JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В этом протоколе подробно описывается использование метода микроволновой экстракции на основе полиола для экстракции фенольных соединений и природных антиоксидантов, представляя собой практический и экологически устойчивый подход к разработке готовых к использованию экстрактов.

Аннотация

Использование полиолов в качестве зеленых растворителей для извлечения биологически активных соединений из растительного сырья привлекло внимание из-за их безопасности и инертного поведения по отношению к растительным биологически активным химическим веществам. В этом исследовании изучается устойчивая экстракция фенольных соединений и природных антиоксидантов из серебристой кожи кофе с использованием метода микроволновой экстракции (MAE) с растворителями на основе полиола: глицерином, пропиленгликолем (PG), бутиленгликолем (BG), метилпропандиолом (MPD), изопентилдиолом (IPD), пентиленгликолем, 1,2-гександиолом и гексиленгликолем (HG). Был проведен сравнительный анализ традиционных и нетрадиционных экстракций растворителями, в котором основное внимание уделялось их влиянию на биологически активные соединения МАЭ, включая такие параметры, как общее содержание фенольных соединений (ТПК), общее содержание флавоноидов (ТФК) и антиоксидантная активность, такие как анализ поглощения радикалов 1,1-дифенил-2-пикрилгидразил (DPPH), анализ поглощения радикалов 2,2'-азино-бис(-3-этилбензотиазолин-6-сульфоновая кислота) (ABTS) и анализ антиоксидантной способности железа (FRAP). Наибольшие значения наблюдались для ТПК с экстракцией водно-1,2-гександиола (52,0 ± 3,0 мг ГАЕ/г образца), ТФК с экстракцией водного 1,2-гександиола (20,0 ± 1,7 мг QE/г образца), DPPH с водной экстракцией HG (13,6 ± 0,3 мг TE/г образца), ABTS с экстракцией водного пентиленгликоля (8,2 ± 0,1 мг TE/г образца) и FRAP с водной экстракцией HG (21,1 ± 1,3 мг Fe (II) E/г образца). Это исследование направлено на продвижение экологически чистой технологии экстракции за счет натуральных растительных компонентов, способствуя устойчивому развитию за счет минимизации использования опасных химических веществ при одновременном сокращении времени и потребления энергии, с потенциальным применением в косметике.

Введение

В настоящее время в индустрии красоты наблюдается глобальный тренд на экологическую сознательность, что заставляет производителей сосредоточиться на зеленых технологиях извлечения растительных компонентов с использованием устойчивых альтернатив1. Как правило, традиционные растворители, такие как этанол, метанол и гексан, используются для извлечения растительных фенольных компонентов и природных антиоксидантов. Тем не менее, присутствие остатков растворителей в растительных экстрактах представляет потенциальный риск для здоровья человека, вызывая раздражение кожи иглаз3, особенно в отношении их предполагаемого применения в косметике. Следовательно, удаление таких остатков растворителя из экстрактов является сложной задачей, что требует значительных затрат времени, энергии и человеческих ресурсов4. В последнее время перегретая вода, ионные жидкости, глубоководные эвтектические растворители и растворители биологического происхождения стали перспективными подходамик экстракции зелеными растворителями. Тем не менее, их использование все еще ограничено разделением продукта в процессах на водной основе. Для решения этих проблем разработка готовых к использованию экстрактов представляется жизнеспособным решением6.

Полиолы часто используются в косметических составах в качестве увлажнителей из-за их хорошей полярности и способности удерживать влагу из окружающей среды7. Кроме того, полиолы, такие как глицерин, пропиленгликоль, бутиленгликоль, метилпропандиол, изопентилдиол, пентиленгликоль, 1,2-гександиол и гексиленгликоль, могут быть использованы для экстракции растений. Они считаются нетоксичными, биоразлагаемыми, экологически чистыми, нереактивными и безопасными растворителями для использования в экстракции растений8. Кроме того, полиолы могут выдерживать тепло, выделяемое во время микроволновой экстракции (MAE) благодаря их повышенным температурам кипения иполярности9. Эти полиолы в целом признаны безопасными химическими веществами (GRAS) Управлением по санитарному надзору за качеством пищевых продуктов и медикаментов США (FDA). В отличие от обычных растворителей, таких как этанол или метанол, которые могут потребовать тщательного удаления из экстракта из-за их потенциально вредного воздействия, полиолы имеют преимущество минимизации энергии, времени и затрат, связанныхс процессами удаления растворителей. Это не только оптимизирует процесс экстракции, но и повышает общую эффективность и экологичность метода экстракции. В предыдущих исследованиях полиолы, такие как пропиленгликоль и бутиленгликоль, использовались в качестве растворителей при экстракции биологически активных соединений из цветков Camellia sinensis 10 и кофейной мякоти11, что выявило значительный потенциал их роли в качестве устойчивых альтернативных растворителей в процессе экстракции растений. Таким образом, продолжающаяся разработка и оптимизация системы полиол-водный растворитель таит в себе потенциал для значительного прогресса в области зеленой химии и устойчивых промышленных методов.

Как правило, биологически активные соединения, содержащиеся в растениях, синтезируются в виде вторичных метаболитов. Эти соединения можно разделить на три основные группы: терпены и терпеноиды, алкалоиды и фенольные соединения12. Для выделения конкретных биологически активных соединений из растений в различных условиях используются различные методы экстракции. Биологически активные соединения из растительного сырья могут быть экстрагированы как традиционными, так и нетрадиционными методами. Традиционные методы включают мацерацию, дефлегмацию и гидродистилляцию, в то время как нетрадиционные методы включают экстракцию с помощью ультразвука, экстракцию с помощью ферментов, экстракцию с помощью микроволновой печи (MAE), импульсную экстракцию с помощью электрического поля, сверхкритическую экстракцию жидкостьюи экстракцию жидкостью под давлением. Эти нетрадиционные методы предназначены для повышения безопасности за счет использования более безопасных растворителей и вспомогательных средств, повышения энергоэффективности, предотвращения деградации биологически активных компонентов и снижения загрязнения окружающейсреды.

Кроме того, MAE является одной из самых современных «зеленых» технологий для извлечения биологически активных соединений из растений. Обычные процедуры экстракции требуют значительного количества времени, энергии и высоких температур, которые со временем могут привести кразложению чувствительных к нагреванию биологически активных соединений. В отличие от обычной термической экстракции, MAE облегчает экстракцию биологически активных соединений за счет создания локального нагрева внутри образца, разрушения клеточных структур и усиления массообмена, тем самым повышая эффективность экстракции соединений. Тепло передается изнутри растительных клеток микроволнами, которые воздействуют на молекулы воды внутри растительных компонентов13. Кроме того, MAE продвинулась вперед в улучшении экстракции и разделения активных соединений, увеличении выхода продукта, повышении эффективности экстракции, требовании меньшего количества химикатов и экономии времени и энергии при предотвращении разрушения биологически активных соединений15.

Это исследование сосредоточено на экстракции растительных фенольных соединений и природных антиоксидантов с помощью микроволновой экстракции (MAE) с использованием различных типов полиолов в качестве растворителей. Определено общее содержание фенолов (TPC), общее содержание флавоноидов (TFC) и антиоксидантная активность (DPPH, ABTS и FRAP) экстрактов MAE на основе полиола. Кроме того, МАЭ на основе полиола сравнивают с МАЭ с использованием обычных растворителей, таких как вода и этанол. Ожидается, что это исследование внесет вклад в разработку экологически устойчивой технологии экстракции природных компонентов, способствуя устойчивому развитию за счет снижения зависимости от опасных химических веществ, сокращения времени обработки и минимизации потребления энергии при производстве сырья для потенциального применения в косметической промышленности.

протокол

Подробная информация о реагентах и оборудовании, использованных в этом исследовании, приведена в Таблице материалов.

1. Подготовка к эксперименту

  1. Подготовка образцов растений
    1. Соберите свежий кофе серебристой кожицы (Coffea arabica) и высушите его при температуре 60 °C в сушилке для лотков в течение 72 ч11 минут.
    2. Измельчите высушенный кофе Silverskin (CS) в мелкий порошок с помощью кофемолки и храните его при комнатной температуре для дальнейшего анализа11.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании свежий CS (C. arabica) был собран в Баан Дой Чанг, район Мае Суай, Чианграй, Таиланд. CS является побочным продуктом, получаемым в процессе шелушения, который удаляет пергаментный слой с высушенных кофейных зерен после обработки вишни для удаления внешних фруктовых слоев16.
  2. Химикалии
    1. Используйте в эксперименте химические реактивы аналитического качества, за исключением растворителей.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В эксперименте использовались растворители косметического качества.
    2. Используйте растворители (воду, этанол, глицерин, пропиленгликоль, бутиленгликоль, гексиленгликоль, изопентилдиол, 1-2 гександиол, пентиленгликоль и метилпропандиол) для экстракции CS с MAE.

2. Процесс экстракции

  1. Подготовка образцов и растворителей
    1. Подготовьте образец и растворители для процедуры MAE в соответствии с ранее описанным протоколом9 с некоторыми изменениями.
    2. Приготовьте каждый растворитель в концентрации 60%, разбавив 60 мл каждого растворителя дистиллированной водой и доведя объем до 100 мл для тройной экстракции.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте 100% дистиллированную воду для экстракции воды.
    3. Смассируйте 0,67 г CS и смешайте с 20 мл каждого экстракционного растворителя в соотношении 1:30 в реакционном контейнере (рис. 1A) для MAE.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Максимальное количество твердого тела и жидкости для каждого сосуда составляет 2 г образца и 20 мл растворителя.
    4. Добавьте магнитную мешалку к каждому сосуду, чтобы обеспечить равномерное распределение тепла и растворителя в образце, повышая эффективность процесса экстракции и способствуя лучшему выходу экстракции.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если в процессе экстракции используются неполярные растворители, тефлоновые мешалки могут использоваться вместо магнитных мешалок для обеспечения эффективного нагрева через микроволновую систему.
    5. Плотно закройте каждый сосуд с помощью специального инструмента (Рисунок 2) и поместите все сосуды в камеру MAE (Рисунок 1B).
  2. Настройка прибора и процедуры для экстракции с помощью микроволновой печи
    1. Выполните процедуру экстракции в соответствии с эталонным протоколом с некоторыми изменениями9.
    2. Откройте экран монитора, чтобы настроить метод, нажав на значок панели инструментов на верхней панели и выбрав ротор SK eT в разделе аксессуаров (рис. 3A, B).
    3. Выберите скорость перемешивания стержней мешалки, щелкнув по секции мешалки и набрав 20% (Рисунок 4A).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Скорость перемешивания можно выбрать от 0% до 100%.
    4. Нажмите на сектор дверного замка и настройте его на активацию при температуре, превышающей 80 °C (Рисунок 4B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Эта настройка обеспечивает автоматическое закрытие дверцы камеры, когда внутренняя температура превышает 80 °C.
    5. Нажмите на значок таблицы на верхней панели (рис. 5A) и установите градиент температуры (T1) на продолжительность экстракции 10 минут, мощность микроволновой печи на 1800 Вт и температуру на 120 °C.
    6. Активируйте мешалку, нажимая на кнопку мешалки до тех пор, пока не появится зеленый свет.
    7. Установите скорость вентилятора нагнетателя на уровень 3 (максимальная) (Рисунок 5B).
    8. Чтобы удерживать время экстракции, выберите желаемую температуру экстракции (T2), установив продолжительность экстракции на 15 минут, мощность микроволновой печи на 1800 Вт и температуру на 120 °C.
    9. Установите скорость мешалки и вентилятора, как указано в разделах 2.2.6 и 2.2.7 (рис. 5A, B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Максимальная температура и мощность микроволновой печи составляют 260 °C и 1800 Вт.
    10. Установите время охлаждения, нажав на кнопку охлаждения в левом нижнем углу экрана и выбрав продолжительность 10 минут (Рисунок 6).
    11. Сохраните метод, нажав на значок сохранения в правом верхнем углу экрана (рис. 7A).
    12. Убедитесь, что после сохранения условий метода график условий добычи будет отображаться на экране с кнопкой воспроизведения в правом нижнем углу (рисунок 7B).
    13. Начните процесс экстракции, выбрав количество используемых сосудов (Рисунок 7C).
      ПРИМЕЧАНИЕ: За одну экстракцию можно использовать до 15 сосудов, а при использовании желаемого количества емкостей обеспечить сбалансированное размещение сосудов в камере.
    14. После экстракции экстракты центрифугируются при температуре 4 °C, 9072 x g, в течение 15 мин с помощью охлаждаемой центрифуги.
    15. Соберите надосадочную жидкость стеклянной пипеткой объемом 10 мл (рис. 8) и храните ее при температуре -20 °C в морозильной камере для дальнейшего изучения.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от размера частиц и плотности растительных остатков, для обработки экстрактов потребуется более длительное время центрифугирования (20-30 минут).

3. Определение фенольных соединений

  1. Определение общего содержания фенольных соединений
    1. Определение общего содержания фенолов в экстрактах CS путем обращения к протоколу с некоторыми изменениями17.
    2. Готовят 10-кратное разведение образцов путем разбавления дистиллированной водой.
    3. Смешайте 10 μL разведенного образца с 20 μL неразбавленного реагента Folin-Ciocalteu и дайте им вступить в реакцию в течение 3 минут.
    4. Затем добавьте 100 мкл 7,5% раствора Na2CO3 в смесь в каждую лунку 96-луночного планшета.
    5. Для стандартного диапазона концентраций галловой кислоты готовят различные концентрации (см. таблицу 1 и таблицу 2) путем разбавления дистиллированной водой.
    6. Смешайте их с 20 μL реагента Folin-Ciocalteu и дайте им вступить в реакцию в течение 3 минут.
    7. Затем добавьте 100 мкл 7,5% раствора Na2CO3 в смесь в каждую лунку 96-луночного планшета.
    8. Инкубируйте реакцию в течение 30 минут в темноте при комнатной температуре.
    9. Измерьте поглощение реакционного раствора при длине волны 765 нм с помощью считывателя микропланшетов (рис. 9A).
    10. Постройте стандартную калибровочную кривую с использованием концентраций стандарта и поглощения на длине волны 765 нм (рис. 10A).
    11. Выразите результаты в мг эквивалента галловой кислоты (ГАЕ) на г образца и рассчитайте с помощью следующего уравнения18:
      ПРИМЕЧАНИЕ: мг эквивалента галловой кислоты (ГАЕ) на г образца = [((A765 - c) / м)) в мкг эквивалент галловой кислоты × Общий объем в реакционной лунке (мл) x Разбавление × масса сухого образца (1 г) x Результирующий объем экстракта (мл)] / [(Объем образца, добавленного в каждую лунку (мл) x Фактический вес сухого образца (г) × коэффициент пересчета из μг в мг (1000)]
      где, c = y-образный пересечение, m = наклон
  2. Определение общего содержания флавоноидов
    1. Определяют общее содержание флавоноидов в экстракте КС в соответствии с протоколом с некоторыми изменениями17.
    2. Готовят 5-кратное разведение проб путем разбавления дистиллированной водой.
    3. Добавьте 50 мкл разведенного образца к 15 мкл 5% NaNO2 и инкубируйте в темноте в течение 5 минут.
    4. Смешайте 15 μл 10% раствора AlCl3 с реакцией и выдержите при комнатной температуре 6 минут.
    5. Затем добавьте в реакцию 100 мкл 1 М раствора NaOH и инкубируйте еще 10 минут.
    6. Измерьте впитывающую способность смеси при длине волны 510 нм (рисунок 9B).
    7. Приготовьте кверцетин в различных концентрациях стандартного диапазона (см. таблицы 3 и 4), добавив их к 15 мкл 5% NaNO2 и инкубируя в темноте в течение 5 минут.
    8. Смешайте 15 μл 10% раствора AlCl3 с реакцией и выдержите при комнатной температуре 6 минут.
    9. Добавьте в реакцию 100 мкл 1 М раствора NaOH и продолжайте инкубировать в течение 10 мин.
    10. Определите поглощение стандарта на длине волны 510 нм (рис. 9B).
    11. Постройте стандартную калибровочную кривую с использованием концентраций стандарта и поглощения на длине волны 510 нм (рис. 10B).
    12. Выразите результаты в мг кверцетинового эквивалента (QE) на г образца, рассчитанного по уравнению19 , следующим образом:
      ПРИМЕЧАНИЕ: мг кверцетинового эквивалента (QE) на г образца = [((A510 - c) / м)) в μг кверцетинового эквивалента × Общий объем в реакционной лунке (мл) x Разведение × масса сухого образца (1 г) x Результирующий объем экстракта (мл)] / [(Объем образца, добавленного в каждую лунку (мл) x Фактический вес сухого образца (г) × коэффициент пересчета из μг в мг (1000)]
      где, c = y-образный пересечение, m = наклон

