Un modèle de rat de la fibrillation ventriculaire et de réanimation par conventionnelle à thorax fermé Technique

Résumé

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Résumé

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO₂. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes – but is not limited to – hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

Introduction

Près de 360 000 personnes aux États-Unis ¹ et beaucoup d'autres dans le monde ² souffrent d'un épisode d'un arrêt cardiaque chaque année. Les tentatives pour restaurer la vie exigent seulement que l'activité cardiaque être rétabli, mais que les dommages aux organes vitaux ne peut être empêché, minimisés ou inversés. Techniques de réanimation cardio-pulmonaire actuelles donnent un taux de réanimation initiale d'environ 30%; Toutefois, la survie à la sortie de l'hôpital est seulement 5% ^1. Dysfonction myocardique, troubles neurologiques, l'inflammation systémique, maladies intercurrentes, ou une combinaison de ceux-ci en se rendant compte post-réanimation pour la grande proportion de patients qui meurent en dépit de rendement initial de circulation. Ainsi, une plus grande compréhension de l'approche de la physiopathologie et nouvelle réanimation sous-jacents sont nécessaires de toute urgence pour augmenter le taux de réanimation initiale et la survie ultérieure avec la fonction des organes intacte.

Mode animalels d'un arrêt cardiaque jouent un rôle essentiel dans le développement de nouvelles thérapies de réanimation en donnant un aperçu sur la physiopathologie de l'arrestation et de réanimation cardiaque et offrant des moyens pratiques de conceptualiser et de tester de nouvelles interventions avant qu'ils peuvent être testés chez l'homme ^3. Le modèle de rat de la poitrine fermée réanimation cardiorespiratoire (RCR) décrit ici a joué un rôle important. Le modèle a été développé en 1988 par Irene von Planta - chercheur à l'époque - et ses collaborateurs ⁴ dans le laboratoire du regretté professeur Harry Max Weil MD, Ph.D. à l'Université de sciences de la santé (renommé Rosalind Franklin Université de médecine et des sciences en 2004) et a été largement utilisé dans le domaine de la réanimation principalement par les boursiers du professeur Weil et leurs stagiaires.

Le modèle simule un épisode d'un arrêt cardiaque avec réanimation tenté par des techniques de RCR conventionnelle et comprend donc INDUCTion de la fibrillation ventriculaire (VF) en délivrant un courant électrique à l'endocarde du ventricule droit et la fourniture de poitrine RCR fermée par un dispositif à piston à commande pneumatique tout en fournissant de manière concomitante ventilation à pression positive avec du gaz enrichi en oxygène. Résiliation du VF est accompli par la livraison transthoracique d'électrocution. Le modèle de rat établit un équilibre entre les modèles développés dans les grands animaux (par exemple, les porcs) et les modèles développés dans des animaux plus petits (par exemple des souris) permettant l'exploration de nouveaux concepts de recherche d'une manière bien standardisé, reproductible et efficace avec accès à une robuste inventaire des mesures pertinentes. Le modèle est particulièrement utile dans les premiers stades de la recherche pour explorer de nouveaux concepts et d'examiner les effets de facteurs de confusion avant de procéder à des études sur des modèles animaux plus grands qui sont plus coûteux, mais d'une plus grande incidence de translation.

Une recherche Medline pour tous les articles évalués par des pairs de rapports,modèle de rat es mesures analogues ayant VF en tant que mécanisme d'arrêt cardiaque et une certaine forme de la poitrine réanimation fermé révélé un total de 69 études originales supplémentaires à l'aide du modèle, car il a été d'abord publié en 1988 ^4. Les domaines de recherche comprennent les aspects physiopathologiques de réanimation ^5-17, facteurs influant sur ​​les résultats ^{de 18 à 30,} le rôle des interventions pharmacologiques examinant vasopresseurs ^31-43, agents tampons ^{44, 45} agents inotropes, les agents visant à myocardique ou protection cérébrale ^46-70, et aussi les effets de cellules souches mésenchymateuses ^71-73.

Le modèle et le protocole décrit dans cet article est actuellement utilisé à l'Institut de réanimation. Pourtant, il existe de multiples occasions de "personnaliser" le modèle basé sur les capacités disponibles pour les chercheurs individuels et les objectifs des études.

Protocole

NOTE: Le protocole a été approuvé par le Comité de protection des animaux et l'utilisation institutionnelle au Rosalind Franklin Université de médecine et des sciences. Toutes les procédures étaient en conformité avec le Guide pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire publiées par le Conseil national de recherches.

1. Installation expérimentale et anesthésie

1. Effectuer des étalonnages des différents signaux à capturer en utilisant un système d'acquisition de données (pressions, température, déplacement du piston, l'électrocardiogramme [ECG], capnographie, etc.).
2. Stériliser les instruments et les cathéters (par exemple, dans un autoclave pour les instruments et l'oxyde d'éthylène stérilisateur pour cathéters) et exploiter toge et portant un masque, bonnet et gants stériles si l'expérience implique la chirurgie de survie. Nettoyer les instruments chirurgicaux et les cathéters, mais il ne est pas nécessaire d'être stériles pour la chirurgie non-survie.
3. Préparer les cathéters décrits ci-dessous et représentés dans Figure 1 pour un rat pesant entre 0,45 kg et 0,55 kg.
   1. Mark un thermocouple de type T cathéter 2F, taille 0,6 mm OD (2F), à 3, 5 et 8 cm de la pointe avec un marqueur permanent, pour l'avancement dans l'aorte thoracique. Utilisez ce cathéter pour mesurer la température et le débit cardiaque.
   2. Couper le tube de polyéthylène, taille 0,46 mm et 0,91 mm ID OD (PE25) ≈ 25 cm de longueur, une pour l'avancement dans l'aorte thoracique et un autre pour l'avancement dans l'oreillette droite.
   3. Coupez l'extrémité de chaque extrémité du cathéter PE25 à insérer dans le récipient à un angle de 90 °.
      NOTE: conseils biseautés à 45 ° d'angle peuvent provoquer perforation du vaisseau lors de l'utilisation de tubes PE. Cependant, l'embout biseauté peut être coupé vers le bas avec du papier de verre pour réduire sa netteté.
   4. Joindre un luer femelle adaptateur stub de calibre 26 à l'extrémité proximale de chaque cathéter PE25.
   5. Marquez le cathéter aortique à 3, 5 et 8 cm et le cathéter auriculaire droite à 3, 5, 8, 10 et 12 cm de la pointe. Utilisez le aoArticle premier cathéter pour mesurer la pression aortique et pour le prélèvement sanguin. Utilisez le cathéter auriculaire droit de mesurer la pression auriculaire droite.
   6. Attacher chaque adaptateur luer tampon à un transducteur de pression munie d'un robinet à 3 voies.
   7. Couper l'extrémité d'un cathéter veineux 3F polyuréthane pédiatrique, la taille de 0,6 mm de diamètre et de 1,0 mm OD (3F), à un angle de 45 ° pour l'avancement dans l'oreillette droite.
   8. Marquez le cathéter jugulaire externe 3F à 4 cm de la pointe. Utilisez ce cathéter pour faire avancer un fil de guidage dans le ventricule droit pour l'induction électrique de VF avec l'option à la suite de l'utiliser pour la livraison de la drogue et de l'échantillonnage de sang. Fixer un robinet 3 voies au cathéter.
      NOTE: Les marques faites sur les cathéters sont pour les orientations du chirurgien que les cathéters sont avancés. La marque à 3 cm sur les cathéters avancé à travers les vaisseaux fémoraux alertes le chirurgien d'une zone de résistance potentielle résultant des bateaux commencent à courbe vers le haut vers la région thoracique. Le 8 cm marks sur le cathéter aortique et thermocouple cathéter indiquent la pointe est de l'aorte thoracique descendante. Le 12 cm marque sur le cathéter auriculaire droite indique la pointe est dans l'oreillette droite. Marques intermédiaires sont des guides que les cathéters sont avancés. Le 4 cm marque sur le cathéter jugulaire externe droite indique la pointe est dans l'oreillette droite.
   9. Premier chaque cathéter avec une solution saline contenant 10 UI / ml d'héparine (pour assurer leur perméabilité) et tourner les robinets correspondant à la position fermée.
   10. Coupez un 5F éthylène-propylène fluoré canule, taille 1,1 mm et 1,6 mm ID OD (5F) monté sur un stylet, d'être ≈ 8 cm de longueur créant une pointe émoussée. Utilisez cette canule pour l'avancement dans la trachée placer sa pointe ≈ 2 cm de la carène pour la ventilation à pression positive pendant et après la réanimation cardiaque.
       NOTE: Le stylet de métal de la canule doit être plié à un angle de 145 ° ≈ 3 cm de la pointe pour aider à l'avancement dans la trachée.
4. Préparer le rat pour l'instrumentation chirurgicale.
   1. Anesthésier le rat par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique (45 mg / kg). Le cas échéant, donner des doses supplémentaires (10 mg / kg) par voie intraveineuse toutes les 30 minutes (après l'établissement de l'accès vasculaire) afin de maintenir un plan de l'anesthésie chirurgicale.
      REMARQUE: La plupart des études ont utilisé éleveur retraite des rats Sprague-Dawley.
   2. Couper les poils des zones et des zones chirurgicales où les chocs électriques seront livrés; qui comprennent la région dorsale du thorax, à l'aine gauche et à droite, le cou et la face antérieure du thorax.
   3. Administrer 0,02 mg / kg (1 ml / kg) par voie sous- cutanée buprénorphine pour l'analgésie.
   4. Fixer le rat dans une position couchée sur une planche chirurgicale en collant le devant et de derrière membres à un angle de 45 ° de la ligne médiane.
   5. Zones d'incision Scrub avec de la bétadine gommage suivis par 70% d'éthanol trois fois.
   6. Appliquer une couche mince de pommade ophtalmique antibactérien pour les cornées.
   7. Insérez une thermistance ≈ rectale 4 cm dans le rectum et sécuriser la thermistance au conseil chirurgicale.
   8. Maintenir la température centrale du corps entre 36,5 ° C et 37,5 ° C en utilisant une lampe à incandescence de chauffage tout au long de l'expérience.
   9. Lieu aiguilles ECG sous-cutanée sur le membre supérieur droit, membre supérieur gauche, et le membre postérieur droit, et d'enregistrer l'ECG pendant toute l'expérience.

2. vasculaires canulations

2.1) l'artère fémorale gauche pour faire avancer le thermocouple de type T cathéter dans l'aorte thoracique descendante

1. Faire une incision de 2 cm sur la région inguinale gauche à un angle de 90 ° par rapport à son bosquet.
2. Exposer les vaisseaux fémoraux et le nerf par dissection du tissu conjonctif entourant l'aide d'une paire de pinces hémostatiques.
3. Exposer la gaine vasculaire autour des vaisseaux aide d'un micro courbes pinces à dissection.
   REMARQUE: éviter la perforation soit navire ou le necrve.
4. Voyage avec micro pince à dissection sous le artère fémorale, veine, et le nerf et les soutenir à un angle de 90 ° par rapport aux navires. Avec deux navires et le nerf soutenue, commencer la séparation de l'artère du nerf et de la veine en utilisant une autre paire de micro pince à dissection courbes.
   NOTE: La séparation se fait par le bas et parallèlement aux navires pour minimiser les risques de blessure pour les navires et les nerfs.
5. Repositionner la pince à l'appui; libérer le nerf de soutenir que la veine et l'artère.
6. Enfiler une pince entre l'artère et la veine et de les séparer à une longueur de 1 cm ≈.
7. Relâchez la veine isolé de la pince de support doucement, et restent soutenir l'artère seulement.
8. Insérez deux soie 3-0 ligatures tressés non résorbables et la position distale et une une proximale ≈ 1 cm.
9. Serrez fermement la ligature distale tandis que l'artère est toujours pris en charge à l'aide du noeud & # d'un chirurgien160, suivie par deux nœuds simples. Serrer la ligature proximale avec le noeud d'un chirurgien lâche.
10. Faire une petite incision sur le récipient en utilisant une paire de ciseaux de dissection micro proches de la ligature distale à un angle de 60 ° par rapport à la cuve de coupe d'environ ¼ de sa surface de section transversale de la.
    NOTE: Une petite goutte de sang sortant des signaux coupés, la lumière a été atteint.
11. Goutte à goutte une solution saline héparinisée à bord du navire pour permettre une insertion en douceur du cathéter.
    REMARQUE: Un à deux gouttes de solution de lidocaïne à 1% peut également être utilisé pour prévenir les spasmes des vaisseaux.
12. Insérez une aiguille de calibre 22 - dont la pointe a été personnalisé pliés à un angle de 70 ° et en utilisant du papier de verre émoussé (c.-à-introducteur) - dans l'ouverture du vaisseau tout en tirant doucement la ligature distale avec les pinces hémostatiques pour stabiliser le navire.
13. Soulevez doucement l'introducteur pour exposer la lumière et de guider le T-thermocouple de type cathéter dans l'introducteur, en supprimantune fois la pointe du cathéter a été inséré.
14. Tenez le cathéter en place avec une main tout en tenant compte d'autre part dans une position confortable pour faire avancer le cathéter.
15. Fermez la pince de soutien et les déplacer distale que le cathéter est avancé.
    NOTE: Si une résistance est atteint tout en faisant progresser le cathéter; arrêter, retirer et insérer un angle alternative.
16. Avancer le cathéter jusqu'à ce que la marque de 8 cm pour positionner sa pointe dans l'aorte thoracique descendante.
17. Fixez le cathéter pour le navire en serrant la ligature proximale et l'ajout de deux nœuds simples supplémentaires.
    REMARQUE: noeuds sécurisés assez serrés pour prévenir les saignements autour du cathéter et le déplacement par inadvertance; pourtant, assez lâche pour permettre le mouvement d'avant en arrière si nécessaire pour le repositionnement.
18. Retirer les pinces et les hémostatiques doucement.

2.2) veine fémorale gauche pour faire avancer le cathéter PE25 dans l'oreillette droite

1. Ascenseur til artère fémorale déjà canule avec le T-thermocouple de type cathéter en tirant doucement sur la ligature et l'exposition de la veine fémorale adjacente.
2. Voyage dans la veine en utilisant des pinces et les ouvrir pour soutenir la veine.
3. Suivez les étapes 2.1.8 travers 2.1.18, mais avancer le cathéter PE25 (au lieu du thermocouple de type T) à la marque de 12 cm de positionner sa pointe près de l'oreillette droite.
4. Vérifiez sang peut être retirée à travers le cathéter pour confirmer sa position dégagée intraluminal et rincez le cathéter avec 0,2 ml de sérum physiologique hépariné.
5. Fermer l'incision chirurgicale avec le noeud d'un seul chirurgien.

2.3) l'artère fémorale droite pour faire avancer le cathéter PE25 dans l'aorte thoracique descendante

1. Suivez les étapes 2.1.1 à 2.1.18, mais avancer le cathéter PE25 à la marque de 8 cm de positionner sa pointe dans l'aorte thoracique descendante.
2. Répétez les étapes 2.2.4 et 2.2.5.

2.4) veine jugulaire externe droite pour faire avancer la 3F polyuréthane cathéter veineux pédiatrique dans l'oreillette droite

1. Faire un 1,5 cm longue incision à partir de la base du cou, une cm à droite de la trachée, terminant juste en dessous de la thyroïde.
   REMARQUE: éviter de blesser ou exposer la glande thyroïde.
2. Disséquer délicatement le tissu conjonctif entourant l'aide d'une paire de pinces hémostatiques pour exposer la veine jugulaire externe.
3. Voyage dans la veine en utilisant des pinces et les ouvrir pour soutenir la veine.
4. Répétez les étapes 2.1.8 travers 2.1.18 pour veine cathétérisme, mais avancer le cathéter 3F à la marque de 4 cm positionner sa pointe dans l'oreillette droite.
5. Répétez l'étape 2.2.4.
6. Boucher le cathéter avec le robinet à 3 voies et le tourner vers la position fermée.

3. Intubation trachéale

3.1) l'exposition de la trachée

1. Développer l'incision du cou préalablement effectué vers la ligne médiane à l'aide des pinces hémostatiques.
2. Diss ect avec des pinces hémostatiques et des pinces en utilisant la technique émoussée la partie sterno, sternothyroid et mastoïdienne des muscles cleidocephalic pour exposer la trachée et maintenez-exposées en utilisant un épandeur de tissu.

3.2) intubation trachéale

1. Tirez la langue pour étirer les voies respiratoires. Avancer le cathéter 5F (c.-à-canule trachéale) monté sur le stylet. Tenez fermement la canule tout en avançant avec la pointe dirigée vers le haut et l'avance pour entrer aux voies respiratoires supérieures, les cordes vocales, et la trachée.
2. Trans-visualiser la canule trachéale à mesure qu'il avance pour le guidage en position correcte.
3. Retirez le stylet et la canule de fixer un analyseur _de CO2 adaptateur infrarouge à l'extrémité distale de la canule.
4. Confirmez succès intubation trachéale en reconnaissant la forme d'onde capnographique caractéristique; ce est à dire, des voies respiratoires CO ₂ de plus en plus pendant l'expiration et la diminution pendant l'inspiration.

ove_title "> 4. Confirmation de la stabilité de base

1. Compléter l'instrumentation chirurgicale et la connexion des cathéters divers, canules et ECG mène via leurs capteurs correspondants et conditionneurs de signaux à un système d'acquisition de données, et de confirmer la stabilité hémodynamique basée sur la production et la pression artérielle meaurements cardiaques et stabilité métabolique (conseillé) en mesurant la tension gaz et les niveaux de lactate.
   NOTE: Le débit cardiaque est mesuré par analyse par ordinateur de la courbe de thermodilution enregistré dans l'aorte thoracique descendante par l'intermédiaire du thermocouple 200 après injection de bolus ul de NaCl à 0,9% à température ambiante dans l'oreillette droite.
2. Définissez les valeurs de référence de base spécifiques pour les différents paramètres d'intérêt; qui peut varier subordonnée à la souche de rat, le sexe, et le poids. De base et de référence post-réanimation valeurs d'une expérience représentative en utilisant le modèle de rat décrit ici sont énumérées dans le tableau 1.

5. protocole expérimental

5.1) L'induction de la fibrillation ventriculaire (VF)

1. Insérer une aiguille sous-cutanée dans la paroi abdominale du rat reliée au pôle négatif d'une 60 Hz, alternatif (AC) générateur de courant (0-12 mA). Éviter avancer l'aiguille au-delà du tissu sous-cutané dans la cavité abdominale pour éviter toute blessure accidentelle aux organes internes.
2. Fixez une extrémité d'un précourbée 0,38 mm OD et 40 cm de long de fil de guidage (via un connecteur de fil) à la borne positive de l'alternateur. Assurez-vous que la polarité ne est pas inversée; autrement VF ne peut être induite.
3. Retirez le robinet à 3 voies du cathéter en polyuréthane 3F inséré dans la veine jugulaire externe droite et faire avancer la pointe souple du fil de guidage environ 7 cm qui cherchent à entrer dans le ventricule droit, tout en surveillant l'ECG et la pression aortique.
   NOTE: Le placement correct du fil de guidage sera proposé par VentR ectopiquebattements iculier observés dans l'ECG et de la pression aortique.
4. Allumer le générateur de courant alternatif de 60 Hz et à augmenter progressivement le courant tout en surveillant la pression aortique.
   REMARQUE: Un courant de 2,0 mA est généralement suffisante pour induire une FV mais il varie contingent sur place du fil de guidage par rapport au ventricule droit. Des ajustements mineurs à l'emplacement de la pointe peuvent être nécessaires pour induire une FV aux niveaux actuels inférieurs.
5. Confirmez induction de VF en documentant (1) la cessation des pulsations aortiques et décroissance exponentielle de la pression aortique à ≈ 20 mm Hg au sein de ≈ 5 secondes et (2) l'apparence de l'activité électrique non syndiqués dans l'ECG, comme le montre la figure 2.
6. Maintenir le courant sans interruption pendant 3 minutes réduction de l'intensité après la première minute à environ la moitié du niveau requis pour induire une FV.
7. Tourner le courant OFF après 3 min et document qui VF continue sans la nécessité d'appliquer le courant.
   REMARQUE: Les petits coeurs défibriller spontanémentpour une longueur de court-circuit dans lequel la pointe de l'avant fibrillatoire atteint son extrémité arrière en période réfractaire se oppose à la rentrée. Ce est seulement après une période d'ischémie myocardique;.-À-dire, 3 min, suffisant pour ralentir la conduction est rentrée pour permettre que VF devient auto-entretenue, comme représenté sur la Figure 2.
8. Retirez le fil de guidage, re-cap cathéter jugulaire avec le robinet à 3 voies, retirez l'aiguille du sol, et laissez VF de continuer spontanément pour la durée du désir du protocole avant de commencer les interventions de réanimation (ce est à dire, 4-15 min à données publiées études).

5.2) Les compressions thoraciques et la ventilation à pression positive

NOTE: Le compresseur de la poitrine en vedette dans cette publication est un dispositif à piston à entraînement pneumatique à commande électronique sur mesure et. Le ventilateur est un dispositif disponible dans le commerce.

1. Utilisez le temps de non traitée VF pour les actions décrites below; même si elles peuvent être effectuées avant de provoquer VF.
2. Marquez la poitrine à 2,8 cm et 4,2 cm de la base du processus xiphoïde. La zone optimale pour initier les compressions thoraciques se trouve généralement entre ces deux marques.
3. Appliquer le gel conducteur pour une pagaie de défibrillation et glissez-le sous la poitrine du rat, caler la pagaie au conseil chirurgicale.
4. Positionner le piston du compresseur à la poitrine entre les deux marques de poitrine touchant légèrement la poitrine.
5. Réglez le compresseur pour délivrer 200 compressions par minute et régler le déplacement du piston initiale à 0 mm.
   NOTE: Le taux de compression est approprié pour un petit animal avec une fréquence cardiaque spontanée de 350 min ^-1 mais il peut varier le taux de compression optimal pour le modèle de rat n'a pas été définie.
6. Réglez le ventilateur à 25 min ^-1 délivrer un volume courant de 6 ml / kg et une fraction d'oxygène inspiré _(FiO2) de 1,0 désynchronisé la poitrine compression.
7. Fixer le tube de ventilation (se terminant par un adaptateur en Y de raccordement inspiratoire et expiratoire membres) au départ de la canule trachéale interposé le CO ₂ adaptateur analyseur infrarouge.
8. Allumer le ventilateur et commencer la compression de la poitrine en augmentant progressivement la profondeur de compression de 0 mm à 10 mm au cours de la première minute. Déplacez légèrement le piston latéralement et rostrocaudal cherchant à trouver une position qui donne la pression diastolique aortique plus élevé (ce est à dire, la pression entre les compressions) pour une profondeur de compression donné.
   REMARQUE: L'augmentation progressive de la profondeur de compression est unique à l'Institut de réanimation; la plupart des chercheurs commencent par la profondeur de compression maximale.
9. Continuez à augmenter la profondeur de compression au cours de la seconde minute jusqu'à une pression diastolique aortique cible est atteint.
   REMARQUE: Une cible pression aortique diastolique de 24 mm Hg ou plus donne une pression de perfusion coronaire de 20 mm Hg ou plus après soustraction de lapression diastolique auriculaire droite; correspondant au seuil de resuscitability pour ce modèle de rat ^4. La cible aortique pression diastolique - qui peuvent dépasser le seuil de resuscitability - doit être décidé par l'enquêteur sur la base de l'objectif de l'étude. Pourtant, il ne est pas conseillé de dépasser une profondeur de 17 mm de compression pour éviter les blessures à la paroi de la poitrine et des organes intrathoraciques.
10. Maintenir les compressions thoraciques pour la durée souhaitée avant de tenter la défibrillation.
    REMARQUE: Six minutes de compression de la poitrine semble être le minimum nécessaire pour créer des conditions favorables pour la défibrillation du myocarde succès ^26. Cependant, avec une durée croissante, l'efficacité hémodynamique du déclin de compression de la poitrine et la plupart des études utilisent une durée allant de 6 à 10 min.

5.3) défibrillation

1. Utilisez une forme d'onde biphasique défibrillateur disponible dans le commerce avec une capacité pour la défibrillation interne avec un départénergie délivrée 5 J, équipé de palettes personnalisées pour le rat.
2. Appliquer le gel conducteur à la palette de défibrillation.
3. Chargez immédiatement la défibrillateur avant de remplir la durée prédéterminée des compressions thoraciques.
4. Interrompre compression thoracique et vérifiez le cœur reste en VF examiner l'ECG.
5. Fournir jusqu'à deux chocs électriques de 5 J chacun à travers la paroi thoracique 5 secondes d'intervalle, se VF est présent et observer pour le retour d'un ECG organisée électriquement avec des impulsions de l'aorte et une pression aortique moyenne ≥25 mm Hg.
6. Reprendre les compressions thoraciques pour un autre 30 secondes ou 60 secondes (éventuels sur le protocole spécifique) si la pression aortique moyenne est <25 mm Hg quel que soit le rythme électrique.
7. Répétez les étapes 5.3.4 à 5.3.6 pour un maximum de 5 fois éventuels sur le protocole spécifique, mais l'escalade de l'énergie de défibrillation à 7 J si les initiales J 5 chocs ne parviennent pas à mettre fin à VF. Figure 3 représente la pro de défibrillationProtocole utilisé à l'Institut de réanimation et la figure 4 représente une expérience représentative pendant la phase de défibrillation.
8. Délivrer des chocs électriques uniquement lorsque VF est présent; sinon reprendre compression de la poitrine sans précédent chocs électriques et d'assumer le coeur est en activité ou asystolie électrique sans pouls.
9. Déterminer l'issue de la réanimation à la fin des cycles défibrillation-compression (Figure 3).

5.4) postréanimation

1. Augmenter le taux de ventilation de 25 min ^-1 à 60 min ^-1 après le retour à une circulation spontanée et abaisser la FiO ₂ de 1,0 à 0,5 après 15 min de la circulation spontanée.
2. Délivrer un choc électrique à la même énergie du dernier choc si VF revient. Cependant, typiquement VF inverse spontanément en rythme sinusal dans un peu sec.
   NOTE: VF récidive peut se produire dans le cadre des arythmies de reperfusion peuaprès le retour à une circulation spontanée, mais rarement au-delà de 15 min.
3. Observez l'animal selon le protocole post-réanimation spécifique décidé par l'enquêteur; généralement de 180 à 240 min dans des expériences aiguës sans récupération de l'anesthésie avant l'euthanasie. Le calendrier d'une expérience aiguë typique est illustré à la figure 5.
4. Effectuer autopsie dans des expériences aiguës de documenter la position des cathéters et des blessures aux organes internes qui peut rendre une expérience non valide.
5. Retirez tous les cathéters, ligaturer les vaisseaux, et fermer les plaies avec des clips métalliques et suivez les étapes ci-dessous dans des expériences de survie.
6. Extuber l'animal à condition qu'il soit capable de respirer spontanément.
7. Retour de l'animal dans une cage propre après récupération de l'anesthésie en témoigne auto-redressement complet et sans aide de décubitus dorsal.
8. Inject réchauffé NaCl à 0,9% (1 ml / 100 g de poids corporel) par voie intrapéritonéale pour réduire le risque d'hypothermie et dehydration.
9. Administrer une dose sous-cutanée de meloxicam (2 mg / kg) par voie sous cutanée quatre heures après la dose d'analgésie suivie d'une dose sous-cutanée de 1 mg / kg une fois par jour pour un maximum de 72 heures.
10. Maison de l'animal seul avec l'enrichissement jusqu'à 48 heures pour la récupération plus sûr et utiliser la procédure institutionnelle d'exploitation standard pour les soins et le suivi post-opératoire.

Résultats

Le modèle de rat décrit ici a été récemment utilisée pour comparer les effets de deux inhibiteurs de la sarcolemmique sodium-hydrogène échangeur isoforme 1 (NHE-1) sur la fonction myocardique et hémodynamique lors de la compression de la poitrine et post-réanimation ^61. Il a été précédemment rapporté que NHE-1 inhibiteurs atténuent les lésions de reperfusion myocardique en limitant cytosolique induite sodium et la surcharge de calcium mitochondrial, et ainsi aider à préserver gauche distens...

Discussion

Étapes critiques dans le protocole

Il ya des étapes critiques dans le protocole. Lorsque maîtrisé, la préparation et le protocole procéder comme succinctement décrits ci-dessous. La préparation chirurgicale est rapide, avançant cathéters rapidement à travers de petites incisions déclenchement spasmes peu ou pas de navire et le positionnement des pointes de cathéter comme prévu, suivi de succès intubation trachéale après une seule ou quelques-uns tentative (s); Ainsi...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Name of Material/ Equipment	Company	Catalog Number	Comments/Description
Sodium pentobarbital	Sigma Aldrich	P3761	http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en&region=US
Rectal thermistor	BIOPAC Systems, INC	TSD202A	http://www.biopac.com/fast-response-thermistor
Needle electrode biopolar concentric 25 mm TP	BIOPAC Systems, INC	EL451	http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm
PE25 polyethylene tubing	Solomon Scientific	BPE-T25	http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing
26GA female luer stub adapter	Access Technologies	LSA-26	http://www.norfolkaccess.com/needles.html
Stopcocks with luer connections; 3-way; male lock, non-sterile	Cole-Parmer	UX-30600-02	http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way _male_lock_stopcocks _10_pack_Non_sterile/EW-30600-23
TruWave disposable pressure transducer	Edwards Lifesciences	PX600I	http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1
Type-T thermocouple	Physitemp Instruments	IT-18	http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html
Central venous pediatric catheter	Cook Medical	C-PUM-301J	https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds
Abbocath-T subclavian I.V. catheter (14g x 5 1/2")	Hospira	453527	http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427
Novametrix Medical Systems, Infrared CO2 monitor	Soma Technology, Inc.	7100 CO2SMO	http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_ 7100.asp
Harvard Model 683 small animal ventilator	Harvard Apparatus	555282	http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_ HAI_ProductDetail_N_37322_37323
Double-flexible tipped wire guides	Cook Medical	C-DOC-15-40-0-2	https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds
High accuracy AC LVDT displacement sensor	Omega Engineering	LD320-25	http://www.omega.com/pptst/LD320.html
HeartStart XL defibrillator/monitor	Phillips Medical Systems	M4735A	http://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/
Graefe micro dissection forceps 4 inches	Roboz	RS-5135	http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135
Graefe micro dissection forceps 4 inches with teeth	Roboz	RS-5157	http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157
Extra fine micro dissection scissors 4 inches	Roboz	RS-5882	http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp
Heiss tissue retractor	Fine Science Tools	17011-10	http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=321&CategoryId=134& lang=en-US
Crile curve tip hemostats	Fine Science Tools	13005-14	http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=372
Visistat skin stapler	Teleflex Incorporated	528135	http://www.teleflexsurgicalcatalog.com/weck/products/9936
Braided silk suture, 3-0	Harvard Apparatus	517706	http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_43051_-1_ HAI_ProductDetail_N_37916_37936
Betadine solution	Butler Schein	3660	https://www.henryscheinvet.com/
Sterile saline, 250 ml bags	Fisher	50-700-069	http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?catnum=50700069&storeId=10652
Heparin sodium injection, USP	Fresenius Kabi	504201	http://fkusa-products-catalog.com/files/assets/basic-html/page25.html
Loxicom (meloxicam)	Butler Schein	045-321	https://www.henryscheinvet.com/
Thermodilution cardiac output computer for small animals	N/A	N/A	Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Analog-to-digital data acquisition and analysis system	N/A	N/A	Custom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Pneumatically-driven and electronically controlled piston device for chest compression in small animals	N/A	N/A	Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine
60 Hz alternating current generator	N/A	N/A	Custom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine