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Este protocolo describe la recolección, expansión y diferenciación de células epiteliales nasales a modelos organotípicos de células epiteliales de las vías respiratorias y la cuantificación de la frecuencia de latidos de los cilios a través de imágenes de células vivas y guiones personalizados.
Las mediciones de la función de los cilios (frecuencia de latido, patrón) se han establecido como herramientas de diagnóstico para enfermedades respiratorias como la discinesia ciliar primaria. Sin embargo, la aplicación más amplia de estas técnicas está limitada por la extrema susceptibilidad de la función ciliar a los cambios en los factores ambientales, por ejemplo, temperatura, humedad y pH. En las vías respiratorias de los pacientes con fibrosis quística (FQ), la acumulación de moco impide el latido de los cilios. La función de los cilios se ha investigado en modelos de células primarias de las vías respiratorias como un indicador de la actividad del canal CF Transmembrane conductance Regulator (CFTR). Sin embargo, se ha encontrado una considerable variabilidad de paciente a paciente en la frecuencia de latidos de los cilios en respuesta a los fármacos moduladores de CFTR, incluso para pacientes con las mismas mutaciones de CFTR . Además, el impacto de la secreción disfuncional de cloruro regulada por CFTR en la función ciliar es poco conocido. Actualmente no existe un protocolo integral que demuestre la preparación de muestras de modelos de vías respiratorias in vitro , la adquisición de imágenes y el análisis de la frecuencia de latido de los cilios (CBF). Las condiciones de cultivo estandarizadas y la adquisición de imágenes realizadas en una condición ambientalmente controlada permitirían una cuantificación consistente y reproducible de CBF entre individuos y en respuesta a fármacos moduladores de CFTR. Este protocolo describe la cuantificación de CBF en tres sistemas diferentes de modelos de células epiteliales de las vías respiratorias: 1) láminas epiteliales nativas, 2) modelos de interfaz aire-líquido fotografiados en insertos de soporte permeables y 3) organoides tridimensionales incrustados en matriz extracelular. Los dos últimos replican la fisiología pulmonar in vivo , con cilios batidos y producción de moco. La función ciliar se captura utilizando una cámara de vídeo de alta velocidad en una cámara controlada por el entorno. Se utilizan scripts personalizados para el análisis de CBF. Se prevé que la traducción de las mediciones de CBF a la clínica sea una herramienta clínica importante para predecir la respuesta a los fármacos moduladores de CFTR por paciente.
Las mediciones de la frecuencia de latido de los cilios (CBF) y el patrón se han establecido como herramientas de diagnóstico para enfermedades respiratorias como la discinesia ciliar primaria (PCD)1. En la fibrosis quística (FQ), la disfunción del canal de cloruro del regulador de conductancia transmembrana (CFTR) de la FQ causa deshidratación del líquido de la superficie de las vías respiratorias y alteración del aclaramiento mucociliar2. La función ciliar ha sido investigada in vitro en modelos de células primarias de la vía aérea como indicador de la actividad del canal CFTR3. Sin embargo, existe una considerable variabilidad paciente a paciente en la CBF en respuesta a los fármacos moduladores de CFTR, incluso para pacientes con las mismas mutaciones CFTR 3. Además, el impacto de la secreción disfuncional de cloruro regulada por CFTR en la función ciliar es poco conocido. Actualmente no existe un protocolo integral que demuestre la preparación de muestras de modelos de vías respiratorias in vitro , la adquisición de imágenes y el análisis de CBF.
Las láminas epiteliales nasales aisladas de cepillados de la mucosa nasal se utilizan directamente para la medición de la función ciliar para el diagnóstico de DCP4. Sin embargo, aunque no hay control sobre el tamaño o la calidad de las láminas epiteliales nasales obtenidas, el CBF varía dependiendo de si se mide en células individuales o láminas celulares y en bordes ciliados de láminas epiteliales que están interrumpidas o no interrumpidas5. Como tal, las discinesias secundarias causadas por el daño a las células durante la recolección de cepillados de la mucosa nasal pueden influir en la CBF. El cultivo celular primario de células epiteliales nasales y su diferenciación en la interfaz aire-líquido (LPA) o en la matriz tridimensional de la membrana basal en organoides epiteliales de las vías respiratorias ciliadas dan lugar a cilios libres de discinesias secundarias 4,6,7,8. Las células epiteliales de las vías respiratorias diferenciadas en ALI (en adelante denominadas modelos ALI) se han considerado una importante ayuda diagnóstica secundaria que replica los patrones de latido ciliar y la frecuencia de cepillados ex vivo de la mucosa nasal6 y permite el análisis de la ultraestructura ciliar, el patrón de latido y la frecuencia de latido, al tiempo que conserva defectos específicos del paciente9 . Sin embargo, existen discrepancias en las metodologías utilizadas para crear estos modelos celulares pseudoestratificados y mucociliares diferenciados. Diferentes protocolos de expansión o diferenciación del cultivo podrían inducir distintos fenotipos epiteliales (ciliados o secretores)10 y dar lugar a diferencias significativas en la CBF11. El CBF se ha cuantificado en cepillados epiteliales nasales 4,6,12,13,14,15,16, organoides epiteliales de la vía aérea 14,17,18 y modelos ALI 3,4,6,13,19,20, 21. Sin embargo, entre estos protocolos, existen grandes variabilidades, y a menudo muchos parámetros no están controlados. Por ejemplo, en algunos estudios, CBF se visualiza in situ mientras que las células del modelo ALI permanecen en el inserto de soporte permeable 3,19,20,21, y otros raspan las células del inserto de soporte permeable y las visualizan suspendidas en medios 4,6,13.
Además, la aplicación más amplia de técnicas que miden la función ciliar está limitada por la extrema susceptibilidad de la función ciliar a los cambios en los factores ambientales. Los factores ambientales como la temperatura 22, la humedad 23,24 y el pH 25,26 influyen en la función ciliar y deben regularse para cuantificar el CBF con precisión. Los diversos parámetros fisiológicos utilizados en diferentes laboratorios y cómo influyen en la CBF han sido revisados previamente27.
En la literatura se informan diversas tecnologías de imagen y enfoques para las mediciones de CBF. Para el diagnóstico de PCD, la microscopía de video se utiliza para medir la función ciliar28,29. Recientemente, se utilizó un algoritmo de análisis de video basado en microscopía dinámica diferencial para cuantificar la coordinación de CBF y cilios en modelos ALI de células epiteliales de las vías respiratorias 3,30. Este método permite caracterizar el latido ciliar en células epiteliales de la vía aérea de forma rápida y totalmente automatizada, sin necesidad de segmentar o seleccionar regiones. Varios métodos para la obtención de imágenes y la cuantificación del CBF pueden aumentar las diferencias reportadas en CBF en la literatura (Archivo complementario 1).
Un protocolo desde el cultivo hasta la cuantificación para racionalizar los métodos existentes, la estandarización de las condiciones de cultivo y la adquisición de imágenes, realizada en condiciones estrictamente controladas ambientalmente, permitiría una cuantificación consistente y reproducible de CBF dentro y entre individuos.
Este protocolo proporciona una descripción completa de la colección de células epiteliales, las condiciones de cultivo de expansión y diferenciación, y la cuantificación de CBF en tres sistemas diferentes de modelos de células epiteliales de las vías respiratorias de origen nasal: 1) láminas epiteliales nativas, 2) modelos ALI fotografiados en insertos de soporte permeables y 3) organoides tridimensionales incrustados en matriz extracelular (ECM) (Figura 1 ). Las células epiteliales nasales obtenidas de cepillados de cornetes nasales inferiores se utilizan como representantes del epitelio de la vía aérea, ya que son un sustituto eficaz de las células epiteliales bronquiales31 superando el procedimiento invasivo asociado a la recolección de cepillados bronquiales. El método de la célula de reprogramación condicional (CRC) se utiliza para expandir las células epiteliales primarias de las vías respiratorias para la creación de modelos ALI y organoides tridimensionales. La reprogramación condicional de las células epiteliales de las vías respiratorias a un estado similar al de las células madre es inducida por el cocultivo con el sistema de células alimentadoras de fibroblastos con detención del crecimiento y el inhibidor de la quinasa asociada a Rho (ROCK)32. Es importante destacar que el método del CCR aumenta la duplicación de la población en las células epiteliales de las vías respiratorias, al tiempo que conserva su potencial de diferenciación tisular específico33,34. En todos los modelos de células epiteliales de las vías respiratorias, la función ciliar se captura en una cámara de temperatura controlada utilizando una cámara de video de alta velocidad con ajustes estandarizados de adquisición de imágenes. Se emplean scripts personalizados para la cuantificación de CBF.
Figura 1: Esquema del flujo de trabajo. Después de cepillar el cornete nasal inferior de los participantes, las células epiteliales de las vías respiratorias se utilizan de una de dos maneras. O bien se aíslan las láminas epiteliales de las vías respiratorias y se obtiene una imagen inmediata de la frecuencia de latido de los cilios, o bien las células epiteliales de las vías respiratorias se expanden mediante el método de reprogramación condicional de las células. Las células epiteliales de las vías respiratorias expandidas por CCR se diferencian para establecer células epiteliales de las vías respiratorias en una interfaz aire-líquido o cultivos de organoides epiteliales de las vías respiratorias. Las imágenes de la frecuencia de latido ciliar se adquieren utilizando un microscopio de imagen de células vivas con una cámara ambiental de calentamiento y humedad y una cámara científica de velocidad de cuadro rápida (>100Hz). El análisis de datos se realiza utilizando scripts personalizados. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Se recibió la aprobación del estudio de la Junta de Revisión Ética de la Red del Hospital de Niños de Sydney (HREC/16/SCHN/120). Se obtuvo el consentimiento por escrito de todos los participantes (o del tutor de los participantes) antes de la recolección de muestras biológicas.
1. Preparativos para establecer modelos de células epiteliales de la vía aérea
Componente | Volumen |
DMEM, glucosa alta | 156.7 ml |
DMEM/F-12, HEPES | 313.3 ml |
Hidrocortisona | 55,6 μL |
Insulina | 1,25 ml |
Toxina del cólera | 21 μL |
Adenina | 1,2 ml |
HI-FBS | 25 ml |
Penicilina-estreptomicina | 5 ml |
Factor de crecimiento epidérmico humano | 1 μL/ml |
Inhibidor de ROCK | 1 μL/ml |
Fungizone | 2 μl/ml |
Tobramicina | 2 μL/ml |
Hidrato de ceftazidima | 4 μL/ml |
Solución de gentamicina | 1 μL/ml |
Tabla 1: Componentes para 500 mL de medios celulares de reprogramación condicional
2. Recogida de cepillados nasales inferiores de cornetes
NOTA: Esta sección del protocolo requiere un tubo de recolección (50 ml) con medios de recolección de células nasales, cepillos de citología, pañuelos desechables y equipo de protección personal apropiado. Evite cepillarse durante una infección del tracto respiratorio superior. Existe un pequeño riesgo de sangrado, que aumenta si hay inflamación. Si el propósito del cepillado es obtener láminas epiteliales de las vías respiratorias para mediciones ex vivo de CBF, el cepillado debe ocurrir un mínimo de 6 semanas después de cualquier infección de las vías respiratorias superiores; idealmente, más de 10 semanas después de la infección35.
Figura 2: Colección de células epiteliales nasales. Ilustración de la ubicación del cepillo citológico en la parte media a posterior del cornete inferior. Esta posición se alcanza insertando el cepillo a través de las fosas nasales, girando el cepillo a un ángulo de 90 ° con respecto a la cara y guiando el cepillo a lo largo del pasaje nasal debajo del cornete inferior. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
3. Preparación de láminas epiteliales de la vía aérea
NOTA: Esta sección del protocolo requiere tubo de recolección (cepillo(s) de citología + 1 mL de medios de recolección de células nasales) (sección 2) y placa de fondo plano de 96 pocillos. Si recolecta cepillados de cornetes nasales con el propósito de obtener imágenes de las láminas epiteliales de las vías respiratorias, solo use 1 ml de medios de recolección de células nasales libres de antibióticos; De lo contrario, las hojas epiteliales estarán demasiado dispersas para obtener imágenes.
4. Expansión y mantenimiento de las células epiteliales de las vías respiratorias
5. Siembra y diferenciación de células epiteliales de la vía aérea y mantenimiento de modelos diferenciados de ALI
6. Organoides epiteliales tridimensionales de las vías respiratorias
Componente | Volumen |
DMEM/F-12 avanzado | 500 ml |
HEPES | 5 ml |
Alanil-glutamina | 5 ml |
Penicilina-estreptomicina | 5 ml |
Tabla 2: Componentes de los medios basales organoides de las vías respiratorias
Número de pozos | Número de celdas | Número de domos | Vol de Matrigel ECM | Vol de AOSM |
1 | 10.000 células | 1 | 45 μL x 1.1 | 5 μL x 1.1 |
2 | 20.000 células | 2 | 90 μL x 1.1 | 10 μL x 1.1 |
5 | 50.000 células | 5 | 225 μL x 1.1 | 25 μL x 1.1 |
......... | ......... células | ......... | .........μL x 1.1 | .........μL x 1.1 |
Tabla 3: Cálculos para sembrar células epiteliales de las vías respiratorias en domos ECM
7. Frecuencia de latido de los cilios de imágenes
NOTA: Esta sección del protocolo requiere un microscopio de imagen de células vivas con una cámara ambiental de calentamiento y humedad, una cámara científica de velocidad de cuadro rápida (>100 Hz), un objetivo de distancia de trabajo de 20x y software de imágenes (consulte la Tabla de materiales para conocer el equipo recomendado utilizado en este protocolo).
Figura 3: Estabilización de la frecuencia de latido ciliar en microscopio de imágenes de células vivas. Diagramas de puntos de la frecuencia media de latidos de los cilios (CBF) en células epiteliales de las vías respiratorias en la interfaz aire-líquido (modelos ALI) después de la transferencia a un microscopio de imágenes de células vivas con una cámara ambiental. La cámara se equilibró y se mantuvo a 37 °C, 5% deCO2 y humedad relativa del 85% durante 30 min antes de abrir la puerta de la cámara y colocar la placa de cultivo en el inserto de la placa del microscopio. Los modelos celulares fueron fotografiados durante 60 min a intervalos indicados. Los modelos de ALI se derivaron de dos participantes con FQ. Se adquirieron seis imágenes de campo de visión (FOV) por modelo de ALI. Cada punto (azul) representa la media del CBF en 12-36 imágenes FOV. Los datos se representan como media ± SEM, con media conectada por una línea punteada. Se utilizó el análisis unidireccional de varianza (ANOVA) para determinar las diferencias estadísticas. P < 0,0001, ns: sin significación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
8. Análisis de datos y cuantificación del CBF
Figura 4: Configuración de software informático para el análisis de datos. (A) Abra la pestaña Inicio . (B) Seleccione Establecer ruta. (C) Seleccione Agregar con subcarpetas. (D) Seleccione carpetas que contengan los scripts de análisis. (e) Seleccione Guardar. (f) Seleccione Cerrar. (G) Los guiones de análisis aparecerán en el panel izquierdo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Ejecución de scripts de análisis utilizando software informático . (A) Abrir el guión para el análisis de CBF ('BeatingCiliaBatchOMEfiles_JOVE.m') o la creación de una película de batidos de cilios ('LoadRawDataExportFilteredMovies_JOVE.m'). (B) Abra la pestaña Editor . (C) Seleccione el botón verde play (Ejecutar) para ejecutar el script de análisis. (D) Una ventana de solicitud requerirá la selección de archivos para el análisis o la creación de películas. (E) Al ejecutar el script 'BeatingCiliaBatchOMEfiles_JOVE.m', aparecerá un mensaje para ingresar manualmente el tiempo de adquisición por fotograma (s) en caso de que el script de lectura de archivos no lea los metadatos correctamente. (F) Barra de progreso que indica la frecuencia de latido de los cilios que se está calculando. (G) Mientras se ejecuta el script 'LoadRawDataExportFilteredMovies_JOVE.m', aparecerá un mensaje para ingresar manualmente el tipo de película que se emitirá (mp4 o avi), la velocidad de fotogramas de la película (fps), si el componente inmóvil se elimina de los datos de la película ('y' o 'n'), el tiempo de fotograma (s) y el tamaño de píxel (micras) de los datos exportados a la película. Se recomienda usar 'y' para el filtrado inmóvil, ya que eliminará el moco o cualquier otra capa inmóvil que obstruya los datos. (H) Barra de progreso para indicar la película que se está exportando. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Entradas de película | Descripción |
Tipo de archivo | Ingrese el tipo de archivo que desea exportar (mp4 o avi). |
Velocidad de fotogramas | Introduzca la velocidad de fotogramas a la que se debe exportar la película. Si tiene ~ 1000 cuadros por serie temporal adquirida, se recomienda establecer la velocidad de fotogramas ~ 30 fps. |
Filtrado inmóvil | Las opciones son 'y' o 'n'. El valor predeterminado es 'y', y el script de filtrado de tiempo elimina, utilizando el espacio de Fourier, cualquier componente inmóvil de los datos de la película. Por lo general, cualquier capa de células debajo de los cilios o moco inmóvil contribuirá con un componente de desplazamiento de frecuencia cero o un componente invariante de tiempo en la señal que se puede filtrar. |
Tiempo de adquisición por fotograma | El tiempo de adquisición por fotograma de datos adquiridos. Se utiliza para mostrar una marca de tiempo en la película en segundos. |
Tamaño de píxel | El tamaño de píxel en micrómetros se utiliza para mostrar una barra de escala en la película en micrómetros. |
Tabla 4: Configuración de entrada para la creación de películas
Para demostrar la eficiencia de este protocolo en la cuantificación de CBF, se presentan los resultados de CBF medidos en modelos de ALI de células epiteliales de la vía aérea derivados de tres participantes con FQ y tres participantes control sanos. En el día 14 de diferenciación del cultivo, los cilios batidos estaban presentes (Figura 6). Del día 14 al 21 de diferenciación de cultivos, se observó un aumento estadísticamente significativo (P < 0,0345) en CBF dentro de ambas cohor...
Existen múltiples factores que podrían oscurecer la cuantificación de CBF en láminas epiteliales nasales. Las hojas epiteliales deben ser fotografiadas dentro de las 3-9 horas de la recolección de la muestra, ya que la función ciliar es más estable durante este tiempo37. Menos glóbulos rojos y desechos son los más óptimos para obtener imágenes, ya que interfieren con la adquisición de datos. Al seleccionar un ROI para la obtención de imágenes, es importante seleccionar una hoja epite...
Los autores declaran que no tienen nada que revelar.
Agradecemos a los participantes del estudio y sus familias por sus contribuciones. Agradecemos la asistencia del departamento respiratorio de Randwick de Sydney Children's Hospitals (SCH) en la organización y recolección de muestras biológicas de pacientes, un agradecimiento especial al Dr. John Widger, la Dra. Yvonne Belessis, Leanne Plush, Amanda Thompson y Rhonda Bell. Reconocemos la asistencia de Iveta Slapetova y Renee Whan del Centro de Microscopía de Luz Katharina Gaus dentro del Centro Analítico Mark Wainwright en UNSW Sydney. Este trabajo cuenta con el apoyo del Consejo Nacional de Salud e Investigación Médica (NHMRC) Australia (GNT1188987), CF Foundation Australia y Sydney Children's Hospital Foundation. Los autores desean agradecer a Luminesce Alliance - Innovation for Children's Health por su contribución y apoyo. Luminesce Alliance - Innovation for Children's Health es una empresa conjunta cooperativa sin fines de lucro entre la Red de Hospitales Infantiles de Sídney, el Instituto de Investigación Médica Infantil y el Instituto de Cáncer Infantil. Se ha establecido con el apoyo del Gobierno de Nueva Gales del Sur para coordinar e integrar la investigación pediátrica. Luminesce Alliance también está afiliada a la Universidad de Sydney y la Universidad de Nueva Gales del Sur Sydney. KMA cuenta con el apoyo de una beca del Programa de Capacitación en Investigación del Gobierno de Australia. LKF cuenta con el apoyo del Club Rotario de Sydney Cove/Sydney Children's Hospital Foundation y becas de posgrado de la Universidad UNSW.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Adenine | Sigma-Aldrich | A2786 | 10 mg/mL |
Advanced DMEM/F-12 | Thermo Fisher Scientific | 12634-010 | |
Alanyl-glutamine | Sigma-Aldrich | G8541 | 200 mM |
Andor Zyla 4.2 sCMOS | Oxford Instruments | Fast frame rate (>100 Hz) scientific camera | |
Bottle-top vacuum filter system | Sigma-Aldrich | CLS431098 | |
Ceftazidime hydrate | Sigma-Aldrich | A6987 | 50 mg/mL |
Cell Culture Microscope | Olympus | CKX53 | |
CFI S Plan Fluor ELWD 20XC | Nikon Instruments Inc. | MRH08230 | Long working distance objective lens. NA0.45 WD 8.2-6.9 |
Cholera toxin | Sigma-Aldrich | C8052-1MG | 200 µg/mL |
Corning Gel Strainer 40 UM | Sigma-Aldrich | CLS431750 | Pore size 40 μm |
Corning Matrigel Matrix (Phenol red-free) | Corning | 356231 | Extracellular matrix (ECM) |
Corning bottle-top vacuum filter system | Sigma-Aldrich | CLS431098 | |
Corning CoolCell LX Cell Freezing Container | Sigma-Aldrich | CLS432002 | |
Corning Transwell polyester membrane cell culture inserts | Sigma-Aldrich | CLS3470 | Permeable support inserts. 6.5 mm Transwell with 0.4 μm pore polyester membrane insert. |
Countess Cell Counting Chamber Slides | Thermo Fisher Scientific | C10228 | |
Countess II Automated Cell Counter | ThermoFisher Scientific | AMQAX1000 | Automated cell counter |
Cytology brushes | McFarlane Medical | 33009 | |
DMEM/F12-Ham | Thermo Fisher Scientific | 11330032 | |
DMEM/F12-Ham | Thermo Fisher Scientific | 11330032 | |
DMEM-High Glucose | Thermo Fisher Scientific | 11965-092 | |
Dulbecco′s Phosphate Buffered Saline (PBS) | Sigma-Aldrich | D8537 | |
Eclipse Ti2-E | Nikon | Live-cell imaging microscope. | |
Fetal Bovine Serum, certified, heat inactivated, United States | Thermo Fisher Scientific | 10082147 | |
Fungizone (Amphotericin B) | Thermo Fisher Scientific | 15290018 | 250 µg/mL |
Gentamicin solution | Sigma-Aldrich | G1397 | 50 mg/mL |
Graphpad Prism | Graphpad | Scientific analysis software | |
Greiner Cryo.s vials | Sigma-Aldrich | V3135 | Cryogenic vials |
HEPES solution | Sigma-Aldrich | H0887 | 1 M |
HI-FBS | Thermo Fisher Scientific | 10082-147 | |
Hydrocortisone | Sigma-Aldrich | H0888 | 3.6 mg/mL |
Incubator NL Ti2 BLACK 2000 | PeCon | Microscope environmental chamber. Allows warm air incubation and local CO2 and O2 gassing | |
Insulin | Sigma-Aldrich | I2643 | 2 mg/mL |
Lab Armor 74220 706 Waterless Bead Bath 6L | John Morris Group | 74220 706 | Bead bath |
Lab Armor Beads | Thermo Fisher Scientific | A1254302 | Thermal beads |
MATLAB | MathWorks | Computing software | |
Microsoft Excel | Microscoft | Spreadsheet software | |
NIH/3T3 | American Type Culture Collection | CRL-1658 | Irradiated NIH-3T3 mouse embryonic feeder cells |
NIS-Elements AR | Nikon Instruments Inc. | Image acquisition software | |
Penicillin-Streptomycin | Sigma-Aldrich | P4333 | 10,000 units penicillin and 10 mg streptomycin/mL |
Dulbecco′s Phosphate Buffered Saline (PBS) | Sigma-Aldrich | D8537 | |
PneumaCult Airway Organoid Kit | StemCell Technologies | 5060 | Airway Organoid Kit |
PneumaCult-ALI Medium | StemCell Technologies | 5001 | |
PneumaCult-Ex Plus Medium | StemCell Technologies | 5040 | |
PureCol-S | Advanced BioMatrix | 5015 | Type I Collagen solution |
ReagentPack Subculture Reagents | Lonza | CC-5034 | |
rhEGF (Epidermal Growth Factor, human) | Sigma-Aldrich | E9644 | 25 µg/mL |
Y-27632 2HCl (ROCK inhibitor) | Selleckchem | S1049 | 10 mM |
Tobramycin | Sigma-Aldrich | T4014 | 100 mg/mL |
Trypan blue solution | Sigma-Aldrich | T8154 | 0.4% |
UNO Stage Top Incubator | Okolab | Microscope incubator. Allows temperature, humidity and CO2 conditioning |
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