Extraction assistée par micro-ondes de composés phénoliques et d’antioxydants pour des applications cosmétiques à l’aide de la technologie à base de polyols

Résumé

Ce protocole détaille l’utilisation d’une méthode d’extraction assistée par micro-ondes à base de polyols pour extraire les composés phénoliques et les antioxydants naturels, représentant une approche pratique et écologiquement durable pour le développement d’extraits prêts à l’emploi.

Résumé

L’utilisation de polyols comme solvants verts pour l’extraction de composés bioactifs à partir de matières végétales a attiré l’attention en raison de leur sécurité et de leur comportement inerte avec les produits chimiques bioactifs végétaux. Cette étude explore l’extraction durable de composés phénoliques et d’antioxydants naturels à partir de la peau d’argent du café à l’aide de la méthode d’extraction assistée par micro-ondes (MAE) avec des solvants à base de polyols : glycérine, propylène glycol (PG), butylène glycol (BG), méthylpropanediol (MPD), isopentyldiol (IPD), pentylène glycol, 1,2-hexanediol et hexylène glycol (HG). Une analyse comparative a été effectuée sur les extractions par solvant conventionnelles et non conventionnelles, en mettant l’accent sur leur impact sur les composés bioactifs de l’EAM, englobant des paramètres tels que la teneur phénolique totale (TPC), la teneur totale en flavonoïdes (TFC) et les activités antioxydantes telles que le test de piégeage radical 1,1-diphényl-2-picrylhydrazyle (DPPH), le test de piégeage radical de l’acide 2,2-azino-bis(-3-éthylbenzothiazoline-6-sulfonique) (ABTS) et le test de piégeage antioxydant réducteur ferrique (FRAP). Les valeurs les plus élevées ont été observées pour le TPC avec l’extraction aqueuse au 1,2-hexanediol (échantillon de 52,0 ± 3,0 mg de GAE/g), le TFC avec l’extraction aqueuse au 1,2-hexanediol (échantillon de 20,0 ± 1,7 mg QE/g), le DPPH avec l’extraction aqueuse au HG (échantillon de 13,6 ± 0,3 mg TE/g), l’ABTS avec l’extraction aqueuse au pentylène glycol (échantillon de 8,2 ± 0,1 mg TE/g) et le FRAP avec l’extraction aqueuse au HG (échantillon de 21,1 ± 1,3 mg Fe (II)). Cette recherche vise à faire progresser la technologie d’extraction respectueuse de l’environnement grâce à des composants végétaux naturels, en favorisant la durabilité en minimisant l’utilisation de produits chimiques dangereux tout en réduisant la consommation de temps et d’énergie, avec des applications potentielles dans les cosmétiques.

Introduction

De nos jours, il existe une tendance mondiale à la prise de conscience environnementale dans l’industrie de la beauté, ce qui conduit les fabricants à se concentrer sur les technologies vertes pour extraire les composants végétaux à l’aide d’alternatives durables¹. En règle générale, les solvants traditionnels tels que l’éthanol, le méthanol et l’hexane sont utilisés pour extraire les composants phénoliques végétaux et les antioxydants naturels². Néanmoins, la présence de résidus de solvants dans les extraits de plantes présente un risque potentiel pour la santé humaine, induisant une irritation cutanée et oculaire3^{, notamment} en ce qui concerne leur utilisation prévue en cosmétique. Par conséquent, il est difficile d’éliminer ces résidus de solvants des extraits, un processus qui nécessite un investissement considérable en temps, en énergie et en ressources humaines⁴. Récemment, l’eau surchauffée, les liquides ioniques, les solvants eutectiques profonds et les solvants biodérivés sont apparus comme des approches prometteuses pour l’extraction par solvant vert⁵. Cependant, leur utilisation est encore limitée par la séparation des produits dans les procédés aqueux. Pour répondre à ces enjeux, le développement d’extraits prêts à l’emploi apparaît comme une solution viable⁶.

Les polyols sont souvent utilisés dans les formulations cosmétiques en tant qu’humectants en raison de leur bonne polarité et de leur capacité à retenir l’humidité de l’environnement⁷. De plus, des polyols tels que la glycérine, le propylène glycol, le butylène glycol, le méthylpropanediol, l’isopentyldiol, le pentylène glycol, le 1,2-hexanediol et l’hexylène glycol peuvent être utilisés pour l’extraction de plantes. Ils sont considérés comme des solvants non toxiques, biodégradables, respectueux de l’environnement, non réactifs et sûrs pour l’extraction des plantes⁸. De plus, les polyols peuvent résister à la chaleur générée lors de l’extraction assistée par micro-ondes (MAE) en raison de leur point d’ébullition élevé et de leur polarité⁹. Ces polyols sont généralement reconnus comme des produits chimiques sûrs (GRAS) par la Food and Drug Administration (FDA) des États-Unis. Contrairement aux solvants conventionnels tels que l’éthanol ou le méthanol, qui peuvent nécessiter une élimination rigoureuse de l’extrait en raison de leurs effets potentiellement nocifs, les polyols offrent l’avantage de minimiser l’énergie, le temps et les coûts associés aux processus d’élimination des solvants¹⁰. Cela permet non seulement de rationaliser le processus d’extraction, mais aussi d’améliorer l’efficacité et la durabilité globales de la méthode d’extraction. Des recherches antérieures ont utilisé des polyols tels que le propylène glycol et le butylène glycol comme solvants dans l’extraction de composés bioactifs des fleurs de Camellia sinensis ¹⁰ et de la pulpe de café¹¹, révélant un potentiel important pour leur rôle en tant que solvants alternatifs durables dans le processus d’extraction des plantes. Ainsi, le développement et l’optimisation continus d’un système de solvants polyols-eau offrent un potentiel de progrès significatifs en chimie verte et en pratiques industrielles durables.

En général, les composés bioactifs présents dans les plantes sont synthétisés sous forme de métabolites secondaires. Ces composés peuvent être classés en trois groupes principaux : les terpènes et les terpénoïdes, les alcaloïdes et les composés phénoliques¹². Diverses méthodes d’extraction sont utilisées dans différentes conditions pour isoler des composés bioactifs spécifiques des plantes. Les composés bioactifs des matières végétales peuvent être extraits à l’aide de techniques conventionnelles ou non conventionnelles. Les méthodes traditionnelles comprennent la macération, l’extraction par reflux et l’hydrodistillation, tandis que les méthodes non conventionnelles comprennent l’extraction assistée par ultrasons, l’extraction assistée par enzymes, l’extraction assistée par micro-ondes (MAE), l’extraction assistée par champ électrique pulsé, l’extraction par fluide supercritique et l’extraction par liquide sous pression¹³. Ces méthodes non conventionnelles sont conçues pour améliorer la sécurité en utilisant des solvants et des auxiliaires plus sûrs, en améliorant l’efficacité énergétique, en empêchant la dégradation des composants bioactifs et en réduisant la pollution de l’environnement¹⁴.

De plus, le MAE fait partie des technologies vertes sophistiquées pour extraire les composés bioactifs des plantes. Les procédures d’extraction conventionnelles nécessitent beaucoup de temps, d’énergie et des températures élevées, ce qui, au fil du temps, peut dégrader les composés bioactifs sensibles à la chaleur¹³. Contrairement aux extractions thermiques conventionnelles, la MAE facilite l’extraction de composés bioactifs en générant un chauffage localisé dans l’échantillon, en perturbant les structures cellulaires et en améliorant le transfert de masse, augmentant ainsi l’efficacité de l’extraction des composés. La chaleur est transférée de l’intérieur des cellules végétales par des micro-ondes, qui agissent sur les molécules d’eau à l’intérieur des composants de la plante¹³. De plus, le MAE a progressé pour améliorer l’extraction et la séparation des composés actifs, augmenter le rendement du produit, améliorer l’efficacité de l’extraction, nécessiter moins de produits chimiques et économiser du temps et de l’énergie tout en empêchant la destruction des composés bioactifs¹⁵.

Cette recherche porte sur l’extraction de composés phénoliques végétaux et d’antioxydants naturels par extraction assistée par micro-ondes (MAE) en utilisant différents types de polyols comme solvants. La teneur totale en phénols (TPC), la teneur totale en flavonoïdes (TFC) et les activités antioxydantes (DPPH, ABTS et FRAP) des extraits MAE à base de polyols sont déterminées. De plus, l’EAM à base de polyols est comparé à l’utilisation de solvants conventionnels tels que l’eau et l’éthanol. Cette recherche devrait contribuer au développement d’une technologie d’extraction écologiquement durable pour les composants naturels, en promouvant la durabilité en réduisant la dépendance aux produits chimiques dangereux, en raccourcissant les temps de traitement et en minimisant la consommation d’énergie dans la production de matières premières pour des applications potentielles dans l’industrie cosmétique.

Protocole

Les détails des réactifs et de l’équipement utilisés dans cette étude sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Préparation expérimentale

1. Préparation d’échantillons de plantes
   1. Récupérez le café frais silverskin (Coffea arabica) et séchez-le à 60 °C dans un séchoir à plateaux pendant 72 h¹¹.
   2. Broyez le café séché en une poudre fine à l’aide d’un moulin et conservez-le à température ambiante pour une analyse plus approfondie¹¹.
      REMARQUE : Dans cette étude, des CS (C. arabica) frais ont été prélevés à Baan Doi Chang, dans le district de Mae Suai, à Chiang Rai, en Thaïlande. Le CS est un sous-produit obtenu pendant le processus de décorticage qui enlève la couche de parchemin des grains de café séchés après que les cerises ont été traitées pour enlever les couches extérieures du fruit¹⁶.
2. Produits chimiques
   1. Utilisez des réactifs chimiques de qualité analytique, à l’exception des solvants de l’expérience.
      REMARQUE : Des solvants de qualité cosmétique ont été utilisés dans l’expérience.
   2. Utilisez les solvants (eau, éthanol, glycérine, propylène glycol, butylène glycol, hexylène glycol, isopentyldiol, 1-2 hexanediol, pentylène glycol et méthylpropanediol) pour l’extraction du CS avec MAE.

2. Processus d’extraction

1. Préparation d’échantillons et de solvants
   1. Préparer l’échantillon et les solvants pour la procédure d’EDM conformément au protocole⁹ précédemment rapporté, avec quelques modifications.
   2. Préparez chaque solvant à une concentration de 60 % en diluant 60 ml de chaque solvant avec de l’eau distillée et en ajustant le volume à 100 ml pour les extractions en trois exemplaires.
      REMARQUE : Utilisez de l’eau distillée à 100% pour l’extraction de l’eau.
   3. Peser 0,67 g de CS et mélanger avec 20 mL de chaque solvant d’extraction dans un rapport de 1:30 dans un récipient de réaction (figure 1A) pour l’EAM.
      REMARQUE : La quantité maximale de solide-liquide pour chaque récipient est de 2 g d’échantillon et de 20 mL de solvant.
   4. Ajoutez une barre d’agitation magnétique à chaque récipient pour assurer une distribution uniforme de la chaleur et du solvant dans l’échantillon, améliorant ainsi l’efficacité du processus d’extraction et favorisant un meilleur rendement d’extraction.
      REMARQUE : Si des solvants non polaires sont appliqués au processus d’extraction, des barres d’agitation en téflon peuvent être utilisées à la place des barres d’agitation magnétiques pour fournir un chauffage efficace à travers le système à micro-ondes.
   5. Fermez fermement chaque récipient à l’aide d’un outil spécial (Figure 2) et placez tous les récipients dans la chambre MAE (Figure 1B).
2. Configuration de l’instrument et de la procédure d’extraction assistée par micro-ondes
   1. Effectuez la procédure d’extraction selon le protocole de référence avec quelques modifications⁹.
   2. Ouvrez l’écran du moniteur pour configurer la méthode en cliquant sur l’icône de la boîte à outils dans la barre supérieure et en sélectionnant le rotor SK eT dans la section des accessoires (Figure 3A,B).
   3. Sélectionnez la vitesse d’agitation des barres d’agitation en cliquant sur la section de l’agitateur et en tapant 20 % (Figure 4A).
      REMARQUE : La vitesse d’agitation peut être sélectionnée de 0% à 100%.
   4. Cliquez sur le secteur de la serrure de la porte et réglez-le pour qu’il s’active à des températures supérieures à 80 °C (Figure 4B).
      REMARQUE : Ce réglage assure la fermeture automatique de la porte de la chambre lorsque la température interne dépasse 80 °C.
   5. Cliquez sur l’icône du tableau dans la barre supérieure (Figure 5A) et réglez le gradient de température (T1) sur une durée d’extraction de 10 min, une puissance micro-ondes de 1800 W et une température de 120 °C.
   6. Activez l’agitateur en cliquant sur le bouton de l’agitateur jusqu’à ce que le voyant vert apparaisse.
   7. Réglez la vitesse du ventilateur du ventilateur sur le niveau 3 (maximum) (Figure 5B).
   8. Pour maintenir le temps d’extraction, sélectionnez la température d’extraction souhaitée (T2) en réglant la durée d’extraction sur 15 min, la puissance des micro-ondes sur 1800 W et la température sur 120 °C.
   9. Réglez la vitesse de l’agitateur et du ventilateur comme indiqué aux sections 2.2.6 et 2.2.7 (Figure 5A,B).
      REMARQUE : La température maximale et la puissance des micro-ondes sont de 260 °C et 1800 W.
   10. Réglez le temps de refroidissement en cliquant sur le bouton de refroidissement situé dans le coin inférieur gauche de l’écran et en sélectionnant la durée de 10 min (Figure 6).
   11. Enregistrez la méthode en cliquant sur l’icône d’enregistrement dans le coin supérieur droit de l’écran (Figure 7A).
   12. Assurez-vous qu’après avoir enregistré les conditions de la méthode, le graphique des conditions d’extraction s’affiche à l’écran avec le bouton de lecture dans le coin inférieur droit (Figure 7B).
   13. Démarrez le processus d’extraction en choisissant le nombre de récipients utilisés (Figure 7C).
       REMARQUE : Jusqu’à 15 récipients peuvent être utilisés dans une extraction, et si le nombre souhaité de récipients est utilisé, assurez-vous que le placement équilibré des récipients dans la chambre.
   14. Après l’extraction, centrifuger les extraits à 4 °C, 9072 x g, pendant 15 min, à l’aide d’une centrifugeuse réfrigérée.
   15. Prélever le surnageant à l’aide d’une pipette en verre de 10 mL (figure 8) et le conserver à -20 °C au congélateur pour une étude plus approfondie.
       REMARQUE : Selon la taille des particules et la densité du résidu végétal, les extraits nécessiteront des temps de centrifugation plus longs (20-30 min).

3. Détermination des composés phénoliques

1. Détermination de la teneur totale en phénols
   1. Déterminer la teneur phénolique totale des extraits CS en se référant au protocole avec quelques modifications¹⁷.
   2. Préparez une dilution 10 fois des échantillons en les diluant avec de l’eau distillée.
   3. Mélangez 10 μL de l’échantillon dilué avec 20 μL de réactif de Folin-Ciocalteu non dilué et laissez-les réagir pendant 3 min.
   4. Ensuite, ajoutez 100 μL de solution de Na₂CO₃ à 7,5 % au mélange dans chaque puits d’une plaque de 96 puits.
   5. Préparez différentes concentrations pour la plage de concentration standard d’acide gallique (voir le tableau 1 et le tableau 2) en diluant avec de l’eau distillée.
   6. Mélangez-les avec 20 μL de réactif de Folin-Ciocalteu et laissez-les réagir pendant 3 min.
   7. Ensuite, ajoutez 100 μL de solution de Na₂CO₃ à 7,5 % au mélange dans chaque puits d’une plaque de 96 puits.
   8. Incuber la réaction pendant 30 minutes dans l’obscurité à température ambiante.
   9. Mesurer l’absorbance de la solution réactionnelle à 765 nm à l’aide d’un lecteur de microplaques (Figure 9A).
   10. Tracer la courbe d’étalonnage de l’étalon à l’aide des concentrations de l’étalon et de l’absorbance à 765 nm (figure 10A).
   11. Exprimer les résultats en mg d’équivalent d’acide gallique (GAE) par g de l’échantillon et calculer à l’aide de l’équation¹⁸ suivante :
       REMARQUE : mg d’équivalent d’acide gallique (GAE) par g d’échantillon = [((A₇₆₅ - c) / m)) en μg d’équivalent d’acide gallique × Volume total dans le puits de réaction (mL) x Dilution × poids de l’échantillon sec (1 g) x Volume résultant de l’extrait (mL)] / [(Volume de l’échantillon ajouté dans chaque puits (mL) x Poids réel de l’échantillon sec (g) × facteur de conversion de μg à mg (1000)]
       où, c = ordonnée à l’origine, m = pente
2. Détermination de la teneur totale en flavonoïdes
   1. Déterminer la teneur totale en flavonoïdes de l’extrait de CS selon le protocole avec quelques modifications¹⁷.
   2. Préparez une dilution 5 fois plus importante des échantillons en les diluant avec de l’eau distillée.
   3. Ajouter 50 μL de l’échantillon dilué à 15 μL de NaNO₂ à 5 % et incuber dans l’obscurité pendant 5 min.
   4. Mélangez 15 μL de solution d’AlCl₃ à 10 % avec la réaction et maintenez-la à température ambiante pendant 6 min.
   5. Ensuite, ajoutez 100 μL de solution de NaOH 1 M à la réaction et incubez pendant 10 minutes supplémentaires.
   6. Mesurer l’absorbance du mélange à 510 nm (Figure 9B).
   7. Préparez différentes concentrations de quercétine dans la gamme standard (voir les tableaux 3 et 4) en les ajoutant à 15 μL de NaNO₂ à 5 % et en les laissant incuber dans l’obscurité pendant 5 min.
   8. Mélanger 15 μL de solution d’AlCl₃ à 10 % avec la réaction et conserver à température ambiante pendant 6 min.
   9. Ajouter 100 μL de solution de NaOH 1 M à la réaction et incuber davantage pendant 10 min.
   10. Déterminer l’absorbance de l’étalon à 510 nm (figure 9B).
   11. Tracer la courbe d’étalonnage de l’étalon à l’aide des concentrations de l’étalon et de l’absorbance à 510 nm (figure 10B).
   12. Exprimer les résultats en mg d’équivalent quercétine (QE) par g de l’échantillon, calculés par l’équation¹⁹ comme suit :
       REMARQUE : mg d’équivalent quercétine (QE) par g d’échantillon = [((A₅₁₀ - c) / m)) en μg d’équivalent quercétine × Volume total dans le puits de réaction (mL) x Degré de dilution × poids de l’échantillon sec (1 g) x Volume résultant de l’extrait (mL)] / [(Volume de l’échantillon ajouté dans chaque puits (mL) x Poids réel de l’échantillon sec (g) × facteur de conversion de μg à mg (1000)]
       où, c = ordonnée à l’origine, m = pente

4. Détermination des activités antioxydantes

1. Essai de piégeage radicalaire 1,1-Diphényl-2-Picryl-Hydrazil (DPPH)
   1. Déterminer l’activité de piégeage radicalaire DPPH de l’extrait de CS selon le protocole avec quelques modifications¹⁷.
   2. Préparez une dilution 10 fois des échantillons en les diluant avec de l’eau distillée.
   3. Mélanger 20 μL d’échantillons dilués avec 135 μL de solution de DPPH à 0,1 mM.
   4. Préparez différentes concentrations de la plage de concentration standard de Trolox (veuillez consulter les tableaux 5 et 6) en mélangeant avec 135 μL de solution de DPPH 0,1 mM.
   5. Incuber le mélange à l’obscurité à température ambiante pendant 30 min.
   6. Mesurer l’absorbance de la résultante à 517 nm (Figure 9C).
   7. Tracer la courbe d’étalonnage de l’étalon à l’aide des concentrations de l’étalon et du pourcentage d’inhibition (figure 10C).
   8. Calculez le % d’inhibition du dosage de la DPPH comme suit :
      % d’inhibition = [(absorbance du témoin − absorbance de l’échantillon)/absorbance du témoin] × 100
   9. Exprimer les résultats en mg de la capacité antioxydante équivalente de Trolox par g de l’échantillon, calculés à l’aide de l’équation²⁰ suivante :
      REMARQUE : mg d’équivalent Trolox (TE) par g d’échantillon = [((% d’inhibition-c) / m) en μg d’équivalent Trolox × Volume total dans le puits de réaction (mL) x Degré de dilution × poids de l’échantillon sec (1 g) x Volume résultant de l’extrait (mL)] / [(Volume de l’échantillon ajouté dans chaque puits (mL) x Poids réel de l’échantillon sec (g) × facteur de conversion de μg à mg (1000)]
      où, c = ordonnée à l’origine, m = pente
2. Essai de piégeage radical de l’acide 2,2′-Azino-Bis-3-Ethylbenzthiazoline-6-Sulfonic (ABTS)
   1. Déterminer l’activité de piégeage radical ABTS de l’extrait CS à l’aide du protocole de référence avec quelques modifications¹⁷.
   2. Préparez la solution mère ABTS·+ en mélangeant 7 mM d’ABTS et 2,45 mM de persulfate de potassium (1:2) et incubez à l’obscurité à température ambiante pendant 16 h.
   3. Préparez la solution de travail en mélangeant 5 mL de solution mère ABTS·+ avec 100 mL d’eau désionisée.
   4. Mélanger 160 μL de solution de travail ABTS·+ avec 10 μL d’échantillon 10 fois dilué ou d’étalon Trolox à différentes concentrations (voir tableau 7 et tableau 8).
   5. Incuber la réaction dans l’obscurité à température ambiante pendant 30 min.
   6. Déterminer l’absorbance du mélange à 734 nm (Figure 9D).
   7. Tracer la courbe d’étalonnage de l’étalon à l’aide des concentrations de l’étalon et du pourcentage d’inhibition (figure 10D).
   8. Calculer le pourcentage d’inhibition du test ABTS à l’aide de la formule suivante :
      % d’inhibition = [(absorbance du témoin - absorbance de l’échantillon) / absorbance du témoin] × 100.
      1. Exprimer les résultats en mg de la capacité antioxydante équivalente de Trolox par g de l’échantillon, calculés à l’aide de l’équation²¹ suivante :
         REMARQUE : mg d’équivalent Trolox (TE) par g d’échantillon = [((% d’inhibition - c) / m)) en μg d’équivalent Trolox × Volume total dans le puits de réaction (mL) x Dilution × poids de l’échantillon sec (1 g) x Volume résultant de l’extrait (mL)] / [(Volume de l’échantillon ajouté dans chaque puits (mL) x Poids réel de l’échantillon sec (g) × facteur de conversion de μg en mg (1000)]
         où, c = ordonnée à l’origine, m = pente
3. Dosage du pouvoir antioxydant réducteur ferrique (FRAP)
   1. Déterminer l’activité antioxydante ferrique-réductrice de l’extrait de CS selon le protocole avec quelques modifications¹⁷.
   2. Préparez le réactif FRAP à l’aide d’un tampon d’acétate de 30 mM à pH 3,6, qui est un mélange de 10 mM de solution TPTZ dans 40 mM de HCl et de 20 mM de FeCl_{3,6H 2}O dans un rapport de 10:1:1.
   3. Placez le réactif FRAP dans une bouteille ambrée jusqu’à ce que vous en ayez besoin.
      REMARQUE : Assurez-vous que le réactif FRAP est brun. S’il est contaminé par des ions métalliques ou d’autres composés réactifs, le réactif deviendra violet et devra être jeté. N’utilisez que des réactifs fraîchement préparés.
   4. Préparez une dilution 5 fois des échantillons en les diluant avec de l’eau distillée.
   5. Ajouter 10 μL de l’échantillon dilué ou 20 μL de FeSO_{4.7H 2}O à différentes concentrations étalons (tableau 9 et tableau 10) à 180 μL de la solution FRAP.
   6. Incuber la réaction à température ambiante pendant 4 min.
   7. Évaluer l’absorbance du mélange à 593 nm (Figure 9E).
   8. Tracer la courbe d’étalonnage de l’étalon à l’aide des concentrations de l’étalon et de l’absorbance à 593 nm (figure 10E).
   9. Exprimer les résultats en mg de FeSO₄ par g de l’échantillon, calculés à l’aide de l’équation²¹ suivante :
      REMARQUE : mg d’équivalent FeSO₄ (Fe (II) E) par g d’échantillon = [((A₅₉₃ - c) / m)) en μg d’équivalent FeSO₄ × Volume total dans le puits de réaction (mL) x × de dilution de l’échantillon sec (1 g) x Volume résultant de l’extrait (mL)] / [(Volume de l’échantillon ajouté dans chaque puits (mL) x Poids réel de l’échantillon sec (g) × facteur de conversion de μg en mg (1000)]
      où, c = ordonnée à l’origine, m = pente
4. Effectuer tous les tests (TPC, TFC, DPPH, ABTS et FRAP) de chaque échantillon en trois exemplaires. Dans cette étude, l’eau a été utilisée comme blanc pour la plupart des essais, à l’exception de la DPPH, où l’éthanol a servi de blanc pour traiter l’absorbance de fond.

5. Analyse statistique

1. Utilisez le logiciel SPSS pour effectuer une analyse statistique des données expérimentales.
2. Effectuez le test de normalité à l’aide du test de Shapiro-Wilk.
3. Comparez les substances bioactives et les activités antioxydantes de l’extrait de MAE CS à base de polyols et des extraits de MAE CS conventionnels à base de solvants à l’aide de l’ANOVA à un facteur avec les tests à plusieurs gammes de Duncan.
4. Exprimer toutes les données en moyenne ± en écart-type (n = 3) et définir le niveau de signification à p < 0,05.

Résultats

Effet des solvants polyols et des solvants conventionnels sur la teneur totale en phénols, la teneur totale en flavonoïdes, les dosages antioxydants DPPH, FRAP et ABTS
La polarité du solvant doit être compatible avec celle des molécules actives ciblées afin d’améliorer l’efficacité d’extraction des substances bioactives des plantes²². Des expériences ont été menées à l’aide de divers solvants (eau, éthanol, glycérine, propylène glycol, butylène glycol, ...

Discussion

Divers facteurs jouent un rôle crucial dans la mise en œuvre réussie de l’EDM, tels que le contenu phytochimique des composants végétaux, la durée d’extraction, la température, la puissance des micro-ondes, le rapport solide-liquide et la concentration en solvant¹³. Les plantes présentent généralement des profils variables de composés phytochimiques ; Par conséquent, la sélection de plantes naturelles riches en antioxydants et en composés phénoliques est essentielle

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
1,2-Hexanediol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
2,2 -Azino-bis 3 ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid diammonium salt (ABTS)	Sigma	A1888
2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH)	Sigma	D9132
2,4,6-Tri(2-pyridyl)-s-triazine (TPTZ)	Sigma	93285
2-Digital balance	Ohaus		Pioneer
4-Digital balance	Denver	SI-234
6-hydroxy-2,5,7,8 tetramethylchroman -2-carboxylic acid (Trolox)	Sigma	238813
96-well plate	SPL Life Science
Absolute ethanol	RCI Labscan	64175
Acetic acid	RCI Labscan	64197
Aluminum chloride	Loba Chemie	898
Automatic pipette	Labnet		Biopett
Butylene glycol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Ethos X advanced microwave extraction	Milestone Srl, Sorisole, Italy
Ferrous sulfate	Ajex Finechem	3850
Folin-Ciocalteu's reagent	Loba Chemie	3870
Freezer SF	Sanyo	C697(GYN)
Gallic acid	Sigma	398225
Grinder	Ou Hardware Products Co.,Ltd
Hexylene glycol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Hydrochloric acid (37%)	RCI Labscan	AR1107
Iron (III) chloride	Loba Chemie	3820
Isopentyldiol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Methanol	RCI Labscan	67561
Methylpropanediol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Pentylene glycol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Potassium persulfate	Loba Chemie	5420
Propylene glycol	Chanjao Longevity Co., Ltd.
Quercetin	Sigma	Q4951
Refrigerated centrifuge	Hettich
Sodium acetate	Loba Chemie	5758
Sodium carbonate	Loba Chemie	5810
Sodium hydroxide	RCI Labscan	AR1325
Sodium nitrite	Loba Chemie	5954
SPECTROstar Nano microplate reader	BMG- LABTECH
SPSS software	IBM SPSS Statistics 20
Tray dryer	France Etuves	XUE343