Ein Rattenmodell von Kammerflimmern und Reanimation durch konventionelle Closed-Brust-Technik

Zusammenfassung

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Zusammenfassung

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO₂. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes – but is not limited to – hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

Einleitung

In der Nähe von 360.000 Personen in den Vereinigten Staaten ^ein und viele mehr leiden weltweit ² Episoden plötzlichen Herzstillstand jedes Jahr. Versuche, Leben wiederherzustellen erfordern nicht nur, daß die Herzaktivität wiederhergestellt werden, doch dass die Schädigung lebenswichtiger Organe verhindert werden, minimiert wird, oder umgekehrt. Aktuelle Reanimation Techniken ergeben eine erste Wiederbelebungsrate von ca. 30%; jedoch ist das Überleben bis zur Krankenhausentlassung nur 5% ^1. Myokardiale Dysfunktion, neurologische Funktionsstörung, systemische Entzündung, Begleiterkrankungen, oder eine Kombination davon auftreten Postreanimationskonto für den Großteil der Patienten, die trotz anfänglicher Rückzirkulations sterben. So besseres Verständnis der Pathophysiologie und neuartige Reanimation Ansätze sind dringend erforderlich, um die Rate der ersten Reanimation und anschließende Überleben mit intakter Organfunktion zu erhöhen.

Tiermodusls von Herzstillstand eine entscheidende Rolle in der Entwicklung neuer Therapien Reanimation durch Einblicke in die Pathophysiologie von Herzstillstand und Reanimation und bietet praktische Hilfe zu konzipieren und zu testen, neue Interventionen, bevor sie beim Menschen ³ getestet werden. Das Rattenmodell der geschlossenen Brust kardiopulmonalen Reanimation (CPR) beschriebenen hat eine wichtige Rolle gespielt. Wissenschaftlicher Mitarbeiter an der Zeit - - ⁴ im Labor des verstorbenen Professor Max Harry Weil MD, Ph.D., und ihre Mitarbeiter Das Modell wurde 1988 von Irene von Planta entwickelt an der Universität für Gesundheitswissenschaften (umbenannt Rosalind Franklin Universität für Medizin und Wissenschaft im Jahr 2004) und wurde umfangreich im Bereich der Reanimation überwiegend von Stipendiaten der Professor Weil und ihre Auszubildenden eingesetzt.

Das Modell simuliert eine Episode von plötzlichen Herzstillstand mit Reanimation durch konventionelle CPR Techniken versucht und umfasst somit inductIonen des Kammerflimmerns (VF) durch die Bereitstellung eines elektrischen Stroms an der rechten ventrikulären Endokard und Bereitstellung der geschlossenen Brust CPR durch einen pneumatisch angetriebenen Kolben-Vorrichtung, während gleichzeitig liefern positive Druckventilation mit Sauerstoff angereicherten Gases. Beendigung der VF wird durch transthorakale Lieferung von elektrischen Schlägen erreicht. Die Ratten-Modell schafft ein Gleichgewicht zwischen Modellen in großen Tieren (zB Schweine) und Modelle in kleineren Tieren entwickelt entwickelt (zB Mäuse) ermöglicht die Erkundung neuer Forschungskonzepte in einem gut standardisiert, reproduzierbar und effizient mit Zugang zu einem robusten Bestandsaufnahme der einschlägigen Messungen. Das Modell ist besonders nützlich in einem frühen Stadium der Forschung, um neue Konzepte der Auswirkungen der Störgrößen vor der Durchführung von Untersuchungen in größeren Tiermodelle, kostspieliger zu erforschen und zu untersuchen, aber von größerer translationalen Einfluss.

Eine Medline-Suche für alle Peer-Review-Artikel Berichterstattungimilar Rattenmodell mit VF als Mechanismus der Herzstillstand und einer Form der geschlossenen Brust-Wiederbelebung wurden insgesamt 69 zusätzliche Originalstudien mit Hilfe des Modells, da sie erstmals im Jahr 1988 ⁴ veröffentlicht. Die Forschungsschwerpunkte sind pathophysiologische Aspekte der Wiederbelebung ^{von 5 bis 17,} Einflussfaktoren auf die Ergebnisse ^{von 18 bis 30,} die Rolle der pharmakologische Interventionen untersuchen Vasopressoren ^31-43, Puffermittel ^44, inotropen Mitteln ^45, Stoffe bei der myokardialen oder zerebralen Schutz ^46-70 gerichtet, und auch die Auswirkungen von mesenchymalen Stammzellen ^71-73.

Die in diesem Artikel beschriebenen Modells und Protokoll wird derzeit an der Wiederbelebung Institut eingesetzt. Dennoch gibt es mehrere Möglichkeiten, "Anpassen" das Modell auf der Grundlage der für einzelne Forscher und die Ziele der Studien-Fähigkeiten.

Protokoll

HINWEIS: Das Protokoll wurde von der Institutional Animal Care und Verwenden Ausschuss bei Rosalind Franklin Universität für Medizin und Wissenschaft genehmigt. Alle Verfahren wurden in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren durch die National Research Council veröffentlicht.

1. Versuchsaufbau und Anästhesie

1. Kalibrierungen der verschiedenen Signale mit einem Datenerfassungssystem (Druck, Temperatur, Hubvolumen, Elektrokardiogramm [EKG] capnography usw.) erfasst werden.
2. Sterilisieren Instrumente und Katheter (zB in einem Autoklaven für Instrumente und Ethylenoxidsterilisator für Katheter) und betreiben gowned und trägt eine Maske, Kappe, und sterile Handschuhe, wenn das Experiment beinhaltet das Überleben der Operation. Sauberen chirurgischen Instrumente und Katheter, aber es gibt keine Notwendigkeit für sterile nicht Überleben Chirurgie sein.
3. Bereiten unten beschrieben und in Fi dargestellt die KatheterAbbildung 1 für eine Ratte mit einem Gewicht von 0,45 kg und 0,55 kg.
   1. Mark ein Thermokatheter 2F T-Typ, Größe 0,6 mm Außendurchmesser (2F), bei 3, 5 und 8 cm von der Spitze mit Permanentmarker für den Aufstieg in die Aorta. Mit diesem Katheter Temperatur und die Herzleistung zu messen.
   2. Cut Polyethylenschlauch, Größe 0,46 mm und 0,91 mm ID OD (PE25) ≈ 25 cm in der Länge, eine für Fortschritt in den thorakalen Aorta und eine andere für den Aufstieg in den rechten Vorhof.
   3. Schneiden des Endes jedes PE25 Katheterspitze in den Behälter in einem 90 ° -Winkel eingeführt werden.
      HINWEIS: abgeschrägte Spitzen bei 45 ° Winkel kann Gefäßperforation bei der Verwendung von PE-Schlauch verursachen. Allerdings kann die abgeschrägte Spitze unten mit Sandpapier getrimmt, um die Schärfe zu verringern.
   4. Schließen Sie einen 26 Gauge Luer Stub-Adapter an das proximale Ende jedes PE25-Katheter.
   5. Markieren den Aortenkatheter bei 3, 5 und 8 cm, und die rechte Vorhofkatheter bei 3, 5, 8, 10 und 12 cm von der Spitze. Verwenden Sie die aoRTIC Katheter Aortendruck und zur Blutentnahme zu messen. Verwenden Sie die rechte Vorhofkatheter Druck im rechten Vorhof zu messen.
   6. Befestigen jedes Luer Stub Adapter an einen Druckwandler mit einem 3-Wege-Absperrhahns angebracht.
   7. Schneiden Sie die Spitze eines 3F Polyurethan pädiatrische Venenkatheter, Größe 0,6 mm ID und 1,0 mm Außendurchmesser (3F), im 45 ° Winkel für den Aufstieg in den rechten Vorhof.
   8. Markieren Sie die 3F externen Jugularkatheter bei 4 cm von der Spitze. Mit diesem Katheter, ein Führungsdraht in die rechte Herzkammer für elektrische Induktion von VF mit der anschließenden Möglichkeit, es für die Arzneimittelabgabe und Blutentnahme verwendet voranzutreiben. Bringen Sie ein 3-Wege-Hahn mit dem Katheter.
      HINWEIS: Marks auf den Katheter hergestellt sind Richtwerte des Chirurgen als die Katheter vorgeschoben werden. Die Markierung 3 cm auf den Katheter vorgeschoben durch die Oberschenkelgefäße Benachrichtigung der Chirurg eines Bereichs von möglichen Widerstand der Gefäße allmählich Kurve nach oben in Richtung des Thoraxbereich resultieren. Die 8 cm marks auf der Aortakatheter und Thermo Katheters anzuzeigen, dass die Spitze in der absteigenden Brustaorta. Die 12 cm-Marke auf der rechten Vorhofkatheter zeigt sich die Spitze in den rechten Vorhof. Zwischen Marken sind Führungen wie die Katheter vorgeschoben werden. Die 4 cm Markierung auf der rechten Außen Jugularkatheter zeigt sich die Spitze in den rechten Vorhof.
   9. Prime jeder Katheter mit Kochsalzlösung, die 10 IU / ml Heparin (um deren Durchgängigkeit zu gewährleisten), und schalten die entsprechenden Absperrventile in die geschlossene Position.
   10. Schneiden Sie ein 5F fluoriertes Ethylen-Propylen-Kanüle, Größe 1,1 mm und 1,6 mm ID OD (5F) auf einem Stilett befestigt, um ≈ 8 cm in der Länge die Schaffung einer abgestumpften Spitze sein. Verwenden Sie diese Kanüle für den Aufstieg in die Luftröhre Platzierung seiner Spitze ≈ 2 cm von der Carina für Überdruckbelüftung während und nach Herzwiederbelebung.
       HINWEIS: Die Metall Stilett von der Kanüle muss bei einer 145 ° Winkel ≈ 3 cm von der Spitze gebogen ist, um in Vorwärts in die Luftröhre zu unterstützen.
4. Bereiten Sie die Ratte für chirurgische Instrumente.
   1. Anesthetize die Ratte durch intraperitoneale Injektion von Natriumpentobarbital (45 mg / kg). Falls erforderlich, geben zusätzliche Dosen (10 mg / kg) intravenös alle 30 Minuten (nach der Etablierung Gefäßzugang), um eine chirurgische Anästhesieebene zu halten.
      HINWEIS: Die meisten Studien wurden männliche zurückgezogen Züchter Sprague-Dawley Ratten verwendet.
   2. Befestigen Sie die Haare von den chirurgischen Bereichen und Bereiche, in denen elektrische Schläge geliefert werden; wobei die dorsale Thoraxbereich, linken und rechten Leiste, den Nacken und Vorderfläche des Thorax beinhalten.
   3. Verwalten 0,02 mg / kg (1 ml / kg) subkutan Buprenorphin zur Analgesie.
   4. Befestigen Sie die Ratte in Rückenlage auf einer chirurgischen Bord durch Abkleben der vorderen und hinteren Gliedmaßen bei einem Winkel von 45 ° von der Mittellinie.
   5. Scrub Schnittflächen mit Betadin-Peeling, gefolgt von 70% igem Ethanol 3 mal.
   6. Tragen Sie eine dünne Schicht aus antibakterielle Augensalbe auf die Hornhaut.
   7. Stecken Sie eine rektale Thermistor ≈ 4 cm in das Rektum und sichern Sie den Thermistor auf die chirurgische Bord.
   8. Aufrechterhaltung der Körperkerntemperatur zwischen 36,5 ° C und 37,5 ° C unter Verwendung einer Glühlampe Heizlampe während des gesamten Experiments.
   9. Platz EKG Nadeln subkutan auf der rechten oberen Extremität, linke obere Extremität, und das Recht der hinteren Gliedmaßen, und notieren Sie die EKG während des Experiments.

2. Gefäßpunktionen

2.1) Linke Arteria femoralis für die Förderung der T-Thermoelement Typ Katheter in die Aorta descendens

1. Einen 2 cm Einschnitt an der linken Leistengegend in einem 90 ° Winkel relativ zu seiner Hain.
2. Setzen die Oberschenkelgefäße und Nerven stumpf der mit einem Paar Hämostatika umgebenden Bindegewebe.
3. Setzen Sie die Gefäßscheide um die Gefäße mit einer gekrümmten Mikrodissektion Pinzette.
   HINWEIS: Vermeiden Sie Stechen entweder Schiff oder der nerve.
4. Reisen Sie mit Mikrodissektion Pinzette unter der Femoralarterie, Vene und Nerv und unterstützen sie im 90 ° Winkel zu den Schiffen. Bei beiden Gefäße und Nerven der unterstützten beginnen Trennung von der Arterie aus der Nerven- und Venen mithilfe einer anderen Paar von gekrümmten Mikrodissektion Pinzette.
   HINWEIS: Die Trennung von unter und parallel zu den Behältern durchgeführt, um die Verletzungsgefahr für die Gefäße und Nerven zu minimieren.
5. Positionieren Sie die Unterstützung einer Pinzette; Loslassen des Nerven nur die Vene und Arterie zu unterstützen.
6. Fädeln Sie eine Zange zwischen der Arterie und die Vene und trennen Sie diese auf eine Länge von ≈ 1 cm.
7. Lassen Sie die isolierte Ader von den Stütz Pinzette vorsichtig und bleiben die Unterstützung der Arterie nur.
8. Legen Sie zwei Seiden 3-0 geflochten nicht resorbierbaren Ligaturen und Position eines distal und einem proximalen ≈ 1 cm voneinander entfernt.
9. Ziehen Sie fest das distale Ligatur während die Arterie ist immer noch mit einem chirurgischen Knoten & # unterstützt160, gefolgt von zwei einzelne Knoten. Ziehen Sie die proximale Ligatur mit einer lockeren Chirurgen Knoten.
10. Einen kleinen Einschnitt am Behälter mit Hilfe eines Paares von Mikrodissektion Schere in der Nähe des distalen Ligatur in einem 60 ° Winkel relativ zu dem Behälter Schneid etwa ¼ seiner Querschnittsfläche.
    HINWEIS: Ein kleiner Tropfen Blut, die aus den Schnittsignale das Lumen erreicht.
11. Tropft heparinisierter Kochsalzlösung auf das Gefäß, um eine reibungslose Einführung des Katheters zu ermöglichen.
    HINWEIS: Ein bis zwei Tropfen von 1% Lidocain-Lösung kann auch verwendet werden, um Gefäßspasmen verhindern.
12. Legen Sie eine 22-Gauge-Nadel - deren Spitze wurde speziell auf einen 70 ° Winkel gebogen und stumpf mit Sandpapier (dh Introducer) - in der Gefäßöffnung, während leichtes Ziehen des distalen Ligatur mit den Gefäßklemmen, um das Schiff zu stabilisieren.
13. Heben Sie die Einführschleuse vorsichtig, um das Lumen ausgesetzt und führen Sie die T-Thermoelement Typ Katheter unter der Einführer, die Beseitigunges einmal die Katheterspitze eingelegt wurde.
14. Halten Sie den Katheter an Ort und Stelle mit einer Hand, während die Aufnahme der anderen Seite in einer bequemen Position, um den Katheter zu fördern.
15. Schließen Sie die Unterstützung einer Pinzette und verschieben Sie sie distal als der Katheter vorgeschoben.
    HINWEIS: Wenn ein Widerstand beim Vorschieben des Katheters eingehalten werden; zu stoppen, zurückziehen, und legen Sie an einem anderen Blickwinkel.
16. Schieben Sie den Katheter, bis die 8 cm-Marke, seine Spitze in die Aorta descendens zu positionieren.
17. Sichern Sie den Katheter in das Gefäß durch Festziehen der proximalen Blattschraube und zwei zusätzliche einzelne Knoten.
    HINWEIS: Sichere Knoten fest genug Blutungen um den Katheter und unbeabsichtigtes Verschieben zu verhindern; dennoch lose genug, um Hin- und Herbewegung zu ermöglichen, wenn zur Repositionierung erforderlich.
18. Entfernen Sie die Zange und die Gefäßklemmen sanft.

2.2) Linker Oberschenkelvene zum Vorschieben des PE25-Katheter in den rechten Vorhof

1. Heben ter Femoralarterie bereits mit dem T-Thermoelement Typ Katheter durch leichtes Ziehen auf der Blattschraube und Freilegen der angrenzenden femoralis kanüliert.
2. Reisen unter der Vene mit einer Pinzette und öffnen Sie sie zur Stützung der Vene.
3. Führen Sie die Schritte 2.1.8 bis 2.1.18, sondern Förderung der PE25-Katheter (anstelle des T-Typ-Thermoelement) an die 12-cm-Markierung seiner Spitze in der Nähe des rechten Vorhof zu positionieren.
4. Stellen Sie sicher, Blut durch den Katheter zurückgezogen werden, um seine intraluminale freie Position zu bestätigen und spülen Sie den Katheter mit 0,2 ml heparinisierter Kochsalzlösung.
5. Schließen Sie den chirurgischen Schnitt mit einem einzigen Chirurgen Knoten.

2.3) mit der rechten Femoralarterie für die Förderung der PE25-Katheter in die Aorta descendens

1. Führen Sie die Schritte 2.1.1 bis 2.1.18, sondern Förderung der PE25-Katheter in die 8 cm-Marke, seine Spitze in die Aorta descendens zu positionieren.
2. Wiederholen Sie die Schritte 2.2.4 und 2.2.5.

2.4) mit der rechten Vena jugularis externa für die Förderung der 3F Polyurethan pädiatrische Venenkatheter in den rechten Vorhof

1. Machen einer 1,5 cm langen Schnitt beginnend an der Basis des Halses, 1 cm auf der rechten Seite der Luftröhre und endet knapp unterhalb der Schilddrüse.
   HINWEIS: Vermeiden Sie Verletzungen oder Freilegen der Schilddrüse.
2. Sanft sezieren mit einem Paar Hämostatika, um die äußere Jugularvene Setzen Sie das umgebende Bindegewebe.
3. Reisen unter der Vene mit einer Pinzette und öffnen Sie sie zur Stützung der Vene.
4. Wiederholen Sie die Schritte 2.1.8 bis 2.1.18 für Venenkatheter, aber Förderung der 3F Katheter in die 4 cm Marke Positionierung seiner Spitze im rechten Vorhof.
5. Wiederholen Sie Schritt 2.2.4.
6. Verschließen Sie den Katheter mit dem 3-Wege-Hahn und drehen Sie ihn in die geschlossene Position.

3. Intubation

3.1) Luftröhrenbelichtungs

1. Erweitern Sie den zuvor durchgeführten Hautschnitt in Richtung der Mittellinie mit Gefäßklemmen.
2. Diss ect mit Gefäßklemmen und Pinzette mit stumpfen Technik der M. sternohyoideus, M. sternothyroideus, und des Warzenfortsatzes Teil der cleidocephalic Muskeln, um die Luftröhre freizulegen, und halten Sie sie mit einer freiliegenden Gewebe Treuer.

3.2) Intubation

1. Ziehen Sie die Zunge heraus, um die Atemwege zu dehnen. Schieben Sie den 5F Katheter (dh Trachealkanüle) am Stilett befestigt. Halten Sie das Kanüle beim Vorschieben mit der Spitze nach oben und vorher versucht, die oberen Atemwege, Stimmbänder, und die Luftröhre gelangen.
2. Trans visualisieren die Trachealkanüle, wie es für die Führung in die richtige Position rückt.
3. Entfernen der Mandrin aus der Kanüle und befestigen einen Infrarot CO _{2 -Analysator} Teil an dem distalen Ende der Kanüle.
4. Bestätigen erfolgreiche Intubation durch die Anerkennung der charakteristischen Kapnographie Wellenform, dh Atemwege CO ₂ erhöhen während der Ausatmung und während der Inspiration ab.

ove_title "> 4. Bestätigung der Baseline-Stabilität

1. Füllen Sie das chirurgische Instrumente und Verbindung der verschiedenen Katheter, Kanülen und EKG-Ableitungen über die entsprechenden Sensoren und Signalanlagen, um ein Datenerfassungssystem, und bestätigen hämodynamische Stabilität basierend auf Herzleistung und Blutdruck meaurements und metabolische Stabilität (empfohlen) durch Messung des Blut Gase und Laktatwerte.
   HINWEIS: Die Herzleistung wird durch eine Computeranalyse der Thermodilutionskurve in der absteigenden Aorta in das Thermoelement nach 200 & mgr; l Bolus von 0,9% NaCl bei Raumtemperatur in den rechten Vorhof erfasst gemessen.
2. Definieren Sie die spezifische Basisreferenzwerte für die verschiedenen Parameter von Interesse; die variieren können abhängig der Rattenstamm, Geschlecht und Gewicht. Baseline und nach der Wiederbelebung Referenzwerte aus einem repräsentativen Experiment unter Verwendung des Ratten-Modell beschrieben sind in Tabelle 1 aufgeführt.

5. Versuchsprotokoll

5.1) Induktion der ventrikulären Fibrillation (VF)

1. Legen Sie eine Nadel subkutan in Bauchdecke der Ratte mit dem negativen Pol eines 60 Hz verbunden ist, Wechselstrom (AC) Generator (0 bis 12 mA). Vermeiden Vorschieben der Nadel über dem subkutanen Gewebe in die Bauchhöhle, um eine unbeabsichtigte Verletzung innerer Organe zu vermeiden.
2. Befestigen Sie das eine Ende eines vorgebogenen 0,38 mm Außendurchmesser und 40 cm langen Führungsdraht (über einen Draht-Anschluss) an den Pluspol des Wechselstromgenerators. Stellen Sie sicher, dass die Polarität nicht umgekehrt ist; sonst VF kann nicht induziert werden.
3. Entfernen Sie die 3-Wege-Hahn aus dem 3F Polyurethan-Katheter in die rechte äußere Jugularvene eingeführt und rückt den weicheren Spitze des Führungsdrahtes etwa 7 cm versucht, die rechte Herzkammer geben Sie während der Überwachung des EKG und der Aortendruck.
   HINWEIS: Die korrekte Platzierung des Führungsdrahtes durch Eileiter ventr vorgeschlagen werdenicular Beats im EKG und Aortendruck beobachtet.
4. Schalten Sie die 60-Hz-Wechselstromgenerator und schrittweise Erhöhung der Strom unter Beobachtung der Aortendruck.
   HINWEIS: Ein 2,0 mA Strom ist typischerweise ausreichend, um VF zu induzieren, aber es abhängig Lage des Führungsdrahtes relativ zu dem rechten Ventrikel variiert. Kleinere Anpassungen an der Spitze Ort erforderlich sein, um VF bei niedrigeren Strompegeln zu induzieren.
5. Induktion von VF bestätigen dokumentiert (1) Einstellung der Aorta Pulsationen und exponentiellen Abfall der Aortendruck zu ≈ 20 mm Hg innerhalb von ≈ 5 Sekunden, und (2) Aussehen der unorganisierten elektrische Aktivität im EKG, wie in Abbildung 2 dargestellt.
6. Aufrechterhaltung der Strom ununterbrochen für 3 Minuten Verringerung der Intensität nach der ersten Minute auf etwa die Hälfte der Höhe erforderlich, um VF zu induzieren.
7. Schalten Sie den Strom nach 3 min und Dokument, das VF setzt, ohne dass aktuelle Anwendung.
   HINWEIS: Kleine Herzen Defibrillation spontanda ein Kurzschluss Länge, wobei die Vorderkante des fibrillatory vor seinem hinteren Ende in Refraktärzeit ausschließen Wiedereintritt erreicht. Erst nach einem Zeitraum von Myokardischämie,., Dh, 3 min, ausreichend, um die Leitung zu ermöglichen, den Wiedereintritt ist, dass VF wird selbsttragend wird, wie in 2 gezeigt zu verlangsamen.
8. Entfernen Sie den Führungsdraht, re-cap die Jugularkatheter mit dem 3-Wege-Hahn, entfernen Sie den Boden Nadel und lassen VF spontan für den Wunsch Dauer des Protokolls fortzusetzen, bevor Reanimationsmaßnahmen (dh 4 bis 15 min auf der Grundlage veröffentlichter Studien).

5.2) Herzdruckmassage und Überdruckbeatmung

HINWEIS: Die Brust Kompressor in dieser Publikation ist eine maßgeschneiderte pneumatisch angetriebene und elektronisch gesteuerte Kolbeneinrichtung. Das Beatmungsgerät ist ein handelsübliches Gerät.

1. Nutzen Sie die Zeit von unbehandelten VF für die Aktionen beschrieben below; obwohl sie vor dem Induzieren VF durchgeführt werden.
2. Markieren Sie die Brust mit 2,8 cm und 4,2 cm von der Basis des Schwertfortsatz. Der optimale Bereich für die Einleitung der Herzdruckmassage wird in der Regel zwischen den beiden Markierungen gefunden.
3. Bewerben leitendes Gel auf eine Defibrillationselektrode und schieben Sie sie unter die Brust der Ratte, die Sicherung der Paddel an den chirurgischen Bord.
4. Positionieren Sie den Kolben der Brust Kompressor zwischen den beiden Brust Marken die Brust leicht berühren.
5. Stellen Sie den Kompressor auf 200 Kompressionen pro Minute zu liefern und den ersten Kolbenverschiebung auf 0 mm.
   HINWEIS: Die Kompressionsrate für ein kleines Tier mit einem spontanen Herzrate von 350 min ^-1 ist angezeigt, aber es kann als der optimale Kompressionsrate für das Rattenmodell wurde nicht definiert variiert werden.
6. Stellen Sie den Ventilator bei 25 min ^-1 liefert ein Tidalvolumen von 6 ml / kg und einen Bruchteil des eingeatmeten Sauerstoffs _(FiO2) von 1,0 unsynchronisierten Brust compression.
7. Befestigen Sie die Lüfterschlauch (endet in einem Y-Adapter Anschluss der in- und exspiratorischen Gliedmaßen) mit der Trachealkanüle Verlassen zwischen den Infrarot-Analysator CO _2-Adapter.
8. Einschalten des Ventilators und starten Brustkompression durch allmähliche Erhöhung der Kompressionstiefe von 0 mm bis 10 mm in der ersten Minute. Bewegen Sie leicht den Kolben seitlich und rostrokaudalen versuchen, eine Position, die die höchste Aorta diastolische Druck führt zu finden (dh Druck zwischen Druckmassage) für eine bestimmte Kompressionstiefe.
   HINWEIS: Die schrittweise Erhöhung der Kompressionstiefe ist einzigartig für die Wiederbelebung Institut; die meisten Forscher beginnen mit der maximalen Kompressionstiefe.
9. Weiter Erhöhung der Kompressionstiefe während der zweiten Minute, bis eine Ziel Aorta diastolische Druck erreicht ist.
   HINWEIS: Ein Ziel der Aorta diastolischen Druck von 24 mm Hg oder höher ergibt eine Koronarperfusion Druck von 20 mm Hg oder höher nach Abzug derrechte atriale diastolische Druck; entsprechend der resuscitability Schwellenwert für diese Rattenmodell ^4. Das Ziel der Aorta diastolische Druck -, die den resuscitability Schwelle überschreiten kann - ist es, durch den Prüfarzt auf der Grundlage der Studie Ziel entschieden werden. Dennoch ist es nicht ratsam, eine Kompressionstiefe von 17 mm nicht überschreiten, um eine Verletzung der Brustwand und intrathorakalen Organen zu vermeiden.
10. Pflegen Sie die Herzdruckmassage für die gewünschte Dauer Vor der Defibrillation.
    HINWEIS: Sechs Minuten von Herzdruck scheint der Mindest werden benötigt, um myocardial günstige Bedingungen für eine erfolgreiche Defibrillation ²⁶ erstellen. Mit zunehmender Dauer der hämodynamische Wirksamkeit Brustkompression sinkt und die meisten Studien verwenden jedoch eine Dauer im Bereich von 6 bis 10 min.

5.3) Defibrillation

1. Verwenden Sie einen handelsüblichen zweiphasige Wellenform Defibrillator mit Fähigkeit für interne Defibrillation mit einem Startabgegebene Energie von 5 J, mit Paddeln individuell an der Ratte ausgestattet.
2. Bewerben leitendes Gel auf die Defibrillation Paddel.
3. Laden Sie den Defibrillator unmittelbar vor Abschluss der vorgegebenen Dauer der Herzdruckmassage.
4. Unterbrechen Sie Thoraxkompressionen und überprüfen Sie das Herz bleibt in VF Prüfung der EKG.
5. Liefern bis zu zwei Stromschläge von je 5 J auf der Brust Wand 5 Sekunden auseinander, wenn VF vorliegt und beobachten für die Rückkehr eines elektrisch organisierten EKG mit Aorten-Impulse und einer mittleren Aortendruck ≥25 mm Hg.
6. Fortsetzen der Herzdruckmassage für weitere 30 Sekunden oder 60 Sekunden (sich nach dem betreffenden Protokoll), wenn die mittlere Aortendruck ist <25 mm Hg, unabhängig von der elektrischen Rhythmus.
7. Wiederholen Sie die Schritte 5.3.4 für bis zu 5 mal sich nach dem betreffenden Protokoll aber die Eskalation der Defibrillationsenergie bis 7 J, wenn die ersten 5 J Schocks nicht zu VF beenden 5.3.6. Abbildung 3 zeigt die Defibrillation proProtokoll an der Wiederbelebung Institut verwendet und 4 zeigt ein repräsentatives Experiment während der Defibrillation Phase.
8. Liefern Sie elektrische Schläge, nur wenn VF vorliegt; Herzdruckmassage sonst wieder ohne vorherige Stromschläge und übernehmen das Herz ist in pulsloser elektrischer Aktivität oder Asystolie.
9. Bestimmen die Reanimation Ergebnis bei der Durchführung der Defibrillation-Kompressionszyklen (Abbildung 3).

5.4) Post-Lungen-Wiederbelebung

1. Erhöhen Sie die Luftwechselzahl von 25 min ^-1 bis 60 min ^-1 nach der Rückkehr des Spontankreislauf und senken Sie den _FiO2 von 1,0 bis 0,5 nach 15 min Spontankreislauf.
2. Liefern Sie einen elektrischen Schlag zur gleichen Energie des letzten Schlag, wenn VF wiederkehrt. Allerdings VF kehrt in der Regel spontan in den Sinusrhythmus innerhalb von ein paar Sekunden.
   HINWEIS: VF Wiederholung kann im Rahmen der Reperfusion Rhythmusstörungen auftreten, kurznach der Rückkehr der spontanen Zirkulation, aber selten über 15 min.
3. Beobachten Sie das Tier nach der vom Prüfarzt beschlossenen spezifischen Post-Reanimationsprotokoll; typischerweise 180 bis 240 min bei akuten Experimente ohne Erwachen aus der Narkose vor der Euthanasie. Die Zeitachse eines typischen akuten Experiment ist in Figur 5 gezeigt.
4. Führen Sie in der Sektion akuten Experimente dokumentieren Position von Kathetern und Verletzungen der inneren Organe, die ein Experiment Gültigkeit kann.
5. Entfernen Sie alle Katheter, ligieren die Gefäße, und schließen Sie die Wunden mit Metallklammern und folgen Sie den unten in der Überlebensversuchen aufgeführten Schritte.
6. Extubieren das Tier, sofern sie in der Lage, spontan zu atmen ist.
7. Schicken Sie das Tier in einen sauberen Käfig nach dem Erwachen aus der Narkose durch vollständig und ohne fremde Hilfe selbstaufrichtend aus Rückenlage zeigt.
8. Injizieren erwärmt 0,9% NaCl (1 ml / 100 g Körpergewicht) intraperitoneal die Gefahr der Unterkühlung und d zu reduzierenehydration.
9. Verabreichung einer subkutanen Dosis von Meloxicam (2 mg / kg) subkutan 4 Stunden nach der Dosierung von Analgesie, gefolgt von einer 1 mg / kg subkutane Dosis einmal täglich für bis zu 72 Stunden.
10. Haus das Tier allein mit Bereicherung für bis zu 48 Stunden für einen sicheren Rückgewinnung und Nutzung der institutionellen Standardverfahren für die post-operative Betreuung und Überwachung.

Ergebnisse

Die hier beschriebenen Rattenmodell wurde kürzlich verwendet, um die Wirkungen von zwei Inhibitoren des Natrium-sarkolemmalen Wasserstoffaustauschers Isoform 1 (NHE-1) auf die myokardiale und hämodynamische Funktion während der Herzdruckmassage und Post-Reanimations ⁶¹ zu vergleichen. Es wurde bereits berichtet, dass NHE-1-Hemmer verringern den myokardialen Reperfusionsschaden indem Natrium-induzierten cytosolischen und mitochondrialen Calciumüberladung und damit zur Erhaltung der linksventrikulären Dehn...

Diskussion

Kritische Schritte im Protokoll

Es gibt kritische Schritte in dem Protokoll. Wenn beherrscht, gehen Sie die Vorbereitung und Protokoll als lapidar unten beschrieben. Das Operationsvorbereitung ist schnell, schnell fortschreit Katheter durch kleine Einschnitte Auslösung minimale oder gar keine Gefäßspasmen und Positionieren der Katheterspitzen, wie beabsichtigt, gefolgt von erfolgreichen Intubation nach einer einzigen oder wenigen Versuch (e); damit Abschluss der Vorbereitung in ?...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Name of Material/ Equipment	Company	Catalog Number	Comments/Description
Sodium pentobarbital	Sigma Aldrich	P3761	http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en&region=US
Rectal thermistor	BIOPAC Systems, INC	TSD202A	http://www.biopac.com/fast-response-thermistor
Needle electrode biopolar concentric 25 mm TP	BIOPAC Systems, INC	EL451	http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm
PE25 polyethylene tubing	Solomon Scientific	BPE-T25	http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing
26GA female luer stub adapter	Access Technologies	LSA-26	http://www.norfolkaccess.com/needles.html
Stopcocks with luer connections; 3-way; male lock, non-sterile	Cole-Parmer	UX-30600-02	http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way _male_lock_stopcocks _10_pack_Non_sterile/EW-30600-23
TruWave disposable pressure transducer	Edwards Lifesciences	PX600I	http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1
Type-T thermocouple	Physitemp Instruments	IT-18	http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html
Central venous pediatric catheter	Cook Medical	C-PUM-301J	https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds
Abbocath-T subclavian I.V. catheter (14g x 5 1/2")	Hospira	453527	http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427
Novametrix Medical Systems, Infrared CO2 monitor	Soma Technology, Inc.	7100 CO2SMO	http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_ 7100.asp
Harvard Model 683 small animal ventilator	Harvard Apparatus	555282	http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_ HAI_ProductDetail_N_37322_37323
Double-flexible tipped wire guides	Cook Medical	C-DOC-15-40-0-2	https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds
High accuracy AC LVDT displacement sensor	Omega Engineering	LD320-25	http://www.omega.com/pptst/LD320.html
HeartStart XL defibrillator/monitor	Phillips Medical Systems	M4735A	http://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/
Graefe micro dissection forceps 4 inches	Roboz	RS-5135	http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135
Graefe micro dissection forceps 4 inches with teeth	Roboz	RS-5157	http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157
Extra fine micro dissection scissors 4 inches	Roboz	RS-5882	http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp
Heiss tissue retractor	Fine Science Tools	17011-10	http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=321&CategoryId=134& lang=en-US
Crile curve tip hemostats	Fine Science Tools	13005-14	http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=372
Visistat skin stapler	Teleflex Incorporated	528135	http://www.teleflexsurgicalcatalog.com/weck/products/9936
Braided silk suture, 3-0	Harvard Apparatus	517706	http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_43051_-1_ HAI_ProductDetail_N_37916_37936
Betadine solution	Butler Schein	3660	https://www.henryscheinvet.com/
Sterile saline, 250 ml bags	Fisher	50-700-069	http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?catnum=50700069&storeId=10652
Heparin sodium injection, USP	Fresenius Kabi	504201	http://fkusa-products-catalog.com/files/assets/basic-html/page25.html
Loxicom (meloxicam)	Butler Schein	045-321	https://www.henryscheinvet.com/
Thermodilution cardiac output computer for small animals	N/A	N/A	Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Analog-to-digital data acquisition and analysis system	N/A	N/A	Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Pneumatically-driven and electronically controlled piston device for chest compression in small animals	N/A	N/A	Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine
60 Hz alternating current generator	N/A	N/A	Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine