Extracción asistida por microondas de compuestos fenólicos y antioxidantes para aplicaciones cosméticas mediante tecnología basada en polioles

Resumen

Este protocolo detalla la utilización de un método de extracción asistido por microondas a base de polioles para extraer compuestos fenólicos y antioxidantes naturales, lo que representa un enfoque práctico y ambientalmente sostenible para el desarrollo de extractos listos para usar.

Resumen

La utilización de polioles como disolventes verdes para la extracción de compuestos bioactivos de materiales vegetales ha ganado atención debido a su seguridad y comportamiento inerte con los productos químicos bioactivos de las plantas. Este estudio explora la extracción sostenible de compuestos fenólicos y antioxidantes naturales de la piel de plata del café utilizando el método de extracción asistida por microondas (MAE) con solventes a base de poliol: glicerina, propilenglicol (PG), butilenglicol (BG), metilpropanodiol (MPD), isopentildiol (IPD), pentilenglicol, 1,2-hexanodiol y hexilenglicol (HG). Se realizó un análisis comparativo de extracciones de solventes convencionales y no convencionales, centrándose en su impacto sobre los compuestos bioactivos de MAE, abarcando parámetros como el contenido fenólico total (TPC), el contenido total de flavonoides (TFC) y las actividades antioxidantes como el ensayo de barrido de radicales 1,1-difenil-2-picrilhidrazilo (DPPH), el ensayo de barrido de radicales 2,2'-azino-bis(-3-etilbenzotiazolina-6-sulfónico) (ABTS) y el ensayo de poder antioxidante reductor férrico (FRAP). Los valores más altos se observaron para TPC con extracción acuosa de 1,2-hexanodiol (52,0 ± muestra de 3,0 mg de GAE/g), TFC con extracción acuosa de 1,2-hexanodiol (muestra de 20,0 ± 1,7 mg de QE/g), DPPH con extracción acuosa de HG (muestra de 13,6 ± 0,3 mg de TE/g), ABTS con extracción acuosa de pentilenglicol (muestra de 8,2 ± 0,1 mg TE/g) y FRAP con extracción acuosa de HG (muestra de 21,1 ± 1,3 mg de Fe (II) E/g). Esta investigación tiene como objetivo avanzar en la tecnología de extracción ecológica a través de componentes naturales de plantas, promoviendo la sostenibilidad al minimizar el uso de productos químicos peligrosos y reducir el consumo de tiempo y energía, con aplicaciones potenciales en cosméticos.

Introducción

Hoy en día, existe una tendencia mundial hacia la concienciación medioambiental en la industria de la belleza, lo que ha llevado a los fabricantes a centrarse en la tecnología verde para la extracción de componentes vegetales^{utilizando alternativas} sostenibles. Por lo general, los solventes tradicionales como el etanol, el metanol y el hexano se utilizan para extraer componentes fenólicos de las plantas y antioxidantes naturales². Sin embargo, la presencia de residuos de disolventes en los extractos de plantas supone un riesgo potencial para la salud humana, ya que provoca irritación de la piel y los ojos³, especialmente en lo que respecta a su aplicación prevista en los cosméticos. En consecuencia, es un desafío eliminar estos residuos de solventes de los extractos, un proceso que exige una inversión considerable en tiempo, energía y recursos humanos⁴. Recientemente, el agua sobrecalentada, los líquidos iónicos, los disolventes eutécticos profundos y los disolventes bioderivados han surgido como enfoques prometedores para la extracción con disolventes verdes⁵. Sin embargo, su uso sigue estando limitado por la separación de productos en procesos acuosos. Para hacer frente a estos desafíos, el desarrollo de extractos listos para usar surge como una solución viable⁶.

Los polioles se utilizan a menudo en formulaciones cosméticas como humectantes debido a su buena polaridad y capacidad para retener la humedad del medio ambiente⁷. Además, se pueden utilizar polioles como la glicerina, el propilenglicol, el butilenglicol, el metilpropanodiol, el isopentildiol, el pentilenglicol, el 1,2-hexanodiol y el hexilenglicol para las extracciones de plantas. Se consideran disolventes no tóxicos, biodegradables, respetuosos con el medio ambiente, no reactivos y seguros para su uso en la extracción de plantas⁸. Además, los polioles pueden soportar el calor generado durante la extracción asistida por microondas (MAE) debido a sus elevados puntos de ebullición y polaridad⁹. La Administración de Alimentos y Medicamentos de los Estados Unidos (FDA, por sus siglas en inglés) reconoce generalmente a estos polioles como productos químicos seguros (GRAS). A diferencia de los disolventes convencionales, como el etanol o el metanol, que pueden requerir una eliminación rigurosa del extracto debido a sus efectos potencialmente nocivos, los polioles ofrecen la ventaja de minimizar la energía, el tiempo y los costes asociados a^{los procesos de} eliminación de disolventes. Esto no solo agiliza el proceso de extracción, sino que también mejora la eficiencia general y la sostenibilidad del método de extracción. Investigaciones anteriores han empleado polioles como el propilenglicol y el butilenglicol como disolventes en la extracción de compuestos bioactivos de flores de Camellia sinensis ¹⁰ y pulpa de café¹¹, lo que revela un potencial significativo por su papel como disolventes alternativos sostenibles en el proceso de extracción de plantas. Por lo tanto, el desarrollo y la optimización continuos de un sistema de solventes polioles y agua tienen el potencial de avances significativos en química verde y prácticas industriales sostenibles.

Generalmente, los compuestos bioactivos que se encuentran en las plantas se sintetizan como metabolitos secundarios. Estos compuestos se pueden clasificar en tres grupos principales: terpenos y terpenoides, alcaloides y compuestos fenólicos¹². Se utilizan varios métodos de extracción en diferentes condiciones para aislar compuestos bioactivos específicos de las plantas. Los compuestos bioactivos de los materiales vegetales pueden extraerse utilizando técnicas convencionales o no convencionales. Los métodos tradicionales incluyen la maceración, la extracción por reflujo y la hidrodestilación, mientras que los métodos no convencionales consisten en la extracción asistida por ultrasonidos, la extracción asistida por enzimas, la extracción asistida por microondas (MAE), la extracción asistida por campo eléctrico pulsado, la extracción con fluidos supercríticos y la extracción con líquidos presurizados¹³. Estos métodos no convencionales están diseñados para mejorar la seguridad mediante la utilización de solventes y auxiliares más seguros, mejorando la eficiencia energética, evitando la degradación de los componentes bioactivos y reduciendo la contaminación ambiental¹⁴.

Además, MAE es una de las sofisticadas tecnologías verdes para extraer compuestos bioactivos de las plantas. Los procedimientos de extracción convencionales requieren cantidades significativas de tiempo, energía y altas temperaturas, que con el tiempo pueden degradar los compuestos bioactivos sensibles al calor¹³. A diferencia de las extracciones térmicas convencionales, MAE facilita la extracción de compuestos bioactivos al generar un calentamiento localizado dentro de la muestra, alterando las estructuras celulares y mejorando la transferencia de masa, aumentando así la eficiencia de la extracción de compuestos. El calor se transfiere desde el interior de las células vegetales mediante microondas, que operan sobre las moléculas de agua dentro de los componentes de la planta¹³. Además, MAE ha avanzado para mejorar la extracción y separación de compuestos activos, aumentando el rendimiento del producto, mejorando la eficiencia de la extracción, requiriendo menos productos químicos y ahorrando tiempo y energía, al tiempo que evita la destrucción de compuestos bioactivos¹⁵.

Esta investigación se centra en la extracción de compuestos fenólicos vegetales y antioxidantes naturales mediante extracción asistida por microondas (MAE) utilizando diferentes tipos de polioles como disolventes. Se determina el contenido fenólico total (TPC), el contenido total de flavonoides (TFC) y las actividades antioxidantes (DPPH, ABTS y FRAP) de los extractos de MAE a base de polioles. Además, el MAE a base de polioles se compara con el MAE utilizando disolventes convencionales como el agua y el etanol. Se espera que esta investigación contribuya al desarrollo de una tecnología de extracción ambientalmente sostenible para componentes naturales, promoviendo la sostenibilidad al reducir la dependencia de productos químicos peligrosos, acortando los tiempos de procesamiento y minimizando el consumo de energía en la producción de materias primas para aplicaciones potenciales dentro de la industria cosmética.

Protocolo

Los detalles de los reactivos y el equipo utilizado en este estudio se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Preparación experimental

1. Preparación de muestras de plantas
   1. Recoger el café fresco (Coffea arabica) y secarlo a 60 °C en una bandeja secadora durante 72 h¹¹.
   2. Muela el café seco Silverskin (CS) hasta convertirlo en un polvo fino con un molinillo y guárdalo a temperatura ambiente para su posterior análisis^11.
      NOTA: En este estudio, se recolectó CS fresca (C. arabica) en Baan Doi Chang, distrito de Mae Suai, Chiang Rai, Tailandia. El CS es un subproducto obtenido durante el proceso de descascarillado que elimina la capa de pergamino de los granos de café secos después de que las cerezas han sido procesadas para eliminar las capas externas de la fruta¹⁶.
2. Productos químicos
   1. Utilice reactivos químicos de calidad analítica, a excepción de los disolventes del experimento.
      NOTA: En el experimento se utilizaron disolventes de grado cosmético.
   2. Utilice los disolventes (agua, etanol, glicerina, propilenglicol, butilenglicol, hexilenglicol, isopentildiol, 1-2 hexanodiol, pentilenglicol y metilpropanodiol) para la extracción de CS con MAE.

2. Proceso de extracción

1. Preparación de muestras y disolventes
   1. Prepare la muestra y los solventes para el procedimiento MAE de^{acuerdo con un} protocolo 9 previamente informado con algunas modificaciones.
   2. Prepare cada disolvente a una concentración del 60% diluyendo 60 mL de cada disolvente con agua destilada y ajustando el volumen a 100 mL para extracciones por triplicado.
      NOTA: Utilice agua 100% destilada para la extracción de agua.
   3. Pesar 0,67 g de CS y mezclar con 20 mL de cada disolvente de extracción en una proporción de 1:30 en un recipiente de reacción (Figura 1A) para MAE.
      NOTA: La cantidad máxima sólido-líquido para cada recipiente es de 2 g de muestra y 20 mL de disolvente.
   4. Agregue una barra agitadora magnética a cada recipiente para garantizar una distribución uniforme del calor y el solvente dentro de la muestra, mejorando la eficiencia del proceso de extracción y promoviendo un mejor rendimiento de extracción.
      NOTA: Si se aplican solventes no polares al proceso de extracción, se pueden usar barras agitadoras de teflón en lugar de barras agitadoras magnéticas para proporcionar un calentamiento efectivo a través del sistema de microondas.
   5. Cierre cada recipiente firmemente con una herramienta especial (Figura 2) y coloque todos los recipientes en la cámara MAE (Figura 1B).
2. Configuración del instrumento y procedimiento de extracción asistida por microondas
   1. Realizar el procedimiento de extracción de acuerdo con el protocolo de referencia con algunas modificaciones⁹.
   2. Abra la pantalla del monitor para configurar el método haciendo clic en el icono de la caja de herramientas en la barra superior y seleccionando el rotor SK eT en la sección de accesorios (Figura 3A,B).
   3. Seleccione la velocidad de agitación de las barras agitadoras haciendo clic en la sección del agitador y escribiendo 20% (Figura 4A).
      NOTA: La velocidad de agitación se puede seleccionar de 0% a 100%.
   4. Haga clic en el sector de la cerradura de la puerta y configúrelo para que se active a temperaturas superiores a 80 °C (Figura 4B).
      NOTA: Este ajuste garantiza el cierre automático de la puerta de la cámara cuando la temperatura interna supera los 80 °C.
   5. Haga clic en el icono de la tabla en la barra superior (Figura 5A) y ajuste el gradiente de temperatura (T1) a una duración de extracción de 10 min, la potencia de microondas a 1800 W y la temperatura a 120 °C.
   6. Active el agitador haciendo clic en el botón del agitador hasta que aparezca la luz verde.
   7. Ajuste la velocidad del ventilador al nivel 3 (máximo) (Figura 5B).
   8. Para mantener el tiempo de extracción, seleccione la temperatura de extracción deseada (T2) ajustando la duración de la extracción a 15 min, la potencia de microondas a 1800 W y la temperatura a 120 °C.
   9. Ajuste la velocidad del agitador y del ventilador como se indica en las secciones 2.2.6 y 2.2.7 (Figura 5A,B).
      NOTA: La temperatura máxima y la potencia de microondas son de 260 °C y 1800 W.
   10. Establezca el tiempo de enfriamiento haciendo clic en el botón de enfriamiento en la esquina inferior izquierda de la pantalla y seleccionando la duración de 10 min (Figura 6).
   11. Guarde el método haciendo clic en el icono de guardar en la esquina superior derecha de la pantalla (Figura 7A).
   12. Asegúrese de que después de guardar las condiciones del método, el gráfico de condiciones de extracción se mostrará en la pantalla con el botón de reproducción en la esquina inferior derecha (Figura 7B).
   13. Inicie el proceso de extracción eligiendo el número de recipientes utilizados (Figura 7C).
       NOTA: Se pueden usar hasta 15 recipientes en una extracción, y si se utiliza el número deseado de recipientes, asegúrese de la ubicación equilibrada de los recipientes en la cámara.
   14. Después de la extracción, centrifugar los extractos a 4 °C, 9072 x g, durante 15 min, utilizando una máquina centrífuga refrigerada.
   15. Recoja el sobrenadante con una pipeta de vidrio de 10 ml (figura 8) y guárdelo a -20 °C en el congelador para su posterior estudio.
       NOTA: Dependiendo del tamaño de partícula y la densidad del residuo vegetal, los extractos requerirán tiempos de centrifugación más largos (20-30 min).

3. Determinación de compuestos fenólicos

1. Determinación del contenido fenólico total
   1. Determinar el contenido fenólico total de los extractos de CS haciendo referencia al protocolo con algunas modificaciones¹⁷.
   2. Prepare una dilución de 10 veces de las muestras diluyéndolas con agua destilada.
   3. Mezclar 10 μL de la muestra diluida con 20 μL de reactivo de Folin-Ciocalteu sin diluir y dejar que reaccionen durante 3 min.
   4. A continuación, añada 100 μL de solución de Na_{2CO 3} al 7,5% a la mezcla en cada pocillo de una placa de 96 pocillos.
   5. Prepare diferentes concentraciones para el rango de concentración estándar de ácido gálico (consulte la Tabla 1 y la Tabla 2) diluyendo con agua destilada.
   6. Mezclarlos con 20 μL del reactivo de Folin-Ciocalteu y dejar que actúen durante 3 min.
   7. A continuación, añada 100 μL de solución de Na_{2CO 3} al 7,5% a la mezcla en cada pocillo de una placa de 96 pocillos.
   8. Incubar la reacción durante 30 minutos en la oscuridad a temperatura ambiente.
   9. Mida la absorbancia de la solución de reacción a 765 nm utilizando un lector de microplacas (Figura 9A).
   10. Traza la curva de calibración del patrón utilizando las concentraciones del patrón y la absorbancia a 765 nm (Figura 10A).
   11. Exprese los resultados en mg de equivalente de ácido gálico (GAE) por g de la muestra y calcule utilizando la siguiente ecuación¹⁸:
       NOTA: mg de equivalente de ácido gálico (GAE) por g de muestra = [((A₇₆₅ - c) / m)) en μg de equivalente de ácido gálico × Volumen total en el pocillo de reacción (mL) x Dilución × peso de la muestra seca (1 g) x Volumen resultante del extracto (mL)] / [(Volumen de muestra añadida en cada pocillo (mL) x Peso real de la muestra seca (g) × factor de conversión de μg a mg (1000)]
       donde, c = intersección con el eje y, m = pendiente
2. Determinación del contenido total de flavonoides
   1. Determinar el contenido total de flavonoides del extracto de CS de acuerdo con el protocolo con algunas modificaciones¹⁷.
   2. Prepare una dilución de 5 veces de las muestras diluyéndolas con agua destilada.
   3. Añadir 50 μL de la muestra diluida a 15 μL de NaNO₂ al 5% e incubar en la oscuridad durante 5 min.
   4. Mezclar 15 μL de solución de AlCl₃ al 10% con la reacción y mantener a temperatura ambiente durante 6 min.
   5. A continuación, añada 100 μL de solución de NaOH 1 M a la reacción e incube durante 10 minutos más.
   6. Mida la absorbancia de la mezcla a 510 nm (Figura 9B).
   7. Prepare diferentes concentraciones de quercetina en el rango estándar (consulte la Tabla 3 y 4) añadiéndolas a 15 μL de NaNO₂ al 5% e incubando en la oscuridad durante 5 minutos.
   8. Mezclar 15 μL de solución de AlCl₃ al 10% con la reacción y mantener a temperatura ambiente durante 6 min.
   9. Añada 100 μL de solución de NaOH 1 M a la reacción e incube durante 10 min.
   10. Determine la absorbancia del patrón a 510 nm (Figura 9B).
   11. Traza la curva de calibración del patrón utilizando las concentraciones del patrón y la absorbancia a 510 nm (Figura 10B).
   12. Exprese los resultados en mg de equivalente de quercetina (QE) por g de la muestra, calculados mediante la ecuación¹⁹ de la siguiente manera:
       NOTA: mg de equivalente de quercetina (QE) por g de muestra = [((A₅₁₀ - c) / m)) en μg de equivalente de quercetina × Volumen total en el pocillo de reacción (mL) x Dilución × peso de la muestra seca (1 g) x Volumen resultante del extracto (mL)] / [(Volumen de la muestra añadida en cada pocillo (mL) x Peso real de la muestra seca (g) × factor de conversión de μg a mg (1000)]
       donde, c = intersección con el eje y, m = pendiente

4. Determinación de las actividades antioxidantes

1. Ensayo de eliminación de radicales 1,1-difenil-2-picril-hidrazilo (DPPH)
   1. Determinar la actividad de eliminación de radicales DPPH del extracto de CS de acuerdo con el protocolo con algunas modificaciones¹⁷.
   2. Prepare una dilución de 10 veces de las muestras diluyéndolas con agua destilada.
   3. Mezclar 20 μL de las muestras diluidas con 135 μL de solución de DPPH 0,1 mM.
   4. Prepare diferentes concentraciones del rango de concentración estándar de Trolox (consulte la tabla 5 y 6) mezclando con 135 μL de solución de DPPH de 0,1 mM.
   5. Incuba la mezcla en la oscuridad a temperatura ambiente durante 30 min.
   6. Mida la absorbancia de la resultante a 517 nm (Figura 9C).
   7. Traza la curva de calibración del patrón utilizando las concentraciones del patrón y el porcentaje de inhibición (Figura 10C).
   8. Calcule el porcentaje de inhibición del ensayo DPPH de la siguiente manera:
      % Inhibición = [(absorbancia de control − absorbancia de la muestra)/ absorbancia de control] × 100
   9. Expresa los resultados en mg de la capacidad antioxidante equivalente de Trolox por g de la muestra, calculada mediante la siguiente ecuación²⁰:
      NOTA: mg de equivalente de Trolox (TE) por g de muestra = [((% de inhibición-c) / m) en μg de equivalente de Trolox × Volumen total en el pocillo de reacción (mL) x Dilución × peso de la muestra seca (1 g) x Volumen resultante del extracto (mL)] / [(Volumen de la muestra añadida en cada pocillo (mL) x Peso real de la muestra seca (g) × factor de conversión de μg a mg (1000)]
      donde, c = intersección con el eje y, m = pendiente
2. Ensayo de eliminación de radicales del ácido 2,2′-Azino-Bis-3-Etilbenztiazolina-6-sulfónico (ABTS)
   1. Determine la actividad de barrido de radicales ABTS del extracto de CS utilizando el protocolo de la referencia con algunas modificaciones¹⁷.
   2. Preparar la solución madre ABTS·+ mezclando 7 mM de ABTS y 2,45 mM de persulfato de potasio (1:2) e incubar en la oscuridad a temperatura ambiente durante 16 h.
   3. Prepare la solución de trabajo mezclando 5 mL de solución madre ABTS·+ con 100 mL de agua desionizada.
   4. Mezclar 160 μL de solución de trabajo ABTS·+ con 10 μL de la muestra diluida 10 veces o patrón de Trolox a diferentes concentraciones (véanse los cuadros 7 y 8).
   5. Incubar la reacción en la oscuridad a temperatura ambiente durante 30 min.
   6. Determine la absorbancia de la mezcla a 734 nm (Figura 9D).
   7. Traza la curva de calibración estándar utilizando las concentraciones del patrón y el porcentaje de inhibición (Figura 10D).
   8. Calcule el porcentaje de inhibición del ensayo ABTS utilizando la siguiente fórmula:
      % Inhibición = [(absorbancia de control - absorbancia de la muestra) / absorbancia de control] × 100.
      1. Exprese los resultados en mg de la capacidad antioxidante equivalente de Trolox por g de la muestra, calculada utilizando la siguiente ecuación²¹:
         NOTA: mg de equivalente de trolox (TE) por g de muestra = [((% de inhibición - c) / m)) en μg equivalente de trolox × Volumen total en el pocillo de reacción (mL) x Dilución × peso de la muestra seca (1 g) x Volumen resultante del extracto (mL)] / [(Volumen de muestra añadida en cada pocillo (mL) x Peso real de la muestra seca (g) × factor de conversión de μg a mg (1000)]
         donde, c = intersección con el eje y, m = pendiente
3. Ensayo de poder antioxidante reductor férrico (FRAP)
   1. Determinar la actividad antioxidante reductora férrica del extracto de CS de acuerdo con el protocolo con algunas modificaciones¹⁷.
   2. Prepare el reactivo FRAP utilizando un tampón de acetato de 30 mM a pH 3,6, que es una mezcla de 10 mM de solución de TPTZ en 40 mM de HCl y 20 mM de solución de FeCl_{3,6H 2}O en una proporción de 10:1:1.
   3. Coloque el reactivo FRAP en un frasco ámbar hasta que lo necesite.
      NOTA: Asegúrese de que el reactivo FRAP esté marrón. Si está contaminado por iones metálicos u otros compuestos reactivos, el reactivo se volverá púrpura y debe desecharse. Utilice únicamente reactivos recién preparados.
   4. Prepare una dilución 5 veces mayor de las muestras diluyéndolas con agua destilada.
   5. Añadir 10 μL de la muestra diluida o 20 μL de FeSO_{4.7H 2}O a diferentes concentraciones patrón (Tabla 9 y Tabla 10) a 180 μL de la solución FRAP.
   6. Incubar la reacción a temperatura ambiente durante 4 min.
   7. Evalúe la absorbancia de la mezcla a 593 nm (Figura 9E).
   8. Traza la curva de calibración del patrón utilizando las concentraciones del patrón y la absorbancia a 593 nm (Figura 10E).
   9. Expresa los resultados en mg de FeSO₄ por g de la muestra, calculados utilizando la siguiente ecuación²¹:
      NOTA: mg de FeSO₄ equivalente (Fe (II) E) por g de muestra = [((A₅₉₃ - c) / m)) en μg FeSO₄ equivalente × Volumen total en el pocillo de reacción (mL) x Dilución × peso de la muestra seca (1 g) x Volumen resultante del extracto (mL)] / [(Volumen de muestra añadida en cada pocillo (mL) x Peso real de la muestra seca (g) × factor de conversión de μg a mg (1000)]
      donde, c = intersección con el eje y, m = pendiente
4. Realice todos los ensayos (TPC, TFC, DPPH, ABTS y FRAP) de cada muestra por triplicado. En este estudio, se utilizó agua como blanco para la mayoría de los ensayos, excepto el DPPH, donde el etanol sirvió como blanco para abordar la absorbancia de fondo.

5. Análisis estadístico

1. Utilice el software SPSS para realizar un análisis estadístico de los datos experimentales.
2. Realice la prueba de normalidad utilizando la prueba de Shapiro-Wilk.
3. Compare las sustancias bioactivas y las actividades antioxidantes del extracto de MAE CS a base de polioles y los extractos de MAE CS convencionales a base de solventes utilizando ANOVA de un factor con las pruebas de rango múltiple de Duncan.
4. Exprese todos los datos como media ± SD (n = 3) y defina el nivel de significación en p < 0,05.

Resultados

Efecto de los disolventes polioles y los disolventes convencionales sobre el contenido fenólico total, el contenido total de flavonoides, los ensayos antioxidantes DPPH, FRAP y ABTS
La polaridad del disolvente debe ser compatible con la de las moléculas activas objetivo para mejorar la eficiencia de extracción de las sustancias bioactivas de las plantas²². Se realizaron experimentos utilizando varios solventes (agua, etanol, glicerina, propilenglicol, butilenglicol, metilpro...

Discusión

Varios factores juegan un papel crucial en la implementación exitosa de MAE, como el contenido fitoquímico de los componentes de la planta, la duración de la extracción, la temperatura, la potencia de microondas, la relación sólido-líquido y la concentración de solvente¹³. Por lo general, las plantas exhiben diferentes perfiles de fitoquímicos; De ahí que la selección de plantas naturales ricas en antioxidantes y compuestos fenólicos sea fundamental²³. Además, ...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
1,2-Hexanediol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
2,2 -Azino-bis 3 ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid diammonium salt (ABTS)	Sigma	A1888
2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH)	Sigma	D9132
2,4,6-Tri(2-pyridyl)-s-triazine (TPTZ)	Sigma	93285
2-Digital balance	Ohaus		Pioneer
4-Digital balance	Denver	SI-234
6-hydroxy-2,5,7,8 tetramethylchroman -2-carboxylic acid (Trolox)	Sigma	238813
96-well plate	SPL Life Science
Absolute ethanol	RCI Labscan	64175
Acetic acid	RCI Labscan	64197
Aluminum chloride	Loba Chemie	898
Automatic pipette	Labnet		Biopett
Butylene glycol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Ethos X advanced microwave extraction	Milestone Srl, Sorisole, Italy
Ferrous sulfate	Ajex Finechem	3850
Folin-Ciocalteu's reagent	Loba Chemie	3870
Freezer SF	Sanyo	C697(GYN)
Gallic acid	Sigma	398225
Grinder	Ou Hardware Products Co.,Ltd
Hexylene glycol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Hydrochloric acid (37%)	RCI Labscan	AR1107
Iron (III) chloride	Loba Chemie	3820
Isopentyldiol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Methanol	RCI Labscan	67561
Methylpropanediol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Pentylene glycol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Potassium persulfate	Loba Chemie	5420
Propylene glycol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Quercetin	Sigma	Q4951
Refrigerated centrifuge	Hettich
Sodium acetate	Loba Chemie	5758
Sodium carbonate	Loba Chemie	5810
Sodium hydroxide	RCI Labscan	AR1325
Sodium nitrite	Loba Chemie	5954
SPECTROstar Nano microplate reader	BMG- LABTECH
SPSS software	IBM SPSS Statistics 20
Tray dryer	France Etuves	XUE343