Um modelo de rato de Fibrilação Ventricular e Reanimação por Técnica de tórax fechado convencional

Resumo

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Resumo

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO₂. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes – but is not limited to – hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

Introdução

Perto de 360 mil pessoas nos Estados Unidos ¹ e muitos mais em todo o mundo ² sofrem um episódio de parada cardíaca súbita a cada ano. As tentativas de restaurar a vida não apenas exigem que a atividade cardíaca ser restabelecida, mas que os danos aos órgãos vitais ser prevenida, minimizado ou revertido. Técnicas de ressuscitação cardiopulmonar atuais produzir uma taxa de reanimação inicial de aproximadamente 30%; no entanto, a sobrevivência à alta hospitalar é de apenas 5% ^1. A disfunção miocárdica, disfunção neurológica, inflamação sistêmica, doenças intercorrentes, ou uma combinação destes se conta pós-ressuscitação para a grande proporção de pacientes que morrem apesar de retorno inicial de circulação. Assim, uma maior compreensão da fisiopatologia e da novela de reanimação abordagens subjacentes são urgentemente necessárias para aumentar a taxa de ressuscitação inicial e subsequente sobrevivência com a função do órgão intacto.

Modo de animalls de parada cardíaca desempenham um papel crítico no desenvolvimento de novas terapias de reanimação, fornecendo conhecimentos sobre a fisiopatologia da parada cardíaca e ressuscitação e oferecendo meios práticos para conceituar e testar novas intervenções antes que possam ser testada em seres humanos ^3. O modelo de rato de peito fechado ressuscitação cardiopulmonar (CPR) descrito aqui tem desempenhado um papel importante. O modelo foi desenvolvido em 1988 por Irene von Planta - um bolseiro de investigação na época - e seus colaboradores ⁴ no laboratório do falecido professor Max Harry Weil MD, Ph.D. da Universidade de Ciências da Saúde (rebatizada Rosalind Franklin Universidade de Medicina e Ciência em 2004) e tem sido amplamente utilizada no campo da reanimação predominantemente por companheiros de Professor Weil e seus estagiários.

O modelo simula um episódio de parada cardíaca súbita com ressuscitação tentada por técnicas de RCP convencional e inclui, assim, indutoion de fibrilação ventricular (FV), fornecendo uma corrente elétrica para o endocárdio do ventrículo direito e prestação de CPR peito fechado por um dispositivo de pistão pneumaticamente enquanto concomitantemente entrega de ventilação com pressão positiva com o gás rico em oxigênio. Rescisão do VF é realizado pela entrega transtorácica de choques elétricos. O modelo de rato estabelece um equilíbrio entre os modelos desenvolvidos em animais de grande porte (por exemplo, suínos) e modelos desenvolvidos em animais menores (por exemplo, os ratos) permitindo a exploração de novos conceitos de investigação de uma forma bem padronizado, reprodutível e eficiente, com acesso a um robusto inventário das medições pertinentes. O modelo é particularmente útil nos estágios iniciais de pesquisa para explorar novos conceitos e examinar os efeitos de fatores de confusão antes de realizar estudos em modelos animais maiores, que são mais caros, mas de maior impacto translacional.

A pesquisa Medline para todos os artigos revisados ​​por pares de apresentação, conformemodelo de rato imilar ter VF como o mecanismo de parada cardíaca e alguma forma de reanimação peito fechado revelou um total de 69 estudos originais adicionais utilizando o modelo desde que foi publicado pela primeira vez em 1988 ^4. As áreas de pesquisa incluem aspectos fisiopatológicos da reanimação ^5-17, fatores que influenciam os resultados ^18-30, o papel das intervenções farmacológicas que examinam agentes vasoconstritores ^31-43, agentes tampão ^44, inotrópicos ^45, agentes que visam a proteção do miocárdio ou cerebral ^46-70, e também os efeitos das células-tronco mesenquimais ^71-73.

O modelo e protocolo descrito neste artigo está sendo usado atualmente no Instituto de Ressuscitação. No entanto, existem várias oportunidades para "personalizar" o modelo com base nos recursos disponíveis para os investigadores e os objetivos dos estudos.

Protocolo

NOTA: O protocolo foi aprovado pelo Comitê de Uso e Cuidado Animal Institucional da Rosalind Franklin Universidade de Medicina e Ciência. Todos os procedimentos estavam de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório publicado pelo Conselho Nacional de Pesquisa.

1. Setup Experimental e Anestesia

1. Realizar calibrações dos vários sinais que devem ser capturados utilizando um sistema de aquisição de dados (pressões, temperatura, deslocamento do pistão, eletrocardiograma [ECG], capnografia, etc.).
2. Esterilizar instrumentos e cateteres (por exemplo, em uma autoclave para instrumentos e esterilizador de óxido de etileno para cateteres) e operar vestida e usando uma máscara, touca e luvas estéreis, se o experimento envolve cirurgia sobrevivência. Limpe os instrumentos cirúrgicos e cateteres, mas não há necessidade de ser estéril para cirurgia não-sobrevivência.
3. Prepare os cateteres descrito abaixo e representado na Fifigura 1 para um rato com peso entre 0,45 kg e 0,55 kg.
   1. Mark um termopar cateter 2F tipo T, tamanho 0,6 milímetros OD (2F), em 3, 5 e 8 cm da ponta com marcador permanente, para avanço para a aorta torácica. Utilize este cateter para medir a temperatura e do débito cardíaco.
   2. Tubing Cut polietileno, tamanho 0,46 milímetros e 0,91 milímetros ID OD (PE25) ≈ 25 cm de comprimento, um para o avanço na aorta torácica e outro para o avanço para o átrio direito.
   3. Cortar a extremidade de cada ponta do cateter PE25 para ser inserida dentro do vaso a um ângulo de 90 °.
      NOTA: dicas chanfradas em ângulo de 45 ° pode causar perfuração de vasos quando o uso de tubos PE. No entanto, a ponta chanfrada pode ser aparadas para baixo com uma lixa para reduzir a sua nitidez.
   4. Anexe um adaptador de stub luer fêmea de calibre 26 para a extremidade proximal de cada cateter PE25.
   5. Marque o cateter aórtica em 3, 5 e 8 cm e o cateter atrial direito aos 3, 5, 8, 10 e 12 cm da ponta. Use o aocateter RTIC para medir a pressão aórtica e para coleta de sangue. Use o cateter atrial direita para medir a pressão atrial direita.
   6. Una cada adaptador luer esboço a um transdutor de pressão equipado com uma torneira de 3 vias.
   7. Corte a ponta de um cateter venoso 3F poliuretano pediátrica, tamanho 0,6 milímetros ID e 1,0 mm de diâmetro externo (3F), com um ângulo de avanço para dentro do átrio direito 45 °.
   8. Marcar o cateter jugular externa 3F a 4 cm da ponta. Utilize este cateter para avançar um fio guia para o ventrículo direito para a indução elétrica de VF com a opção posterior de usá-lo para a entrega da droga e coleta de sangue. Anexar uma torneira de 3 vias para o cateter.
      NOTA: As marcas feitas no cateteres são para orientação do cirurgião como os cateteres são avançados. A marca a 3 cm sobre os cateteres avançado através dos alertas vasos femorais o cirurgião de um espaço de resistência potencial resultante de os vasos começam a curva em direção à região torácica. A oito centímetros marks catéter na aorta e cateter termopar indicar a ponta é na aorta torácica descendente. A marca de 12 centímetros no cateter atrial direita indica a dica é no átrio direito. Marcas provisórias são guias como os cateteres são avançados. A marca de quatro centímetros no cateter jugular externa direita indica a dica é no átrio direito.
   9. Primeiro cada catéter com solução salina contendo 10 UI / ml de heparina (para garantir a sua desobstrução) e ligar as torneiras correspondentes para a posição fechada.
   10. Corte um 5F fluorado cânula de etileno propileno, tamanho 1,1 milímetros ID e 1,6 milímetros OD (5F) montado em um estilete, para ser ≈ 8 cm de comprimento, criando uma ponta embotada. Utilize este cânula para o avanço na traqueia colocando sua ≈ Dica 2 cm da carina para ventilação com pressão positiva durante e após a reanimação cardíaca.
       NOTA: O estilete de metal da cânula tem de ser dobrado a um ângulo de 145 ° ≈ 3 cm, a ponta para auxiliar no avanço na traqueia.
4. Prepare o rato para instrumentação cirúrgica.
   1. Anestesiar ratos por injecção intraperitoneal de pentobarbital sódico (45 mg / kg). Se necessário, dar doses de reforço (10 mg / kg) por via intravenosa a cada 30 minutos (após estabelecer o acesso vascular) para manter um plano cirúrgico de anestesia.
      NOTA: A maioria dos estudos usaram criador aposentado ratos Sprague-Dawley.
   2. Prenda o cabelo das áreas cirúrgicas e áreas onde os choques eléctricos serão entregues; que incluem região torácica dorsal, virilha esquerda e direita, pescoço e face anterior do tórax.
   3. Administrar 0,02 mg / kg (1 ml / kg) por via subcutânea buprenorfina para analgesia.
   4. Corrigir o rato em decúbito dorsal em uma placa cirúrgica gravando a frente e pélvicos em um ângulo da linha média de 45 °.
   5. Áreas de incisão Esfregue com betadine esfoliação seguida de 70% de etanol 3 vezes.
   6. Aplique uma camada fina de pomada oftálmica antibacteriano para as córneas.
   7. Insira um ≈ thermistor rectal quatro centímetros no reto e garantir o termistor à placa cirúrgica.
   8. A manutenção da temperatura corporal central entre 36,5 ° C e 37,5 ° C utilizando uma lâmpada incandescente de aquecimento ao longo da experiência.
   9. Agulhas lugar ECG por via subcutânea no membro superior direito, deixou membro superior, e do membro posterior direito, e registrar o ECG durante todo o experimento.

2. vasculares cânulas

2.1) Esquerda artéria femoral para o avanço do cateter termopar tipo T para a aorta torácica descendente

1. Fazer incisão de 2 cm na região inguinal esquerda em um ângulo de 90 ° em relação à sua bosque.
2. Expor os vasos femorais e nervo por dissecção romba do tecido conjuntivo circundante usando um par de hemostats.
3. Expor a bainha vascular ao redor dos vasos usando uma pinça curvas micro dissecação.
   NOTA: Evite a punção ou embarcação ou a nerve.
4. Viaje com uma pinça de dissecação micro debaixo da artéria femoral, veia e nervo e apoiá-los em um ângulo de 90 ° em relação aos navios. Com ambos os vasos e o nervo suportada, começa a separação da artéria a partir do nervo e veia utilizando outro par de fórceps de dissecação micro curvos.
   NOTA: A separação é feita a partir de baixo e paralelo aos vasos para minimizar o risco de lesão dos vasos e nervos.
5. Reposicionar a pinça de apoio; liberando a coragem de suportar apenas a veia e artéria.
6. Passe uma pinça entre a artéria e a veia e separá-los para um comprimento de ≈ de 1 cm.
7. Solte a veia isolada das pinças de apoio gentilmente, e permanecer apoiando apenas a artéria.
8. Coloque duas seda 3-0 trançadas ligaduras não absorvíveis e uma posição distal e uma proximal ≈ 1 centímetro de distância.
9. Aperte firmemente a ligadura distal, enquanto a artéria ainda é suportado usando um cirurgião nó & #160, seguido por dois nós individuais. Aperte a ligadura proximal com nó de um cirurgião solta.
10. Fazer uma pequena incisão no recipiente utilizando um par de tesouras de dissecação micro perto da ligadura distal a um ângulo de 60 ° em relação ao vaso de corte cerca de ¼ da sua área de secção transversal da.
    NOTA: Uma pequena gota de sangue que emerge a partir dos sinais de corte do lúmen foi alcançado.
11. Gotejamento salina heparinizada para o recipiente para permitir a inserção suave do cateter.
    NOTA: Uma a duas gotas de solução de lidocaína a 1% pode também ser usado para prevenir espasmos nos vasos.
12. Insira uma agulha de calibre 22 - cuja ponta tem sido costume dobrados em um ângulo de 70 ° e embotada com uma lixa (ie, introdutor) - na abertura navio enquanto puxa a ligadura distal com as hemostats para estabilizar o navio.
13. Levante o introdutor suavemente para expor o lúmen e orientar o cateter termopar tipo T sob o introdutor, removendouma vez que a ponta do cateter ter sido inserido.
14. Segure o cateter no lugar com uma mão, enquanto acomoda o outro lado em uma posição confortável para avançar o cateter.
15. Fechar a pinça de suporte e movê-los distalmente quando o cateter é avançado.
    NOTA: Se qualquer encontrar resistência ao avançar do cateter; parar, puxar para trás e inserir em um ângulo alternativa.
16. Avançar o cateter até a marca de 8 cm, para posicionar sua ponta na aorta torácica descendente.
17. Prenda o cateter ao navio, por apertar a ligadura proximal e acrescentando dois nós individuais adicionais.
    NOTA: nós seguros apertados o suficiente para evitar o sangramento ao redor do cateter e deslocamento acidental; Ainda, solto o suficiente para permitir o movimento para trás e para a frente para o reposicionamento, se necessário.
18. Remover os fórceps e os hemostáticos suavemente.

2.2) Esquerda veia femoral para o avanço do cateter PE25 para o átrio direito

1. Elevador tele artéria femoral já canulada com o termopar cateter tipo T, puxando suavemente em cima da ligadura e expondo a veia femoral adjacente.
2. Viagem sob a veia usando uma pinça e abri-los para sustentar a veia.
3. Siga os passos 2.1.8 através de 2.1.18, mas o avanço do cateter (em vez do tipo T termopares) PE25 à marca de 12 cm, para posicionar sua ponta junto ao átrio direito.
4. Verifique sangue pode ser retirado através do cateter para confirmar a sua posição sem obstrução intraluminal e limpar o cateter com 0,2 ml de solução salina heparinizada.
5. Feche a incisão cirúrgica com nó de um único cirurgião.

2.3) A artéria femoral direita para o avanço do cateter PE25 na aorta torácica descendente

1. Siga os passos 2.1.1 através de 2.1.18, mas o avanço do cateter PE25 para a marca de 8 centímetros para posicionar sua ponta na aorta torácica descendente.
2. Repita os passos 2.2.4 e 2.2.5.

2.4) da veia jugular externa direita para o avanço do cateter venoso pediátrica 3F poliuretano para o átrio direito

1. Adicione de 1,5 cm de comprimento incisão começando na base do pescoço, com 1 cm para a direita da traqueia, que terminam logo abaixo da tiróide.
   Nota: Evite ferir ou expondo a glândula tireóide.
2. Suavemente dissecar tecido conjuntivo circundante, através de um par de pinças hemostáticas para expor a veia jugular externa.
3. Viagem sob a veia usando uma pinça e abri-los para sustentar a veia.
4. Repita os passos 2.1.8 através de 2.1.18 para cateterização da veia, mas o avanço do cateter 3F para a marca de 4 centímetros posicionar sua ponta no átrio direito.
5. Repita o passo 2.2.4.
6. Tampe o cateter com a torneira de 3 vias e transformá-lo para a posição fechada.

3. intubação traqueal

3.1) A exposição traqueal

1. Expanda a incisão no pescoço previamente realizada em direção à linha média utilizando hemostats.
2. Diss ect com hemostats e pinças utilizando a técnica sem corte a parte esterno, esternotireóideo e mastóide dos músculos cleidocephalic para expor a traqueia e segurá-la expostos usando um espalhador de tecido.

3.2) intubação traqueal

1. Puxe a língua para fora para esticar as vias aéreas. Avançar o cateter 5F (ie, cânula traqueal) montado no estilete. Segure firmemente a cânula ao avançar com a ponta para cima e com antecedência que pretendem entrar via aérea superior, cordas vocais e traquéia.
2. Trans-visualização da cânula traqueal à medida que avança para a orientação para a posição adequada.
3. Remover o estilete a partir da cânula e colocar um adaptador de infravermelhos analisador de CO ₂ para a extremidade distai da cânula.
4. Confirme a intubação traqueal com sucesso por reconhecer a forma de onda capnográfica característica, ou seja, CO ₂ das vias aéreas durante a expiração aumentando e diminuindo durante a inspiração.

ove_title "> 4. A confirmação da linha de base de Estabilidade

1. Complete a instrumentação cirúrgica e ligação dos vários cateteres, cânulas e ECG leva através de seus correspondentes transdutores e condicionadores de sinal de um sistema de aquisição de dados, e confirmar a estabilidade hemodinâmica com base em meaurements saída e pressão arterial cardíacas e estabilidade metabólica (aconselhável), medindo sangue gases e os níveis de lactato.
   NOTA: O débito cardíaco é medido por análise de computador da curva de termodiluição gravado na aorta torácica descendente através do termopar 200 ul após injecção em bolus de 0,9% de NaCl, à temperatura ambiente para dentro do átrio direito.
2. Definir os valores de referência da linha de base específicas para os vários parâmetros de interesse; que pode variar depende da cepa de ratos, sexo e peso. Da linha de base e de referência pós-reanimação valores de uma experiência representativa, utilizando o modelo de rato aqui descritas são listadas na Tabela 1.

5. Protocolo Experimental

5.1) A indução de fibrilação ventricular (FV)

1. Inserir uma agulha subcutânea na parede abdominal do rato ligado ao pólo negativo de um 60 Hz, corrente (AC) do gerador (0 a 12 mA), alternando. Evitar o avanço da agulha além do tecido subcutâneo para dentro da cavidade abdominal para evitar lesão inadvertida dos órgãos internos.
2. Anexar uma extremidade de um precurved 0,38 milímetros OD e 40 cm de comprimento de fio guia (através de um conector de fio) para o pólo positivo do gerador de corrente alternada. Certifique-se de que a polaridade não é revertida; caso contrário VF não pode ser induzida.
3. Retire a torneira de 3 vias do cateter de poliuretano 3F inserido na veia jugular externa direita e avançar a ponta mais macia do fio-guia cerca de 7 centímetros que desejam entrar no ventrículo direito durante a monitorização do ECG e da pressão aórtica.
   NOTA: A colocação correta do fio-guia será sugerido por Ventr ectópicabatimentos icular observada no ECG e pressão aórtica.
4. Ligue o gerador de corrente alternada de 60 Hz e, gradualmente, aumentar a corrente enquanto a monitorizar a pressão aórtica.
   NOTA: A corrente de 2,0 mA é tipicamente suficiente para induzir VF mas varia dependente localização do fio de guia em relação ao ventrículo direito. Pequenos ajustes para o local de ponta pode ser necessária para induzir VF nos níveis atuais inferiores.
5. Confirmar a indução de fibrilação ventricular, documentando (1) cessação de pulsações da aorta e decaimento exponencial da pressão aórtica para ≈ 20 mm Hg ≈ dentro de 5 segundos, (2) aparecimento de actividade eléctrica desorganizada no ECG, como mostrado na Figura 2.
6. Manter a corrente de forma ininterrupta durante 3 minutos, reduzindo a intensidade depois do primeiro minuto a cerca de metade do nível necessário para induzir VF.
7. Vire o atual off após 3 min e documento que VF continua sem a necessidade de aplicar atual.
   NOTA: Os corações pequenos desfibrilar espontaneamentedado um comprimento de curto-circuito em que o bordo de ataque da frente fibrilatório chega ao fim à direita no período refratário opõe reentrada. Só depois de um período de isquemia do miocárdio;. Isto é, 3 minutos, o suficiente para reduzir a velocidade de condução para permitir a reentrada é que as PV torna-se auto-sustentado, tal como mostrado na Figura 2.
8. Remover o fio de guia, re-cap o cateter jugular com a torneira de 3 vias, remover a agulha do solo, e VF para permitir continuar espontaneamente durante a duração do protocolo desejo antes de iniciar as intervenções de reanimação (isto é, 4 a 15 min, com base no publicado estudos).

5.2) As compressões torácicas e ventilação com pressão positiva

NOTA: O compressor peito destaque nesta publicação é um dispositivo pistão-feito-pneumaticamente e controlado eletronicamente. O ventilador é um dispositivo comercialmente disponível.

1. Use o tempo de não tratada VF para as ações descritas below; embora possam ser realizadas antes de induzir a VF.
2. Marque a caixa de 2,8 centímetros e 4,2 cm da base do apêndice xifóide. A área ideal para iniciar as compressões torácicas é tipicamente encontrada entre estas duas marcas.
3. Aplique gel condutor para uma pá de desfibrilação e deslize-o debaixo do peito do rato, garantindo o remo para a placa cirúrgica.
4. Posicione o pistão do compressor peito entre as duas marcas no peito ligeiramente tocando o peito.
5. Defina o compressor para entregar 200 compressões por minuto e definir o deslocamento do pistão inicial a 0 mm.
   NOTA: A taxa de compressão é apropriado para um pequeno animal com um ritmo cardíaco espontâneo de 350 ^min-1, mas pode ser variada como a taxa de compressão óptima para o modelo de ratazana não foi definida.
6. Defina o ventilador a 25 min ^-1 entregar um volume corrente de 6 ml / kg e uma fração inspirada de oxigênio (FiO ₂₎ de 1,0 unsynchronized ao peito compression.
7. Fixe o tubo do ventilador (que termina em um adaptador em Y que liga o inspiratório e expiratório) para a saída cânula traqueal interposto o adaptador analisador infravermelho CO _2.
8. Ligue o ventilador e começar a compressão torácica, aumentando gradualmente a profundidade de compressão de 0 mm a 10 mm durante o primeiro minuto. Mova ligeiramente o pistão sidewise e rostrocaudal buscando encontrar uma posição que rende a pressão diastólica aórtica mais alto (ou seja, a pressão entre as compressões) para uma determinada profundidade de compressão.
   NOTA: O aumento gradual na profundidade de compressão é exclusivo para o Instituto de Ressuscitação; a maioria dos investigadores começar com a profundidade de compressão máxima.
9. Continuar a aumentar a profundidade de compressão durante a segunda hora até uma pressão diastólica da aorta de atingir o alvo.
   NOTA: A pressão diastólica da aorta alvo de 24 mm Hg ou superior origina uma pressão de perfusão coronária de 20 mm Hg ou mais depois de subtrair opressão diastólica atrial direita; correspondente ao limiar resuscitability para este modelo de rato ^4. A pressão diastólica aórtica alvo - que pode exceder o limite resuscitability - deve ser decidido pelo investigador com base no objetivo do estudo. No entanto, não é aconselhável ultrapassar uma profundidade de compressão de 17 mm, para evitar lesões à parede torácica e dos órgãos intratorácicos.
10. Manter as compressões torácicas para a duração desejada antes de tentar a desfibrilação.
    NOTA: Seis minutos de compressão torácica parece ser o mínimo necessário para criar condições favoráveis ​​para a desfibrilação do miocárdio bem sucedido ^26. No entanto, com o aumento da duração, a eficácia hemodinâmica de peito quedas de compressão e a maioria dos trabalhos usam uma duração que varia de 6 a 10 min.

5.3) Desfibrilação

1. Use um desfibrilador bifásico comercialmente disponível com capacidade para desfibrilação interna com uma partidaenergia entregue de 5 J, equipado com pás customizadas para o rato.
2. Aplique gel condutor para o remo desfibrilação.
3. Carregue o desfibrilador imediatamente antes de completar o período pré-determinado de compressões torácicas.
4. Interromper compressão torácica e verificar o coração permanece em VF examinar o ECG.
5. Entregar-se a dois choques elétricos de 5 J cada toda a parede do tórax cinco segundo apart se VF está presente e observar para o retorno de um ECG eletricamente organizada com pulsos de aorta e uma pressão aórtica média ≥25 mm Hg.
6. Retomar as compressões torácicas por mais 30 segundos ou 60 segundos (contingentes no protocolo específico) se a pressão aórtica média é de <25 mm Hg, independentemente do ritmo elétrico.
7. Repita os passos de 5.3.4 para 5.3.6 para até 5 vezes contingentes no protocolo específico, mas a escalada da energia de desfibrilação a 7 J se as iniciais 5 choques J não conseguir terminar VF. A Figura 3 representa a desfibrilação próprotocolo utilizado no Instituto de reanimação e A Figura 4 ilustra uma experiência representativa durante a fase de desfibrilhação.
8. Entregar choques elétricos somente quando VF está presente; caso contrário, retomar a compressão torácica sem precedente choques elétricos e assumir o coração está em atividade elétrica sem pulso ou assistolia.
9. Determinar o resultado de reanimação no final dos ciclos de desfibrilação de compressão (Figura 3).

5.4) pós-ressuscitação

1. Aumentar a taxa de ventilação de 25 min ^-1 a 60 min ^-1 após o retorno da circulação espontânea e abaixar a FiO ₂ 1,0-0,5 após 15 min da circulação espontânea.
2. Entregar um choque elétrico na mesma energia do último choque se VF repete. No entanto, tipicamente VF reverte espontaneamente para o ritmo sinusal dentro de alguns segundos.
   NOTA: VF recorrência pode ocorrer como parte de arritmias de reperfusão em breveapós o retorno da circulação espontânea, mas raramente além de 15 min.
3. Observe o animal de acordo com o protocolo pós-reanimação específico decidido pelo investigador; tipicamente 180 a 240 min em experiências aguda sem a recuperação da anestesia antes de eutanásia. A linha do tempo de um ensaio agudo típico é mostrado na Figura 5.
4. Execute necropsia em experimentos agudos para documentar posição de cateteres e lesão de órgãos internos que pode render uma experiência válida.
5. Remova todos os cateteres, ligadura dos vasos, e fechar as feridas com grampos de metal e siga os passos listados abaixo em experiências de sobrevivência.
6. Extubar do animal, desde que seja capaz de respirar espontaneamente.
7. Retorne o animal para uma gaiola limpa após a recuperação da anestesia evidenciado por completo e sem ajuda de auto-alinhamento de decúbito dorsal.
8. Injectar aquecida 0,9% de NaCl (1 ml / 100 g de peso corporal) por via intraperitoneal para reduzir o risco de hipotermia e dehydration.
9. Administrar uma dose subcutânea de meloxicam (2 mg / kg) por via subcutânea a quatro horas após a dose de analgésico seguido por um / kg dose subcutânea de 1 mg uma vez por dia, durante até 72 horas.
10. Casa do animal sozinho com enriquecimento de até 48 horas, para a recuperação mais segura e usar o procedimento operacional padrão institucional para cuidados pós-operatórios e acompanhamento.

Resultados

O modelo de rato aqui descrito foi recentemente utilizado para comparar os efeitos de dois inibidores do trocador isoform sarcolemal sódio-hidrogênio 1 (NHE-1) sobre a função miocárdica e hemodinâmica durante a compressão torácica e pós-ressuscitação ^61. Foi previamente relatado que NHE-1 inibidores de atenuar a lesão de reperfusão do miocárdio, limitando cytosolic induzida por sobrecarga de sódio e de cálcio mitocondrial e, assim, ajudar a preservar a distensibilidade ventricular esquerda dur...

Discussão

Passos críticos no protocolo

Há passos críticos no protocolo. Quando dominado, a preparação e protocolo proceda como sucintamente descrito abaixo. A preparação cirúrgica é célere, avançando rapidamente cateteres através de pequenas incisões provocando espasmos mínimo ou nenhum navio e posicionando as pontas dos cateteres como pretendido, seguido de intubação traqueal com sucesso após uma única ou poucas tentativa (s); assim, completando a preparação em ≈ 90 min...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Name of Material/ Equipment	Company	Catalog Number	Comments/Description
Sodium pentobarbital	Sigma Aldrich	P3761	http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en&region=US
Rectal thermistor	BIOPAC Systems, INC	TSD202A	http://www.biopac.com/fast-response-thermistor
Needle electrode biopolar concentric 25 mm TP	BIOPAC Systems, INC	EL451	http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm
PE25 polyethylene tubing	Solomon Scientific	BPE-T25	http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing
26GA female luer stub adapter	Access Technologies	LSA-26	http://www.norfolkaccess.com/needles.html
Stopcocks with luer connections; 3-way; male lock, non-sterile	Cole-Parmer	UX-30600-02	http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way _male_lock_stopcocks _10_pack_Non_sterile/EW-30600-23
TruWave disposable pressure transducer	Edwards Lifesciences	PX600I	http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1
Type-T thermocouple	Physitemp Instruments	IT-18	http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html
Central venous pediatric catheter	Cook Medical	C-PUM-301J	https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds
Abbocath-T subclavian I.V. catheter (14g x 5 1/2")	Hospira	453527	http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427
Novametrix Medical Systems, Infrared CO2 monitor	Soma Technology, Inc.	7100 CO2SMO	http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_ 7100.asp
Harvard Model 683 small animal ventilator	Harvard Apparatus	555282	http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_ HAI_ProductDetail_N_37322_37323
Double-flexible tipped wire guides	Cook Medical	C-DOC-15-40-0-2	https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds
High accuracy AC LVDT displacement sensor	Omega Engineering	LD320-25	http://www.omega.com/pptst/LD320.html
HeartStart XL defibrillator/monitor	Phillips Medical Systems	M4735A	http://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/
Graefe micro dissection forceps 4 inches	Roboz	RS-5135	http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135
Graefe micro dissection forceps 4 inches with teeth	Roboz	RS-5157	http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157
Extra fine micro dissection scissors 4 inches	Roboz	RS-5882	http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp
Heiss tissue retractor	Fine Science Tools	17011-10	http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=321&CategoryId=134& lang=en-US
Crile curve tip hemostats	Fine Science Tools	13005-14	http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=372
Visistat skin stapler	Teleflex Incorporated	528135	http://www.teleflexsurgicalcatalog.com/weck/products/9936
Braided silk suture, 3-0	Harvard Apparatus	517706	http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_43051_-1_ HAI_ProductDetail_N_37916_37936
Betadine solution	Butler Schein	3660	https://www.henryscheinvet.com/
Sterile saline, 250 ml bags	Fisher	50-700-069	http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?catnum=50700069&storeId=10652
Heparin sodium injection, USP	Fresenius Kabi	504201	http://fkusa-products-catalog.com/files/assets/basic-html/page25.html
Loxicom (meloxicam)	Butler Schein	045-321	https://www.henryscheinvet.com/
Thermodilution cardiac output computer for small animals	N/A	N/A	Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Analog-to-digital data acquisition and analysis system	N/A	N/A	Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Pneumatically-driven and electronically controlled piston device for chest compression in small animals	N/A	N/A	Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine
60 Hz alternating current generator	N/A	N/A	Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine