Tensidmangel in Kombination mit schädlicher Beatmung führt zu einem reproduzierbaren Modell des akuten Atemnotsyndroms (ARDS)

Zusammenfassung

Eine Kombination aus Tensidauswaschung mit 0,9% Kochsalzlösung (35 ml/kg Körpergewicht, 37 °C) und beatmet mit hohem Gezeitenvolumen mit niedrigem PEEP, um eine moderate beatmungsinduzierte Lungenverletzung (VILI) zu verursachen, führt zu einem experimentellen akuten Atemnotsyndrom (ARDS). Diese Methode bietet ein Modell der Lungenverletzung mit geringer / begrenzter Rekrutierbarkeit, um die Wirkung verschiedener Beatmungsstrategien über längere Zeiträume zu untersuchen.

Zusammenfassung

Es existieren verschiedene Tiermodelle, um die komplexen Pathomechanismen des akuten Atemnotsyndroms (ARDS) zu untersuchen. Zu diesen Modellen gehören unter anderem die pulmoarterielle Infusion von Ölsäure, die Infusion von Endotoxinen oder Bakterien, die Ligatur und Punktion von Cecal, verschiedene Lungenentzündungsmodelle, Lungenischämie/Reperfusionsmodelle und natürlich Tensidmangelmodelle. Tensidmangel führt zu einer schnellen, reproduzierbaren Verschlechterung des Lungengasaustauschs und der Hämodynamik und kann bei betäubten Schweinen durch wiederholte Lungenspülungen mit 0,9% Kochsalzlösung (35 ml/kg Körpergewicht, 37 °C) induziert werden. Das Tensidmangelmodell unterstützt Untersuchungen mit standardmäßiger respiratorischer und hämodynamischer Überwachung mit klinisch angewendeten Geräten. Das Modell leidet jedoch unter einer relativ hohen Rekrutierbarkeit und die Beatmung mit hohem Atemwegsdruck kann die Schwere der Verletzung sofort reduzieren, indem atelektische Lungenbereiche wieder geöffnet werden. Daher eignet sich dieses Modell nicht für Untersuchungen von Beatmungsgeräten, die hohe Atemwegsdrücke verwenden. Eine Kombination aus Tensidmangel und schädlicher Beatmung mit hohem Gezeitenvolumen / niedrigem positiven end-exspiratorischen Druck (hoher Tv / niedriger PEEP), um eine beatmungsinduzierte Lungenverletzung (VILI) zu verursachen, verringert die Rekrutierbarkeit der resultierenden Lungenverletzung. Die Vorteile einer rechtzeitigen Einarbeitung und die Möglichkeit, experimentelle Forschung in einem mit einer Intensivstation vergleichbaren Umfeld durchzuführen, bleiben erhalten.

Einleitung

Die Mortalität des akuten Atemnotsyndroms (ARDS) bleibt mit Werten über 40%¹ trotz intensiver Forschung seit seiner Erstbeschreibung durch Ashbough und Petty im Jahr 1967 hoch². Natürlich ist die Erforschung neuartiger Therapieansätze in der Klinik aufgrund ethischer Bedenken und der fehlenden Standardisierung der zugrunde liegenden Pathologien, Umgebungsbedingungen und Co-Medikamente begrenzt, während Tiermodelle eine systematische Forschung unter standardisierten Bedingungen ermöglichen.

So wurde experimentelles ARDS entweder bei großen Tieren (z. B. Schweinen) oder kleinen Tieren (z. B. Nagetieren) mit verschiedenen Methoden wie der pulmoarteriellen Infusion von Ölsäure, der intravenösen (i.v.) Infusion von Bakterien und Endotoxinen oder Cecal Ligation and Puncture (CLP) Modellen, die Sepsis-induziertes ARDS verursachen, induziert. Darüber hinaus werden direkte Lungenverletzungen durch Verbrennungen und Rauchinhalation oder Lungenischämie/Reperfusion (I/R) verwendet³. Ein häufig verwendetes Modell für direkte Lungenverletzungen ist der Tensidmangel mit Lungenspülungen, wie er erstmals von Lachmann et al. bei Meerschweinchen beschrieben wurde⁴.

