Yüzey Aktif Madde Tükenmesi, Akut Solunum Sıkıntısı Sendromunun (ARDS) Tekrarlanabilir Bir Modeliyle Birlikte Yaralanmalı Havalandırma ile Birleşti

Özet

%0,9 tuzlu su (35 mL/kg vücut ağırlığı, 37 °C) ve düşük PEEP ile yüksek gelgit hacmi havalandırması kullanılarak yapılan yüzey aktif madde yıkama kombinasyonu, orta derecede ventilatör kaynaklı akciğer yaralanmasına (VILI) neden olur ve deneysel akut solunum sıkıntısı sendromu (ARDS) ile sonuçlanır. Bu yöntem, çeşitli ventilasyon stratejilerinin etkisini uzun süre incelemek için düşük / sınırlı işe alınabilirlik ile akciğer yaralanmasının bir modelini sağlar.

Özet

Akut solunum sıkıntısı sendromunun (ARDS) karmaşık patomekanizmlerini incelemek için çeşitli hayvan modelleri mevcuttur. Bu modeller arasında oleik asidin pulmo-arteriyel infüzyonu, endotoksin veya bakterilerin infüzyonu, cekal ligasyon ve delinme, çeşitli pnömoni modelleri, akciğer iskemisi / reperfüzyon modelleri ve elbette yüzey aktif madde tükenme modelleri bulunur. Yüzey aktif madde tükenmesi pulmoner gaz değişimi ve hemodinamikte hızlı, tekrarlanabilir bir bozulma üretir ve % 0,9 salin (35 mL / kg vücut ağırlığı, 37 °C) ile tekrarlanan akciğer lavajları kullanılarak uyuşturulabilen domuzlarda indüklenebilir. Yüzey aktif madde tükenme modeli, klinik olarak uygulanan cihazlarla standart solunum ve hemodinamik izleme ile yapılan incelemeleri destekler. Ancak model nispeten yüksek bir işe alınabilirlikten muzdariptir ve yüksek hava yolu basınçlarına sahip havalandırma, atelektatik akciğer bölgelerini yeniden açarak yaralanmanın şiddetini hemen azaltabilir. Bu nedenle, bu model yüksek hava yolu basınçları kullanan ventilatör rejimlerinin araştırılması için uygun değildir. Solunum cihazı kaynaklı akciğer yaralanmasına (VILI) neden olmak için yüksek gelgit hacmi / düşük pozitif son ekspiratuar basınç (yüksek Tv / düşük PEEP) ile yüzey aktif madde tükenmesi ve yaralanmalı havalandırma kombinasyonu, ortaya çıkan akciğer hasarının işe alınabilirliğini azaltacaktır. Zamanında indüksiyonun avantajları ve deneysel araştırmaları yoğun bakım ünitesiyle karşılaştırılabilir bir ortamda yapma imkanı korunur.

Giriş

Akut solunum sıkıntısı sendromunun (ARDS) mortalitesi, Ashbough ve Petty tarafından 1967'deki ilk açıklamasından bu yana yoğun araştırmalara rağmen%⁴⁰ 1'in üzerindeki değerlerle yüksek kalır². Doğal olarak, klinikte etik kaygılar ve altta yatan patolojilerin, ortam koşullarının ve yardımcı ilaçların standardizasyonunun olmaması nedeniyle yeni terapötik yaklaşımların araştırılması sınırlıdır, oysa hayvan modelleri standart koşullarda sistematik araştırmalara olanak sağlar.

Bu nedenle, deneysel ARDS, oleik asidin pulmo-arteriyel infüzyonu, bakteri ve endotoksinlerin intravenöz (yani) infüzyonu veya sepsis kaynaklı ARDS'ye neden olan cekal ligasyon ve delinme (CLP) modelleri gibi çeşitli yöntemler kullanılarak büyük hayvanlarda (örneğin domuzlar) veya küçük hayvanlarda (örneğin kemirgenler) indüklenmiştir. Ayrıca yanık ve duman soluma veya akciğer iskemisi/reperfüzyonu (I/R) kaynaklı doğrudan akciğer yaralanmaları^3. Doğrudan akciğer hasarının sık kullanılan bir modeli, ilk olarak Lachmann ve ark. tarafından kobaylarda tanımlandığı gibi akciğer lavajları ile yüzey aktif madde tükenmesi⁴.

Yüzey aktif madde tükenmesi, gaz değişimi ve hemodinamik^5'tehızla taviz veren son derece tekrarlanabilir bir yöntemdir. Önemli bir avantaj, klinik olarak kullanılan mekanik ventilatörler, kateterler ve monitörlerle araştırmayı destekleyen büyük türlerde yüzey aktif madde tükenmesi uygulama olasılığıdır. Bununla birlikte, yüzey aktif madde tükenme modelinin en büyük dezavantajı, yüksek hava yolu basınçları veya eğilimli konumlandırma gibi işe alım manevraları uygulandığında atelektatik akciğer bölgelerinin anında işe alınmasıdır. Bu nedenle, model, örneğin, uzun süreler için yüksek PEEP seviyelerine sahip otomatik havalandırmayı araştırmak için uygun değildir⁶. Yoshida ve arkadaşları, deneysel ARDS^7'yiindüklemek için yüksek inspiratuar hava yolu basınçları ile yüzey aktif madde tükenmesi ve havalandırmanın bir kombinasyonunu tanımladı, ancak modelleri, tekrarlanan kan gazı örneklemesi ve sürüş basıncının kayan bir inpiratuar basınç ve PEEP tablosuna göre ayarlanması yoluyla önceden tanımlanmış bir koridorda kısmi oksijen basıncının_(Pa O₂₎ayrıntılı bir şekilde korunmasını gerektirir.

Genel olarak, aşırı agresif bir yaralanmalı ventilasyona veya havalandırma rejiminin zahmetli, tekrarlanan bir şekilde ayarlanmasına sahip bir model, akciğerlerin yapısal hasar görmesine neden olabilir, bu da çok şiddetlidir ve daha sonra çoklu organ yetmezliği ile sonuçlanır. Bu nedenle, bu makale, uzun süre klinik olarak kullanılan ventilasyon parametreleri ile araştırmaları destekleyen deneysel ARDS'nin indüksiyonu için yüksek Tv / düşük PEEP ile kolayca uygulanabilir bir yüzey aktif madde tükenmesi ve yaralanmalı havalandırma modelinin ayrıntılı bir açıklamasını sunmaktadır.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protokol

Deneyler Charité - University Medicine, Berlin, Almanya Deneysel Tıp Bölümü'nde (EN DIN ISO 9001:2000'e göre onaylanmıştır) yapılmış ve deneylerden önce Almanya'nın Başkenti Berlin'de hayvan araştırmaları için federal makamlar tarafından onaylanmıştır (G0229/18). Laboratuvar hayvan bakımı ilkeleri tüm deneylerde kullanılmış ve Avrupa ve Alman Laboratuvar Hayvanları Bilimleri Derneği'nin yönergelerine uygundur.

1. Laboratuvar hayvanları ve hayvan refahı

1. Tüm deneyleri 3-4 aylık vücut ağırlığı (bw) 30-40 kg olan derin uyuşturullanmış erkek domuzlarda (Alman Landrace × Büyük Beyaz) yapın.

2. Anestezi, entübasyon ve mekanik ventilasyon

1. Domuzların tok karnına önlemek için anesteziden önce 12 saat boyunca kuru yiyecek sağlamayın. Stresi en aza indirmek için suya ve saman/samana ücretsiz erişime izin verin.
2. Azaperone (3 mg/kg bw), atropin (0.03 mg/kg bw), ketamin (25 mg/kg bw) ve ksilazinin (3.5 mg/kg bw) kombinasyonunun intramüsküler enjeksiyonu ile domuzun boyun kas yapısına önceden planlanırken, hayvanlar stresi en aza indirmek için hala barınma tesislerinde tutulur.
   NOT: Deneyden önce birkaç şeker küpü beslerken hayvanın boynunu okşamak ve şeker küplerini eğitimli bir şekilde beslerken enjeksiyonu uygulamak günlük eğitim, sorunsuz bir ön düzeltmeyi kolaylaştıracak ve stresi daha da azaltacaktır.
   1. Hayvanı bir sedyeye yerleştirin ve yeterli anestezi seviyesine ulaşıldıktan sonra gözleri taşımak için bir bezle kapatın.
   2. Domuzu cerrahi tiyatroya aktarın ve her zaman yeterli spontan nefes almayı sağlayın.
   3. Barınma tesisleri laboratuvara bitişik değilse, domuzları taşırken ek oksijen sağlamak için bir oksijen tüpü, bağlantı tüpü ve maske alın.
   4. Domuzu eğilimli konuma getirin ve yüksek oksijen akışı (örneğin, 10 L / dk) kullanarak hayvanın snout'una uyan bir maske ile preoksijene edin.
3. Venöz erişim elde etmek için periferik bir damar kateteri (genellikle 18 veya 20 G) kullanın. Periferik ven kateterini alkol takası ile silme işleminden sonra kulak damarlarından birine yerleştirin.
   1. Dengeli bir kristaloid çözelti ile bir infüzyon başlatın ve daha sonra anestezi infüzyonu için kateterin doğru yerleştirilmesini sağlayın.
   2. Bolus i.v. olarak 500 mL dengeli kristaloid çözelti ve ardından sıvı desteği için 4 mL/kg/s sürekli infüzyon demleyin.
   3. SpO₂-Sensörü kulaklardan birine veya kuyruğa sabitleyerek periferik oksijen doygunluğunu (SpO₂₎izlemeye başlayın.
4. Orotrakeal entübasyon için propofol enjekte ederek anesteziye neden olur (yaklaşık 5-10 mg / kg - tam doz premedikasyonun etkisine bağlıdır ve hayvandan hayvana farklılık gösterir).
   NOT: Bir opioidin önceden enjekte edilmesi entübasyonu daha da kolaylaştıracaktır, ancak hayvanın erken bir apnesini önlemek için geniş bir deneyim gerektirir. Propofol enjekte etmeden önce spontan solunum hızı yaklaşık 20/dk'ya kadar yavaşlayana kadar 100 μg fentanil (fentanil sitrat, 100 μg/mL) enjeksiyonu tekrarlanabilir.
5. Hayvanı kelepçeli bir endotrakeal tüp (7,5 - 8,0 mm ID) ve büyük hayvanlar için tasarlanmış bir laringoskop (yaklaşık 25 cm uzunluğunda düz bıçak) ile entübe edin.
   NOT: Entübasyon, Theisen ve ark.⁸tarafından ayrıntılı olarak açıklandığı gibi eğilimli konumda en kolayıdır.
   1. _CO2 -monitörde (capnograph) sona erme sırasında CO_2'nin tipik dalga biçimini gözlemleyerek endotrakeal tüpün yerleşimini doğrulayın.
   2. Eşit ikili nefes seslerini kontrol etmek için auscultation kullanın.
      NOT: Domuzlar, başarısız veya gecikmiş entübasyon durumunda oksijeni yüksek bir akışla sağlarken, göğüs kafesinin her iki taraftan manuel olarak sıkıştırılmasıyla mekanik olarak havalandırılabilir.
6. İlham alan oksijenin (F_IO₂₎fraksiyonunu 1,0'a, solunum frekansını 15-20/dk'ya, gelgit hacmini 8-9 mL/kg bw'ye, ilham vericiyi son kullanma oranına (I:E) 1:1,5'e ayarlayın ve mekanik havalandırmayı başlatmak için 5 cmH₂O'luk pozitif bir son ekspiratuar basınç (PEEP) uygulayın. Ayarları, 35-40 mmHg'lik bir karbondioksitin (P_etCO₂₎son ekspiratör kısmi basıncını ve % 95'in üzerinde bir SpO_2'yi hedeflemek için ayarlayın.
   1. Anesteziyi korumak için sürekli bir i.v. tiyopenton (20 mg/kg/h) ve fentanil (7 μg/kg/h) infüzyonu kullanın.
      NOT: Gerekli dozaj hayvandan hayvana ve deneysel ayarlar arasında değişebilir. Deney sırasında hayvan refahı ve bilimsel nedenlerle yeterli anestezi derinliğinin korunması esastır.
   2. Enstrümantasyon sırasında hayvanı stres/ağrı reaksiyonları (kalp atış hızı, kan basıncı veya solunum hızında artış gibi) için yakından izleyin.
      NOT: Anestezi derinliği yeterliyse kas gevşetici uygulanmadan enstrümantasyon mümkün olmalıdır.
   3. Deney için kas gevşemesi gerekiyorsa (örneğin, yüzey aktif madde tükenmesinden önce, zararlı ventilaion akciğer uyum ölçümlerinden önce) bir kas gevşetici verin, örneğin panküronyum bromür (0,15 mg/kg bw i.v. bolus, ardından 0,15 mg/kg bw/h veya tekrarlanan bolus enjeksiyonları) sürekli infüzyon.
7. Enstrümantasyon teknikleri
   1. Hayvanı sırtüstü pozisyona getirin.
   2. Hayvanı çevirirken endotrakeal tüpü ve yani hattı sabitleyin.
   3. Cildi planlanan kesi alanlarının üzerine germek için bandaj kullanarak bacakları geri çek.
   4. Çalışma alanlarını alkol ve iyot % 1 çözeltisi gibi uygun bir cilt dezenfektanı ile sterilize edin.
8. Dış juguler damarı merkezi bir venöz kateterle kanüle edin ve ek olarak, pulmoner arteriyel kateterin (PAC) indeksleyici kılımını aynı damara sokun.
   1. Mandibula ile sternumu (sol veya sağ taraf mümkün) bağlayan hatta 10 cm'lik bir deri kesiği gerçekleştirin.
   2. Anestezi derinliğini her zaman yeniden değerlendirir ve gerekirse doznemi ayarlayın.
   3. Braşiyofalik ve sternofalik kaslar görünene kadar deri altı dokusunu ve platysmayı doku periptopu ve cerrahi makasla ayırın.
   4. Dış şahdamarı görünene kadar fasyayı kaslar arasında ayırmak için künt bir kesme işlemi ile devam edin.
   5. Pac'in daha sonra yerleştirilmesi için dış juguler damarı merkezi venöz kateter ve indeksleyici kılıbı ile yalıtmak için Seldinger tekniği^9'u kullanın.
      NOT: Perkütan bir yaklaşım durumunda yapıldığı gibi damarı bir dilatörle genişletmeyin. Bu damarı yırtar. Standart dikişlerle kapatın. Kılının boyutları seçilen PAC'nin boyutuna bağlıdır. Tipik olarak 30-40 kg vücut ağırlığındaki domuzlarda 6F indirgeyici kılıf (10 cm uzunluğunda) ve 75 cm uzunluğunda 5F PAC kullanılır.
9. kan basıncını izlemek için femoral arteri kanüle edin.
   1. Bir arteriyel çizgi yerleştirmek için arka bacağın gracilis ve sartorius kası arasındaki kıvrımı tanımlayın (sol veya sağ mümkündür).
      NOT: Femoral arterin nabzı kolayca hissedilebilir olmalıdır.
   2. Seldinger tekniği ile atardamarı perkütan olarak kanüle edin⁹.
   3. Arter kolayca palpe değilse doğrudan bir yaklaşım kullanın.
      1. 5 cm uzunluğunda bir kesi ile deriyi kesin ve deri altı dokusunu doku diksepleri ve cerrahi makas ile ayırın.
      2. Kaslar arasındaki fasyayı femoral arter seviyesine ayıran künt bir kesme prosedürü kullanın.
         NOT :D öz damarları kesme prosedürünü kranial yaparak yaralamayın.
      3. Uyluk atardamarının etrafına bir bağ takın, böylece delinme bölgesinde kanama durumunda damar kapatılabilir. Arka bacağa kan akışını tehlikeye attığı için mümkün olduğunca bu adımdan kaçının.
      4. Seldinger tekniği ile atardamarı kanüle edin⁹.
10. Transdüserleri atmosfere (sıfır) ve 200 mmHg (arteriyel hat) veya 50 mmHg'ye (merkezi venöz hat) göre kalibre edin ve izlemeye başlamak için arteriyel katetere ve merkezi venöz hatta bağlayın.
    1. Basınç dönüştürücülerini toraksın yüksekliğinin yaklaşık yarısı kadar sağ kulakçık konumuna yerleştirin.
11. İdrar kesesinin katlerizasyonu için mesanenin üzerindeki deriden küçük (4-5 cm) bir kesi gerçekleştirin.
    1. Deri altı dokusunu künt aletler kullanarak ayırın.
    2. Mesane duvarına bir çanta-ip dikişi (1-2 cm çapında) yerleştirin.
       NOT: Dikişler mesane duvarının tüm katmanlarına nüfuz etmemeli, bu da delinmeler yoluyla idrar kaybına neden olacaktır.
    3. Dikişin ortasında küçük bir kesi gerçekleştirin ve idrar kateterini tanıtın.
    4. Hemen, balonu 10 mL damıtılmış su ile engelleyin ve hafif bir direnç hissedilene kadar kateteri mesane duvarına doğru çekin.
    5. Kateterin etrafındaki çanta ipli dikişi kapatın. Standart dikişleri kullanarak cildi kapatın.

3. Pulmoner arter kateterinin (PAC) tanıtımı

1. Kateterin büyüklüğüne bağlı olarak PAC balonunun açıklığını 0,5-1 mL hava ile kontrol edin ve balonu tekrar söndür.
2. PAC'yi basınç dönüştürücü sistemine bağlayın ve dönüştürücüsü atmosfere (sıfır) ve 100 mmHg'ye göre kalibre edin.
3. PAC'yi 10-15 cm boyunca sönmüş bir balonla indirgeyici kılıftan geçirin (kılıf uzunluğuna bağlı olarak).
   1. Balonu kılıfı bıraktıktan sonra şişirin ve basınç monitördeki basıncı ve tipik dalga formlarını izlerken PAC'yi daha da ilerletin.
   2. Dalga formları sağ kulakçık, sağ ventrikül tipik olarak ortaya çıkarken PAC'yi ileri itin ve pulmoner kılcal kama basıncı (PCWP) dalga formu görüldüğünde PAC'yi ilerletmeyi bırakın.
   3. PCWP'yi son kullanma tarihinde kaydedin ve balonu söndürün (ilgili eğriler için Şekil 1'e bakın).
      NOT: Balonun sönmesi sonrasında PCWP dalga formu kaybolmalı ve pulmoner arteriyel basınç dalga formu görünür olmalıdır. Pulmoner arteriyel basınç dalga formu görülemiyorsa, kateter büyük olasılıkla pulmoner artere çok fazla yerleştirilir ve otomatik kama pozisyonuna ulaşmıştır. Bu, pulmoner bir damarın kalıcı tıkanmasıyla sonuçlanır ve kateterin pulmoner arteriyel basınç dalga formu tekrar ortaya çıkıp böylece komplikasyonları önleyene kadar geri çekilerek düzeltilmelidir, örneğin pulmoner damarın yırtılması¹⁰. PAC kateterleri genellikle domuzlardaki alt kaval damarı aracılığıyla yanlışlıkla karaciğer damarlarına ilerletilir. Böylece yaklaşık 30 - 50 cm sonra doğru ventrikül basınç sinyaline ulaşılmazsa kateteri geri çekin ve her şeye yeniden başlayın.

4. Hemodinamik ölçümler için pulmoner arter termodilüsyon tekniği

1. Termodilüzasyon tekniği ile kardiyak çıkışı (CO) ölçün¹¹.
   1. Thermistor'u ve gövdeden geçen bir akışı PAC'in ilgili lümenine bağlayın.
   2. Ardından, hemodinamik monitörü PAC'nin distal sıcaklık portu (kırmızı kapak) ile bağlayın.
   3. Kateter boyutunu, kateter uzunluğunu, enjekte edilen hacmi ve enjekte edilen salin çözeltisinin sıcaklığını telafi etmek için hemodinamik monitörü gerekli moda ayarlayın.
   4. Uygun hacim olan %0,9'luk salini mümkün olduğunca çabuk enjekte edin (genellikle 4 °C sıcaklıkla % 0,9 salinin 5 veya 10 mL'si).
   5. Ölçüm tamamlanana kadar bekleyin.
2. Ventilatörün solunum döngüsü boyunca beş ölçümü hızlı bir şekilde rastgele hale verin.
   1. En yüksek ve en düşük değerleri silin ve ortalamayı hesaplamak için kalan üç değeri kullanın.
   2. Bu ortalama değeri kardiyak çıkış olarak not edin.
   3. Kateter balonunu şişirerek PCWP'yi daha sonra ölçün ve ölçümden sonra söndür.
   4. Tüm hemodinamik hesaplamalar için ortalama arteriyel basınç (MAP), pulmoner arteriyel basınç (PAP), merkezi venöz basınç (CVP), PCWP ve CO kullanın.
      NOT: Ölçümlerden önce serumun hacmi ve sıcaklığın monitöre girilmesi gerekir. Doğru ölçümler için normal salin aynı sıcaklıkta (genellikle <5 °C) tutulmalıdır. Kateterin boyutu ve uzunluğu da girilmelidir. Bazı monitörler bir düzeltme faktörünün girilmesini gerektirir.
   5. Elektrolit dengesinin kesin ölçümlerini içeren çalışmalar için% 0.9 salin yerine% 5 glikoz çözeltisi kullanın.
3. Tüm parametreleri kaydettiğizden emin olun. Pulmoner sağdan sola şantın hesaplanmasını sağlamak için CO ölçümlerinden kısa bir süre önce veya sonra eşzamanlı arteriyel ve karışık venöz kan örnekleri alın.
   1. Veri kümesini tamamlamak için gereken tüm solunum ayarlarını ve ölçümlerini kaydedin, örneğin tepe, plato ve son ekspirasyon basıncı.
      NOT: Anestezi, entübasyon ve tam enstrümantasyon indüksiyonu, araştırmacıların deneyimine ve sayısına bağlı olarak 1,5 saat gerektirebilir.

5. Yüzey aktif madde tükenmesi

1. Hayvanı 1.0'ın F_IO_2'si ile havalandırın.
   1. Hayvanı solunum cihazından çıkarın.
2. Akciğerleri önceden ısıtılmış % 0,9 salin (37 °C, 35 mL/kg) ile endotrakeal tüpe bağlı bir huni ile doldurun.
   1. Bunun için huniyi hayvanın yaklaşık 1 m üzerine kaldırın.
      NOT: Hidrostatik basınç salini tüm pulmoner bölümlere tahsis edecektir.
   2. MAP <50 mmHg'nin altına düştüğünde doldurmayı derhal durdurun.
3. Lavaj sıvısını boşaltmak için huniyi zemin seviyesine küs. Hayvanı oksijenlenme için solunum cihazına yeniden bağlayın.
4. Hayvan iyileşene kadar bekleyin ve gerekirse lavajı mümkün olan en kısa sürede tekrarlayın.
   NOT: Daha fazla lavaj için gereklilik P_aO₂/F_IO₂ oranı ile tanımlanır.
   1. Her lavajı takiben 5 dakika sonra arteriyel kan gazı örneği alın.
   2. P_aO 2 /F I O 2 oranı (Horowitz indeksi)_FIO₂1.0 ve PEEP > 5_cmH2 O'da en az 5 dakika boyunca₁₀₀ mmHg'nin altına inene kadar lavajları tekrarlayın.
      NOT: Hemodinamik dekomlanmayı önlemek için arteriyel pH'ı 7,25'in üzerinde tutacak lavajlar döneminde solunum hızı ayarlanmalıdır.
5. Bu hayvan modelinin yüzey aktif madde tükenmesi ve VILI kombinasyonuna dayandığını unutmayın.
   NOT: Lavajlar, P_aO 2 /F_IO₂oranı 100'ün altında kaldıktan sonra durdurulacaktır 60 dakika sonra VILI⁵olmadan yüzey aktif madde yıkama modeli için daha önce yayınlandı.
   1. Hedeflenen P _aO 2 /F_IO_2'yeulaşıldıktan sonra yüksek Tv/düşük PEEP havalandırma ile başlayın.
      NOT: Aksi takdirde, VILI ile birlikte aşırı agresif bir yüzey aktif madde tükenmesi çoklu organ yetmezliğine neden olur ve deneyi tehlikeye atacaktır. Tanımlanan bir_PA O₂/F_IO 2_hedefli olduğundan, yüzey aktif madde tükenme süresi hayvanlar arasında değişir. 45 dakika ila 1,5 saat sürebilir.

6. Yüksek gelgit hacmi / düşük PEEP (yüksek Tv / düşük PEEP) ile zararlı havalandırma

1. _1.0'ın F_IO 2'si olsun.
2. Ventilatörü hacim garantili, basınç kontrollü bir havalandırma moduna ayarlayın.
3. Pik inspiratuar basınç için alarm eşiğini 60 mbar'a çıkarın.
   NOT: Ventilatör 60 mbar'a kadar inspiratuar basınç uygulamalıdır, ancak daha yüksek olmamalıdır.
4. Solunum hızını 12/dk'ya düşürin ve ilhamı son kullanma (I:E) oranına 1:1,5 olarak ayarlayın (2 s'lik bir ilham süresi ve 3 sn'lik bir son kullanma süresi ile sonuçlanır).
5. Gelgit hacmini en az 2 dakika boyunca yavaşça 17 mL/kg bw'ye kadar artırın.
   1. 60 mbar'a kadar inspiratuar basınca ulaşılırsa gelgit hacmini daha fazla artırmayın.
      NOT: Sınırlı inspiratuar basınç, yüzey aktif madde yıkamadan sonra akciğer hasarına bağlı olarak 17 mL/kg vücut ağırlığının altında gelgit hacmine neden olabilir. Gelgit hacminde ani bir artış barotrauma veya hemodinamik dekompsiasyona neden olabilir. Bu nedenle, gelgit hacimlerini birkaç dakika içinde yavaşça artırmak son derece önemlidir.
6. PEEP'i 2 mbar'a düşürün.
7. Hayvanı 2 saate kadar havalandırın (ventilatör ayarları ve akış eğrisi için Şekil 2'ye bakın).
   NOT: Yüksek gelgit hacimli havalandırma, hayvanın iyi oksijenlenmesine neden olur, ancak döngüsel neredeyse tam enflasyon ve deflasyon akciğerlerin yapısal yaralanmasına neden olur. İşe alım manevraları, eğilimli konumlandırma, yüksek PEEP vb. Ortaya çıkan yaralanma soruşturma boyunca tolere edilmelidir. Aşağıdaki deneye ve araştırma süresine bağlı olarak daha kısa bir yüksek Tv/düşük PEEP havalandırma süresi gerekebilir.

7. Deney ve ötenazi sonu

1. Akciğer hasarının indüksiyonunu takip edecek deneysel protokolün tüm ölçümlerinin yapıldığından emin olun.
2. Sürekli anesteziye ek olarak fentanil (en az 0,5 mg) enjekte edin ve en az 5 dakika bekleyin. Tiyopental (en az 1000 mg) hızlı bir şekilde merkezi hattı kullanarak en az 60 mmol potasyum enjekte edin.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Sonuçlar

P_aO₂/F_IO₂oranı tüm hayvanlarda yüzey aktif madde yıkama sırasında azaldı (Şekil 3). Ortaya çıkan hipoksemi, hiperkapni ve atelektazi pulmoner arter basıncında artışa neden oldu. Akciğer lavajlarının ayrıntıları zaten başka bir yerde açıklanmıştır⁶.

Yüzey aktif madde tükenmesi, P_aO 2 /F_IO₂oranı, en az₅ dakika boyunca 5 mbar PE...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Tartışmalar

Bu makalede, tekrarlanan akciğer lavajları ve havalandırma ile yüksek gelgit hacimleri, düşük PEEP ve akciğerlerin tam şişirilmesi / deflasyonu ile yüzey aktif madde tükenmesini birleştiren domuzlarda deneysel ARDS'nin indüksiyonu açıklanmaktadır. Bu kombinasyon, gaz değişiminde tekrarlanabilir ve karşılaştırılabilir bir bozulmaya ve bunun sonucunda ortaya çıkan hemodinamik uzlaşmaya neden olur, ancak akciğerlerin işe alınabilirliğini sınırlar. Böylece, bu model düşük işe alınabilir...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
Eve	Fritz Stephan GmbH		emergency ventilator
Flow through chamber thermistor	Baxter	93-505	for measuring cardiac output
Leader Cath Set	Vygon	1,15,805	arterial catheter
Mallinckrodt Tracheal Tube Cuffed	Covidien	107-80	8.0 mm ID
MultiCath3	Vygon	1,57,300	3 lumen central venous catheter, 20 cm length
Percutaneus Sheath Introducer Set	Arrow	SI-09600	introducer sheath for pulmonary artery catheter of 4-6 Fr., 10 cm length
Swan-Ganz True Size Thermodilution Catheter	Edwards	132F5	pulmonary artery catheter, 75 cm length
urinary catheter			no specific model requiered
Vasofix Braunüle 20G	B Braun	4268113B	peripheral vein catheter
Vigilance I	Edwards		monitor