Investigación de la angiogénesis a nivel funcional y molecular mediante el uso del ensayo de migración de heridas por arañazo y el ensayo de germinación de esferoides.

Resumen

Este estudio presenta el ensayo bidimensional (2D) de migración de heridas por arañazo y el ensayo tridimensional (3D) de brotes esferoides, junto con sus respectivos métodos de análisis posteriores, incluida la extracción de ARN y la inmunocitoquímica, como ensayos adecuados para estudiar la angiogénesis in vitro.

Resumen

La angiogénesis desempeña un papel crucial en los procesos fisiológicos y patológicos del organismo, como el crecimiento tumoral o la enfermedad ocular neovascular. Una comprensión detallada de los mecanismos moleculares subyacentes y modelos de cribado fiables son esenciales para atacar las enfermedades de forma eficaz y desarrollar nuevas opciones terapéuticas. Se han desarrollado varios ensayos in vitro para modelar la angiogénesis, aprovechando las oportunidades que ofrece un entorno controlado para dilucidar los impulsores angiogénicos a nivel molecular y detectar dianas terapéuticas.

Este estudio presenta flujos de trabajo para investigar la angiogénesis in vitro utilizando células endoteliales de la vena umbilical humana (HUVECs). Detallamos un ensayo de migración de heridas por arañazo que utiliza un sistema de imágenes de células vivas que mide la migración de células endoteliales en un entorno 2D y el ensayo de germinación de esferoides que evalúa la germinación de células endoteliales en un entorno 3D proporcionado por una matriz de colágeno. Además, describimos estrategias para la preparación de muestras que permitan análisis moleculares adicionales, como la transcriptómica, particularmente en el entorno 3D, incluida la extracción de ARN y la inmunocitoquímica. En conjunto, este marco ofrece a los científicos un conjunto de herramientas fiables y versátiles para llevar a cabo sus investigaciones científicas en ensayos de angiogénesis in vitro .

Introducción

La angiogénesis, que se refiere a la formación de nuevos vasos sanguíneos a partir de los preexistentes¹, es un proceso crucial durante el desarrollo fisiológico y las condiciones patológicas. Es indispensable para proporcionar energía a tejidos altamente activos metabólicamente como la retina² o el sistema nervioso central en desarrollo³ y durante la curación de tejidos dañados⁴. La angiogénesis anormal, por otro lado, es la base de numerosas enfermedades. Los tumores sólidos, como el cáncer colorrectal o el cáncer de pulmón de células no pequeñas, facilitan su crecimiento y el suministro energético necesario al promover la angiogénesis⁵. Además del cáncer, las enfermedades neovasculares del ojo como la retinopatía diabética o la degeneración macular asociada a la edad, que representan las principales causas de ceguera en el mundo desarrollado, son el resultado de un crecimiento aberrante de los vasos^{sanguíneos 6,7}. Una comprensión detallada del mecanismo patológico subyacente es crucial para comprender cómo se puede mejorar la angiogénesis fisiológica, por ejemplo, en la cicatrización de heridas, al tiempo que se controlan mejor las condiciones patológicas como las enfermedades oculares vasoproliferativas.

A nivel celular, las células endoteliales vasculares son activadas por diversas moléculas señalizadoras en la angiogénesis, iniciando la proliferación y migración celular⁸. Posteriormente, las células se organizan en una jerarquía, con células de punta no proliferantes que forman filopodios en el borde delantero de la rama del vaso^{en desarrollo 8}. Al lado, las células del tallo que proliferan rápidamente siguen a las células de la punta, lo que contribuye a la formación del vaso emergente. Posteriormente, se reclutan otros tipos de células, como los pericitos o las células musculares lisas, para estabilizar aún más la rama naciente⁹.

Para explorar los procesos moleculares a nivel de las células endoteliales vasculares, se han desarrollado numerosos protocolos in vitro y recientemente se han revisado¹⁰. Estos ensayos suelen dividirse en dos categorías: enfoques 2D más simplistas pero escalables y protocolos 3D más elaborados. En un proyecto reciente, llevamos a cabo un análisis comparativo exhaustivo entre el ensayo 2D de migración de heridas por arañazo y el ensayo 3D de brotes esferoidales¹¹ para evaluar el alcance de sus diferencias y su capacidad para modelar varios aspectos de la angiogénesis¹².

Si bien ambos ofrecen las ventajas de ser confiables y fáciles de implementar, a nivel molecular, el ensayo de brote de esferoides en 3D fue favorable para abordar aspectos clave de la angiogénesis en comparación con los datos in vivo, como los interruptores metabólicos o las interacciones célula-matriz. Dado que los ensayos de angiogénesis in vitro se utilizan para evaluar el potencial angiomodulador de las vías de señalización¹³ y para detectar agentes terapéuticos, la transferibilidad de los resultados in vitro a entornos in vivo es esencial. Además, la oportunidad de que los análisis basados en ómicas de los niveles de ARN y proteínas caractericen los cambios moleculares en respuesta a la modulación dirigida de procesos angiogénicos en condiciones controladas sigue siendo un beneficio importante en comparación con los entornos in vivo ^14,15.

En esta publicación, presentamos ensayos clave para explorar cuestiones relacionadas con la angiogénesis mediante la utilización de un ensayo de migración de imágenes de células vivas y un ensayo de brote de esferoides, incluidos análisis moleculares posteriores como la secuenciación de ARN para el análisis transcriptómico y la inmunohistoquímica a nivel de proteínas.

Protocolo

1. Cultivo celular HUVEC

NOTA: Realice todos los pasos siguientes en condiciones de trabajo estériles (banco de trabajo estéril).

1. Expansión de los HUVC
   1. Para ambos ensayos de angiogénesis, utilice células endoteliales de la vena umbilical humana (HUVEC) agrupadas o células endoteliales microvasculares humanas (HMVEC).
   2. Cultive las células hasta que alcancen el 90% de confluencia en un matraz T75 sin recubrimiento con medio de crecimiento de células endoteliales (EGM) antes de realizar una división. Realizar cambio de medio 3 veces por semana.
      NOTA: Para acelerar el crecimiento, el medio se puede cambiar a diario. No use HUVEC más allá del sexto pasaje. El estudio recibió los resultados más consistentes al ejecutar todos los experimentos con HUVEC del mismo pasaje.
2. División de HUVEC
   1. Cuando los HUVEC alcancen la confluencia deseada en el matraz T75, enjuáguelos una vez con 5 mL de solución salina tamponada con fosfato (PBS), seguido de una incubación de las células con tripsina al 0,5% durante 2 min en la incubadora.
      NOTA: La exposición prolongada a la tripsina puede dañar la función de HUVEC.
   2. Separe suavemente las células golpeando el matraz. Confirme el desprendimiento exitoso bajo un microscopio de contraste de fase invertida.
   3. Añadir 8 mL de EGM, transferir la solución a un tubo y granular las células por centrifugación a 250 x g durante 3 min.
   4. Si es necesario el recuento de células, vuelva a suspender las células en 5 mL de EGM y utilice una cámara de Neubauer. De lo contrario, añadir 40 mL de EGM y distribuirlo en 4 matraces de cultivo celular T75 frescos.

2. Ensayo de migración de heridas por rasguño

NOTA: El ensayo de migración de la herida por rasguño requiere una duración de 3 días para completarse (Figura 1). Realice todos los pasos siguientes en condiciones de trabajo estériles (banco de trabajo estéril).

1. Siembra y hambruna de células (día 1)
   1. Utilizando una placa especializada de 96 pocillos para la obtención de imágenes de células vivas, siembre 20.000 HUVEC en 100 μL de EGM por pocillo. Deje que las células se asienten durante 6 h en la incubadora.
      NOTA: Es aconsejable optimizar el número de células teniendo en cuenta la velocidad variable de crecimiento de las células endoteliales vasculares entre los proveedores y los laboratorios. El objetivo es conseguir una monocapa perfecta al día siguiente antes de iniciar el rasguño. Los pocillos superpoblados pueden alterar el comportamiento de las células endoteliales, por ejemplo, por inhibición de contacto¹⁶, mientras que una monocapa incompleta dificulta drásticamente el análisis.
   2. Prive a todos los pozos durante la noche con 100 μL de EBM por pocillo suplementado con 2% de FBS.
      NOTA: Tenga cuidado de no dañar la monocapa de la célula, especialmente cuando utilice una pipeta multicanal.
2. Preparación de soluciones de estimulación (día 2)
   1. Diluir las sustancias deseadas y los controles en el medio basal de crecimiento de células endoteliales (MBE) suplementado con FBS al 2%. Para cada pocillo, use 100 μL de solución.
      NOTA: La MBE suplementada con FBS al 2% sirve como control negativo, mientras que el factor de crecimiento endotelial vascular (VEGF) recombinante humano a 25 ng/mL puede utilizarse como control positivo. Utilizando placas de 96 pocillos, se recomienda que los experimentos se diseñen con un mínimo de réplicas técnicas (4 pocillos con condiciones idénticas), aunque se sugiere utilizar 8 para obtener resultados óptimos. Esfuércese por minimizar los posibles efectos de borde o esquina al planificar el diseño.
3. Creando el rasguño (día 2)
   1. Revise las células bajo un microscopio para verificar una monocapa de célula confluente y la viabilidad celular. Coloque la placa de 96 pocillos en una herramienta de fabricación enrollada de 96 pocillos y genere el rasguño presionando la palanca del dispositivo. Levante con cuidado la tapa de la herramienta para hacer heridas antes de soltar la palanca para evitar rascarse dos veces.
   2. Lave todos los pocillos dos veces usando 200 μL de EBM por pocillo suplementado con 2% de FBS. Confirme bajo un microscopio que los escombros se eliminaron con éxito.
4. Estimulación celular (día 2)
   1. Añadir 100 μL de las soluciones de estimulación o control preparadas por pocillo.
5. Diagnóstico por imágenes (día 2-3)
   1. Adquiera imágenes una vez por hora durante un período de hasta 24 horas utilizando un horario automatizado proporcionado por el microscopio de imágenes de células vivas.
      NOTA: Para garantizar una buena calidad de imagen, escanee cada pocillo inmediatamente después de transferirlo a la incubadora que alberga el sistema de imágenes de células vivas. Un tiempo de aclimatación de 30 minutos en la incubadora ayuda a obtener una mejor calidad de imagen. El software del microscopio está programado para adquirir una imagen por hora para cada pocillo en la línea media del rayado definido.
6. En ausencia de una herramienta para hacer heridas y un generador de imágenes de células vivas, siga los pasos que se describen a continuación.
   1. Use una punta de pipeta en una placa de 24 pocillos para inducir un rasguño. Tome imágenes con un microscopio de cultivo celular clásico a intervalos específicos. Para este propósito, utilice un microscopio motorizado equipado con capacidades precisas de seguimiento x e y. Esto permite el posicionamiento automático, lo que garantiza una captura de imágenes consistente en ubicaciones predefinidas.
      NOTA: Cuando es necesario obtener imágenes manuales, es una opción viable obtener imágenes solo T0, así como un punto de tiempo 'x' horas después del tratamiento. En el protocolo descrito, utilizando HUVECs, el punto de tiempo T12 (12 h post-estimulación) fue un punto de tiempo atractivo con una clara separación entre el control negativo y el positivo estimulado por VEGF. Sin embargo, se recomienda realizar experimentos de curso de tiempo inicial con imágenes cada 2 h o 1 h para determinar el punto de tiempo óptimo para los entornos experimentales específicos en cada laboratorio.
7. Análisis (día 3)
   1. El software del microscopio de imágenes de células vivas puede permitir el análisis directo de las imágenes adquiridas. Defina máscaras que delimiten el césped de la celda, el rasguño inicial y las regiones de densidad relativa de la herida. Determine los límites de las celdas en función de las diferencias de contraste.
      NOTA: Para los experimentos realizados con HUVEC se utilizó un ajuste de segmentación de 1,6, un archivo de agujeros de 500 μm², un tamaño ajustado de 1 píxel, un área >500 μm y una excentricidad >0,6. Es esencial una revisión visual exhaustiva de los parámetros de detección de células en relación con las imágenes reales. Con configuraciones optimizadas, el software calcula automáticamente la densidad relativa de heridas (RWD) a lo largo del tiempo y genera los gráficos temporales correspondientes con la desviación estándar (SD) de las réplicas técnicas. Estos datos se pueden utilizar para el análisis estadístico.

3. Extracción de ARN con células cultivadas en 2D

NOTA: Realice todos los pasos siguientes hasta el paso 3.3 en condiciones de trabajo estériles (banco de trabajo estéril).

1. Celdas de recubrimiento (día 1)
   1. Desconecte los HUVEC según el paso 1.2 del protocolo de cultivo celular HUVEC.
   2. Siembre 50,000 células por pocillo en una placa de 12 pocillos con 2 mL de EGM por pocillo.
   3. Cambie el medio después de 6 h a EBM que contenga 2% de FBS (medios hambrientos) para morir de hambre durante la noche.
2. Tratamiento de las células (día 2)
   1. Agentes diluidos de interés en EBM suplementados con 2% de FBS. Reemplace los medios de inanición con la dilución preparada e incube las células durante el tiempo deseado en una incubadora.
3. Extracción de ARN (día 2-3)
   1. Lisar las células con 750 μL de Trizol por pocillo e incubar durante 10 min en un agitador orbital.
   2. Vuelva a suspender las muestras con una pipeta de 1000 μL varias veces y, a continuación, guárdelas en tubos específicos de ARN de baja unión (volumen 1,5 mL). Conservar a -80 °C.

4. Inmunocitoquímica con células cultivadas en 2D

NOTA: Realice todos los pasos siguientes hasta el paso 4.4 en condiciones de trabajo estériles (banco de trabajo estéril).

1. Preparación de cubreobjetos
   1. Incubar 100 cubreobjetos de 12 mm de diámetro en hidróxido de potasio al 5% en metanol en un tubo de 50 ml durante 30 min mientras se agita la solución aplicada.
      NOTA: Este es un paso muy importante en la desprotonación de la superficie de los cubreobjetos y en la mejora de las condiciones para el recubrimiento y el cultivo. En este punto, se recomienda encarecidamente asegurarse de que los cubreobjetos estén bien distribuidos dentro del medio y no se sequen y peguen entre sí.
   2. Lave los cubreobjetos durante 30 min 4 veces con agua desmineralizada.
   3. Después del lavado, transfiéralos a una solución de isopropilo al 70% para su almacenamiento.
2. Recubrimiento de cubreobjetos
   1. Apoye los cubreobjetos individualmente contra la pared de una placa de Petri cuadrada para permitir la evaporación del alcohol isopropílico.
   2. Después de 5 minutos, transfiera los cubreobjetos a una placa de 24 pocillos (un cubreobjetos por pocillo). Aplicar 1 mL de una solución de 10 mg/mL de colágeno I en PBS a cada pocillo e incubar durante 60 min a 37 °C.
   3. A continuación, lave los cubreobjetos 4-5 veces durante 5 minutos con PBS.
3. Cultivo de células
   1. Separe los HUVEC siguiendo los procedimientos descritos en el paso 1.2 del protocolo de cultivo celular HUVEC.
   2. Siembre 50,000 células por pocillo en una placa de 24 pocillos con 2 mL de EGM por pocillo.
   3. Después de 6 h, cambie el medio a EBM que contenga 2% de FBS para permitir que las células se adhieran al pocillo y maten de hambre a las células durante la noche.
   4. Al día siguiente, diluyó los agentes de interés en EBM suplementados con un 2% de FBS. Reemplace la solución hambrienta en los pocillos con la dilución preparada e incube las células durante el tiempo deseado en una incubadora.
4. Fijación y bloqueo
   1. Cultive las células durante el tiempo deseado, luego lave las células con PBS durante 5 minutos.
   2. Fije las celdas con paraformaldehído (PFA) al 2% en PBS durante 20 min a temperatura ambiente (RT).
   3. Lavar con PBS 3-4 veces durante 5 min.
   4. Incubar muestras con tampón de bloqueo que contenga 5% de suero normal de cabra (NGS), 0,1% de Triton-X-100 en PBS durante 1 h a RT.
      NOTA: En este paso, es importante lavar las muestras para garantizar que el PFA se elimine por completo. Elija la especie del suero en función del origen del anticuerpo secundario.
5. Tinción
   1. Incubar las muestras durante la noche a 4 °C en el tampón de bloqueo con el anticuerpo primario.
   2. Al día siguiente, para eliminar cualquier anticuerpo primario no unido, lave las muestras 3-4 veces con PBS durante 5 minutos cada una.
   3. Posteriormente, incubar las muestras durante 1 h en RT con el anticuerpo secundario correspondiente y Faloidina-FITC, diluidos juntos en el tampón de bloqueo.
   4. Lavar 3-4 veces más.
   5. Invierta los cubreobjetos en portaobjetos con una pequeña gota de medio de montaje que contenga DAPI, deje secar en la oscuridad y selle con esmalte de uñas. Almacene las muestras en la oscuridad a 4 °C.

5. Ensayo de germinación de esferoides

NOTA: El ensayo de germinación de esferoides requiere 3 días para completarse (Figura 2). Realice todos los pasos siguientes hasta el paso 5.7 en condiciones de trabajo estériles (banco de trabajo estéril).

1. Generación de esferoides en gotas colgantes (día 1)
   1. Separe los HUVEC siguiendo los procedimientos descritos en el paso 1.2 del protocolo de cultivo celular HUVEC.
   2. Combine 200.000 células con 8 mL de EGM y 2 mL de solución madre de methocel, asegurando una mezcla completa. Consulte el Archivo Complementario 1 para obtener instrucciones sobre cómo preparar la solución madre de methocel.
   3. Dispense 25 μL de gotas de la solución en la superficie interna invertida de una placa de Petri grande y cuadrada. Gire suavemente la tapa 180° y colóquela en el fondo del recipiente de cultivo celular para que las gotas queden colgando. Coloque el recipiente en una incubadora de cultivos celulares durante la noche.
2. Preparar el gel de colágeno (día 2)
   1. Mezcle bien 2,3 mL de colágeno de cola de rata tipo I con 0,280 mL de 10x Medium 199 hasta que la mezcla logre un tono amarillo uniforme y consistente. Mantenga esta mezcla en hielo durante todo el proceso.
3. Titula el gel de colágeno (día 2)
   1. Titule la mezcla para lograr un pH fisiológico, indicado por un color naranja, utilizando NaOH (2 N).
   2. Añadir 50 μL de tampón HEPES al producto final.
      NOTA: Para garantizar un rango dinámico óptimo para el ensayo, es imperativo acercarse lo más posible a un pH fisiológico. Varios lotes de colágeno pueden requerir diferentes cantidades de NaOH. Mantenga la mezcla estrictamente en hielo durante todo el proceso y mezclada homogéneamente todo el tiempo.
4. Cosecha de esferoides (día 2)
   1. Enjuague las gotas colgantes de las tapas de los cultivos celulares con 20 mL de PBS.
   2. Centrifugar la solución durante 7 min a 250 x g. Deseche el sobrenadante y vuelva a suspender los esferoides en 0,1 mL de FBS y 0,4 mL de EGM golpeando suavemente el tubo.
   3. Añadir 2 mL de solución madre de methocel y mezclar bien. Utilice una pipeta con una capacidad mínima de 5 mL para evitar dañar los esferoides.
5. Adición de esferoides a la matriz de colágeno 3D (día 2)
   1. Agregue 2 ml de la mezcla de colágeno preparada a los esferoides resuspendidos y mezcle bien.
   2. Dispense 0,5 ml de la mezcla resultante en los pocillos de una placa de 24 pocillos e incube en una incubadora de celdas durante 30 minutos.
6. Esferoides estimulantes en una matriz de colágeno 3D (día 2)
   1. Prepare una dilución de las sustancias deseadas en EBM. Para cada pocillo, use 100 μL de solución.
      NOTA: La MBE sirve como control negativo, mientras que el factor de crecimiento endotelial vascular (VEGF) a 25 ng/mL (concentración final en 500 μL de matriz de colágeno y 100 μL de capa de MBE ) puede utilizarse como control positivo.
   2. Incubar durante el tiempo deseado.
      NOTA: En un ensayo estándar, se recomiendan de 18 a 24 horas, pero el tiempo debe optimizarse cuidadosamente en cada laboratorio.
7. Obtención de imágenes de esferoides (día 3)
   1. Utilice un microscopio invertido y una plataforma de imágenes para capturar imágenes de todos los esferoides que no están en contacto con el borde del pozo, entre sí o que muestran signos de daño. Mantenga una configuración y niveles de zoom coherentes en todas las condiciones.
8. Análisis (día 3)
   1. Utilice la herramienta de medición en ImageJ Fiji para determinar la longitud de todos los brotes de cada esferoide en cada imagen.
      NOTA: Utilice el complemento proporcionado en el Archivo complementario 2, que hace que el análisis sea más eficiente y genera un archivo .txt de salida.
   2. Importe los datos a una hoja de cálculo, R o cualquier otro software preferido, y utilice la longitud acumulada media de todos los brotes por esferoide como lectura para cada condición.
      NOTA: Los resultados de diferentes geles no se pueden combinar en forma de longitudes absolutas de brotación. Los datos de cada grupo de tratamiento deben normalizarse al grupo de control de EBM o VEGF (longitud relativa de brotación) antes de que se puedan fusionar los datos.

6. Extracción de ARN con células cultivadas en 3D

1. Ensayo de germinación de esferoides
   1. Realice el ensayo de germinación de esferoides como se describe en la sección 5.
2. Lisis del gel de colágeno
   1. Lave los geles esferoides con PBS tibio durante 5 min.
   2. Corte los geles esferoides en cuartos y transfiera los 4 cuartos a un tubo de 50 ml. Utilice un bisturí para la disección mecánica de los geles.
   3. Tratar las muestras de gel con solución de lisis (que contiene 2 mg/mL de colagenasa D en PBS) e incubar durante 45 min a 37 °C en un agitador.
   4. Lave los geles suavemente con PBS suplementado con 2 mM de EDTA para detener la reacción del tampón de lisis.
3. Extracción de ARN
   1. Vuelva a suspender los geles lisados en 750 μL de Trizol e incube durante 10 minutos para garantizar una extracción suficiente de ARN, tal como se describe en el paso 3.3.
   2. Vuelva a suspender las muestras con una pipeta de 1000 μL varias veces y transfiera las muestras a tubos específicos de ARN de baja unión (volumen 1,5 mL). Almacene las muestras a -80 °C.

7. Inmunocitoquímica de esferoides en una matriz de colágeno 3D

1. Ensayo de germinación de esferoides
   1. Realice el ensayo de germinación de esferoides como se describe en la sección 5.
2. Fijación y bloqueo
   1. Fijar los geles con 4% de PFA en PBS durante 1 h.
      NOTA: Para asegurar una buena fijación de las células en el gel, los geles deben desprenderse cuidadosamente en los lados de los pocillos con un bisturí y pinzas después del enjuague con PBS.
   2. Lave los geles suavemente 3-4 veces con PBS y luego sepárelos completamente de la superficie de los pocillos y transfiéralos a nuevas placas de 24 pocillos.
   3. Incubar geles durante 1 h en RT con la solución de bloqueo (que contiene 5% de NGS y 0,1% de Triton-X-100 en PBS) en un agitador orbital.
3. Tinción
   1. Incubar las muestras durante la noche a 4 °C en un agitador orbital con el anticuerpo primario diluido en tampón de bloqueo.
      NOTA: Voltear los geles durante esta incubación no mejoró la calidad de la tinción.
   2. Al día siguiente, lave los geles suavemente 4-5 veces con PBS durante 5 minutos cada uno.
   3. Incubar el anticuerpo secundario correspondiente, diluido con faloidina-FITC en tampón de bloqueo durante la noche a 4 °C en un agitador orbital.
   4. Realice 4-5 pasos de lavado adicionales con PBS.
   5. Transfiera los geles a portaobjetos de microscopio y móntelos con dos gotas de medio de montaje que contenga DAPI en un cubreobjetos colocado en cada gel. Deje que las muestras se sequen antes de sellarlas con esmalte de uñas y guárdelas en la oscuridad a 4 °C.
4. Microscopia
   1. Tome imágenes de todas las muestras en un microscopio confocal. Utilice el objetivo 20x y concéntrese en la región de interés. Adquiera imágenes como pilas Z, así como imágenes de plano focal individuales.
      NOTA: La adquisición de imágenes de pila Z y plano focal en varias secciones a lo largo de la muestra 3D es esencial para capturar la representación completa, especialmente para muestras 3D gruesas.

8. Células endoteliales microvasculares de la retina humana (HRMVEC)

NOTA: Todos los pasos descritos también se pueden realizar con células endoteliales microvasculares, por ejemplo, células endoteliales microvasculares de la retina humana (HRMVEC). En ese caso, el medio debe cambiarse a un medio de células endoteliales microvasculares específico que contenga un 10% de suero fetal bovino (FBS) para el cultivo, así como pasos específicos en cada ensayo. A continuación se describen las diferencias específicas de HRMVEC con respecto a los protocolos de ensayo:

1. Ensayo de herida por rasguño
   1. Cultive células en medio de células endoteliales microvasculares FBS al 10% en lugar de EGM.
   2. Siembra 20.000 células/pocillo.
   3. No prive a las células de la noche a la mañana.
   4. Después de realizar el raspado, cambie el medio a medio de células endoteliales basales que contenga 5% de FBS en lugar de EBM con 2% de FBS.
2. Inmunocitoquímica de HRMVECs cultivadas en 2D
   1. Cultive las células en un medio de células endoteliales microvasculares al 10% en lugar de EGM.
   2. No prive a las células de la noche a la mañana.
   3. Cambie el medio justo antes del tratamiento a EBM + 5% FBS en lugar de EBM+2% FBS.
3. Ensayo de germinación de esferoides
   1. Siembre las células en forma de gotas colgantes con medio de células endoteliales microvasculares que contenga un 10% de FBS en lugar de EGM.
4. Inmunocitoquímica de esferoides en una matriz de colágeno 3D
   1. Siembre las células en forma de gotas colgantes con medio de células endoteliales microvasculares que contenga un 10% de FBS en lugar de EGM.

Resultados

Para el ensayo de migración, es crucial examinar minuciosamente las imágenes capturadas en el punto de tiempo t = 0 h para garantizar que el sistema detecte con precisión la presencia de una monocapa celular completamente formada (Figura 1B). Además, se debe confirmar la claridad y rectitud del borde rayado (Figura 1B). El área libre de celdas debe estar en gran parte libre de escombros. Al final del ensayo, un grupo estimulado con, por ejemplo, 25 ng/mL de...

Discusión

En este informe, presentamos un espectro de técnicas con lecturas funcionales y moleculares para estudiar la angiogénesis in vitro.

El ensayo de migración representa una técnica bien establecida que se utiliza en todos los campos del trabajo de laboratorio húmedo. Elegimos el enfoque de imágenes de células vivas disponible en el mercado para aprovechar el formato de 96 pocillos adecuado para experimentos de detección y dosis-respuesta, el tamaño de la herida estandarizado y...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
10x Medium 199	Sigma-Aldrich	M0650
Alexa Fluor 647-conjugated AffiniPure F(ab)‘2-Fragment	Jackson IR	115-606-072
Axio Vert. A1	Zeiss
CapturePro 2.10.0.1	JENOTIK Optical Systems
Collagen Type 1 rat tail	Corning	354236
Collagenase D	Roche	11088858001
Endothelial Cell Basal Medium	Lonza	CC-3156	EBM
Endothelial Cell Growth Medium	Lonza	CC-3162	EGM
Ethylenediaminetetraacetic acid	Serva	11290.02	EDTA
Fetal bovine serum	Bio&SELL	S 0615	FBS
Human Umbilical Vein Endothelial Cells, pooled	Lonza	C2519A	HUVEC
IncuCyte ImageLock 96-well plates	Sartorius	4379
Incucyte S3 Live-Cell Analysis System	Sartorius
Methocel	Sigma	m-0512
Microvascular Endothelial Cell Medium with 10% FBS	PB-MH-100-4090-GFP	PELOBiotech
NaOH	Carl Roth	P031.2
Phalloidin-Fluorescein Isothiocyanate Labeled (0.5 mg/mL Methanol)	Sigma-Aldrich	P5282-.1MG	Phalloidin-FITC
Phosphate-buffered saline	Thermo Fisher Scientfic	14190-094	PBS
Primary Human Retinal Microvascular Endothelial Cells	Cell Systems	ACBRI 181
ProLong Glass Antifade Mountant with NucBlue	Invitrogen by ThermoFisher Scientific	2260939
QIAzol Lysis Reagent	QIAGEN	79306
recombinant human Vascular Endothelial Growth Factor	PeproTech	100-20	VEGF
Squared petri dish	Greiner	688102
Trizol	Qiagen	79306
Trypsin	PAN-Biotec	P10-024100
VEGF-R2 (monoclonal)	ThermoFisher Scientific Inc.	B.309.4
WoundMaker	Sartorius	4493