Die Tensidverarmung ist eine hochreproduzierbare Methode, die schnell zu Kompromissen beim Gasaustausch und der Hämodynamik^{führt 5}. Ein großer Vorteil ist die Möglichkeit, Tensidmangel bei großen Spezies anzuwenden, die es ermöglichen, die Forschung mit klinisch eingesetzten mechanischen Beatmungsgeräten, Kathetern und Monitoren zu unterstützen. Ein großer Nachteil des Tensidmangelmodells ist jedoch die sofortige Rekrutierung von atelektischen Lungenbereichen, wenn hohe Atemwegsdrücke oder Rekrutierungsmanöver wie Bauchlage angewendet werden. Daher ist das Modell nicht geeignet, z.B. automatisierte Belüftung mit hohen PEEP-Werten über längere Zeit zu untersuchen⁶. Yoshida et al. beschrieben eine Kombination aus Tensidmangel und Beatmung mit hohen inspiratorischen Atemwegsdrücken, um experimentelles ARDS⁷zu induzieren, aber ihr Modell erfordert eine aufwendige Aufrechterhaltung des Sauerstoffpartialdrucks (P_aO₂₎in einem vordefinierten Korridor durch wiederholte Blutgasentnahme und Einstellung des Antriebsdrucks gemäß einer gleitenden Tabelle von Inspiratordruck und PEEP.

Insgesamt kann ein Modell mit einer zu aggressiven schädigenden Beatmung oder einer mühsamen, wiederholten Anpassung des Beatmungsregimes zu einer strukturellen Schädigung der Lunge führen, die zu schwerwiegend ist und zu einem anschließenden Multiple-Organversagen führt. Daher bietet dieser Artikel eine detaillierte Beschreibung eines leicht realisierbaren Modells der Tensidverarmung plus schädlicher Beatmung mit hohem TV / niedrigem PEEP für die Induktion von experimentellem ARDS, das die Forschung mit klinisch verwendeten Beatmungsparametern über längere Zeiträume unterstützt.

Protokoll

Die Versuche wurden an der Klinik für Experimentelle Medizin, Charité - Universitätsmedizin, Berlin, Deutschland (zertifiziert nach EN DIN ISO 9001:2000) durchgeführt und vor den Versuchen von den Bundesbehörden für Tierversuche in Berlin genehmigt (G0229/18). Die Prinzipien der Versuchstierpflege wurden in allen Versuchen angewendet und entsprechen den Richtlinien der Europäischen und Deutschen Gesellschaft für Versuchstierkunde.

1. Versuchstiere und Tierschutz

1. Führen Sie alle Experimente an tief betäubten männlichen Schweinen (German Landrace × Large White) im Alter von 3-4 Monaten mit einem Körpergewicht (BW) von 30-40 kg durch.

2. Anästhesie, Intubation und mechanische Beatmung

1. Stellen Sie vor der Anästhesie 12 Stunden lang kein Trockenfutter zur Verfügung, um einen vollen Magen der Schweine zu vermeiden. Erlauben Sie freien Zugang zu Wasser und Stroh / Heu, um Stress zu minimieren.
2. Prämedikation mit einer intramuskulären Injektion einer Kombination aus Azaperon (3 mg/kg KG), Atropin (0,03 mg/kg KG), Ketamin (25 mg/kg KG) und Xylazin (3,5 mg/kg KG) in die Halsmuskulatur des Schweins, während die Tiere noch in ihrer Haltungseinrichtung gehalten werden, um Stress zu minimieren.
   HINWEIS: Tägliches Training, den Hals des Tieres zu streicheln, während vor dem Experiment ein paar Zuckerwürfel gefüttert werden, und das Anwenden der Injektion während der Fütterung von Zuckerwürfeln auf trainierte Weise wird eine reibungslose Prämedikation erleichtern und Stress weiter reduzieren.
   1. Legen Sie das Tier auf eine Trage und bedecken Sie die Augen mit einem Tuch für den Transport, sobald eine ausreichende Anästhesie erreicht ist.
   2. Bringen Sie das Schwein in den Operationssaal und sorgen Sie immer für eine ausreichende Spontanatmung.
   3. Nehmen Sie eine Sauerstoffflasche, einen passenden Schlauch und eine Maske, um beim Transport der Schweine zusätzlichen Sauerstoff bereitzustellen, wenn die Haltungseinrichtungen nicht an das Labor angrenzen.
   4. Legen Sie das Schwein in die Bauchlage und präoxygenieren Sie mit einer Maske, die mit einem hohen Sauerstofffluss (z. B. 10 l / min) zur Schnauze des Tieres passt.
3. Verwenden Sie einen peripheren Venenkatheter (normalerweise 18 oder 20 G), um venösen Zugang zu erhalten. Legen Sie den peripheren Venenkatheter nach einem Wischvorgang mit Alkoholwechsel in eine der Ohrvenen.
   1. Beginnen Sie eine Infusion mit einer ausgewogenen kristalloiden Lösung und stellen Sie die korrekte Platzierung des Katheters für die anschließende Infusion von Anästhetika sicher.
   2. 500 ml einer ausgewogenen kristalloiden Lösung als Bolus i.v. infundieren, gefolgt von einer kontinuierlichen Infusion von 4 ml/kg/h zur Flüssigkeitsunterstützung.
   3. Beginnen Sie mit der Überwachung der peripheren Sauerstoffsättigung (SpO_2),indem Sie den SpO2-Sensor an_einemder Ohren oder am Schwanz besichern.
4. Induzieren Sie die Anästhesie durch Injektion von Propofol (ca. 5-10 mg / kg - die genaue Dosis hängt von der Wirkung der Prämedikation ab und unterscheidet sich von Tier zu Tier) für die Orotrachealintubation.
   HINWEIS: Die vorherige Injektion eines Opioids erleichtert die Intubation weiter, erfordert jedoch ausreichend Erfahrung, um eine vorzeitige Apnoe des Tieres zu vermeiden. Eine Injektion von 100 μg Fentanyl (Fentanylcitrat, 100 μg/ml) kann wiederholt werden, bis sich die spontane Atemfrequenz vor der Injektion von Propofol auf etwa 20/min verlangsamt.
5. Intubieren Sie das Tier mit einem manschettengebundenen Endotrachealtubus (7,5 - 8,0 mm ID) und einem Laryngoskop für große Tiere (gerade Klinge von ca. 25 cm Länge).
   HINWEIS: Die Intubation ist am einfachsten in der Bauchlage, wie von Theisen et al.⁸ausführlich beschrieben.
   1. Überprüfen Sie die Platzierung des Endotrachealtubus, indem Sie die typische Wellenform von CO₂ während der Exspiration auf dem CO₂-Monitor (Kapnograph) beobachten.
   2. Verwenden Sie Auskultation, um nach gleichen bilateralen Atemgeräuschen zu suchen.
      HINWEIS: Die Schweine können mechanisch mit manueller Kompression des Brustkorbs von beiden Seiten belüftet werden, während bei fehlgeschlagener oder verzögerter Intubation Sauerstoff mit hohem Durchfluss versorgt wird.
6. Stellen Sie den Anteil des inspirierten Sauerstoffs (F_IO₂₎auf 1,0, die Atemfrequenz auf 15-20/min, das Gezeitenvolumen auf 8-9 ml/kg Körpergewicht, das Inspirations-Exspirations-Verhältnis (I:E) auf 1:1,5 ein und wenden Sie einen positiven End-Exspirationsdruck (PEEP) von 5 cmH₂O an, um die mechanische Beatmung zu starten. Passen Sie die Einstellungen an, um einen endexspiratorischen Partialdruck von Kohlendioxid (P_etCO₂₎von 35-40 mmHg und einen SpO₂ über 95% anzuvisieren.
   1. Verwenden Sie eine kontinuierliche i.v. Infusion von Thiopenton (20 mg/kg/h) und Fentanyl (7 μg/kg/h), um die Anästhesie aufrechtzuerhalten.
      HINWEIS: Die erforderliche Dosierung kann von Tier zu Tier und zwischen versuchsexperimentellen Einstellungen variieren. Aus Tierschutz- und wissenschaftlichen Gründen ist es unerlässlich, im Verlauf des Versuchs eine ausreichende Anästhesietiefe aufrechtzuerhalten.
   2. Überwachen Sie das Tier während der Instrumentierung genau auf Stress- / Schmerzreaktionen (z. B. eine Erhöhung der Herzfrequenz, des Blutdrucks oder der Atemfrequenz).
      HINWEIS: Die Instrumentierung sollte ohne Verabreichung eines Muskelrelaxans möglich sein, wenn die Tiefe der Anästhesie ausreichend ist.
   3. Verabreichung eines Muskelrelaxans, z. B. Pancuroniumbromid (0,15 mg/kg KG i.v. Bolus, gefolgt von einer kontinuierlichen Infusion von 0,15 mg/kg KG/h oder wiederholten Bolusinjektionen), wenn für das Experiment eine Muskelentspannung erforderlich ist (z. B. vor einem Tensidabbau, vor messungen der verletzungsschädlichen Lungenverträglichkeit).
7. Instrumentierungstechniken
   1. Drehen Sie das Tier in Rückenlage.
   2. Sichern Sie den Endotrachealtubus und die i.v.-Linie, während Sie das Tier drehen.
   3. Ziehen Sie die Beine mit Bandagen zurück, um die Haut über den geplanten Schnittstellen zu strecken.
   4. Sterilisieren Sie die Operationsbereiche mit einem geeigneten Hautdesinfektionsmittel wie einer Alkohol- und Jod-1%igen Lösung.
8. Kanruieren Sie die äußere Jugularvene mit einem zentralen Venenkatheter und führen Sie zusätzlich die Einführungsscheide des Lungenarterienkatheters (PAC) in dieselbe Vene ein.
   1. Führen Sie einen 10 cm großen Hautschnitt an der Linie durch, die den Unterkiefer und das Brustbein verbindet (linke oder rechte Seite möglich).
   2. Bewerten Sie immer die Tiefe der Anästhesie neu und passen Sie die Dosierung bei Bedarf an.
   3. Trennen Sie das Unterhautgewebe und das Platysma mit einer Gewebezette und einer chirurgischen Schere, bis die brachiozephale und die sternozephale Muskulatur sichtbar sind.
   4. Fahren Sie mit einem stumpfen Schnittverfahren fort, um die Faszien zwischen den Muskeln zu trennen, bis die äußere Vena jugularis sichtbar ist.
   5. Verwenden Sie die Seldinger-Technik^9, um die äußere Jugularvene mit dem zentralen Venenkatheter und der Introducer-Scheide für das spätere Einsetzen des PAC zu kaninieren.
      HINWEIS: Erweitern Sie die Vene nicht mit einem Dilatator, wie es bei einem perkutanen Ansatz der Fall ist. Dies würde die Vene reißen. Mit Standardnähten schließen. Die Größe der Scheide hängt von der Größe des gewählten PAC ab. Typischerweise werden eine 6F Introducer-Scheide (10 cm Länge) und ein 5F PAC von 75 cm Länge bei Schweinen mit 30-40 kg Körpergewicht verwendet.
9. Kanwellieren Sie die Oberschenkelarterie zur invasiven Blutdrucküberwachung.
   1. Identifizieren Sie die Falte zwischen dem Gracilis und dem Sartoriusmuskel des Hinterbeins (links oder rechts ist möglich), um eine arterielle Linie zu platzieren.
      HINWEIS: Die Pulsation der Oberschenkelarterie sollte leicht tastbar sein.
   2. Die Arterie perkutan mit der Seldinger-Technik^{9 zu}kanwellieren.
   3. Verwenden Sie einen direkten Ansatz, wenn die Arterie nicht leicht zu tasten ist.
      1. Schneiden Sie die Haut mit einem 5 cm langen Schnitt durch und trennen Sie das Unterhautgewebe mit einer Gewebezette und einer chirurgischen Schere.
      2. Verwenden Sie ein stumpfes Schnittverfahren, das die Faszie zwischen den Muskeln bis zur Höhe der Oberschenkelarterie trennt.
         ANMERKUNG :D o die saphenösen Gefäße nicht verletzen, indem sie das reduzierte Verfahren kranial von ihnen durchführen.
      3. Schleifen Sie eine Ligatur um die Oberschenkelarterie, so dass das Gefäß im Falle einer Blutung an der Punktionsstelle geschlossen werden kann. Vermeiden Sie diesen Schritt, wann immer möglich, da er den Blutfluss zum Hinterbein beeinträchtigt.
      4. Kanellieren Sie die Arterie mit der Seldinger-Technik⁹.
10. Kalibrieren Sie die Wandler gegen die Atmosphäre (Null) und entweder 200 mmHg (arterielle Linie) oder 50 mmHg (zentrale Venenlinie) und verbinden Sie sie mit dem arteriellen Katheter und der zentralen Venenlinie, um mit der Überwachung zu beginnen.
    1. Platzieren Sie die Druckaufnehmer etwa halb so hoch wie der Thorax an der geschätzten Position des rechten Vorhofs.
11. Führen Sie einen kleinen (4-5 cm) Schnitt durch die Haut über der Blase zur Katherisierung der Harnblase durch.
    1. Trennen Sie das Unterhautgewebe mit stumpfen Instrumenten.
    2. Legen Sie eine Geldbörsen-Schnur naht (1-2 cm im Durchmesser) in die Wand der Blase.
       HINWEIS: Die Nähte sollten nicht durch alle Schichten der Blasenwand eindringen, was zum Verlust von Urin durch die Einstiche führen würde.
    3. Führen Sie einen kleinen Schnitt in der Mitte der Naht durch und führen Sie den Harnkatheter ein.
    4. Blockieren Sie sofort den Ballon mit 10 ml destilliertem Wasser und ziehen Sie den Katheter in Richtung Blasenwand, bis ein leichter Widerstand zu spüren ist.
    5. Schließen Sie die Geldbörsennaht um den Katheter. Schließen Sie die Haut mit Standardnähten.

3. Einführung des Lungenarterienkatheters (PAC)

1. Überprüfen Sie die Durchgängigkeit des Ballons des PAC mit 0,5-1 ml Luft je nach Größe des Katheters und entleeren Sie den Ballon erneut.
2. Schließen Sie den PAC an das Druckaufnehmersystem an und kalibrieren Sie den Messumformer gegen die Atmosphäre (Null) und 100 mmHg.
3. Führen Sie den PAC durch die Macherscheide mit einem entleerten Ballon für 10-15 cm (abhängig von der Mantellänge) ein.
   1. Blasen Sie den Ballon auf, nachdem er die Hülle verlassen hat, und führen Sie den PAC weiter aus, während Sie den Druck und die typischen Wellenformen auf dem Druckmonitor überwachen.
   2. Drücken Sie das PAC nach vorne, während die für den rechten Vorhof, den rechten Ventrikel und die Lungenarterie typischen Wellenformen auftreten und aufhören, das PAC voranzubringen, wenn die Wellenform des Lungenkapillarkeildrucks (PCWP) zu sehen ist.
   3. Notieren Sie die PCWP am Ende und entleeren Sie die Sprechblase (siehe Abbildung 1 für die jeweiligen Kurven).
      HINWEIS: Nach der Deflation des Ballons muss die PCWP-Wellenform verschwinden und die pulmonale arterielle Druckwellenform muss sichtbar sein. Wenn die pulmonale arterielle Druckwellenform nicht zu sehen ist, wird der Katheter höchstwahrscheinlich zu weit in eine Lungenarterie eingeführt und hat eine Autokeilposition erreicht. Dies führt zu einem dauerhaften Verschluss eines Lungengefäßes und muss korrigiert werden, indem der Katheter zurückgezogen wird, bis die pulmonale arterielle Druckwellenform wieder auftaucht, wodurch Komplikationen, z. B. Ruptur des Lungengefäßes, vermieden werden¹⁰. Die PAC-Katheter werden bei Schweinen oft versehentlich über die Vena caval inferior in die Lebervenen vorgeschoben. Wenn also nach ca. 30 - 50 cm das rechte Ventrikeldrucksignal nicht erreicht wird, ziehen Sie den Katheter zurück und beginnen Sie von vorne.

4. Thermodilutionstechnik der Lungenarterie für hämodynamische Messungen

1. Messen Sie das Herzzeitvolumen (CO) mit der Thermodilutionstechnik¹¹.
   1. Verbinden Sie den Thermistor und ein Flow-Through-Gehäuse mit dem jeweiligen Lumen des PAC.
   2. Als nächstes verbinden Sie den hämodynamischen Monitor mit dem distalen Temperaturanschluss des PAC (rote Kappe).
   3. Stellen Sie den hämodynamischen Monitor auf den erforderlichen Modus ein, der die Kathetergröße, die Katheterlänge, das injizierte Volumen und die Temperatur der injizierten Kochsalzlösung ausgleicht.
   4. Injizieren Sie so schnell wie möglich das entsprechende Volumen von 0,9% Kochsalzlösung (normalerweise 5 oder 10 ml 0,9% Kochsalzlösung bei einer Temperatur von 4 °C).
   5. Warten Sie, bis die Messung abgeschlossen ist.
2. Randomisieren Sie fünf Messungen in schneller Folge über den Atemzyklus des Beatmungsgeräts.
   1. Löschen Sie die höchsten und die niedrigsten Werte und verwenden Sie die verbleibenden drei Werte, um den Mittelwert zu berechnen.
   2. Beachten Sie diesen Mittelwert als Herzzeitvolumen.
   3. Messen Sie anschließend den PCWP durch Aufblasen des Katheterballons und entleeren Sie ihn nach der Messung.
   4. Verwenden Sie den mittleren arteriellen Druck (MAP), den pulmonalen arteriellen Druck (PAP), den zentralblösen Druck (CVP), PCWP und den CO für alle weiteren hämodynamischen Berechnungen.
      HINWEIS: Das Salzvolumen sowie die Temperatur müssen vor den Messungen in den Monitor eingegeben werden. Die normale Kochsalzlösung muss für korrekte Messungen auf der gleichen Temperatur (normalerweise <5 °C) gehalten werden. Die Größe und Länge des Katheters muss ebenso eingegeben werden. Einige Monitore erfordern die Eingabe eines Korrekturfaktors.
   5. Für Studien mit genauen Messungen des Elektrolythaushalts verwenden Sie 5% ige Glukoselösung anstelle von 0,9% Kochsalzlösung.
3. Stellen Sie sicher, dass alle Parameter aufgezeichnet werden. Nehmen Sie simultane arterielle und gemischte venöse Blutproben kurz vor oder nach CO-Messungen, um die Berechnung des intrapulmonalen Rechts-links-Shunts zu ermöglichen.
   1. Zeichnen Sie alle erforderlichen Atemeinstellungen und Messungen auf, um den Datensatz zu vervollständigen, z. B. Peak, Plateau und End-Exspirator-Druck.
      HINWEIS: Die Induktion von Anästhesie, Intubation und vollständiger Instrumentierung kann je nach Erfahrung und Anzahl der Prüfärzte 1,5 Stunden erfordern.

5. Tensidmangel

1. Belüften Sie das Tier mit einem F_IO₂ von 1,0.
   1. Trennen Sie das Tier vom Beatmungsgerät.
2. Füllen Sie die Lunge mit vorgewarnter 0,9% Kochsalzlösung (37 °C, 35 ml/kg) mit einem Trichter, der mit dem Endotrachealtubus verbunden ist.
   1. Heben Sie dazu den Trichter etwa 1 m über das Tier an.
      HINWEIS: Der hydrostatische Druck ordnen die Kochsalzlösung allen Lungenabschnitten zu.
   2. Stoppen Sie sofort die Befüllung, wenn der MAP unter <50 mmHg sinkt.
3. Senken Sie den Trichter auf Bodenniveau, um die Spülflüssigkeit abzuleiten. Schließen Sie das Tier zur Sauerstoffversorgung wieder an das Beatmungsgerät an.
4. Warten Sie, bis sich das Tier erholt hat, und wiederholen Sie die Spülung bei Bedarf so schnell wie möglich.
   HINWEIS: Die Notwendigkeit einer weiteren Spülung wird durch das Verhältnis P_aO2/F_IO2 definiert.
   1. Nehmen Sie nach 5 Minuten nach jeder Spülung eine arterielle Blutgasprobe.
   2. Wiederholte Spülungen, bis das Verhältnis P_aO 2 /F_IO₂ (Horowitz-Index) bei F_IO₂1,0 und PEEP > 5 cmH2 O für mindestens 5 min unter 100 mmHg sinkt.
      HINWEIS: Die Atemfrequenz muss während der Spülzeit angepasst werden, um den arteriellen pH-Wert über 7,25 zu halten, um eine hämodynamische Dekompensation zu verhindern.
5. Beachten Sie, dass dieses Tiermodell auf einer Kombination aus Tensidmangel und VILI basiert.
   HINWEIS: Die Spülungen werden gestoppt, nachdem das Verhältnis P_aO₂/ F_IO₂ für 5 min unter 100 bleibt, NICHT nach 60 min, wie zuvor für ein Modell der Tensidauswaschung ohne VILI⁵veröffentlicht.
   1. Beginnen Sie mit hoher TV/niedriger PEEP-Belüftung, nachdem das angestrebte P_aO₂/F_IO₂ erreicht wurde.
      HINWEIS: Andernfalls führt eine übermäßig aggressive Tensiderschöpfung in Kombination mit VILI zu multiplem Organversagen und beeinträchtigt das Experiment. Die Dauer des Tensidmangels variiert zwischen den Tieren, da ein definiertes P_aO2/F_IO2 angestrebt wird. Es kann 45 minuten bis 1,5 h dauern.

6. Schädliche Belüftung mit hohem Gezeitenvolumen / niedrigem PEEP (hoher Tv / niedriger PEEP)

1. Behalten Sie ein F_IO₂ von 1.0 bei.
2. Stellen Sie den Ventilator auf einen volumengesicherten, druckgesteuerten Beatmungsmodus.
3. Erhöhen Sie die Alarmschwelle für den maximalen Inspirationsdruck auf 60 mbar.
   HINWEIS: Das Beatmungsgerät sollte einen Inspiratordruck von bis zu 60 mbar ausüben, jedoch nicht höher.
4. Senken Sie die Atemfrequenz auf 12/min und stellen Sie das Verhältnis Inspiration zu Ablauf (I:E) auf 1:1,5 ein (was zu einer Inspirationszeit von 2 s und einer Ablaufzeit von 3 s führt).
5. Erhöhen Sie das Gezeitenvolumen langsam auf bis zu 17 ml/kg KÖRPERGEWICHT über mindestens 2 min.
   1. Erhöhen Sie das Gezeitenvolumen nicht weiter, wenn ein Inspiratordruck von 60 mbar erreicht wird.
      HINWEIS: Der begrenzte Inspiratordruck kann je nach Lungenverletzung nach Tensidauswaschung zu einem Gezeitenvolumen unter 17 ml/kg Körpergewicht führen. Ein plötzlicher Anstieg des Gezeitenvolumens kann zu Barotrauma oder hämodynamischer Dekompensation führen. Daher ist es von größter Wichtigkeit, das Gezeitenvolumen langsam über mehrere Minuten zu erhöhen.
6. Reduzieren Sie den PEEP auf 2 mbar.
7. Lüften Sie das Tier bis zu 2 h (siehe Abbildung 2 für die Beatmungseinstellungen und die Fließkurve).
   HINWEIS: Die Beatmung mit hohem Gezeitenvolumen führt zu einer guten Sauerstoffversorgung des Tieres, aber das zyklische, nahezu vollständige Aufblasen und Deflation führt zu strukturellen Verletzungen der Lunge. Strukturelle Schäden können nicht durch Rekrutierungsmanöver, anfällige Positionierung, hohe PEEP usw. rückgängig gemacht werden. Die daraus resultierende Schädigung muss während der gesamten Untersuchung toleriert werden. Abhängig vom folgenden Experiment und der Dauer der Untersuchung kann eine kürzere Belüftungszeit mit hohem TV/niedrigem PEEP erforderlich sein.

7. Ende des Experiments und Euthanasie

1. Stellen Sie sicher, dass alle Messungen des experimentellen Protokolls, die auf die Induktion einer Lungenverletzung folgen, durchgeführt werden.
2. Fügen Sie Fentanyl (mindestens 0,5 mg) zusätzlich zur Daueranästhesie hinzu und warten Sie mindestens 5 Minuten. Injizieren Sie Thiopental (mindestens 1000 mg) schnell, gefolgt von mindestens 60 mmol Kalium mit der zentralen Linie.

Ergebnisse

Das P_aO2/F_IO2-Verhältnis nahm während des Tensidauswaschens bei allen Tieren ab (Abbildung 3). Die daraus resultierende Hypoxämie, Hyperkapnie und Atelektase verursachten einen Anstieg des Lungenarteriendrucks. Die Details der Lungenspülungen sind bereits an anderer Stelle beschrieben⁶.

Der Tensidmangel wurde wiederholt, bis das Verhältnis P_aO2/F_IO2

Diskussion

Dieser Artikel beschreibt die Induktion von experimentellem ARDS bei Schweinen, die Tensidmangel durch wiederholte Lungenspülungen und Beatmung mit hohen Gezeitenvolumina, niedrigem PEEP und vollständiger Inflation / Deflation der Lunge kombinieren. Diese Kombination bewirkt eine reproduzierbare und vergleichbare Verschlechterung des Gasaustauschs und die daraus resultierende hämodynamische Kompromittierung, schränkt aber die Rekrutierbarkeit der Lunge ein. Somit ahmt dieses Modell klinisches ARDS mit geringer Rekrut...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Evita Infinity V500	Dräger		intensive care ventilator
Flow through chamber thermistor	Baxter	93-505	for measuring cardiac output
Leader Cath Set	Vygon	1,15,805	arterial catheter
Mallinckrodt Tracheal Tube Cuffed	Covidien	107-80	8.0 mm ID
MultiCath3	Vygon	1,57,300	3 lumen central venous catheter, 20 cm length
Percutaneus Sheath Introducer Set	Arrow	SI-09600	introducer sheath for pulmonary artery catheter of 4-6 Fr., 10 cm length
Swan-Ganz True Size Thermodilution Catheter	Edwards	132F5	pulmonary artery catheter, 75 cm length
urinary catheter			no specific model requiered
Vasofix Braunüle 20G	B Braun	4268113B	peripheral vein catheter
Vigilance I	Edwards		monitor