4. Определение антиоксидантной активности

  1. 1,1-дифенил-2-пикрил-гидразил (DPPH) анализ на удаление радикалов
    1. Определение активности поглощения радикалов DPPH экстракта CS в соответствии с протоколом с некоторыми изменениями17.
    2. Приготовьте 10-кратное разбавление образцов, разбавив их дистиллированной водой.
    3. Смешайте 20 мкл разведенных образцов со 135 мкл 0,1 мМ раствора DPPH.
    4. Готовят различные концентрации в стандартном диапазоне концентраций Тролокса (см. таблицы 5 и 6), смешивая со 135 мкл 0,1 мМ раствора DPPH.
    5. Выдержать смесь в темноте при комнатной температуре в течение 30 минут.
    6. Измерьте поглощение результирующего вещества при длине волны 517 нм (Рисунок 9C).
    7. Постройте стандартную калибровочную кривую с использованием концентраций стандартного и % ингибирования (рис. 10C).
    8. Рассчитайте % ингибирования анализа DPPH следующим образом:
      % торможения = [(поглощение контроля − поглощение образца)/ поглощение контроля] × 100
    9. Выразите результаты в мг эквивалентной антиоксидантной способности тролокса на г образца, рассчитанной по следующему уравнению20:
      ПРИМЕЧАНИЕ: мг эквивалента тролокса (TE) на г образца = [((% ингибирования-c) / м) в μг эквивалента тролокса × Общий объем в реакционной лунке (мл) x Разведение × масса сухого образца (1 г) x Результирующий объем экстракта (мл)] / [(Объем образца, добавленного в каждую лунку (мл) x Фактическая масса сухой пробы (г) × коэффициент пересчета из μг в мг (1000)]
      где, c = y-образный пересечение, m = наклон
  2. 2,2'-Азино-Бис-3-этилбензтиазолин-6-сульфоновая кислота (АБТС)
    1. Определение активности поглощения радикалов АБТС экстракта КС с использованием протокола из справочника с некоторыми изменениями17.
    2. Приготовьте стоковый раствор ABTS·+, смешав 7 мМ ABTS и 2,45 мМ персульфата калия (1:2) и инкубируйте в темноте при комнатной температуре в течение 16 ч.
    3. Приготовьте рабочий раствор, смешав 5 мл стокового раствора ABTS·+ со 100 мл деионизированной воды.
    4. Смешайте 160 мкл рабочего раствора ABTS·+ с 10 мкл 10-кратно разбавленного образца или стандарта Тролокс в различных концентрациях (см. Таблицу 7 и Таблицу 8).
    5. Инкубируйте реакцию в темноте при комнатной температуре в течение 30 минут.
    6. Определите впитывающую способность смеси при длине волны 734 нм (рисунок 9D).
    7. Постройте стандартную калибровочную кривую с использованием концентраций стандарта и % ингибирования (Рисунок 10D).
    8. Рассчитайте % ингибирования анализа ABTS по следующей формуле:
      % Торможение = [(поглощение контроля - поглощение образца) / поглощение контроля] × 100.
      1. Выразите результаты в мг эквивалентной антиоксидантной способности тролокса на г образца, рассчитанной с использованием следующего уравнения21:
        ПРИМЕЧАНИЕ: мг тролокса в эквиваленте (TE) на г образца = [((% ингибирования - c) / м)) в μг Тролокс в эквиваленте × Общий объем в реакционной лунке (мл) x Разведение × масса сухого образца (1 г) x Результирующий объем экстракта (мл)] / [(Объем образца, добавленного в каждую лунку (мл) x Фактическая масса сухой пробы (г) × коэффициент пересчета из μг в мг (1000)]
        где, c = y-образный пересечение, m = наклон
  3. Анализ, снижающий антиоксидантную способность железа (FRAP)
    1. Определение железоснижающей антиоксидантной активности экстракта КС по протоколу с некоторыми изменениями17.
    2. Реагент FRAP готовят с использованием ацетатного буфера 30 мМ при pH 3,6, который представляет собой смесь 10 мМ раствора TPTZ в 40 мМ HCl и 20 мМ раствора FeCl3,6H 2O в соотношении 10:1:1.
    3. Поместите реагент FRAP во флакон янтарного цвета до тех пор, пока это не потребуется.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что реагент FRAP коричневого цвета. При загрязнении ионами металлов или другими химически активными соединениями реагент станет фиолетовым и должен быть утилизирован. Используйте только свежеприготовленные реактивы.
    4. Приготовьте 5-кратное разбавление образцов, разбавив их дистиллированной водой.
    5. Добавьте 10 мкл разбавленного образца или 20 мкл FeSO4.7H 2O в различных стандартных концентрациях (табл. 9 и табл. 10) в 180 мкл раствора FRAP.
    6. Инкубируйте реакцию при комнатной температуре в течение 4 минут.
    7. Оцените впитывающую способность смеси при длине волны 593 нм (рисунок 9E).
    8. Постройте стандартную калибровочную кривую с использованием концентраций стандарта и поглощения на длине волны 593 нм (рис. 10E).
    9. Выразите результаты в мг FeSO4 на г образца, рассчитанного с использованием следующего уравнения21:
      ПРИМЕЧАНИЕ: мг эквивалент FeSO4 (Fe (II) E) на г образца = [((A593 - c) / м)) в г FeSO4 эквивалент × Общий объем в реакционной лунке (мл) x Разведение × масса сухого образца (1 г) x Результирующий объем экстракта (мл)] / [(Объем образца, добавленного в каждую лунку (мл) x Фактический вес сухого образца (г) × коэффициент пересчета из μг в мг (1000)]
      где, c = y-образный пересечение, m = наклон
  4. Выполняйте все анализы (TPC, TFC, DPPH, ABTS и FRAP) каждого образца в трех экземплярах. В этом исследовании вода использовалась в качестве заглушки для большинства анализов, за исключением DPPH, где этанол служил заглушкой для решения проблемы фонового поглощения.

5. Статистический анализ

  1. Используйте программное обеспечение SPSS для проведения статистического анализа экспериментальных данных.
  2. Проведите тест на нормальность с помощью теста Шапиро-Уилка.
  3. Сравните биологически активные вещества и антиоксидантную активность экстракта MAE CS на основе полиолов и экстрактов MAE CS на основе обычных растворителей с помощью одностороннего анализа ANOVA с помощью многодиапазонных тестов Duncan.
  4. Выразим все данные как среднее значение ± SD (n = 3) и определим уровень значимости на p < 0,05.

Результаты

Влияние полиольных растворителей и обычных растворителей на общее содержание фенольных соединений, общее содержание флавоноидов, анализы антиоксидантов DPPH, FRAP и ABTS
Полярность растворителя должна быть совместима с полярностью целевых активных молекул для повышения эффект?...

Обсуждение

Различные факторы играют решающую роль в успешном внедрении MAE, такие как фитохимическое содержание растительных компонентов, продолжительность экстракции, температура, микроволновая мощность, соотношение твердой и жидкой фаз и концентрация растворителя13. Растения обыч...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Это исследование было профинансировано Университетом Мае Фах Луанг. Авторы хотели бы выразить признательность Институту чая и кофе Университета Мае Фах Луанг за содействие установлению связей между исследователями и местными фермерами в отношении приобретения образцов серебристой кожи кофе.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
1,2-HexanediolChanjao Longevity Co., Ltd.
2,2 -Azino-bis 3 ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid diammonium salt (ABTS)SigmaA1888
2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH)SigmaD9132
2,4,6-Tri(2-pyridyl)-s-triazine (TPTZ)Sigma93285
2-Digital balanceOhausPioneer
4-Digital balanceDenverSI-234
6-hydroxy-2,5,7,8 tetramethylchroman -2-carboxylic acid (Trolox)Sigma238813
96-well plateSPL Life Science
Absolute ethanolRCI Labscan64175
Acetic acidRCI Labscan64197
Aluminum chlorideLoba Chemie898
Automatic pipetteLabnetBiopett
Butylene glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
Ethos X advanced microwave extractionMilestone Srl, Sorisole, Italy
Ferrous sulfateAjex Finechem3850
Folin-Ciocalteu's reagentLoba Chemie3870
Freezer SFSanyoC697(GYN)
Gallic acidSigma398225
GrinderOu Hardware Products Co.,Ltd
Hexylene glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
Hydrochloric acid (37%)RCI LabscanAR1107
Iron (III) chlorideLoba Chemie3820
IsopentyldiolChanjao Longevity Co., Ltd.
MethanolRCI Labscan67561
Methylpropanediol Chanjao Longevity Co., Ltd.
Pentylene glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
Potassium persulfateLoba Chemie5420
Propylene glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
QuercetinSigmaQ4951
Refrigerated centrifugeHettich
Sodium acetateLoba Chemie5758
Sodium carbonateLoba Chemie5810
Sodium hydroxideRCI LabscanAR1325
Sodium nitriteLoba Chemie5954
SPECTROstar Nano microplate readerBMG- LABTECH
SPSS softwareIBM SPSS Statistics 20
Tray dryerFrance EtuvesXUE343

Ссылки

  1. Wawoczny, A., Gillner, D. The most potent natural pharmaceuticals, cosmetics, and food ingredients isolated from plants with deep eutectic solvents. J Agric Food Chem. 71 (29), 10877-10900 (2023).
  2. Syukur, M., Prahasiwi, M. S., Yuliani, S., Purwaningsih, Y., Indriyanti, E. Profiling of active compounds of extract ethanol, n-hexane, ethyl acetate and fraction ethanol of star anise (Illicium verum hook. F.) and determination of total flavonoids, total phenolics and their potential as antioxidants. Sci Technol Indones. 8 (2), 219-226 (2023).
  3. Supjaroenporn, C., Khongcharoen, P., Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Studying the optimization, characterization, and antioxidant activities of phenolic extracts extracted from Rhus chinensis Mill. Leaf using microwave-assisted extraction system with glycerol as a green solvent. Curr Bioact Compd. 20 (3), 68-82 (2024).
  4. Gasser, M. S., Abdel Rahman, R. O. Sustainability of solvent extraction techniques in pollution prevention and control. Handbook of advanced approaches towards pollution prevention and control. , 33-66 (2021).
  5. Płotka-Wasylka, J., Rutkowska, M., Owczarek, K., Tobiszewski, M., Namieśnik, J. Extraction with environmentally friendly solvents. TrAC, Trends Anal Chem. 91, 12-25 (2017).
  6. Queffelec, J., Beraud, W., Torres, M. D., Domínguez, H. Advances in obtaining ready-to-use extracts with natural solvents. Sustain Chem Pharm. 38, 101478 (2024).
  7. Can Karaca, A., Erdem, I. G., Ak, M. M. Effects of polyols on gelation kinetics, gel hardness, and drying properties of alginates subjected to internal gelation. LWT. 92, 297-303 (2018).
  8. Nastasi, J. R., Daygon, V. D., Kontogiorgos, V., Fitzgerald, M. A. Qualitative analysis of polyphenols in glycerol plant extracts using untargeted metabolomics. Metabolites. 13 (4), 566 (2023).
  9. Khat-Udomkiri, N., Gatnawa, G., Boonlerd, N., Myo, H. Valorization of Camellia sinensis flowers in cosmetic and pharmaceutical applications: Optimization of microwave-assisted glycerin extraction. Waste Biomass Valori. 15, 323-335 (2023).
  10. Myo, H., Yaowiwat, N., Pongkorpsakol, P., Aonbangkhen, C., Khat-Udomkiri, N. Butylene glycol used as a sustainable solvent for extracting bioactive compounds from Camellia sinensis flowers with ultrasound-assisted extraction. ACS omega. 8 (5), 4976-4987 (2023).
  11. Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Optimization of ultrasound-assisted extraction of bioactive compounds from coffee pulp using propylene glycol as a solvent and their antioxidant activities. Ultrason Sonochem. 89, 106127 (2022).
  12. Twaij, B. M., Hasan, M. N. Bioactive secondary metabolites from plant sources: Types, synthesis, and their therapeutic uses. Int J Plant Biol. 13 (1), 4-14 (2022).
  13. Bitwell, C., Sen, I. S., Luke, C., Kakoma, M. K. A review of modern and conventional extraction techniques and their applications for extracting phytochemicals from plants. Sci Afr. 19, e01585 (2023).
  14. Chakrabortty, S., Kumar, A., Patruni, K., Singh, V., et al. . Recent advances in food biotechnology. , 353-370 (2022).
  15. Fan, L., et al. Mechanochemical assisted extraction as a green approach in preparation of bioactive components extraction from natural products - A review. Trends Food Sci Technol. 129, 98-110 (2022).
  16. Bessada, S. M., C Alves, R., Pp Oliveira, M. B. Coffee silverskin: A review on potential cosmetic applications. Cosmetics. 5 (1), 5 (2018).
  17. Myo, H., Nantarat, N., Khat-Udomkiri, N. Changes in bioactive compounds of coffee pulp through fermentation-based biotransformation using Lactobacillus plantarum TISTR 543 and its antioxidant activities. Fermentation. 7 (4), 292 (2021).
  18. Molole, G. J., Gure, A., Abdissa, N. Determination of total phenolic content and antioxidant activity of Commiphora mollis (oliv). Engl. Resin. BMC Chem. 16 (1), 48 (2022).
  19. Barku, V., Opoku-Boahen, Y., Owusu-Ansah, E., Mensah, E. Antioxidant activity and the estimation of total phenolic and flavonoid contents of the root extract of Amaranthus spinosus. Asian J Plant Sci Res. 3 (1), 69-74 (2013).
  20. Samarasiri, M., Chandrasiri, T., Wijesinghe, D., Gunawardena, S. Antioxidant capacity and total phenolic content variations against Morinda citrifolia L. fruit juice production methods. Int J Food Eng. 5, 293-299 (2019).
  21. Rumpf, J., Burger, R., Schulze, M. Statistical evaluation of DPPH, ABTS, FRAP, and Folin-Ciocalteu assays to assess the antioxidant capacity of lignins. Int J Biol Macromol. 233, 123470 (2023).
  22. Lainez-Cerón, E., Ramírez-Corona, N., Jiménez-Munguía, M. T., Palou, E., López-Malo, A. Extraction of bioactive compounds from plants by means of new environmentally friendly solvents. Research and technological advances in food science. , 301-332 (2022).
  23. Yu, M., Gouvinhas, I., Rocha, J., Barros, A. I. R. N. A. Phytochemical and antioxidant analysis of medicinal and food plants towards bioactive food and pharmaceutical resources. Sci Rep. 11 (1), 10041 (2021).
  24. Lefebvre, T., Destandau, E., Lesellier, E. Selective extraction of bioactive compounds from plants using recent extraction techniques: A review. J Chromatogr A. 1635, 461770 (2021).
  25. Nandasiri, R., Eskin, N. M., Thiyam-Höllander, U. Antioxidative polyphenols of canola meal extracted by high pressure: Impact of temperature and solvents. J Food Sci. 84 (11), 3117-3128 (2019).
  26. Jha, A. K., Sit, N. Extraction of bioactive compounds from plant materials using combination of various novel methods: A review. Trends Food Sci Technol. 119, 579-591 (2022).
  27. Czarnecki, M. A., et al. Solvent effect on the competition between weak and strong interactions in phenol solutions studied by near-infrared spectroscopy and DFT calculations. Phys Chem Chem Phys. 23 (35), 19188-19194 (2021).
  28. Lu, W., Mackie, C. J., Xu, B., Head-Gordon, M., Ahmed, M. A computational and experimental view of hydrogen bonding in glycerol water clusters. J Phys Chem A. 126 (10), 1701-1710 (2022).
  29. Fan, C., Liu, Y., Sebbah, T., Cao, X. A theoretical study on terpene-based natural deep eutectic solvent: Relationship between viscosity and hydrogen-bonding interactions. Glob Chall. 5 (3), 2000103 (2021).
  30. Liese, S., Schlaich, A., Netz, R. R. Dielectric constant of aqueous solutions of proteins and organic polymers from molecular dynamics simulations. J Chem Phys. 156 (22), 224903 (2022).
  31. Noreland, E., Gestblom, B., Sjöblom, J. Dielectric relaxation studies of 1-hexanol and 1, 2-hexanediol in heptane. J Solution Chem. 18, 303-312 (1989).
  32. Wohlfarth, C. Permittivity (dielectric constant) of liquids. CRC Handbook of Chemistry and Physics. 6, (1994).
  33. Dean, J. R. . Extraction techniques for environmental analysis. , (2022).
  34. Nour, A. H., Oluwaseun, A. R., Nour, A. H., Omer, M. S., Ahmed, N. Microwave-assisted extraction of bioactive compounds. Microwave heating. Electromagnetic fields causing thermal and non-thermal effects. , 1-31 (2021).
  35. David, F., Ochiai, N., Sandra, P. Stir bar sorptive extraction: A versatile, sensitive and robust technique for targeted and untargeted analyses. Evolution of solid-phase microextraction technology. , (2023).
  36. López-Fernández, O., et al. Determination of polyphenols using liquid chromatography-tandem mass spectrometry technique (LC-MS/MS): A review. Antioxidants. 9 (6), 479 (2020).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

210

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены