L’épuisement des tensioactifs combiné à une ventilation préjudiciable donne un modèle reproductible du syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA)

Résumé

Une combinaison de lavage de tensioactif utilisant une solution saline à 0,9 % (35 mL/kg de poids corporel, 37 °C) et une ventilation à volume courant élevé avec une faible PEEP pour causer des lésions pulmonaires modérées induites par le ventilateur (VILI) entraîne un syndrome expérimental de détresse respiratoire aiguë (SDRA). Cette méthode fournit un modèle de lésion pulmonaire avec une capacité de recrutement faible ou limitée pour étudier l’effet de diverses stratégies de ventilation pendant de longues périodes.

Résumé

Divers modèles animaux existent pour étudier les mécanismes pathologiques complexes du syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA). Ces modèles comprennent la perfusion pulmonaire-artérielle d’acide oléique, l’infusion d’endotoxines ou de bactéries, la ligature et la ponction cæcales, divers modèles de pneumonie, des modèles d’ischémie pulmonaire / reperfusion et, bien sûr, des modèles d’épuisement des tensioactifs, entre autres. L’épuisement des tensioactifs produit une détérioration rapide et reproductible des échanges gazeux pulmonaires et de l’hémodynamique et peut être induit chez les porcs anesthésiques à l’aide de lavages pulmonaires répétés avec une solution saline à 0,9 % (35 mL/kg de poids corporel, 37 °C). Le modèle d’épuisement des tensioactifs prend en charge les investigations avec une surveillance respiratoire et hémodynamique standard avec des dispositifs appliqués cliniquement. Mais le modèle souffre d’une capacité de recrutement relativement élevée et la ventilation avec des pressions élevées des voies respiratoires peut immédiatement réduire la gravité de la blessure en rouvrant les zones pulmonaires atélectatiques. Ainsi, ce modèle ne convient pas aux études des régimes de ventilateurs qui utilisent des pressions élevées des voies respiratoires. Une combinaison d’épuisement des tensioactifs et de ventilation nocive avec un volume courant élevé / une faible pression expiratoire positive (TV élevée / PEEP faible) pour causer une lésion pulmonaire induite par le ventilateur (VILI) réduira la capacité de recrutement de la lésion pulmonaire qui en résulte. Les avantages d’une initiation en temps opportun et la possibilité d’effectuer des recherches expérimentales dans un cadre comparable à une unité de soins intensifs sont préservés.

Introduction

La mortalité du syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA) reste élevée avec des valeurs supérieures à 40%¹ malgré des recherches intensives depuis sa première description par Ashbough et Petty en 1967^2. Naturellement, l’étude de nouvelles approches thérapeutiques est limitée en clinique en raison de préoccupations éthiques et du manque de normalisation des pathologies sous-jacentes, des conditions ambiantes et des comédications, alors que les modèles animaux permettent une recherche systématique dans des conditions standardisées.

Ainsi, le SDRA expérimental a été induit chez de gros animaux (p. ex., porcs) ou de petits animaux (p. ex., rongeurs) à l’aide de diverses méthodes telles que la perfusion pulmonaire-artérielle d’acide oléique, la perfusion intraveineuse (c.-à-d.) de bactéries et d’endotoxines, ou des modèles de ligature et de ponction cæcale (CLP) provoquant un SDRA induit par la septicémie. De plus, des lésions pulmonaires directes causées par des brûlures et l’inhalation de fumée ou une ischémie pulmonaire/reperfusion (I/R) sont utilisées³. Un modèle fréquemment utilisé de lésion pulmonaire directe est l’épuisement des tensioactifs avec des lavages pulmonaires tels que décrits pour la première fois par Lachmann et al. chez les cobayes⁴.

L’épuisement des tensioactifs est une méthode hautement reproductible qui aboutit rapidement à des compromis dans les échanges gazeux et l’hémodynamique⁵. Un avantage majeur est la possibilité d’appliquer l’épuisement des tensioactifs chez de grandes espèces, ce qui permet de soutenir la recherche avec des ventilateurs mécaniques, des cathéters et des moniteurs utilisés cliniquement. Cependant, un inconvénient majeur du modèle d’épuisement des tensioactifs est le recrutement instantané des zones pulmonaires atélectatiques chaque fois que des pressions élevées des voies respiratoires ou des manœuvres de recrutement, telles que le positionnement couché, sont appliquées. Ainsi, le modèle n’est pas adapté pour étudier, par exemple, la ventilation automatisée avec des niveaux élevés de PEEP pendant des périodes prolongées⁶. Yoshida et al. ont décrit une combinaison d’épuisement des tensioactifs et de ventilation avec des pressions inspiratoires élevées pour induire un SDRA^{expérimental 7,}mais leur modèle nécessite un maintien élaboré de la pression partielle d’oxygène (P a O₂₎dans un couloir prédéfini via_unéchantillonnage répété des gaz du sang et un ajustement de la pression motrice en fonction d’un tableau coulissant de pression inspiratoire et de PEEP.

Dans l’ensemble, un modèle avec une ventilation préjudiciable trop agressive ou un ajustement laborieux et répété du régime de ventilation peut entraîner des dommages structurels aux poumons, ce qui est trop grave et entraîne une défaillance ultérieure de plusieurs organes. Ainsi, cet article fournit une description détaillée d’un modèle facilement réalisable d’épuisement des tensioactifs et de ventilation nocive avec une TV élevée / PEEP faible pour l’induction du SDRA expérimental, qui soutient la recherche avec des paramètres de ventilation utilisés cliniquement pendant des périodes prolongées.

Protocole

Les expériences ont été menées au Département de médecine expérimentale, Charité - Médecine universitaire, Berlin, Allemagne (certifiée selon la norme EN DIN ISO 9001:2000) et ont été approuvées par les autorités fédérales pour la recherche animale à Berlin, en Allemagne, avant les expériences (G0229/18). Les principes de soins aux animaux de laboratoire ont été utilisés dans toutes les expériences et sont conformes aux directives de la Société européenne et allemande des sciences des animaux de laboratoire.

1. Animaux de laboratoire et bien-être des animaux

1. Mener toutes les expériences sur des porcs mâles profondément anesthésésés (German Landrace × Large White) âgés de 3 à 4 mois avec un poids corporel (p.c.) de 30 à 40 kg.

2. Anesthésie, intubation et ventilation mécanique

1. Ne pas fournir de nourriture sèche pendant 12 h avant l’anesthésie pour éviter un estomac plein des porcs. Permettre un accès libre à l’eau et à la paille/foin pour minimiser le stress.
2. Prémédité avec une injection intramusculaire d’une combinaison d’azopérone (3 mg/kg p.c.), d’atropine (0,03 mg/kg p.c.), de kétamine (25 mg/kg p.c.) et de xylazine (3,5 mg/kg p.c.) dans la musculature du cou du porc, tandis que les animaux sont toujours gardés dans leur logement pour minimiser le stress.
   REMARQUE: Un entraînement quotidien à caresser le cou de l’animal tout en nourrissant quelques morceaux de sucre avant l’expérience et en appliquant l’injection tout en nourrissant des morceaux de sucre de la manière entraînée facilitera une prémédication en douceur et réduira davantage le stress.
   1. Placez l’animal sur une civière et couvrez les yeux avec un chiffon pour le transport une fois qu’un niveau adéquat d’anesthésie est atteint.
   2. Transférer le porc au bloc opératoire et toujours assurer une respiration spontanée suffisante.
   3. Prenez une bouteille d’oxygène, un tuyau d’ajustement et un masque pour fournir de l’oxygène supplémentaire pendant le transport des porcs, si les installations de logement ne sont pas adjacentes au laboratoire.
   4. Placez le porc en position couchée et préoxygénez avec un masque qui s’adapte au museau de l’animal en utilisant un débit élevé d’oxygène (par exemple, 10 L / min).
3. Utilisez un cathéter veineux périphérique (habituellement 18 ou 20 G) pour obtenir un accès veineux. Placez le cathéter veineux périphérique dans l’une des veines de l’oreille après une procédure d’essuyage avec des échanges d’alcool.
   1. Commencez une perfusion avec une solution cristalloïde équilibrée et assurez-vous de la mise en place correcte du cathéter pour la perfusion ultérieure d’anesthésiques.
   2. Infuser 500 mL d’une solution cristalloïde équilibrée sous forme de bolus i.v. suivi d’une perfusion continue de 4 mL/kg/h pour le support du fluide.
   3. Commencez à surveiller la saturation périphérique en oxygène (SpO₂₎en fixant le capteur SpO₂à l’une des oreilles ou à la queue.
4. Induire l’anesthésie en injectant du propofol (environ 5-10 mg / kg - la dose exacte dépend de l’effet de la prémédication et diffère d’un animal à l’autre) pour l’intubation orotrachéale.
   REMARQUE: L’injection préalable d’un opioïde facilitera davantage l’intubation, mais nécessite une expérience suffisante pour éviter une apnée prématurée de l’animal. Une injection de 100 μg de fentanyl (citrate de fentanyl, 100 μg/mL) peut être répétée jusqu’à ce que la fréquence respiratoire spontanée ralentisse à environ 20/min avant l’injection de propofol.
5. Intuber l’animal avec un tube endotrachéal menotté (7,5 - 8,0 mm ID) et un laryngoscope conçu pour les grands animaux (lame droite d’environ 25 cm de long).
   REMARQUE: L’intubation est plus facile en position couchée comme décrit en détail par Theisen et al.⁸.
   1. Vérifier l’emplacement du tube endotrachéal en observant la forme d’onde typique du CO₂ lors de l’expiration sur le moniteur de CO₂(capnographe).
   2. Utilisez l’auscultation pour vérifier si les sons de respiration bilatéraux sont égaux.
      REMARQUE: Les porcs peuvent être ventilés mécaniquement avec compression manuelle de la cage thoracique des deux côtés tout en fournissant de l’oxygène avec un débit élevé en cas d’intubation ratée ou retardée.
6. Réglez la fraction d’oxygène inspiré (F_IO₂₎à 1,0, la fréquence du respirateur à 15-20/min, le volume courant à 8-9 mL/kg p.c., le rapport inspiration/expiration (I:E) à 1:1,5 et appliquez une pression expiratoire positive (PEEP) de 5 cmH₂O pour démarrer la ventilation mécanique. Ajustez les réglages pour cibler une pression partielle expiratoire finale de dioxyde de carbone (P_etCO₂₎de 35-40 mmHg et une SpO₂ supérieure à 95%.
   1. Utiliser une perfusion intraveineuse continue de thiopentone (20 mg/kg/h) et de fentanyl (7 μg/kg/h) pour maintenir l’anesthésie.
      REMARQUE: La posologie nécessaire peut varier d’un animal à l’autre et d’un milieu expérimental à l’autre. Il est essentiel de maintenir une profondeur d’anesthésie suffisante au cours de l’expérience pour des raisons de bien-être animal et scientifiques.
   2. Surveillez de près l’animal pour les réactions de stress / douleur (telles qu’une augmentation de la fréquence cardiaque, de la pression artérielle ou de la fréquence respiratoire) pendant l’instrumentation.
      REMARQUE: L’instrumentation devrait être possible sans administrer de relaxant musculaire si la profondeur de l’anesthésie est suffisante.
   3. Administrer un relaxant musculaire, p. ex. bromure de pancuronium (bolus i.v. de 0,15 mg/kg p.c., suivi d’une perfusion continue de 0,15 mg/kg p.c./h ou d’injections répétées en bolus), si la relaxation musculaire est nécessaire à l’expérience (p. ex., avant l’épuisement d’un tensioactif, avant les mesures de conformité pulmonaire de l’ventilaïne nocif).
7. Techniques d’instrumentation
   1. Tournez l’animal en position couchée.
   2. Fixez le tube endotrachéal et la ligne i.v. tout en tournant l’animal.
   3. Rétractez les jambes à l’aide de bandages pour étirer la peau au-dessus des sites d’incision prévus.
   4. Stériliser les zones opératoires avec un désinfectant cutané approprié tel qu’une solution d’alcool et d’iode à 1%.
8. Canulez la veine jugulaire externe avec un cathéter veineux central et, en outre, introduisez la gaine introducteure du cathéter artériel pulmonaire (PAC) dans la même veine.
   1. Effectuer une incision cutanée de 10 cm sur la ligne reliant la mandibule et le sternum (côté gauche ou droit possible).
   2. Réévaluez toujours la profondeur de l’anesthésie et ajustez la posologie, si nécessaire.
   3. Séparez le tissu sous-cutané et le platysme avec des pinces tissulaires et des ciseaux chirurgicaux jusqu’à ce que les muscles brachiocéphales et sternocéphales soient visibles.
   4. Continuez avec une procédure de coupe émoussée pour séparer le fascia entre les muscles jusqu’à ce que la veine jugulaire externe soit visible.
   5. Utilisez la technique seldinger⁹ pour canuler la veine jugulaire externe avec le cathéter veineux central et la gaine introducteur pour une insertion ultérieure du PAC.
      REMARQUE: Ne dilatez pas la veine avec un dilatateur comme cela se fait en cas d’approche percutanée. Cela déchirerait la veine. Fermer avec des sutures standard. Les tailles de la gaine dépendent de la taille du PAC choisi. Une gaine introducteur 6F (longueur 10 cm) et un PAC 5F de 75 cm de longueur chez les porcs de 30 à 40 kg de poids corporel sont généralement utilisés.
9. Canule l’artère fémorale pour la surveillance invasive de la pression artérielle.
   1. Identifier le pli entre le gracilis et le muscle sartorius de la patte arrière (gauche ou droite est possible) pour placer une ligne artérielle.
      REMARQUE: La pulsation de l’artère fémorale doit être facilement palpable.
   2. Canule l’artère percutanée avec la technique de Seldinger⁹.
   3. Utilisez une approche directe si l’artère n’est pas facilement palpée.
      1. Coupez la peau avec une incision de 5 cm de long et séparez le tissu sous-cutané avec des pinces tissulaires et des ciseaux chirurgicaux.
      2. Utilisez une procédure de coupe émoussée séparant le fascia entre les muscles au niveau de l’artère fémorale.
         NOTE :D o ne pas blesser les vaisseaux saphènes en effectuant la procédure de coupe crânienne de ceux-ci.
      3. Boucler une ligature autour de l’artère fémorale afin que le vaisseau puisse être fermé en cas de saignement sur le site de ponction. Évitez cette étape dans la mesure du possible, car elle compromet le flux sanguin vers la patte arrière.
      4. Canuler l’artère avec la technique de Seldinger⁹.
10. Calibrer les transducteurs par rapport à l’atmosphère (zéro) et soit 200 mmHg (ligne artérielle) ou 50 mmHg (ligne veineuse centrale) et les connecter au cathéter artériel et à la ligne veineuse centrale pour commencer la surveillance.
    1. Placez les transducteurs de pression à environ la moitié de la hauteur du thorax à la position estimée de l’oreillette droite.
11. Effectuez une petite incision (4-5 cm) à travers la peau au-dessus de la vessie pour la cathétérisation de la vessie.
    1. Séparez le tissu sous-cutané à l’aide d’instruments contondants.
    2. Placez une suture de cordon de bourse (1-2 cm de diamètre) dans la paroi de la vessie.
       REMARQUE: Les sutures ne doivent pas pénétrer à travers toutes les couches de la paroi de la vessie, ce qui entraînerait la perte d’urine par les ponctions.
    3. Effectuez une petite incision au milieu de la suture et introduisez le cathéter urinaire.
    4. Immédiatement, bloquez le ballon avec 10 mL d’eau distillée et tirez le cathéter vers la paroi de la vessie jusqu’à ce qu’une résistance à la lumière soit ressentie.
    5. Fermez la suture du cordon de la bourse autour du cathéter. Fermez la peau à l’aide de sutures standard.

3. Introduction du cathéter artéroïdien pulmonaire (PAC)

1. Vérifiez la perméabilité du ballon du PAC avec 0,5 à 1 mL d’air en fonction de la taille du cathéter et dégonflez à nouveau le ballonnet.
2. Connectez le PAC au système de transducteur de pression et étalonnez le transducteur par rapport à l’atmosphère (zéro) et 100 mmHg.
3. Introduisez le PAC à travers la gaine de l’introducteur avec un ballon dégonflé de 10 à 15 cm (selon la longueur de la gaine).
   1. Gonflez le ballon après avoir quitté la gaine et avancez davantage le PAC tout en surveillant la pression et les formes d’ondes typiques sur le moniteur de pression.
   2. Poussez le PAC vers l’avant pendant que les formes d’onde typiques de l’oreillette droite, du ventricule droit et de l’artère pulmonaire apparaissent et cessent de faire avancer le PAC lorsque la forme d’onde de la pression du coin capillaire pulmonaire (PCWP) est observée.
   3. Enregistrez le PCWP à la fin de l’expiration et dégonflez la bulle (voir la figure 1 pour les courbes respectives).
      REMARQUE: Après le dégonflage du ballon, la forme d’onde PCWP doit disparaître et la forme d’onde de pression artérielle pulmonaire doit être visible. Si la forme d’onde de pression artérielle pulmonaire ne peut pas être vue, le cathéter est très probablement inséré trop loin dans une artère pulmonaire et a atteint une position auto-coin. Il en résulte une occlusion permanente d’un vaisseau pulmonaire et doit être corrigé en tirant le cathéter vers l’arrière jusqu’à ce que la forme d’onde de pression artérielle pulmonaire réapparaisse, évitant ainsi des complications, par exemple une rupture du vaisseau pulmonaire¹⁰. Les cathéters PAC sont souvent accidentellement avancés dans les veines du foie via la veine cavale inférieure chez les porcs. Ainsi, si le signal de pression du ventricule droit n’est pas atteint après environ 30 à 50 cm, tirez le cathéter vers l’arrière et recommencez à zéro.

4. Technique de thermodilution de l’artère pulmonaire pour les mesures hémodynamiques

1. Mesurer le débit cardiaque (CO) avec la technique de thermodilution¹¹.
   1. Connectez la thermistance et un flux à travers le boîtier à la lumière respective du PAC.
   2. Ensuite, connectez le moniteur hémodynamique avec le port de température distale du PAC (capuchon rouge).
   3. Ajustez le moniteur hémodynamique au mode nécessaire en tenant compte de la taille du cathéter, de la longueur du cathéter, du volume injecté et de la température de la solution saline injectée.
   4. Injecter le volume approprié de solution saline à 0,9 % le plus rapidement possible (habituellement 5 ou 10 mL de solution saline à 0,9 % à une température de 4 °C).
   5. Attendez que la mesure soit terminée.
2. Randomiser cinq mesures en succession rapide sur le cycle respiratoire du ventilateur.
   1. Supprimez les valeurs les plus élevées et les plus basses et utilisez les trois valeurs restantes pour calculer la moyenne.
   2. Notez cette valeur moyenne comme le débit cardiaque.
   3. Mesurez ensuite le PCWP en gonflant le ballonnet du cathéter et dégonflez-le après la mesure.
   4. Utilisez la pression artérielle moyenne (MAP), la pression artérielle pulmonaire (PAP), la pression veineuse centrale (CVP), le PCWP et le CO pour tous les autres calculs hémodynamiques.
      REMARQUE: Le volume de solution saline ainsi que la température doivent être entrés dans le moniteur avant les mesures. La solution saline normale doit être maintenue à la même température (généralement <5 °C) pour des mesures correctes. La taille et la longueur du cathéter doivent également être saisies. Certains moniteurs nécessitent la saisie d’un facteur de correction.
   5. Pour les études impliquant des mesures exactes de l’équilibre électrolytique, utilisez une solution de glucose à 5% au lieu d’une solution saline à 0,9%.
3. Assurez-vous d’enregistrer tous les paramètres. Prélever simultanément des échantillons de sang artériel et veineux mixte peu de temps avant ou après les mesures de CO pour permettre le calcul du shunt intra-pulmonaire de droite à gauche.
   1. Enregistrez tous les réglages respiratoires et mesures nécessaires pour compléter l’ensemble de données, par exemple la pression maximale, la pression de plateau et la pression expiratoire finale.
      REMARQUE: L’induction de l’anesthésie, de l’intubation et de l’instrumentation complète peut nécessiter 1,5 h selon l’expérience et le nombre de chercheurs.

5. Épuisement des tensioactifs

1. Ventiler l’animal avec un F_IO₂ de 1,0.
   1. Débranchez l’animal du ventilateur.
2. Remplir les poumons avec une solution saline pré-avertie à 0,9 % (37 °C, 35 mL/kg) avec un entonnoir relié au tube endotrachéal.
   1. Pour cela, soulevez l’entonnoir à environ 1 m au-dessus de l’animal.
      REMARQUE: La pression hydrostatique répartira la solution saline dans toutes les sections pulmonaires.
   2. Arrêtez immédiatement le remplissage lorsque le MAP diminue en dessous de <50 mmHg.
3. Abaissez l’entonnoir au niveau du sol pour drainer le liquide de lavage. Reconnectez l’animal au ventilateur pour l’oxygénation.
4. Attendez que l’animal récupère et répétez le lavage le plus tôt possible, si nécessaire.
   REMARQUE: La nécessité d’un lavage supplémentaire est définie par le rapport P_aO₂/ F_IO_2.
   1. Prendre un échantillon de gaz sanguin artériel après 5 minutes après chaque lavage.
   2. Répétez les lavages jusqu’à ce que le rapport P_aO₂/F_IO2 (indice de Horowitz) diminue en dessous de 100 mmHg pendant au moins 5 min à F_IO₂ 1,0 et PEEP > 5 cmH₂O.
      REMARQUE: La fréquence respiratoire doit être ajustée pendant la période de lavage pour maintenir le pH artériel au-dessus de 7,25 afin d’éviter la décompensation hémodynamique.
5. Sachez que ce modèle animal est basé sur une combinaison d’épuisement des tensioactifs et de VILI.
   REMARQUE: Les lavages seront arrêtés après que le rapport P_aO₂/ F_IO₂ reste inférieur à 100 pendant 5 min PAS après 60 min comme publié précédemment pour un modèle de lavage de tensioactif sans VILI⁵.
   1. Commencez par une ventilation élevée tv/PEEP faible après que le P_aO₂/F_IO_{2 ciblé} a été atteint.
      REMARQUE: Sinon, un épuisement trop agressif des tensioactifs combiné à VILI entraînera une défaillance de plusieurs organes et compromettra l’expérience. La durée de l’épuisement des tensioactifs varie d’un animal à l’autre,_puisqu’unP a_O2/F_IO₂ défini est ciblé. Cela peut prendre de 45 min à 1,5 h.

6. Ventilation préjudiciable avec un volume courant élevé / faible PEEP (TV élevée / PEEP faible)

1. Conservez un F_IO₂ de 1,0.
2. Réglez le ventilateur sur un mode de ventilation à volume garanti et à pression contrôlée.
3. Augmentez le seuil d’alarme pour la pression inspiratoire maximale à 60 mbar.
   REMARQUE: Le ventilateur doit appliquer une pression inspiratoire allant jusqu’à 60 mbar, mais pas plus.
4. Abaissez la fréquence respiratoire à 12/min et réglez le rapport inspiration à expiration (I:E) à 1:1,5 (ce qui donne un temps d’inspiration de 2 s et un temps d’expiration de 3 s).
5. Augmenter lentement le volume courant jusqu’à 17 mL/kg p.c. sur au moins 2 min.
   1. N’augmentez pas davantage le volume courant si une pression inspiratoire de 60 mbar est atteinte.
      REMARQUE: La pression inspiratoire limitée peut entraîner un volume courant inférieur à 17 mL / kg de poids corporel en fonction de la lésion pulmonaire après le lavage du tensioactif. Une augmentation soudaine du volume courant peut entraîner un bartraumatisme ou une décompensation hémodynamique. Par conséquent, il est de la plus haute importance d’augmenter lentement les volumes courants sur plusieurs minutes.
6. Réduire le PEEP à 2 mbar.
7. Ventiler l’animal jusqu’à 2 h (voir la figure 2 pour les réglages du ventilateur et la courbe d’écoulement).
   REMARQUE: La ventilation avec des volumes de marée élevés entraînera une bonne oxygénation de l’animal, mais le gonflage et la déflation cycliques presque complets entraînent des lésions structurelles des poumons. Les dommages structurels ne peuvent pas être inversés avec des manœuvres de recrutement, un positionnement couché, un PEEP élevé, etc. La blessure qui en résulte doit être tolérée tout au long de l’enquête. Un temps de ventilation plus court à haute TV / PEEP faible peut être nécessaire en fonction de l’expérience suivante et de la durée de l’enquête.

7. Fin de l’expérience et euthanasie

1. Assurez-vous que toutes les mesures du protocole expérimental, qui suivront l’induction d’une lésion pulmonaire, sont effectuées.
2. Injecter du fentanyl (au moins 0,5 mg) en plus de l’anesthésie continue et attendre au moins 5 minutes. Injecter du thiopental (au moins 1000 mg) rapidement suivi d’au moins 60 mmol de potassium en utilisant la ligne centrale.

Résultats

Le rapport P_aO2/F_IO₂a diminué lors du lavage du tensioactif chez tous les animaux (Figure 3). L’hypoxémie, l’hypercapnie et l’atélectasie qui en ont résulté ont provoqué une augmentation de la pression artérielle pulmonaire. Les détails des lavages pulmonaires sont déjà décrits ailleurs⁶.

L’épuisement du tensioactif a été répété jusqu’à ce que le rapport P_aO<...

Discussion

Cet article décrit l’induction du SDRA expérimental chez les porcs combinant l’épuisement des tensioactifs par lavages et ventilations répétés des poumons avec des volumes de marée élevés, un faible PEEP et un gonflage / déflation complet des poumons. Cette combinaison provoque une détérioration reproductible et comparable des échanges gazeux et le compromis hémodynamique qui en résulte, mais limite la capacité de recrutement des poumons. Ainsi, ce modèle imite le SDRA clinique avec une faible capaci...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Evita Infinity V500	Dräger		intensive care ventilator
Flow through chamber thermistor	Baxter	93-505	for measuring cardiac output
Leader Cath Set	Vygon	1,15,805	arterial catheter
Mallinckrodt Tracheal Tube Cuffed	Covidien	107-80	8.0 mm ID
MultiCath3	Vygon	1,57,300	3 lumen central venous catheter, 20 cm length
Percutaneus Sheath Introducer Set	Arrow	SI-09600	introducer sheath for pulmonary artery catheter of 4-6 Fr., 10 cm length
Swan-Ganz True Size Thermodilution Catheter	Edwards	132F5	pulmonary artery catheter, 75 cm length
urinary catheter			no specific model requiered
Vasofix Braunüle 20G	B Braun	4268113B	peripheral vein catheter
Vigilance I	Edwards		monitor