Un modello di ratto di fibrillazione ventricolare e Rianimazione dal convenzionale chiuso petto Tecnica

Riepilogo

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Abstract

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO₂. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes – but is not limited to – hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

Introduzione

Vicino a 360.000 persone negli Stati Uniti ¹ e molti altri in tutto il mondo ² soffrono di un episodio di arresto cardiaco improvviso ogni anno. I tentativi di ripristinare la vita non richiedono solo che l'attività cardiaca essere ristabilita, ma che il danno agli organi vitali essere evitati, ridotti al minimo, o invertiti. Tecniche di rianimazione cardiopolmonare correnti producono un tasso di rianimazione iniziale di circa il 30%; tuttavia, la sopravvivenza alla dimissione ospedaliera è solo il 5% ^1. Disfunzione miocardica, disfunzione neurologica, infiammazione sistemica, malattie intercorrenti, o una combinazione di questi si verificano conto post-rianimazione per la gran parte dei pazienti che muoiono a dispetto di cambio iniziale di circolazione. Pertanto, una maggiore comprensione degli approcci fisiopatologia e romanzo rianimazione sottostanti sono urgentemente necessari per aumentare il tasso di rianimazione iniziale e successiva di sopravvivenza con funzione di organo intatto.

Modalità Animalls di arresto cardiaco hanno un ruolo fondamentale nello sviluppo di nuove terapie di rianimazione, fornendo approfondimenti sulla fisiopatologia di arresto cardiaco e rianimazione e offrendo mezzi pratici per concettualizzare e testare nuovi interventi prima che possano essere testati negli esseri umani ^3. Il modello di ratto di petto chiuso rianimazione cardiopolmonare (CPR) descritto qui ha svolto un ruolo importante. Il modello è stato sviluppato nel 1988 da Irene von Planta - ricercatore al momento - ed i suoi collaboratori ⁴ nel laboratorio del professor Max Harry Weil MD, Ph.D. presso l'Università degli Studi di Scienze della Salute (rinominato Rosalind Franklin University of Medicine and Science nel 2004) ed è stato ampiamente utilizzato nel campo della rianimazione prevalentemente dai compagni del professor Weil e dei loro allievi.

Il modello simula un episodio di arresto cardiaco improvviso con rianimazione tentato con tecniche di RCP convenzionale e comprende quindi inductione di fibrillazione ventricolare (VF), fornendo una corrente elettrica al endocardio del ventricolo destro e prestazione di CPR petto chiusa da un dispositivo a pistone ad azionamento pneumatico mentre contemporaneamente fornire ventilazione a pressione positiva con gas arricchita di ossigeno. Cessazione di VF si ottiene consegna transtoracica di scosse elettriche. Il modello di ratto un equilibrio tra modelli sviluppati negli animali di grandi dimensioni (ad esempio, suini) e modelli sviluppati in animali più piccoli (ad esempio, i topi) che consente l'esplorazione di nuovi concetti di ricerca in modo ben standardizzata, riproducibile ed efficiente con l'accesso a un robusto inventario delle misure pertinenti. Il modello è particolarmente utile nelle fasi iniziali della ricerca per esplorare nuovi concetti e esaminare gli effetti confondenti prima realizzazione di studi in modelli animali più grandi che sono più costosi, ma di maggiore impatto traslazionale.

Una ricerca su Medline per tutti gli articoli peer-reviewed la rendicontazione,modello di ratto analoghe sui avendo VF come meccanismo di arresto cardiaco e una qualche forma di rianimazione torace chiuso ha rivelato un totale di 69 ulteriori studi originali utilizzando il modello da quando è stato pubblicato nel 1988 ^4. Le aree di ricerca comprendono aspetti fisiopatologici della rianimazione ^5-17, fattori che influenzano i risultati ^18-30, il ruolo di interventi farmacologici esame vasopressori ^31-43, agenti tampone ^44, agenti inotropi ^45, agenti volti a infarto o protezione cerebrale ^46-70, e anche gli effetti delle cellule staminali mesenchimali ^71-73.

Il modello e il protocollo descritto in questo articolo non è al momento in uso presso l'Istituto di rianimazione. Eppure, ci sono più possibilità di "personalizzare" il modello basato sulle funzionalità disponibili ai singoli ricercatori e gli obiettivi degli studi.

Protocollo

NOTA: Il protocollo è stato approvato dalla cura e l'uso degli animali Comitato Istituzionale presso Rosalind Franklin University of Medicine and Science. Tutte le procedure sono in conformità con la guida per la cura e l'uso di animali da laboratorio pubblicato dal Consiglio Nazionale delle Ricerche.

1. Setup sperimentale e Anestesia

1. Eseguire tarature dei vari segnali da catturare utilizzando un sistema di acquisizione dati (pressioni, temperature, cilindrata, elettrocardiogramma [ECG], capnografia, ecc).
2. Sterilizzare strumenti e cateteri (ad esempio, in autoclave per strumenti e ossido di etilene sterilizzatrice per cateteri) e gestire in camice e indossa una maschera, berretto, guanti sterili e se l'esperimento comporta un intervento chirurgico la sopravvivenza. Pulire gli strumenti chirurgici, cateteri, ma non c'è bisogno di essere sterili per la chirurgia non-sopravvivenza.
3. Preparare i cateteri descritti qui sotto e rappresentati in Fifigura 1 per un topo di peso compreso tra 0,45 kg e 0,55 kg.
   1. Mark un catetere termocoppia 2F T-tipo, dimensioni 0,6 millimetri OD (2F), a 3, 5, e 8 cm dalla punta con pennarello indelebile, per l'avanzamento nell'aorta toracica. Utilizzare questo catetere per misurare la temperatura e la portata cardiaca.
   2. Tubi Cut polietilene, dimensioni 0,46 millimetri e 0,91 millimetri ID OD (PE25) ≈ 25 cm di lunghezza, uno per l'avanzamento nella toracica aortica e un altro per l'avanzamento nell'atrio destro.
   3. Tagliare l'estremità di ogni punta del catetere PE25 da inserire nel recipiente con un angolo di 90 °.
      NOTA: smussato punte a 45 ° possono causare perforazione del vaso quando si utilizzano tubi PE. Tuttavia, la punta smussata è possibile tagliare giù con carta vetrata per ridurre la sua nitidezza.
   4. Collegare un adattatore stub Luer femmina calibro 26 alla fine di ogni prossimale del catetere PE25.
   5. Contrassegnare il catetere aortico a 3, 5 e 8 cm e destra del catetere atriale a 3, 5, 8, 10 e 12 cm dalla punta. Utilizzare il aocatetere rtic per misurare la pressione aortica e per il prelievo di sangue. Utilizzare il catetere atriale destra per misurare la pressione atriale destra.
   6. Attaccare ciascun adattatore luer stub ad un trasduttore di pressione dotato di un rubinetto a 3 vie.
   7. Tagliare la punta di un catetere venoso 3F poliuretano pediatrica, dimensione 0,6 mm interno e 1,0 mm di diametro (3F), ad un angolo di 45 ° per l'avanzamento nell'atrio destro.
   8. Segnare il catetere giugulare esterna 3F a 4 cm dalla punta. Utilizzare questo catetere per avanzare un filo di guida nel ventricolo destro per l'induzione elettrica della VF con la possibilità ulteriore di utilizzare per la somministrazione di farmaci e campionamento del sangue. Collegare un rubinetto a 3 vie per il catetere.
      NOTA: i punti fatti sulla cateteri sono una guida del chirurgo come i cateteri sono avanzati. Il marchio a 3 cm sui cateteri avanzare attraverso i vasi femorali avvisi al chirurgo di uno spazio di resistenza potenziale derivante dai vasi iniziano a curvarsi verso la regione toracica. L'8 centimetri marks sul catetere aortico e il catetere termocoppia indicano la punta è in aorta toracica discendente. Il Marco 12 cm nel catetere atriale destra indica la punta è nell'atrio destro. Contrassegni provvisori sono guide come i cateteri sono avanzati. Il marchio 4 centimetri a destra del catetere giugulare esterna indica che la punta è nell'atrio destro.
   9. Prime ciascun catetere con soluzione salina contenente 10 UI / ml di eparina (per garantire la loro pervietà) e ruotare i rubinetti corrispondenti alla posizione di chiusura.
   10. Tagliare un 5F fluorurato cannula etilene propilene, dimensioni 1,1 millimetri ID e 1,6 millimetri OD (5F) montato su un stylette, per essere ≈ 8 cm di lunghezza, creando una punta smussata. Utilizzare questa cannula per l'avanzamento nella trachea posizionando il suo ≈ punta 2 cm dalla carena per la ventilazione a pressione positiva durante e dopo la rianimazione cardiaca.
       NOTA: La stylette metallo della cannula deve essere piegato ad un angolo di 145 ° ≈ 3 cm punta per facilitare l'avanzamento nella trachea.
4. Preparare il topo per la strumentazione chirurgica.
   1. Anestetizzare ratto mediante iniezione intraperitoneale di sodio pentobarbital (45 mg / kg). Se necessario, dare ulteriori dosi (10 mg / kg) per via endovenosa ogni 30 minuti (dopo aver stabilito l'accesso vascolare) per mantenere un piano chirurgica di anestesia.
      NOTA: La maggior parte degli studi hanno utilizzato maschi allevatore in pensione Sprague-Dawley.
   2. Agganciare i capelli dalle aree chirurgiche e le zone in cui saranno consegnati scosse elettriche; che comprendono la zona dorsale toracica, all'inguine sinistro e destro, il collo, e la superficie anteriore del torace.
   3. Somministrare 0,02 mg / kg (1 ml / kg) per via sottocutanea buprenorfina per l'analgesia.
   4. Fissare ratto in posizione supina su un bordo chirurgica registrando l'arti anteriori e posteriori ad un angolo dalla linea mediana 45 °.
   5. Aree di incisione Scrub con betadine scrub seguiti da etanolo al 70% per 3 volte.
   6. Applicare un sottile strato di antibatterico pomata oftalmica alle cornee.
   7. Inserire un termistore ≈ rettale 4 centimetri nel retto e fissare il termistore alla scheda chirurgica.
   8. Mantenere la temperatura corporea tra 36,5 ° C e 37,5 ° C utilizzando una lampada riscaldante ad incandescenza tutto l'esperimento.
   9. Aghi Luogo ECG per via sottocutanea a destra arto superiore, arto superiore sinistro, e il diritto dell'arto posteriore, e registrare l'ECG durante l'esperimento.

2. vascolari cannulazioni

2.1) arteria femorale sinistra per far avanzare il catetere termocoppia di tipo T nella aorta toracica discendente

1. Effettuare un'incisione di 2 cm sulla zona inguinale sinistra ad un angolo di 90 ° rispetto al suo bosco.
2. Esporre vasi femorali e nervi per via smussa del tessuto connettivo circostante usando un paio di hemostats.
3. Esporre la guaina vascolare intorno alle navi che utilizzano una curva micro pinza dissezione.
   NOTA: evitare la puntura o nave o il nerve.
4. Viaggiare con micro pinze dissezione sotto l'arteria femorale, vena, e il nervo e sostenerli in un angolo di 90 ° rispetto ai vasi. Con entrambe le navi e il nervo supportata, inizierà la separazione dell'arteria dal nervo e la vena utilizzando un altro paio di curve micro pinze dissezione.
   NOTA: La separazione è fatta dal basso e in parallelo alle navi per ridurre al minimo il rischio di lesioni ai vasi e nervi.
5. Riposizionare la pinza di sostegno; rilasciando il coraggio di sostenere solo la vena e arteria.
6. Infilare una pinza tra l'arteria e la vena e separarli ad una lunghezza di ≈ 1 centimetro.
7. Rilasciare la vena isolata dalle pinze di sostegno delicatamente, e rimangono solo sostenendo l'arteria.
8. Inserire due seta 3-0 intrecciati legature non assorbibili e la posizione uno distale ed uno prossimale ≈ 1 centimetro di distanza.
9. Stringere saldamente la legatura distale mentre l'arteria è ancora supportato tramite il nodo & # di un chirurgo160; seguita da due singoli nodi. Stringere la legatura prossimale con nodo di un chirurgo sciolto.
10. Effettuare una piccola incisione sulla nave con un paio di forbici micro dissezione vicino legatura distale ad un angolo di 60 ° rispetto al recipiente di taglio circa ¼ della sua zona di sezione trasversale.
    NOTA: Una piccola goccia di sangue che emerge dai segnali di taglio del lume è stato raggiunto.
11. Drip salina eparinizzata sulla nave per consentire il corretto inserimento del catetere.
    NOTA: Una o due gocce di soluzione di lidocaina 1% può anche essere usato per prevenire spasmo dei vasi.
12. Inserire un ago calibro 22 - la cui punta è stato personalizzato piegato ad un angolo di 70 ° e smussato con carta vetrata (cioè, introduttore) - nell'apertura nave mentre delicatamente tirando la legatura distale con i hemostats per stabilizzare la nave.
13. Sollevare l'introduttore delicatamente per esporre il lume e guidare il catetere di termocoppia di tipo T sotto l'introduttore, rimuovendouna volta che il catetere è stato inserito.
14. Tenere il catetere in posizione con una mano mentre l'altra mano alloggiamento in una posizione comoda per avanzare il catetere.
15. Chiudere la pinza di sostegno e spostarli distale come il catetere è avanzata.
    NOTA: Se si incontra resistenza durante l'avanzamento del catetere; fermarsi, tirare indietro e inserire in un angolo alternativo.
16. Far avanzare il catetere fino a quando il segno di 8 centimetri per posizionare la punta in aorta toracica discendente.
17. Fissare il catetere alla nave serrando la legatura prossimale e aggiungendo due ulteriori singoli nodi.
    NOTA: nodi abbastanza sicuro strette per prevenire le emorragie intorno al catetere e lo spostamento involontario; ancora, abbastanza largo da consentire movimento avanti e indietro se richiesto per riposizionamento.
18. Rimuovere le pinze e le pinze emostatiche delicatamente.

2.2) vena femorale sinistra per far avanzare il catetere PE25 nell'atrio destro

1. Ascensore tegli arteria femorale già incannulata con il catetere di termocoppia di tipo T delicatamente tirando la legatura ed esponendo la vena femorale adiacente.
2. Viaggia sotto la vena con pinze e aprirli per sostenere la vena.
3. Seguire i passaggi 2.1.8 attraverso 2.1.18, ma avanzare il catetere PE25 (invece che il T-tipo di termocoppia) per il marchio 12 centimetri per posizionare la punta vicino l'atrio destro.
4. Verificare sangue può essere ritirata attraverso il catetere di confermare la sua posizione senza ostacoli endoluminale e lavare il catetere con 0,2 ml di soluzione fisiologica eparinizzata.
5. Chiudere l'incisione chirurgica con nodo di un singolo chirurgo.

2.3) arteria femorale destra per far avanzare il catetere PE25 in aorta toracica discendente

1. Seguire i passaggi 2.1.1 attraverso 2.1.18, ma avanzare il catetere PE25 per il segno 8 cm a posizionare la punta in aorta toracica discendente.
2. Ripetere i punti 2.2.4 e 2.2.5.

2.4) destro vena giugulare esterna per avanzare il catetere venoso 3F poliuretano pediatrica nell'atrio destro

1. Effettuare una lunga 1,5 centimetri un'incisione a partire dalla base del collo, 1 cm a destra della trachea, che termina appena sotto la tiroide.
   NOTA: evitare di ferire o di esporre la ghiandola tiroidea.
2. Sezionare delicatamente il tessuto connettivo circostante usando un paio di hemostats per esporre la vena giugulare esterna.
3. Viaggia sotto la vena con pinze e aprirli per sostenere la vena.
4. Ripetere i passaggi 2.1.8 attraverso 2.1.18 per cateterizzazione venosa, ma avanzando il catetere 3F a segno quattro centimetri posizionando la punta nell'atrio destro.
5. Ripetere il punto 2.2.4.
6. Cap il catetere con il rubinetto a 3 vie e portarlo sulla posizione di chiusura.

3. tracheale intubazione

3.1) Esposizione tracheale

1. Espandere l'incisione collo precedentemente eseguito verso la linea mediana con pinze emostatiche.
2. Diss ect con hemostats e pinze con tecnica smussato la parte sterno-ioideo, sterno-tiroideo, e mastoid dei muscoli cleidocephalic per esporre la trachea e tenere esposto con spatola di tessuto.

3.2) intubazione tracheale

1. Tirare la lingua fuori per allungare le vie respiratorie. Avanzare il catetere 5F (cioè, la cannula tracheale) montato sul stylette. Tenere saldamente la cannula mentre avanza con la punta rivolta verso l'alto e passare che cercano di entrare vie aeree superiori, corde vocali, e la trachea.
2. Trans-visualizzare la cannula tracheale mentre avanza per la guida in posizione corretta.
3. Rimuovere il stylette dalla cannula corredato della CO ₂ adattatore analizzatore infrarossi all'estremità distale della cannula.
4. Confermare l'intubazione tracheale successo riconoscendo la caratteristica forma d'onda capnografica, cioè, delle vie aeree CO ₂ aumentare durante l'espirazione e diminuendo durante l'inspirazione.

ove_title "> 4. Conferma di Baseline Stabilità

1. Completa la strumentazione chirurgica e il collegamento dei vari cateteri, cannule e ECG conduce attraverso i loro trasduttori corrispondenti e condizionatori di segnale ad un sistema di acquisizione dati, e confermare la stabilità emodinamica base di uscita e la pressione sanguigna meaurements cardiaci e stabilità metabolica (consigliato) di misurazione della pressione gas e livelli di lattato.
   NOTA: gittata cardiaca viene misurata mediante analisi computerizzata della curva termodiluizione registrato nel dell'aorta toracica discendente attraverso la termocoppia dopo 200 microlitri bolo di 0,9% NaCl a temperatura ambiente nell'atrio destro.
2. Definire i valori di riferimento specifici di base per i vari parametri di interesse; che possono variare subordinato ceppo di ratto, di genere, e il peso. Baseline e di riferimento post-rianimazione valori da un esperimento rappresentativo utilizzando il modello di ratto descritto sono elencate nella Tabella 1.

5. protocollo sperimentale

5.1) induzione della fibrillazione ventricolare (VF)

1. Inserire un ago per via sottocutanea nella parete addominale del ratto collegato al polo negativo di un 60 Hz, corrente alternata (AC) del generatore (da 0 a 12 mA). Evitare avanzare l'ago oltre il tessuto sottocutaneo nella cavità addominale per evitare lesioni involontaria agli organi interni.
2. Attaccare un'estremità di un precurvato 0,38 millimetri OD e 40 cm filo guida (tramite un connettore del cavo) al polo positivo del generatore di corrente alternata. Assicurarsi che la polarità non è invertita; altrimenti VF non può essere indotta.
3. Rimuovere il rubinetto a 3 vie dal catetere poliuretano 3F inserito nella vena giugulare esterna destra e far avanzare la punta morbida del guidafilo circa 7 centimetri che cercano di entrare nel ventricolo destro monitorando l'ECG e la pressione aortica.
   NOTA: Il corretto posizionamento del filo guida viene suggerita da ventr ectopicabattiti icular osservati nel ECG e pressione aortica.
4. Accendere il generatore di corrente alternata a 60 Hz e aumentare gradualmente la corrente, mentre il monitoraggio della pressione aortica.
   NOTA: Una corrente di 2,0 mA è tipicamente sufficiente per indurre VF ma varia subordinata posizione del filo guida rispetto al ventricolo destro. Piccoli aggiustamenti alla posizione punta può essere richiesto per indurre VF da correnti più.
5. Conferma induzione di VF documentando (1) cessazione delle pulsazioni aortica e decadimento esponenziale della pressione aortica a ≈ 20 mm Hg entro ≈ 5 secondi a (2) la comparsa di attività elettrica disorganizzata nel ECG, come illustrato nella figura 2.
6. Mantenere la corrente ininterrottamente per 3 minuti, riducendo l'intensità dopo il primo minuto per circa la metà del livello richiesto per indurre VF.
7. Spegnere la corrente dopo 3 min e documento VF continua senza la necessità di applicare corrente.
   NOTA: Piccoli cuori defibrillare spontaneamentedata una lunghezza di cortocircuito per cui il bordo anteriore del fronte fibrillatory raggiunge la sua estremità posteriore in periodo refrattario osta rientro. Solo dopo un periodo di ischemia miocardica. Per esempio, 3 min, abbastanza per rallentare la conduzione per consentire rientro è che VF diventa auto-sostenuta, come mostrato in Figura 2.
8. Rimuovere il filo guida, ri-cap catetere giugulare con il rubinetto a 3 vie, rimuovere l'ago terra, e consentire VF continuare spontaneamente per la durata volontà del protocollo prima di iniziare interventi di rianimazione (cioè, da 4 a 15 min basato su pubblicato studi).

5.2) Le compressioni toraciche e ventilazione a pressione positiva

NOTA: Il compressore toracico descritto in questa pubblicazione è un dispositivo a pistone su misura ad azionamento pneumatico e controllo elettronico. Il ventilatore è un dispositivo disponibile in commercio.

1. Utilizzare il tempo di non trattata VF per le azioni descritte Below; anche se possono essere eseguite prima di indurre VF.
2. Segnare petto a 2,8 cm e 4,2 centimetri dalla base del processo xifoideo. L'area ottimale per iniziare le compressioni toraciche si trova in genere tra questi due marchi.
3. Applicare gel conduttivo per una pagaia defibrillazione e farlo scorrere sotto il petto del topo, garantire la pagaia alla scheda chirurgica.
4. Posizionare il pistone del compressore toracico tra i due marchi petto leggermente toccare il petto.
5. Impostare il compressore per fornire 200 compressioni al minuto e impostare la cilindrata iniziale a 0 mm.
   NOTA: Il rapporto di compressione è appropriato per un piccolo animale con una frequenza cardiaca spontanea di 350 min ^-1 ma può essere variata come tasso di compressione ottimale per il modello di ratto non è definito.
6. Impostare il ventilatore a 25 min ^-1 fornire un volume corrente di 6 ml / kg e una frazione di ossigeno inspirato _(FiO2) di 1,0 sincronizzato al petto compression.
7. Collegare il tubo del ventilatore (che termina in un adattatore a Y che collega l'inspirazione e espirazione arti) per l'uscita cannula tracheale interposto l'infrarosso di CO ₂ adattatore analizzatore.
8. Accendere il ventilatore e avviare la compressione del torace, aumentando gradualmente la profondità di compressione da 0 mm a 10 mm durante il primo minuto. Spostare leggermente il pistone lateralmente e rostrocaudale cerca di trovare una posizione che fornisce la massima pressione diastolica aortica (cioè pressione tra compressioni) per una data profondità di compressione.
   NOTA: Il graduale aumento della profondità di compressione è unico all'Istituto Rianimazione; la maggior parte dei ricercatori inizia con la profondità di compressione massima.
9. Continuare aumentando la profondità di compressione durante il secondo minuto fino ad ottenere un obiettivo aortica pressione diastolica.
   NOTA: Un obiettivo aortica pressione diastolica di 24 mm Hg o superiore produce una pressione di perfusione coronarica di 20 mmHg o superiore dopo aver sottratto ila destra la pressione diastolica atriale; corrispondente alla soglia resuscitability per questo modello di ratto ^4. L'obiettivo aortica pressione diastolica - che potrebbe superare la soglia resuscitability - deve essere stabilita dal ricercatore sulla base dell'obiettivo di studio. Eppure, non è consigliabile superare una profondità di compressione di 17 mm per evitare lesioni alla parete toracica e degli organi intratoracici.
10. Mantenere le compressioni toraciche per la durata desiderata prima di tentare la defibrillazione.
    NOTA: Sei minuti di compressione toracica sembra essere il minimo richiesto per creare le condizioni favorevoli per il successo del miocardio defibrillazione ^26. Tuttavia, con l'aumento della durata, l'efficacia emodinamica dei cali di compressione toracica e molti studi utilizzano una durata variabile da 6 a 10 min.

5.3) Defibrillazione

1. Utilizzare una forma d'onda bifasica defibrillatore disponibile in commercio con capacità di defibrillazione interna con un partenzaenergia erogata 5 J, dotato di pale personalizzate nel ratto.
2. Applicare gel conduttivo per la pagaia defibrillazione.
3. Caricare immediatamente il defibrillatore prima di completare la durata prestabilita delle compressioni toraciche.
4. Interrompere la compressione del torace e verificare il cuore rimane in VF esaminando l'ECG.
5. Di fornire fino a due scariche elettriche di 5 J ciascuna attraverso la parete toracica 5 secondi a parte se VF è presente e di osservare per la restituzione di un ECG elettricamente organizzata con impulsi aortica e ≥25 mm Hg media pressione aortica.
6. Riprendere le compressioni toraciche per altri 30 secondi o 60 secondi (contingenti sul protocollo specifico) se la pressione aortica media è <25 mm Hg indipendentemente dal ritmo elettrico.
7. Ripetere i passaggi da 5.3.4 a 5.3.6 per un massimo di 5 volte contingenti sul protocollo specifico ma crescente l'energia di defibrillazione di 7 J se i primi 5 J shock non riescono a terminare VF. Figura 3 illustra il pro defibrillazioneprotocollo utilizzato presso l'Istituto rianimazione e la Figura 4 illustra un esperimento rappresentativo durante la fase di defibrillazione.
8. Consegnare scosse elettriche solo quando VF è presente; altrimenti riprendere compressione del torace senza precedenti scosse elettriche e assumere il cuore è in attività elettrica senza polso o asistolia.
9. Determinare il risultato di rianimazione al completamento dei cicli defibrillazione-compressione (Figura 3).

5.4) Post-rianimazione

1. Aumentare il tasso di ventilazione di 25 min ^-1 a 60 min ^-1 dopo il ritorno della circolazione spontanea e abbassare il FiO ₂ 1,0-0,5 dopo 15 minuti di circolazione spontanea.
2. Fornire una scossa elettrica alla stessa energia dell'ultimo shock se VF ricorre. Tuttavia, VF inverte in genere spontaneamente a ritmo sinusale entro pochi secondi.
   NOTA: VF recidiva può verificarsi come parte di aritmie riperfusione brevedopo il ritorno della circolazione spontanea, ma raramente oltre 15 min.
3. Osservare l'animale secondo il protocollo post-rianimazione specifica decisa dallo sperimentatore; tipicamente da 180 a 240 min in esperimenti acuti senza recupero dall'anestesia prima eutanasia. La linea temporale di un tipico esperimento acuta è mostrato in Figura 5.
4. Eseguire necroscopia in esperimenti acuti per documentare la posizione di cateteri e lesioni agli organi interni che possono rendere un esperimento valido.
5. Rimuovere tutti i cateteri, legare i vasi, e chiudere le ferite con clip metalliche e seguire i passaggi elencati di seguito in esperimenti di sopravvivenza.
6. Estubare l'animale a condizione che sia in grado di respirare spontaneamente.
7. Ritorna l'animale in una gabbia pulita dopo il recupero dall'anestesia evidenziato da completo e senza assistenza autoraddrizzante da decubito dorsale.
8. Iniettare riscaldato 0,9% NaCl (1 ml / 100 g di peso corporeo) per via intraperitoneale per ridurre il rischio di ipotermia e dehydration.
9. Somministrare una dose sottocutanea di meloxicam (2 mg / kg) per via sottocutanea 4 ore dopo l'la dose di analgesico seguita da una dose sottocutanea 1 mg / kg una volta al giorno fino a 72 ore.
10. Casa l'animale da solo con un arricchimento per un massimo di 48 ore per il recupero sicuro e utilizzare la procedura operativa standard istituzionale per cure post-operatorie e il monitoraggio.

Risultati

Il modello di ratto descritto qui è stato recentemente utilizzato per confrontare gli effetti di due inibitori della sarcolemmal sodio-idrogeno scambiatore isoforma 1 (NHE-1) sulla funzione miocardica e emodinamica durante la compressione del torace e post-rianimazione ^61. In precedenza era stato riferito che NHE-1-inibitori riducono la riperfusione miocardica limitando citosolico sodio-indotta e sovraccarico di calcio mitocondriale, e in tal modo contribuire a preservare sinistra distensibilità ventricolar...

Discussione

Fasi critiche nel protocollo

Ci sono passaggi critici nel protocollo. Quando padronanza, la preparazione e il protocollo, agire come succintamente descritte di seguito. La preparazione chirurgica è rapida, avanzando cateteri rapidamente attraverso piccole incisioni attivazione spasmo minimo o nullo nave e posizionando le punte del catetere come previsto, seguita da intubazione tracheale successo dopo una singola o pochi tentativo (s); pertanto, completando la preparazione in ≈ 90...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
Name of Material/ Equipment	Company	Catalog Number	Comments/Description
Sodium pentobarbital	Sigma Aldrich	P3761	http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en&region=US
Rectal thermistor	BIOPAC Systems, INC	TSD202A	http://www.biopac.com/fast-response-thermistor
Needle electrode biopolar concentric 25 mm TP	BIOPAC Systems, INC	EL451	http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm
PE25 polyethylene tubing	Solomon Scientific	BPE-T25	http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing
26GA female luer stub adapter	Access Technologies	LSA-26	http://www.norfolkaccess.com/needles.html
Stopcocks with luer connections; 3-way; male lock, non-sterile	Cole-Parmer	UX-30600-02	http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way _male_lock_stopcocks _10_pack_Non_sterile/EW-30600-23
TruWave disposable pressure transducer	Edwards Lifesciences	PX600I	http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1
Type-T thermocouple	Physitemp Instruments	IT-18	http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html
Central venous pediatric catheter	Cook Medical	C-PUM-301J	https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds
Abbocath-T subclavian I.V. catheter (14g x 5 1/2")	Hospira	453527	http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427
Novametrix Medical Systems, Infrared CO2 monitor	Soma Technology, Inc.	7100 CO2SMO	http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_ 7100.asp
Harvard Model 683 small animal ventilator	Harvard Apparatus	555282	http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_ HAI_ProductDetail_N_37322_37323
Double-flexible tipped wire guides	Cook Medical	C-DOC-15-40-0-2	https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds
High accuracy AC LVDT displacement sensor	Omega Engineering	LD320-25	http://www.omega.com/pptst/LD320.html
HeartStart XL defibrillator/monitor	Phillips Medical Systems	M4735A	http://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/
Graefe micro dissection forceps 4 inches	Roboz	RS-5135	http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135
Graefe micro dissection forceps 4 inches with teeth	Roboz	RS-5157	http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157
Extra fine micro dissection scissors 4 inches	Roboz	RS-5882	http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp
Heiss tissue retractor	Fine Science Tools	17011-10	http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=321&CategoryId=134& lang=en-US
Crile curve tip hemostats	Fine Science Tools	13005-14	http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=372
Visistat skin stapler	Teleflex Incorporated	528135	http://www.teleflexsurgicalcatalog.com/weck/products/9936
Braided silk suture, 3-0	Harvard Apparatus	517706	http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_43051_-1_ HAI_ProductDetail_N_37916_37936
Betadine solution	Butler Schein	3660	https://www.henryscheinvet.com/
Sterile saline, 250 ml bags	Fisher	50-700-069	http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?catnum=50700069&storeId=10652
Heparin sodium injection, USP	Fresenius Kabi	504201	http://fkusa-products-catalog.com/files/assets/basic-html/page25.html
Loxicom (meloxicam)	Butler Schein	045-321	https://www.henryscheinvet.com/
Thermodilution cardiac output computer for small animals	N/A	N/A	Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Analog-to-digital data acquisition and analysis system	N/A	N/A	Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Pneumatically-driven and electronically controlled piston device for chest compression in small animals	N/A	N/A	Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine
60 Hz alternating current generator	N/A	N/A	Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine