Estrazione assistita da microonde di composti fenolici e antiossidanti per applicazioni cosmetiche utilizzando la tecnologia a base di polioli

Riepilogo

Questo protocollo descrive in dettaglio l'utilizzo di un metodo di estrazione a microonde a base di polioli per l'estrazione di composti fenolici e antiossidanti naturali, che rappresenta un approccio pratico ed ecosostenibile allo sviluppo di estratti pronti all'uso.

Abstract

L'utilizzo di polioli come solventi verdi per l'estrazione di composti bioattivi da materiali vegetali ha attirato l'attenzione grazie alla loro sicurezza e al loro comportamento inerte con sostanze chimiche bioattive vegetali. Questo studio esplora l'estrazione sostenibile di composti fenolici e antiossidanti naturali dal silverskin del caffè utilizzando il metodo dell'estrazione assistita da microonde (MAE) con solventi a base di polioli: glicerina, glicole propilenico (PG), glicole butilenico (BG), metilpropandiolo (MPD), isopentildiolo (IPD), glicole pentilenico, 1,2-esandiolo e glicole esilenico (HG). È stata condotta un'analisi comparativa sulle estrazioni convenzionali e non convenzionali con solventi, concentrandosi sul loro impatto sui composti bioattivi del MAE, comprendendo parametri come il contenuto fenolico totale (TPC), il contenuto totale di flavonoidi (TFC) e le attività antiossidanti come il saggio di eliminazione dei radicali 1,1-difenil-2-pirilidrazil (DPPH), il saggio di eliminazione dei radicali 2,2'-azino-bis(-3-etilbenzotiazolina-6-acido solfonico) (ABTS) e il saggio del potere antiossidante riducente ferrico (FRAP). I valori più elevati sono stati osservati per TPC con estrazione acquosa-1,2-esandiolo (campione da 52,0 ± 3,0 mg GAE/g), TFC con estrazione acquosa-1,2-esandiolo (campione da 20,0 ± 1,7 mg QE/g), DPPH con estrazione acquosa da HG (campione da 13,6 ± 0,3 mg TE/g), ABTS con estrazione acquosa di glicole pentilenico (campione da 8,2 ± 0,1 mg TE/g) e FRAP con estrazione acquosa da HG (campione da 21,1 ± 1,3 mg Fe (II) E/g). Questa ricerca mira a far progredire la tecnologia di estrazione ecologica attraverso componenti vegetali naturali, promuovendo la sostenibilità riducendo al minimo l'uso di sostanze chimiche pericolose e riducendo il consumo di tempo ed energia, con potenziali applicazioni nei cosmetici.

Introduzione

Al giorno d'oggi, c'è una tendenza globale verso la consapevolezza ambientale nell'industria della bellezza, che porta i produttori a concentrarsi sulla tecnologia verde per l'estrazione di componenti vegetali utilizzando alternative sostenibili¹. In genere, i solventi tradizionali come l'etanolo, il metanolo e l'esano vengono utilizzati per estrarre componenti fenolici vegetali e antiossidanti naturali². Tuttavia, la presenza di residui di solventi all'interno degli estratti vegetali rappresenta un potenziale rischio per la salute umana, inducendo irritazione della pelle e degli occhi³, in particolare per quanto riguarda la loro applicazione prevista nei cosmetici. Di conseguenza, è difficile eliminare tali residui di solvente dagli estratti, un processo che richiede un notevole investimento in tempo, energia e risorse umane⁴. Recentemente, l'acqua surriscaldata, i liquidi ionici, i solventi eutettici profondi e i solventi bioderivati sono emersi come approcci promettenti per l'estrazione con solventi ecologici⁵. Tuttavia, il loro utilizzo è ancora limitato dalla separazione dei prodotti nei processi a base acquosa. Per affrontare queste sfide, lo sviluppo di estratti pronti all'uso emerge come una soluzione praticabile⁶.

I polioli sono spesso utilizzati nelle formulazioni cosmetiche come umettanti a causa della loro buona polarità e capacità di trattenere l'umidità dall'ambiente⁷. Inoltre, polioli come glicerina, glicole propilenico, glicole butilenico, metilpropandiolo, isopentildiolo, glicole pentilenico, 1,2-esandiolo e glicole esilenico possono essere utilizzati per le estrazioni vegetali. Sono considerati solventi non tossici, biodegradabili, ecologici, non reattivi e sicuri per l'uso nell'estrazione delle piante⁸. Inoltre, i polioli possono resistere al calore generato durante l'estrazione assistita da microonde (MAE) grazie ai loro punti di ebollizione elevati e alla polarità⁹. Questi polioli sono generalmente riconosciuti come sostanze chimiche sicure (GRAS) dalla Food and Drug Administration (FDA) degli Stati Uniti. A differenza dei solventi convenzionali come l'etanolo o il metanolo, che possono richiedere una rimozione rigorosa dall'estratto a causa dei loro effetti potenzialmente dannosi, i polioli offrono il vantaggio di ridurre al minimo l'energia, il tempo e i costi associati ai processi di rimozione dei solventi¹⁰. Ciò non solo semplifica il processo di estrazione, ma migliora anche l'efficienza e la sostenibilità complessive del metodo di estrazione. Precedenti ricerche hanno impiegato polioli come il glicole propilenico e il glicole butilenico come solventi nell'estrazione di composti bioattivi dai fiori di Camellia sinensis ¹⁰ e dalla polpa di caffè¹¹, rivelando un potenziale significativo per il loro ruolo come solventi alternativi sostenibili nel processo di estrazione delle piante. Pertanto, il continuo sviluppo e l'ottimizzazione di un sistema solvente poliolo-acqua ha il potenziale per progressi significativi nella chimica verde e nelle pratiche industriali sostenibili.

Generalmente, i composti bioattivi presenti nelle piante sono sintetizzati come metaboliti secondari. Questi composti possono essere classificati in tre gruppi principali: terpeni e terpenoidi, alcaloidi e composti fenolici¹². Vari metodi di estrazione vengono utilizzati in diverse condizioni per isolare specifici composti bioattivi dalle piante. I composti bioattivi da materiali vegetali possono essere estratti utilizzando tecniche convenzionali o non convenzionali. I metodi tradizionali includono la macerazione, l'estrazione a riflusso e l'idrodistillazione, mentre i metodi non convenzionali consistono nell'estrazione assistita da ultrasuoni, nell'estrazione assistita da enzimi, nell'estrazione assistita da microonde (MAE), nell'estrazione pulsata assistita da campo elettrico, nell'estrazione di fluidi supercritici e nell'estrazione di liquidi pressurizzati¹³. Questi metodi non convenzionali sono progettati per migliorare la sicurezza utilizzando solventi e ausiliari più sicuri, migliorando l'efficienza energetica, prevenendo la degradazione dei componenti bioattivi e riducendo l'inquinamento ambientale¹⁴.

Inoltre, il MAE è tra le sofisticate tecnologie verdi per l'estrazione di composti bioattivi dalle piante. Le procedure di estrazione convenzionali richiedono una notevole quantità di tempo, energia e temperature elevate, che nel tempo potrebbero degradare i composti bioattivi sensibili al calore¹³. A differenza delle estrazioni termiche convenzionali, il MAE facilita l'estrazione di composti bioattivi generando un riscaldamento localizzato all'interno del campione, interrompendo le strutture cellulari e migliorando il trasferimento di massa, aumentando così l'efficienza dell'estrazione dei composti. Il calore viene trasferito dall'interno delle cellule vegetali tramite microonde, che operano sulle molecole d'acqua all'interno dei componenti della pianta¹³. Inoltre, MAE ha fatto progressi per migliorare l'estrazione e la separazione dei composti attivi, aumentando la resa del prodotto, migliorando l'efficienza dell'estrazione, richiedendo meno sostanze chimiche e risparmiando tempo ed energia prevenendo la distruzione dei composti bioattivi¹⁵.

Questa ricerca si concentra sull'estrazione di composti fenolici vegetali e antiossidanti naturali attraverso l'estrazione assistita da microonde (MAE) utilizzando diversi tipi di polioli come solventi. Vengono determinati il contenuto fenolico totale (TPC), il contenuto totale di flavonoidi (TFC) e le attività antiossidanti (DPPH, ABTS e FRAP) degli estratti di MAE a base di polioli. Inoltre, il MAE a base di polioli viene confrontato con il MAE utilizzando solventi convenzionali come acqua ed etanolo. Si prevede che questa ricerca contribuirà allo sviluppo di una tecnologia di estrazione sostenibile dal punto di vista ambientale per i componenti naturali, promuovendo la sostenibilità riducendo la dipendenza da sostanze chimiche pericolose, accorciando i tempi di lavorazione e riducendo al minimo il consumo di energia nella produzione di materie prime per potenziali applicazioni nell'industria cosmetica.

Protocollo

I dettagli dei reagenti e delle attrezzature utilizzate in questo studio sono elencati nella tabella dei materiali.

1. Preparazione sperimentale

1. Preparazione del campione di piante
   1. Raccogliere il caffè fresco silverskin (Coffea arabica) e asciugarlo a 60 °C in un essiccatoio a vaschette per 72 h¹¹.
   2. Macinare il caffè essiccato silverskin (CS) in una polvere fine utilizzando un macinino e conservarlo a temperatura ambiente per ulteriori analisi¹¹.
      NOTA: In questo studio, il CS fresco (C. arabica) è stato raccolto da Baan Doi Chang, distretto di Mae Suai, Chiang Rai, Thailandia. Il CS è un sottoprodotto ottenuto durante il processo di decorticazione che rimuove lo strato di pergamena dai chicchi di caffè essiccati dopo che le ciliegie sono state lavorate per rimuovere gli strati esterni di frutta¹⁶.
2. Prodotti chimici
   1. Utilizzare reagenti chimici di qualità analitica, ad eccezione dei solventi nell'esperimento.
      NOTA: Nell'esperimento sono stati utilizzati solventi di grado cosmetico.
   2. Utilizzare i solventi (acqua, etanolo, glicerina, glicole propilenico, glicole butilenico, glicole esilenico, isopentildiolo, 1-2 esandiolo, glicole pentilenico e metilpropandiolo) per l'estrazione di CS con MAE.

2. Processo di estrazione

1. Preparazione del campione e del solvente
   1. Preparare il campione e i solventi per la procedura MAE secondo un protocollo⁹ precedentemente riportato con alcune modifiche.
   2. Preparare ciascun solvente al 60% di concentrazione diluendo 60 ml di ciascun solvente con acqua distillata e regolando il volume a 100 ml per estrazioni in triplice copia.
      NOTA: Utilizzare acqua distillata al 100% per l'estrazione dell'acqua.
   3. Pesare 0,67 g di CS e miscelare con 20 mL di ciascun solvente di estrazione in un rapporto 1:30 in un contenitore di reazione (Figura 1A) per MAE.
      NOTA: La quantità massima solido-liquido per ciascun recipiente è di 2 g di campione e 20 ml di solvente.
   4. Aggiungere una barra di agitazione magnetica a ciascun recipiente per garantire una distribuzione uniforme del calore e del solvente all'interno del campione, migliorando l'efficienza del processo di estrazione e promuovendo una migliore resa di estrazione.
      NOTA: Se al processo di estrazione vengono applicati solventi non polari, è possibile utilizzare barre di agitazione in teflon al posto delle barre di agitazione magnetiche per fornire un riscaldamento efficace attraverso il sistema a microonde.
   5. Chiudere saldamente ogni recipiente con un attrezzo speciale (Figura 2) e posizionare tutti i recipienti nella camera MAE (Figura 1B).
2. Impostazione dello strumento e della procedura di estrazione assistita da microonde
   1. Eseguire la procedura di estrazione secondo il protocollo di riferimento con alcune modifiche⁹.
   2. Aprire lo schermo del monitor per impostare il metodo facendo clic sull'icona della cassetta degli attrezzi nella barra in alto e selezionando il rotore SK eT nella sezione accessori (Figura 3A, B).
   3. Selezionare la velocità di agitazione delle barre di agitazione facendo clic sulla sezione dell'agitatore e digitando 20% (Figura 4A).
      NOTA: La velocità di agitazione può essere selezionata da 0% a 100%.
   4. Fare clic sul settore della serratura della porta e impostarlo in modo che si attivi a temperature superiori a 80 °C (Figura 4B).
      NOTA: Questa impostazione garantisce la chiusura automatica della porta della camera quando la temperatura interna supera gli 80 °C.
   5. Fare clic sull'icona della tabella nella barra superiore (Figura 5A) e impostare il gradiente di temperatura (T1) su una durata di estrazione di 10 minuti, la potenza delle microonde su 1800 W e la temperatura su 120 °C.
   6. Attivare l'agitatore facendo clic sul pulsante dell'agitatore fino a quando non appare la luce verde.
   7. Impostare la velocità della ventola del ventilatore al livello 3 (massimo) (Figura 5B).
   8. Per mantenere il tempo di estrazione, selezionare la temperatura di estrazione desiderata (T2) impostando la durata di estrazione su 15 min, la potenza del microonde su 1800 W e la temperatura su 120 °C.
   9. Impostare la velocità dell'agitatore e della ventola come indicato nelle sezioni 2.2.6 e 2.2.7 (Figura 5A, B).
      NOTA: La temperatura massima e la potenza del microonde sono 260 °C e 1800 W.
   10. Impostare il tempo di raffreddamento facendo clic sul pulsante di raffreddamento nell'angolo in basso a sinistra dello schermo e selezionando la durata di 10 minuti (Figura 6).
   11. Salva il metodo facendo clic sull'icona di salvataggio nell'angolo in alto a destra dello schermo (Figura 7A).
   12. Assicurarsi che dopo aver salvato le condizioni del metodo, il grafico delle condizioni di estrazione venga visualizzato sullo schermo con il pulsante di riproduzione nell'angolo in basso a destra (Figura 7B).
   13. Avviare il processo di estrazione scegliendo il numero di recipienti utilizzati (Figura 7C).
       NOTA: È possibile utilizzare fino a 15 recipienti in un'estrazione e, se viene utilizzato il numero desiderato di recipienti, assicurarsi che i recipienti siano posizionati in modo equilibrato nella camera.
   14. Dopo l'estrazione, centrifugare gli estratti a 4 °C, 9072 x g, per 15 minuti, utilizzando una centrifuga refrigerata.
   15. Raccogliere il surnatante con una pipetta di vetro da 10 ml (Figura 8) e conservarlo a -20 °C nel congelatore per ulteriori studi.
       NOTA: A seconda della dimensione delle particelle e della densità del residuo vegetale, gli estratti richiederanno tempi di centrifugazione più lunghi (20-30 min).

3. Determinazione dei composti fenolici

1. Determinazione del contenuto fenolico totale
   1. Determinare il contenuto fenolico totale degli estratti di CS facendo riferimento al protocollo con alcune modifiche¹⁷.
   2. Preparare una diluizione di 10 volte dei campioni diluendo con acqua distillata.
   3. Miscelare 10 μl del campione diluito con 20 μl di reagente di Folin-Ciocalteu non diluito e lasciarli reagire per 3 minuti.
   4. Quindi, aggiungere 100 μl di soluzione di Na₂CO₃ al 7,5% alla miscela in ciascun pozzetto di una piastra a 96 pozzetti.
   5. Preparare concentrazioni diverse per l'intervallo di concentrazione standard dell'acido gallico (vedere la Tabella 1 e la Tabella 2) diluendo con acqua distillata.
   6. Mescolarli con 20 μl di reagente di Folin-Ciocalteu e lasciarli reagire per 3 minuti.
   7. Quindi, aggiungere 100 μl di soluzione di Na₂CO₃ al 7,5% alla miscela in ciascun pozzetto di una piastra a 96 pozzetti.
   8. Incubare la reazione per 30 minuti al buio a temperatura ambiente.
   9. Misurare l'assorbanza della soluzione di reazione a 765 nm utilizzando un lettore di micropiastre (Figura 9A).
   10. Tracciare la curva di calibrazione standard utilizzando le concentrazioni dello standard e l'assorbanza a 765 nm (Figura 10A).
   11. Esprimere i risultati in mg di acido gallico equivalente (GAE) per g di campione e calcolare utilizzando la seguente equazione¹⁸:
       NOTA: mg di acido gallico equivalente (GAE) per g di campione = [((A₇₆₅ - c) / m)) in μg di acido gallico equivalente × Volume totale nel pozzetto di reazione (mL) x Diluizione × peso del campione secco (1 g) x Volume risultante dell'estratto (mL)] / [(Volume del campione aggiunto in ciascun pozzetto (mL) x Peso effettivo del campione secco (g) × fattore di conversione da μg a mg (1000)]
       dove, c = intercetta y, m = pendenza
2. Determinazione del contenuto totale di flavonoidi
   1. Determinare il contenuto totale di flavonoidi dell'estratto di CS secondo il protocollo con alcune modifiche¹⁷.
   2. Preparare una diluizione di 5 volte dei campioni diluendo con acqua distillata.
   3. Aggiungere 50 μl del campione diluito a 15 μl di NaNO₂ al 5% e incubare al buio per 5 minuti.
   4. Miscelare 15 μL di soluzione di AlCl₃ al 10% con la reazione e mantenerla a temperatura ambiente per 6 minuti.
   5. Quindi, aggiungere 100 μl di soluzione di NaOH 1 M alla reazione e incubare per altri 10 minuti.
   6. Misurare l'assorbanza della miscela a 510 nm (Figura 9B).
   7. Preparare diverse concentrazioni di quercetina nell'intervallo standard (vedere la Tabella 3 e 4) aggiungendole a 15 μL di NaNO₂ al 5% e incubando al buio per 5 minuti.
   8. Mescolare 15 μL di soluzione di AlCl₃ al 10% con la reazione e mantenere a temperatura ambiente per 6 minuti.
   9. Aggiungere 100 μl di soluzione di NaOH 1 M alla reazione e incubare ulteriormente per 10 minuti.
   10. Determinare l'assorbanza dello standard a 510 nm (Figura 9B).
   11. Tracciare la curva di calibrazione standard utilizzando le concentrazioni dello standard e l'assorbanza a 510 nm (Figura 10B).
   12. Esprimere i risultati in mg di quercetina equivalente (QE) per g del campione, calcolati con l'equazione¹⁹ come segue:
       NOTA: mg di quercetina equivalente (QE) per g di campione = [((A₅₁₀ - c) / m)) in μg di quercetina equivalente × Volume totale nel pozzetto di reazione (mL) x Diluizione × peso del campione secco (1 g) x Volume risultante dell'estratto (mL)] / [(Volume del campione aggiunto in ciascun pozzetto (mL) x Peso effettivo del campione secco (g) × fattore di conversione da μg a mg (1000)]
       dove, c = intercetta y, m = pendenza

4. Determinazione delle attività antiossidanti

1. Saggio di scavenging dei radicali 1,1-difenil-2-picryl-idrazil (DPPH)
   1. Determinare l'attività di eliminazione dei radicali DPPH dell'estratto di CS secondo il protocollo con alcune modifiche¹⁷.
   2. Preparare una diluizione di 10 volte dei campioni diluendoli con acqua distillata.
   3. Miscelare 20 μl dei campioni diluiti con 135 μl di soluzione DPPH 0,1 mM.
   4. Preparare diverse concentrazioni dell'intervallo di concentrazione standard di Trolox (vedere le Tabelle 5 e 6) mescolando con 135 μL di soluzione 0,1 mM di DPPH.
   5. Incubare la miscela al buio a temperatura ambiente per 30 minuti.
   6. Misurare l'assorbanza della risultante a 517 nm (Figura 9C).
   7. Tracciare la curva di calibrazione standard utilizzando le concentrazioni dello standard e la % di inibizione (Figura 10C).
   8. Calcolare la % di inibizione del test DPPH come segue:
      % Inibizione = [(assorbanza del controllo − assorbanza del campione)/ assorbanza del controllo] × 100
   9. Esprimere i risultati in mg della capacità antiossidante equivalente di Trolox per g di campione, calcolata con la seguente equazione²⁰:
      NOTA: mg di Trolox equivalente (TE) per g di campione = [((% inibizione-c) / m) in μg Trolox equivalente × Volume totale nel pozzetto di reazione (mL) x Diluizione × peso del campione secco (1 g) x Volume risultante dell'estratto (mL)] / [(Volume del campione aggiunto in ciascun pozzetto (mL) x Peso effettivo del campione secco (g) × fattore di conversione da μg a mg (1000)]
      dove, c = intercetta y, m = pendenza
2. Saggio di eliminazione dei radicali dell'acido 2,2′-Azino-Bis-3-Etilbenztiazolina-6-Solfonico (ABTS)
   1. Determinare l'attività di scavenging dei radicali ABTS dell'estratto di CS utilizzando il protocollo dal riferimento con alcune modifiche¹⁷.
   2. Preparare la soluzione madre ABTS·+ mescolando 7 mM di ABTS e 2,45 mM di persolfato di potassio (1:2) e incubare al buio a temperatura ambiente per 16 ore.
   3. Preparare la soluzione di lavoro mescolando 5 mL di soluzione madre ABTS·+ con 100 mL di acqua deionizzata.
   4. Miscelare 160 μl di soluzione di lavoro ABTS·+ con 10 μl del campione diluito 10 volte o dello standard Trolox a diverse concentrazioni (vedere Tabella 7 e Tabella 8).
   5. Incubare la reazione al buio a temperatura ambiente per 30 minuti.
   6. Determinare l'assorbanza della miscela a 734 nm (Figura 9D).
   7. Tracciare la curva di calibrazione standard utilizzando le concentrazioni dello standard e la % di inibizione (Figura 10D).
   8. Calcolare la % di inibizione del test ABTS utilizzando la seguente formula:
      % Inibizione = [(assorbanza del controllo - assorbanza del campione) / assorbanza del controllo] × 100.
      1. Esprimere i risultati in mg della capacità antiossidante equivalente di Trolox per g di campione, calcolata utilizzando la seguente equazione²¹:
         NOTA: mg di equivalente trolox (TE) per g di campione = [((% inibizione - c) / m)) in μg Trolox equivalente × Volume totale nel pozzetto di reazione (mL) x Diluizione × peso del campione secco (1 g) x Volume risultante dell'estratto (mL)] / [(Volume del campione aggiunto in ciascun pozzetto (mL) x Peso effettivo del campione secco (g) × fattore di conversione da μg a mg (1000)]
         dove, c = intercetta y, m = pendenza
3. Dosaggio del potere antiossidante riducente ferrico (FRAP)
   1. Determinare l'attività antiossidante ferrico-riducente dell'estratto di CS secondo il protocollo con alcune modifiche¹⁷.
   2. Preparare il reagente FRAP utilizzando un tampone acetato 30 mM a pH 3,6, che è una miscela di 10 mM di soluzione TPTZ in 40 mM di HCl e 20 mM di FeCl_{3,6H 2}O in un rapporto di 10:1:1.
   3. Mettere il reagente FRAP in un flacone ambrato fino al momento del bisogno.
      NOTA: Assicurarsi che il reagente FRAP sia marrone. Se contaminato da ioni metallici o altri composti reattivi, il reagente diventerà viola e dovrà essere scartato. Utilizzare solo reagenti preparati al momento.
   4. Preparare una diluizione di 5 volte dei campioni diluendoli con acqua distillata.
   5. Aggiungere 10 μl del campione diluito o 20 μl di FeSO_{4.7H 2}O a diverse concentrazioni standard (Tabella 9 e Tabella 10) a 180 μl della soluzione FRAP.
   6. Incubare la reazione a temperatura ambiente per 4 min.
   7. Valutare l'assorbanza della miscela a 593 nm (Figura 9E).
   8. Tracciare la curva di calibrazione standard utilizzando le concentrazioni dello standard e l'assorbanza a 593 nm (Figura 10E).
   9. Esprimere i risultati in mg di FeSO₄ per g di campione, calcolati utilizzando la seguente equazione²¹:
      NOTA: mg di FeSO₄ equivalente [Fe (II) E) per g di campione = [((A₅₉₃ - c) / m)) in μg FeSO₄ equivalente × Volume totale nel pozzetto di reazione (mL) x Diluizione × peso del campione secco (1 g) x Volume risultante dell'estratto (mL)] / [(Volume del campione aggiunto in ciascun pozzetto (mL) x Peso effettivo del campione secco (g) × fattore di conversione da μg a mg (1000)]
      dove, c = intercetta y, m = pendenza
4. Eseguire tutti i saggi (TPC, TFC, DPPH, ABTS e FRAP) di ciascun campione in triplice copia. In questo studio, l'acqua è stata utilizzata come bianco per la maggior parte dei saggi, ad eccezione del DPPH, dove l'etanolo è servito come bianco per affrontare l'assorbanza di fondo.

5. Analisi statistica

1. Utilizzare il software SPSS per effettuare un'analisi statistica dei dati sperimentali.
2. Condurre il test di normalità utilizzando il test di Shapiro-Wilk.
3. Confronta le sostanze bioattive e le attività antiossidanti dell'estratto di MAE CS a base di polioli e degli estratti di MAE CS a base di solventi convenzionali utilizzando l'ANOVA unidirezionale con i test a gamma multipla di Duncan.
4. Esprimi tutti i dati come media ± SD (n = 3) e definisci il livello di significatività a p < 0,05.

Risultati

Effetto dei solventi polioli e dei solventi convenzionali sul contenuto fenolico totale, sul contenuto totale di flavonoidi, sui dosaggi antiossidanti DPPH, FRAP e ABTS
La polarità del solvente deve essere compatibile con quella delle molecole attive mirate per migliorare l'efficienza di estrazione delle sostanze bioattive dalle piante²². Gli esperimenti sono stati condotti utilizzando vari solventi (acqua, etanolo, glicerina, glicole propilenico, glicole butilenico, metilprop...

Discussione

Vari fattori giocano un ruolo cruciale nell'implementazione di successo del MAE, come il contenuto fitochimico dei componenti della pianta, la durata dell'estrazione, la temperatura, la potenza delle microonde, il rapporto solido-liquido e la concentrazione del solvente¹³. Le piante mostrano tipicamente profili variabili di sostanze fitochimiche; Pertanto, la selezione di piante naturali ricche di antiossidanti e composti fenolici è essenziale²³. Inoltre, i diversi costitu...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
1,2-Hexanediol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
2,2 -Azino-bis 3 ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid diammonium salt (ABTS)	Sigma	A1888
2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH)	Sigma	D9132
2,4,6-Tri(2-pyridyl)-s-triazine (TPTZ)	Sigma	93285
2-Digital balance	Ohaus		Pioneer
4-Digital balance	Denver	SI-234
6-hydroxy-2,5,7,8 tetramethylchroman -2-carboxylic acid (Trolox)	Sigma	238813
96-well plate	SPL Life Science
Absolute ethanol	RCI Labscan	64175
Acetic acid	RCI Labscan	64197
Aluminum chloride	Loba Chemie	898
Automatic pipette	Labnet		Biopett
Butylene glycol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Ethos X advanced microwave extraction	Milestone Srl, Sorisole, Italy
Ferrous sulfate	Ajex Finechem	3850
Folin-Ciocalteu's reagent	Loba Chemie	3870
Freezer SF	Sanyo	C697(GYN)
Gallic acid	Sigma	398225
Grinder	Ou Hardware Products Co.,Ltd
Hexylene glycol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Hydrochloric acid (37%)	RCI Labscan	AR1107
Iron (III) chloride	Loba Chemie	3820
Isopentyldiol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Methanol	RCI Labscan	67561
Methylpropanediol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Pentylene glycol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Potassium persulfate	Loba Chemie	5420
Propylene glycol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Quercetin	Sigma	Q4951
Refrigerated centrifuge	Hettich
Sodium acetate	Loba Chemie	5758
Sodium carbonate	Loba Chemie	5810
Sodium hydroxide	RCI Labscan	AR1325
Sodium nitrite	Loba Chemie	5954
SPECTROstar Nano microplate reader	BMG- LABTECH
SPSS software	IBM SPSS Statistics 20
Tray dryer	France Etuves	XUE343