El agotamiento del surfactante combinado con ventilación perjudicial da como resultado un modelo reproducible del síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA)

Resumen

Una combinación de lavado con surfactante con solución salina al 0,9% (35 ml/kg de peso corporal, 37 °C) y ventilación de alto volumen corriente con PEEP baja para causar lesión pulmonar inducida por ventilador moderado (VILI) da como resultado un síndrome experimental de dificultad respiratoria aguda (SDRA). Este método proporciona un modelo de lesión pulmonar con capacidad de reclutamiento baja / limitada para estudiar el efecto de varias estrategias de ventilación durante períodos prolongados.

Resumen

Existen varios modelos animales para estudiar los complejos mecanismos pathomenísmos del síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA). Estos modelos incluyen infusión pulmo-arterial de ácido oleico, infusión de endotoxinas o bacterias, ligadura y punción cecal, varios modelos de neumonía, modelos de isquemia/reperfusión pulmonar y, por supuesto, modelos de agotamiento de surfactantes, entre otros. El agotamiento del surfactante produce un deterioro rápido y reproducible del intercambio gaseoso pulmonar y la hemodinámica y puede inducirse en cerdos anestesiados mediante lavados pulmonares repetidos con solución salina al 0,9% (35 ml/kg de peso corporal, 37 °C). El modelo de agotamiento de surfactantes apoya las investigaciones con monitoreo respiratorio y hemodinámico estándar con dispositivos aplicados clínicamente. Pero el modelo sufre de una capacidad de reclutamiento relativamente alta y la ventilación con altas presiones en las vías respiratorias puede reducir inmediatamente la gravedad de la lesión al reabrir las áreas pulmonares atelectáticas. Por lo tanto, este modelo no es adecuado para investigaciones de regímenes de ventiladores que utilizan altas presiones en las vías respiratorias. Una combinación de agotamiento del surfactante y ventilación perjudicial con alto volumen corriente / baja presión positiva al final de la espiración (TV alta / PEEP baja) para causar lesión pulmonar inducida por el ventilador (VILI) reducirá la capacidad de reclutamiento de la lesión pulmonar resultante. Se preservan las ventajas de una inducción oportuna y la posibilidad de realizar investigaciones experimentales en un entorno comparable a una unidad de cuidados intensivos.

Introducción

La mortalidad del síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA) sigue siendo alta con valores superiores al 40%¹ a pesar de la intensa investigación desde su primera descripción por Ashbough y Petty en 1967². Naturalmente, la investigación de nuevos enfoques terapéuticos es limitada en la clínica debido a preocupaciones éticas y la falta de estandarización de las patologías subyacentes, las condiciones ambientales y los comedicadores, mientras que los modelos animales permiten la investigación sistemática en condiciones estandarizadas.

Por lo tanto, el SDRA experimental se ha inducido en animales grandes (por ejemplo, cerdos) o animales pequeños (por ejemplo, roedores) utilizando varios métodos como la infusión pulmoarterial de ácido oleico, la infusión intravenosa (i.v.) de bacterias y endotoxinas, o los modelos de ligadura cecal y punción (CLP) que causan SDRA inducido por sepsis. Además, se utilizan lesiones pulmonares directas causadas por quemaduras e inhalación de humo o isquemia/reperfusión pulmonar (I/R)³. Un modelo de lesión pulmonar directa utilizado con frecuencia es el agotamiento del surfactante con lavados pulmonares como lo describieron por primera vez Lachmann et al. en conejillos de indias⁴.

El agotamiento del surfactante es un método altamente reproducible que resulta rápidamente en compromisos en el intercambio gaseoso y la hemodinámica⁵. Una ventaja importante es la posibilidad de aplicar el agotamiento del surfactante en especies grandes que permiten apoyar la investigación con ventiladores mecánicos, catéteres y monitores utilizados clínicamente. Sin embargo, una desventaja importante del modelo de agotamiento del surfactante es el reclutamiento instantáneo de áreas pulmonares atelectáticas cada vez que se aplican altas presiones en las vías respiratorias o maniobras de reclutamiento, como el posicionamiento prono. Por lo tanto, el modelo no es adecuado para investigar, por ejemplo, ventilación automatizada con altos niveles de PEEP para tiempos prolongados⁶. Yoshida et al. describieron una combinación de agotamiento y ventilación de surfactantes con altas presiones inspiratorias en las vías respiratorias para inducir el SDRA⁷experimental, pero su modelo requiere un mantenimiento elaborado de la presión parcial de oxígeno_(Pa O₂₎en un corredor predefinido a través de muestreo repetido de gases en sangre y ajuste de la presión de conducción de acuerdo con una tabla deslizante de presión inspiratoria y PEEP.

En general, un modelo con una ventilación perjudicial demasiado agresiva o un ajuste laborioso y repetido del régimen de ventilación puede provocar daños estructurales en los pulmones, que son demasiado graves y dan lugar a una posterior insuficiencia orgánica múltiple. Por lo tanto, este artículo proporciona una descripción detallada de un modelo fácilmente factible de agotamiento de surfactante más ventilación perjudicial con TV alta / PEEP baja para la inducción de SDRA experimental, que apoya la investigación con parámetros de ventilación clínicamente utilizados durante períodos prolongados.

Protocolo

Los experimentos se llevaron a cabo en el Departamento de Medicina Experimental, Charité - University Medicine, Berlín, Alemania (certificado según la norma EN DIN ISO 9001:2000) y fueron aprobados por las autoridades federales para la investigación con animales en Berlín, Alemania, antes de los experimentos (G0229/18). Los principios del cuidado de los animales de laboratorio se utilizaron en todos los experimentos y están de acuerdo con las directrices de la Sociedad Europea y Alemana de Ciencias de Animales de Laboratorio.

1. Animales de laboratorio y bienestar animal

1. Realizar todos los experimentos en cerdos machos profundamente anestesiados (Landrace alemán × Large White) de 3-4 meses de edad con un peso corporal (bw) de 30-40 kg.

2. Anestesia, intubación y ventilación mecánica

1. No proporcione alimentos secos durante 12 h antes de la anestesia para evitar un estómago lleno de los cerdos. Permita el libre acceso al agua y paja / heno para minimizar el estrés.
2. Premedicarse con una inyección intramuscular de una combinación de azaperona (3 mg/kg de peso al baño), atropina (0,03 mg/kg de peso al baño), ketamina (25 mg/kg de peso de los animales) y xilazina (3,5 mg/kg de peso de los hombres) en la musculatura del cuello del cerdo, mientras que los animales aún se mantienen en su centro de alojamiento para minimizar el estrés.
   NOTA: El entrenamiento diario de acariciar el cuello del animal mientras alimenta algunos cubos de azúcar antes del experimento y aplicar la inyección mientras alimenta cubos de azúcar de la manera entrenada facilitará una premedicación suave y reducirá aún más el estrés.
   1. Coloque al animal en una camilla y cubra los ojos con un paño para su transporte una vez que se alcance un nivel adecuado de anestesia.
   2. Transfiera el cerdo al quirófano y siempre asegure una respiración espontánea suficiente.
   3. Tome un cilindro de oxígeno, un tubo de ajuste y una máscara para proporcionar oxígeno suplementario mientras transporta a los cerdos, si las instalaciones de alojamiento no están adyacentes al laboratorio.
   4. Coloque al cerdo en la posición prona y preoxigene con una máscara que se ajuste al hocico del animal utilizando un alto flujo de oxígeno (por ejemplo, 10 L / min).
3. Use un catéter venoso periférico (generalmente 18 o 20 G) para obtener acceso venoso. Coloque el catéter de vena periférica en una de las venas del oído después de un procedimiento de limpieza con intercambios de alcohol.
   1. Iniciar una perfusión con una solución cristaloide equilibrada y asegurar la correcta colocación del catéter para la posterior perfusión de anestésicos.
   2. Infundir 500 ml de una solución cristaloide equilibrada como bolo i.v. seguido de una infusión continua de 4 ml/kg/h para soporte de líquidos.
   3. Comience a monitorear la saturación periférica de oxígeno (SpO₂₎asegurando el sensor SpO₂en una de las orejas o la cola.
4. Inducir anestesia inyectando propofol (alrededor de 5-10 mg / kg - la dosis exacta depende del efecto de la premedicación y difiere de un animal a animal) para la intubación orotraqueal.
   NOTA: La inyección previa de un opioide facilitará aún más la intubación, pero requiere una amplia experiencia para evitar una apnea prematura del animal. Se puede repetir una inyección de 100 μg de fentanilo (citrato de fentanilo, 100 μg/ml) hasta que la frecuencia respiratoria espontánea disminuya a aproximadamente 20/min antes de inyectar propofol.
5. Intubar al animal con un tubo endotraqueal con manguito (7,5 - 8,0 mm ID) y un laringoscopio diseñado para animales grandes (hoja recta de unos 25 cm de longitud).
   NOTA: La intubación es más fácil en la posición prona como se describe en detalle por Theisen et al.⁸.
   1. Verifique la colocación del tubo endotraqueal observando la forma de onda típica de CO₂ durante la espiración en el monitor de CO₂(capnógrafo).
   2. Use la auscultación para verificar si hay sonidos respiratorios bilaterales iguales.
      NOTA: Los cerdos pueden ser ventilados mecánicamente con compresión manual de la caja torácica desde ambos lados mientras suministran oxígeno con un alto flujo en caso de intubación fallida o retrasada.
6. Ajuste la fracción de oxígeno inspirado (F_IO₂) a 1.0, la frecuencia del respirador a 15-20 / min, el volumen corriente a 8-9 ml / kg de peso al usuario, la relación inspiración-espiración (I: E) a 1: 1.5, y aplique una presión positiva de extremo espiratorio (PEEP) de 5 cmH₂O para iniciar la ventilación mecánica. Ajuste los ajustes para apuntar a una presión parcial de dióxido de carbono (P_etCO₂₎de 35-40 mmHg al final de la espiración y una SpO₂ superior al 95%.
   1. Utilice una infusión intravenosa continua de tiopentona (20 mg/kg/h) y fentanilo (7 μg/kg/h) para mantener la anestesia.
      NOTA: La dosis necesaria puede variar de un animal a otro y entre entornos experimentales. Es esencial mantener una profundidad suficiente de anestesia durante el curso del experimento por razones científicas y de bienestar animal.
   2. Controle al animal de cerca para ver si hay reacciones de estrés/dolor (por ejemplo, un aumento de la frecuencia cardíaca, la presión arterial o la frecuencia respiratoria) durante la instrumentación.
      NOTA: La instrumentación debe ser posible sin administrar un relajante muscular si la profundidad de la anestesia es suficiente.
   3. Administrar un relajante muscular, por ejemplo, bromuro de pancuronio (bolo i.v. de 0,15 mg/kg de peso corporal, seguido de una infusión continua de 0,15 mg/kg de peso corporal/h o inyecciones repetidas en bolo), si la relajación muscular es necesaria para el experimento (por ejemplo, antes de un agotamiento del surfactante, antes de las mediciones de la conformidad pulmonar por ventilación perjudicial).
7. Técnicas de instrumentación
   1. Convierta al animal en posición supina.
   2. Asegure el tubo endotraqueal y la línea i.v. mientras gira el animal.
   3. Retraiga las piernas usando vendajes para estirar la piel por encima de los sitios de incisión planificados.
   4. Esterilizar las áreas de operación con un desinfectante adecuado para la piel, como una solución de alcohol y yodo al 1%.
8. Cannular la vena yugular externa con un catéter venoso central y, además, introducir la vaila introductora del catéter arterial pulmonar (PAC) en la misma vena.
   1. Realice una incisión cutánea de 10 cm en la línea que conecta la mandíbula y el esternón (posible el lado izquierdo o derecho).
   2. Siempre reevalúe la profundidad de la anestesia y ajuste la dosis, si es necesario.
   3. Separe el tejido subcutáneo y el platisma con fórceps tisulares y tijeras quirúrgicas hasta que los músculos braquiocefálico y esternocefálico sean visibles.
   4. Continúe con un procedimiento de corte contundente para separar la fascia entre los músculos hasta que la vena yugular externa sea visible.
   5. Utilice la técnica de Seldinger⁹ para cannular la vena yugular externa con el catéter venoso central y la vaia introductora para la posterior inserción del PAC.
      NOTA: No dilate la vena con un dilatador como se hace en caso de un abordaje percutáneo. Esto desgarraría la vena. Cierre con suturas estándar. Los tamaños de lava dependen del tamaño del PAC elegido. Normalmente se utiliza una vasa introductora 6F (10 cm de longitud) y una PAC 5F de 75 cm de longitud en cerdos de 30-40 kg de peso corporal.
9. Cannulate la arteria femoral para un monitoreo invasivo de la presión arterial.
   1. Identificar el pliegue entre el músculo gracilis y sartorio de la pata trasera (es posible a la izquierda o a la derecha) para colocar una línea arterial.
      NOTA: La pulsación de la arteria femoral debe ser fácilmente palpable.
   2. Cannular la arteria percutáneamente con la técnica de Seldinger⁹.
   3. Use un enfoque directo si la arteria no se palpa fácilmente.
      1. Cortar a través de la piel con una incisión de 5 cm de largo y separar el tejido subcutáneo con fórceps de tejido y tijeras quirúrgicas.
      2. Use un procedimiento de corte contundente que separe la fascia entre los músculos al nivel de la arteria femoral.
         NOTA :D no lesionar los vasos safenos realizando el procedimiento de corte craneal de los mismos.
      3. Lazo una ligadura alrededor de la arteria femoral para que el vaso pueda cerrarse en caso de sangrado en el sitio de la punción. Evite este paso siempre que sea posible, ya que compromete el flujo sanguíneo a la pata trasera.
      4. Cannular la arteria con la técnica de Seldinger⁹.
10. Calibrar los transductores contra la atmósfera (cero) y 200 mmHg (línea arterial) o 50 mmHg (línea venosa central) y conectarlos al catéter arterial y a la línea venosa central para comenzar la monitorización.
    1. Coloque los transductores de presión aproximadamente la mitad de la altura del tórax en la posición estimada de la aurícula derecha.
11. Realice una pequeña incisión (4-5 cm) cortando a través de la piel por encima de la vejiga para la cateterización de la vejiga urinaria.
    1. Separe el tejido subcutáneo con instrumentos contundentes.
    2. Coloque una sutura de cuerda de bolso (1-2 cm de diámetro) en la pared de la vejiga.
       NOTA: Las suturas no deben penetrar a través de todas las capas de la pared de la vejiga, lo que resultaría en la pérdida de orina a través de las punciones.
    3. Realice una pequeña incisión en el centro de la sutura e introduzca el catéter urinario.
    4. Inmediatamente, bloquee el balón con 10 ml de agua destilada y tire del catéter hacia la pared de la vejiga hasta que se sienta una resistencia ligera.
    5. Cierre la sutura de la cuerda del bolso alrededor del catéter. Cierre la piel con suturas estándar.

3. Introducción del catéter de la arteria pulmonar (PAC)

1. Compruebe la permeabilidad del balón del PAC con 0,5-1 ml de aire dependiendo del tamaño del catéter y desinfle el balón de nuevo.
2. Conecte el PAC al sistema de transductor de presión y calibre el transductor contra la atmósfera (cero) y 100 mmHg.
3. Introduzca el PAC a través de la muestra introductora con un globo desinflado durante 10-15 cm (dependiendo de la longitud de la enfundada).
   1. Infle el globo después de que haya salido de la vainástrico y avance el PAC aún más mientras monitorea la presión y las formas de onda típicas en el monitor de presión.
   2. Empuje el PAC hacia adelante mientras aparecen las formas de onda típicas de la aurícula derecha, el ventrículo derecho y la arteria pulmonar y deje de avanzar el PAC cuando se vea la forma de onda de presión de cuña capilar pulmonar (PCWP).
   3. Registre el PCWP al final de la expiración y desinfle el globo (consulte la Figura 1 para las curvas respectivas).
      NOTA: Después de la deflación del balón, la forma de onda PCWP debe desaparecer y la forma de onda de presión arterial pulmonar debe ser visible. Si no se puede ver la forma de onda de la presión arterial pulmonar, lo más probable es que el catéter se inserte demasiado lejos en una arteria pulmonar y haya alcanzado una posición de cuña automática. Esto da como resultado una oclusión permanente de un vaso pulmonar y debe corregirse tirando del catéter hacia atrás hasta que la forma de onda de la presión arterial pulmonar reaparezca, evitando así complicaciones, por ejemplo, la ruptura del vaso pulmonar¹⁰. Los catéteres PAC a menudo se avanzan accidentalmente en las venas hepáticas a través de la vena cava inferior en cerdos. Por lo tanto, si la señal de presión del ventrículo derecho no se alcanza después de unos 30 a 50 cm, tire del catéter hacia atrás y comience de nuevo.

4. Técnica de termodilución de la arteria pulmonar para mediciones hemodinámicas

1. Medir el gasto cardíaco (CO) con la técnica de termodilución¹¹.
   1. Conecte el termistor y un flujo a través de la carcasa al lumen respectivo del PAC.
   2. A continuación, conecte el monitor hemodinámico con el puerto de temperatura distal del PAC (tapa roja).
   3. Ajuste el monitor hemodinámico al modo necesario para compensar el tamaño del catéter, la longitud del catéter, el volumen inyectado y la temperatura de la solución salina inyectada.
   4. Inyecte el volumen apropiado de solución salina al 0,9% lo más rápido posible (generalmente 5 o 10 ml de solución salina al 0,9% con una temperatura de 4 °C).
   5. Espere hasta que se complete la medición.
2. Aleatorizar cinco mediciones en rápida sucesión a lo largo del ciclo respiratorio del ventilador.
   1. Elimine los valores más altos y más bajos y utilice los tres valores restantes para calcular la media.
   2. Tenga en cuenta este valor medio como el gasto cardíaco.
   3. Mida el PCWP después inflando el balón del catéter y desinfle después de la medición.
   4. Utilice la presión arterial media (PAM), la presión arterial pulmonar (PAP), la presión venosa central (CVP), la PCWP y el CO para todos los cálculos hemodinámicos adicionales.
      NOTA: El volumen de solución salina, así como la temperatura, deben introducirse en el monitor antes de las mediciones. La solución salina normal debe mantenerse a la misma temperatura (generalmente <5 ° C) para mediciones correctas. También se debe ingresar el tamaño y la longitud del catéter. Algunos monitores requieren la entrada de un factor de corrección.
   5. Para los estudios que involucran mediciones exactas del equilibrio electrolítico, use solución de glucosa al 5% en lugar de solución salina al 0.9%.
3. Asegúrese de registrar todos los parámetros. Tome muestras simultáneas de sangre arterial y venosa mixta poco antes o después de las mediciones de CO para permitir el cálculo de la derivación intrapulmonar de derecha a izquierda.
   1. Registre todos los ajustes respiratorios y las mediciones necesarias para completar el conjunto de datos, por ejemplo, presión máxima, meseta y espiratoria final.
      NOTA: La inducción de anestesia, intubación e instrumentación completa puede requerir 1,5 h dependiendo de la experiencia y el número de investigadores.

5. Agotamiento del surfactante

1. Ventilar al animal con un F_IO₂ de 1.0.
   1. Desconecte al animal del ventilador.
2. Llene los pulmones con solución salina al 0,9% precalenada (37 °C, 35 ml/kg) con un embudo conectado al tubo endotraqueal.
   1. Para esto, levante el embudo aproximadamente 1 m por encima del animal.
      NOTA: La presión hidrostática asignará la solución salina en todas las secciones pulmonares.
   2. Deje de llenar inmediatamente cuando el MAP disminuya por debajo de <50 mmHg.
3. Baje el embudo al nivel del suelo para drenar el líquido de lavado. Vuelva a conectar al animal al ventilador para la oxigenación.
4. Espere hasta que el animal se recupere y repita el lavado lo antes posible, si es necesario.
   NOTA: La necesidad de un lavado adicional está definida por la relación P_aO₂/ F_IO_2.
   1. Tome una muestra de gasomos en sangre arterial después de 5 minutos después de cada lavado.
   2. Repetir los lavados hasta que la relación_Pa O₂/F_IO₂ (índice de Horowitz) disminuya por debajo de 100 mmHg durante al menos 5 min a F_IO₂ 1.0 y PEEP > 5 cmH₂O.
      NOTA: La frecuencia respiratoria debe ajustarse durante el período de lavados para mantener el pH arterial por encima de 7.25 con el fin de prevenir la descompensación hemodinámica.
5. Tenga en cuenta que este modelo animal se basa en una combinación de agotamiento de surfactante y VILI.
   NOTA: Los lavados se detendrán después de que la relación_Pa O₂/ F_IO₂ permanezca por debajo de 100 durante 5 min NO después de 60 min como se publicó anteriormente para un modelo de lavado de surfactante sin VILI⁵.
   1. Comience con_ventilaciónalta de TV / PEEP baja después de que se haya alcanzado el objetivo P a O₂/ F_IO_2.
      NOTA: De lo contrario, un agotamiento de surfactante demasiado agresivo combinado con VILI dará como resultado una falla orgánica múltiple y comprometerá el experimento. La duración del agotamiento del surfactante varía entre los animales, ya que se apunta a_unP a O₂/ F_IO₂ definido. Puede tardar de 45 min a 1,5 h.

6. Ventilación perjudicial con alto volumen corriente / PEEP bajo (TV alta / PEEP baja)

1. Mantener una F_IO₂ de 1.0.
2. Configure el ventilador en un modo de ventilación de volumen garantizado y controlado por presión.
3. Aumente el umbral de alarma para la presión inspiratoria máxima a 60 mbar.
   NOTA: El ventilador debe aplicar una presión inspiratoria de hasta 60 mbar, pero no superior.
4. Reduzca la frecuencia respiratoria a 12 /min y establezca la relación inspiración-espiración (I: E) en 1: 1.5 (lo que resulta en un tiempo de inspiración de 2 s y un tiempo de expiración de 3 s).
5. Aumente el volumen corriente lentamente hasta 17 ml / kg de peso medio durante al menos 2 minutos.
   1. No aumente más el volumen corriente si se alcanza una presión inspiratoria de 60 mbar.
      NOTA: La presión inspiratoria limitada puede resultar en un volumen corriente por debajo de 17 ml / kg de peso corporal dependiendo de la lesión pulmonar después del lavado con surfactante. Un aumento repentino en el volumen corriente puede resultar en barotrauma o descompensación hemodinámica. Por lo tanto, es de suma importancia aumentar los volúmenes corrientes lentamente durante varios minutos.
6. Reduzca el PEEP a 2 mbar.
7. Ventile al animal hasta 2 h (consulte la Figura 2 para la configuración del ventilador y la curva de flujo).
   NOTA: La ventilación con altos volúmenes corrientes dará como resultado una buena oxigenación del animal, pero la inflación y deflación cíclica casi completa resultan en una lesión estructural de los pulmones. El daño estructural no se puede revertir con maniobras de reclutamiento, posicionamiento prono, PEEP alto, etc. El daño resultante debe tolerarse durante toda la investigación. Es posible que se requiera un tiempo de ventilación de TV alta / PEEP más corto dependiendo del siguiente experimento y la duración de la investigación.

7. Fin del experimento y eutanasia

1. Asegúrese de que se realicen todas las mediciones del protocolo experimental, que seguirá a la inducción de la lesión pulmonar.
2. Inyecte fentanilo (al menos 0,5 mg) adicionalmente a la anestesia continua y espere al menos 5 minutos. Inyecte tiopental (al menos 1000 mg) rápidamente seguido de al menos 60 mmol de potasio utilizando la línea central.

Resultados

La_{relación P}a O₂/ F_IO₂disminuyó durante el lavado del surfactante en todos los animales (Figura 3). La hipoxemia, hipercapnia y atelectasia resultantes causaron un aumento en la presión de la arteria pulmonar. Los detalles de los lavados pulmonares ya están descritos en otra parte⁶.

El agotamiento del surfactante se repitió hasta que la relación P_aO₂/ F_IO

Discusión

Este artículo describe la inducción del SDRA experimental en cerdos que combina el agotamiento del surfactante por lavados pulmonares repetidos y la ventilación con altos volúmenes corrientes, peep bajo e inflación / deflación completa de los pulmones. Esta combinación provoca un deterioro reproducible y comparable en el intercambio gaseoso y el compromiso hemodinámico resultante, pero limita la capacidad de reclutamiento de los pulmones. Por lo tanto, este modelo imita el SDRA clínico con baja capacidad de recl...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Evita Infinity V500	Dräger		intensive care ventilator
Flow through chamber thermistor	Baxter	93-505	for measuring cardiac output
Leader Cath Set	Vygon	1,15,805	arterial catheter
Mallinckrodt Tracheal Tube Cuffed	Covidien	107-80	8.0 mm ID
MultiCath3	Vygon	1,57,300	3 lumen central venous catheter, 20 cm length
Percutaneus Sheath Introducer Set	Arrow	SI-09600	introducer sheath for pulmonary artery catheter of 4-6 Fr., 10 cm length
Swan-Ganz True Size Thermodilution Catheter	Edwards	132F5	pulmonary artery catheter, 75 cm length
urinary catheter			no specific model requiered
Vasofix Braunüle 20G	B Braun	4268113B	peripheral vein catheter
Vigilance I	Edwards		monitor