dispositivo de pistón a medida de accionamiento neumático y electrónicamente controlada. El ventilador es un dispositivo comercialmente disponible.

1. Utilice el tiempo de la FV no tratada por las acciones descritas below; a pesar de que se pueden realizar antes de la inducción de VF.
2. Marque el pecho a 2,8 cm y 4,2 cm desde la base de la apófisis xifoides. La zona óptima para iniciar las compresiones torácicas se encuentra típicamente entre estas dos marcas.
3. Aplique el gel conductor para una paleta de desfibrilación y deslícela debajo de pecho de la rata, asegurando la paleta a la junta quirúrgica.
4. Coloque el pistón del compresor torácico entre las dos marcas en el pecho tocando ligeramente el pecho.
5. Ajuste el compresor para entregar 200 compresiones por minuto y establecer el desplazamiento inicial de pistón a 0 mm.
   NOTA: La tasa de compresión es apropiada para un animal pequeño con una frecuencia cardíaca espontánea de 350 min ^-1 pero puede variarse según la tasa de compresión óptimo para el modelo de rata no se ha definido.
6. Ajuste el ventilador a 25 min ^-1 entrega de un volumen corriente de 6 ml / kg y una fracción de oxígeno inspirado (FiO ₂₎ de 1,0 sin sincronización a pecho compresión.
7. Conecte el tubo del ventilador (que termina en un adaptador en la conexión de la inspiración y espiración extremidades) para el abandono de la cánula traqueal interpuesto el adaptador del analizador de CO ₂ por infrarrojos.
8. Encienda el ventilador y comenzar la compresión del pecho, aumentando gradualmente la profundidad de compresión de 0 mm a 10 mm durante el primer minuto. Mueva ligeramente el pistón lateralmente y rostrocaudal tratando de encontrar una posición que produce el máximo de la presión diastólica aórtica (es decir, la presión entre las compresiones) para una profundidad de compresión dada.
   NOTA: El aumento gradual de la profundidad de compresión es única para el Instituto de reanimación; mayoría de los investigadores comienzan con la profundidad de compresión máxima.
9. Continuar el aumento de la profundidad de compresión durante el segundo minuto hasta que se logre un objetivo de la presión diastólica aórtica.
   NOTA: Un blanco aórtica presión diastólica de 24 mm Hg o mayor produce una presión de perfusión coronaria de 20 mm Hg o más después de restar elpresión diastólica de la aurícula derecha; correspondiente al umbral resuscitability para este modelo de rata ^4. El objetivo de la presión diastólica aórtica - que puede superar el umbral resuscitability - tiene que ser decidido por el investigador basado en el objetivo del estudio. Sin embargo, no es aconsejable superar una profundidad de compresión de 17 mm para evitar daños a la pared torácica y los órganos intratorácicos.
10. Mantener las compresiones torácicas durante la duración deseada antes de intentar la desfibrilación.
    NOTA: Seis minutos de la compresión del pecho parece ser el mínimo necesario para crear condiciones favorables para la desfibrilación de miocardio con éxito ^26. Sin embargo, con el aumento de la duración, la eficacia hemodinámica de pecho disminución de compresión y la mayoría de los estudios utilizan una duración que va del 6 al 10 min.

5.3) La desfibrilación

1. Utilice un desfibrilador disponible en el mercado de forma de onda bifásica, con capacidad de desfibrilación interna con una partidaenergía entregada de 5 J, equipado con paletas a medida para la rata.
2. Aplicar gel conductor a la paleta de desfibrilación.
3. Cargue el desfibrilador inmediatamente antes de completar la duración predeterminada de las compresiones torácicas.
4. Interrumpir la compresión del pecho y verifique el corazón permanece en VF examinar el ECG.
5. Entregar hasta dos choques eléctricos de 5 J cada una a través de la pared torácica 5 segundos aparte si la FV está presente y observar el regreso de un ECG eléctricamente organizada con pulsos de aorta y una presión aórtica media ≥25 mm Hg.
6. Reanudar las compresiones torácicas durante otros 30 segundos o 60 segundos (contingentes en el protocolo específico) si la presión aórtica media es <25 mm Hg, independientemente del ritmo eléctrico.
7. Repita los pasos de 5.3.4 a 5.3.6 para un máximo de 5 veces contingentes en el protocolo específico, pero la escalada de la energía de desfibrilación a 7 J si las iniciales 5 J shocks no logran terminar la FV. La Figura 3 representa el pro desfibrilaciónprotocolo utilizado en el Instituto de reanimación y la Figura 4 representa un experimento representativo durante la fase de desfibrilación.
8. Entregar choques eléctricos sólo cuando VF está presente; de lo contrario reanudar la compresión del pecho sin precedentes choques eléctricos y asume el corazón está en actividad eléctrica sin pulso o asistolia.
9. Determinar el resultado de la resucitación en la terminación de los ciclos de desfibrilación de compresión (Figura 3).

5.4) post-resucitación

1. Aumentar la tasa de ventilación de 25 min ^-1 a 60 min ^-1 después del retorno de la circulación espontánea y baje la FiO ₂ de 1,0 a 0,5 después de 15 minutos de la circulación espontánea.
2. Entregar una descarga eléctrica en la misma energía del último choque si la FV se repite. Sin embargo, VF típicamente invierte de forma espontánea a ritmo sinusal dentro de unos pocos segundos.
   NOTA: recurrencia VF puede ocurrir como parte de las arritmias de reperfusión en brevetras el retorno de la circulación espontánea, pero rara vez más allá de 15 minutos.
3. Observe el animal de acuerdo con el protocolo post-resucitación específico decidido por el investigador; típicamente 180 a 240 min en experimentos agudos sin recuperación de la anestesia antes de la eutanasia. La línea de tiempo de un experimento típico aguda se muestra en la Figura 5.
4. Realizar la necropsia en experimentos agudos para documentar la posición de los catéteres y lesiones en órganos internos que pueden hacer que un experimento válido.
5. Retire todos los catéteres, ligar los vasos, y cerrar las heridas con grapas metálicas y seguir los pasos que se indican a continuación en experimentos de supervivencia.
6. Extubar el animal siempre y cuando sea capaz de respirar espontáneamente.
7. Volver al animal a una jaula limpia después de la recuperación de la anestesia demuestra autoadrizará completa y sin ayuda de decúbito dorsal.
8. Inject calentó 0,9% de NaCl (1 ml / 100 g de peso corporal) por vía intraperitoneal para reducir el riesgo de hipotermia y dehydration.
9. Administrar una dosis subcutánea de meloxicam (2 mg / kg) por vía subcutánea 4 horas después de la dosis de analgesia seguido de un / kg dosis subcutánea 1 mg una vez al día hasta por 72 hr.
10. Casa al animal solo con el enriquecimiento para un máximo de 48 horas para la recuperación segura y utilizar el procedimiento operativo estándar institucional para el cuidado postoperatorio y seguimiento.

Resultados

El modelo de rata descrito aquí se utilizó recientemente para comparar los efectos de dos inhibidores de la sarcolema de sodio-hidrógeno intercambiador de isoforma 1 (NHE-1) sobre la función miocárdica y hemodinámica durante la compresión del pecho y post-resucitación ^61. Se informó anteriormente que los inhibidores de NHE-1 atenúan la lesión por reperfusión miocárdica mediante la limitación citosólica sodio inducida y la sobrecarga de calcio mitocondrial, y por lo tanto ayudan a preservar la d...

Discusión

Pasos críticos en el protocolo

Hay pasos críticos en el protocolo. Cuando dominado, la preparación y el protocolo, intervenir describen como sucintamente a continuación. La preparación quirúrgica es rápida, avanzando rápidamente a través de catéteres de pequeñas incisiones de disparo mínima o ninguna espasmo de vaso y el posicionamiento de las puntas de catéter como se pretende, seguido de intubación traqueal con éxito después de una sola o unas pocas intento (s); po...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Name of Material/ Equipment	Company	Catalog Number	Comments/Description
Sodium pentobarbital	Sigma Aldrich	P3761	http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en&region=US
Rectal thermistor	BIOPAC Systems, INC	TSD202A	http://www.biopac.com/fast-response-thermistor
Needle electrode biopolar concentric 25 mm TP	BIOPAC Systems, INC	EL451	http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm
PE25 polyethylene tubing	Solomon Scientific	BPE-T25	http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing
26GA female luer stub adapter	Access Technologies	LSA-26	http://www.norfolkaccess.com/needles.html
Stopcocks with luer connections; 3-way; male lock, non-sterile	Cole-Parmer	UX-30600-02	http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way _male_lock_stopcocks _10_pack_Non_sterile/EW-30600-23
TruWave disposable pressure transducer	Edwards Lifesciences	PX600I	http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1
Type-T thermocouple	Physitemp Instruments	IT-18	http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html
Central venous pediatric catheter	Cook Medical	C-PUM-301J	https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds
Abbocath-T subclavian I.V. catheter (14g x 5 1/2")	Hospira	453527	http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427
Novametrix Medical Systems, Infrared CO2 monitor	Soma Technology, Inc.	7100 CO2SMO	http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_ 7100.asp
Harvard Model 683 small animal ventilator	Harvard Apparatus	555282	http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_ HAI_ProductDetail_N_37322_37323
Double-flexible tipped wire guides	Cook Medical	C-DOC-15-40-0-2	https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds
High accuracy AC LVDT displacement sensor	Omega Engineering	LD320-25	http://www.omega.com/pptst/LD320.html
HeartStart XL defibrillator/monitor	Phillips Medical Systems	M4735A	http://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/
Graefe micro dissection forceps 4 inches	Roboz	RS-5135	http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135
Graefe micro dissection forceps 4 inches with teeth	Roboz	RS-5157	http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157
Extra fine micro dissection scissors 4 inches	Roboz	RS-5882	http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp
Heiss tissue retractor	Fine Science Tools	17011-10	http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=321&CategoryId=134& lang=en-US
Crile curve tip hemostats	Fine Science Tools	13005-14	http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=372
Visistat skin stapler	Teleflex Incorporated	528135	http://www.teleflexsurgicalcatalog.com/weck/products/9936
Braided silk suture, 3-0	Harvard Apparatus	517706	http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_43051_-1_ HAI_ProductDetail_N_37916_37936
Betadine solution	Butler Schein	3660	https://www.henryscheinvet.com/
Sterile saline, 250 ml bags	Fisher	50-700-069	http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?catnum=50700069&storeId=10652
Heparin sodium injection, USP	Fresenius Kabi	504201	http://fkusa-products-catalog.com/files/assets/basic-html/page25.html
Loxicom (meloxicam)	Butler Schein	045-321	https://www.henryscheinvet.com/
Thermodilution cardiac output computer for small animals	N/A	N/A	Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Analog-to-digital data acquisition and analysis system	N/A	N/A	Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Pneumatically-driven and electronically controlled piston device for chest compression in small animals	N/A	N/A	Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine
60 Hz alternating current generator	N/A	N/A	Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine