Queremos agradecer a Eric Wieschaus, que proporcionó el fundamento sobre el cual se desarrolló este protocolo. Nuestro trabajo es apoyado por un Departamento de Verna y Marrs McLean de Bioquímica y Biología Molecular de la puesta en marcha Premio, Baylor College of Medicine.

1. Ensamble Copas de recogida de embriones <ol><li> Corta el fondo de 100 ml de Tri-maíz vaso con una navaja, por lo que el borde lo más suave posible. Las copas son más fáciles de manejar si usted también recortar las tres esquinas fuera de la parte superior, aunque esto no es absolutamente necesario. </li><li> Corte un cuadrado de tela metálica (6 cm x 6 cm). En un plato caliente precalentada, en el interior de una campana de extracción de capas, la plaza de malla de alambre en la parte superior de una hoja de papel de aluminio de alta resistencia. Empuje el borde inferior de corte de la taza bien caliente sobre la malla. Espere unos segundos, y levantar la copa con la malla que ahora se atribuye. Si la hoja también se adhiere, al igual que se desprenda. </li><li> Enfriar la copa durante la noche. Retire el exceso de malla con unas tijeras, y la arena de los bordes afilados con papel de lija de grano fino. </li></ol> 2. Que Apple Placas de Agar Jugo <ol><li> En un matraz de 6L, combinar 100 g de agar Bacto BD y agua destilada 3L. Autoclave el agar durante 30 minutos en el ajuste de escape lento. </li><li> En un matraz de 2 litros con una barra de agitación, se combinan 100 g de sacarosa, jugo de manzana 1 litro, y 6 g de ácido p-hidroxibenzoico. Calentar la solución a ebullición mientras se agita en un plato caliente. No deje que hierva durante más de 2 minutos. Dejar que la mezcla de jugo de manzana que se enfríe, y luego añadir con barra de agitación con el agar. Mezclar bien. </li><li> Deje que la solución combinada a enfriar en un baño de agua a 60 ° C antes de verter en 60x15 mm placas de Petri. Por otra parte, una bomba peristáltica puede ser utilizado para dispensar el agar. Permita que las placas se enfríe a temperatura ambiente durante al menos 4 horas. Pila de contenedores Rubbermaid con una capa de toallas de papel húmedo y se almacenan a 4 ° C. </li></ol> Notas: <ul><li> En el otoño o el invierno, puede ser necesario agregar un adicional de 100 ml de agua para el agar. </li><li> La marca de placas de Petri es importante! Sólo los platos BD Falcon encajar los vasos Tri-maíz. Información específica pedido se puede encontrar en la tabla de Materiales a continuación. </li></ul> 3. Añadir moscas GFP a las Copas de recogida de embriones <ol><li> Ampliar las poblaciones de las buenas prácticas agrarias de acuerdo a las necesidades de su colección mediante la creación de botellas de moscas alrededor de dos semanas antes de la imagen. Una botella de moscas es más que suficiente para llenar una taza de recogida de embriones con un mínimo de 50 hembras y los machos 30. Para ver los mejores ponedoras, las moscas deben ser nuevos eclosed (es decir, menos de 5 días después de la eclosión). </li><li> Haga una pasta de levadura por llenar una taza pequeña con partes iguales de levadura seca activa Estrella Roja y el agua destilada, y revuelva hasta que la levadura se disuelva. La pasta debe aproximarse a la consistencia de la mantequilla de maní húmedo. Más levadura o el agua se puede agregar a alterar la consistencia. Pasta de levadura puede ser utilizado por varios días, y se deben almacenar, cubierto, a 4 ° C. </li><li> Una vez que la pasta de levadura está listo, retirar las placas de jugo de manzana de 4 ° C en almacenamiento. Pasar la manzana jugo de placas con la pasta de levadura, y permitir que se caliente a 22-25 º C, lo que impulsará la puesta de huevos. </li><li> Doble un papel de filtro circular por la mitad, y luego nuevamente a la mitad. Recorte de 8-9 cm de diámetro, y hacer los pliegues de acordeón en el cuarto de círculo. Despliegue del círculo, invertirlo, y la inserta en un vaso de colección hasta que toque la malla. Asegúrese de que el trabajo es seguro en la taza para que no se caiga y aplaste a las moscas. El papel de filtro es opcional, pero nos da un ambiente acogedor para el apareamiento, y mantiene la humedad en la copa. </li><li> Etiqueta de una taza con el nombre de archivo y fecha. Transferencia de las moscas de la botella a la copa de recolección agitando suavemente la botella invertida sobre el vaso, y cubrir inmediatamente la taza con un plato preparado de jugo de manzana. Fije la placa de la copa con una banda elástica. Set vasos laterales de malla en una zona con luz directa. Asegúrese de que ninguna sombra caiga sobre la taza, como las moscas no estaba bien en la oscuridad. </li><li> Cambiar la placa de jugo de manzana, según sea necesario. Dos horas de las colecciones, a temperatura ambiente, funciona bien para cellularization imágenes. </li></ol> 4. Preparar una cámara de montaje <ol><li> Para preparar una cámara de montaje para los embriones, cortar un trozo de cinta de doble cara 2.3 cm de largo y colocarlo en una diapositiva, alineando el eje longitudinal de la cinta y diapositivas. Corte un segundo 2-3 cm de largo trozo de cinta de doble cara y una capa en la parte superior de la otra pieza de la cinta, asegurándose de que los bordes estén alineados. </li><li> Usando una hoja de afeitar, hacer dos cortes de aproximadamente 3 mm en el centro de la cinta y perpendicular al eje longitudinal de la diapositiva. Retire la cinta entre los cortes para hacer un canal. Pipeta una gota de aceite de halocarbonos 27 en el canal. Este canal es donde los embriones se montarán. </li></ol> Notas: <ul><li> Sólo el de ½ pulgada Scotch cinta de doble cara es el espesor de la derecha para dar cabida a los embriones. </li><li> Halocarbonos 27 El petróleo es permeable al oxígeno, por lo que permite el intercambio de oxígeno, mientras que la prevención de la deshidratación del embrión. Debido a su índice de refracción, halocarbonos 27 El petróleo es también ideal para celebrare imágenes de los embriones. </li></ul> 5. Los embriones Dechorionate <ol><li> Para recoger y embriones dechorionate, vierta suficiente el 50% de cloro en la placa de agar de jugo de manzana para sumergir completamente toda la superficie. Utilizando un microscopio de disección, como el V8 Zeiss Discovery con luz transmitida, esté pendiente de los embriones a la liberación de su corion. Tan pronto como el corion se afloja y se libera a partir de unos pocos embriones (30-60 segundos), se vierte la lejía y los embriones en un colador de la célula. </li><li> Lavado de los embriones en el filtro de forma inmediata y enérgicamente con el agua destilada de una botella con atomizador. DAB colador sobre toallas de papel. Si alguna de color rosa que se ve en la toalla después de pequeños toques, y seguir lavando los embriones con el agua. </li><li> Utilice una brocha húmeda para la transferencia de embriones 10-50 a una placa de jugo de manzana limpia (sin pasta de levadura). Evacuación de la agua con el borde roto de una toalla de papel y cubrir inmediatamente los embriones con una pequeña cantidad de aceite de halocarbonos 27. </li></ol> Notas: <ul><li> No utilice lejía Clorox. En su lugar, utilice una marca como A-1 Bleach Comercial de Austin, que es &lt;6% de hipoclorito de sodio. </li><li> El exceso de blanqueo o lavado insuficiente dará lugar a embriones con puré cellularization irregular. </li></ul> 6. Etapa y el Monte embriones <ol><li> Usando el microscopio de disección con luz transmitida, siga las pautas morfológicas de Bownes 20 a la etapa de embriones en el plato. Con unas pinzas, la transferencia de 5 mitosis ciclo de 11 o 12 embriones, que corresponde a Bownes la etapa 4, el canal de la cámara de montaje. Organizar los embriones en una línea, con la cara de las partes dorsal y ventral y lateral visible hacia abajo. Los embriones son fácilmente accesibles en esta orientación en el petróleo por sí solo. No embriones se amontonan ya que privar a sus vecinos de oxígeno una vez que la hoja de la cubierta se aplica a continuación. (Deje aproximadamente la mitad de una longitud de embriones entre ellos). </li><li> Ponga un extremo de una cubierta de 25x25 mm de deslizamiento de la cinta de doble cara en un lado del canal. La caída de la hoja de cubierta que cubra el canal. Si el aire está atrapado debajo, aplique una pequeña cantidad de aceite de halocarbonos 27 en el borde de la hoja de la cubierta. La acción capilar se tire el aceite en el canal para que expulse el aire. </li></ol> Notas: <ul><li> Otro recurso excelente para los embriones de etapa es el siguiente: Campos-Ortega, JA y Hartenstein, V. (1985). El desarrollo embrionario de Drosophila melanogaster. Springer-Verlag, de Berlín. Aunque este libro ya no está publicada, las copias se utilizan regularmente disponible en Amazon.com. </li><li> Utilice siempre el aceite de halocarbonos 27 con moderación. Esto hará que el montaje sea más fácil. También evitará que accidentalmente la exudación del aceite en el objetivo del microscopio en los pasos siguientes imágenes. </li></ul> 7. Los embriones de la imagen <ol><li> ¿Cómo se procede aquí, por supuesto, ser dictado por el cambio de forma de la célula que está la imagen, y la pregunta que se dirige. Para cualquier cambio de forma, coloque la cámara de montaje a ambos un microscopio vertical o invertida, encontrar embriones al trasluz, y luego cambiar a la imagen confocal para centrarse en una región de interés. Se adhieren a las mejores prácticas de microscopía confocal, tales como los discutidos en MicroscopyU de Nikon ( <a href="http://www.microscopyu.com/articles/confocal">http://www.microscopyu.com/articles/confocal</a> ). Extremar el rigor en la exposición de los embriones vivos para que la potencia del láser poco como sea posible, para evitar que photobleaching y fototoxicidad. </li><li> Para cellularization, que la imagen en un Zeiss 710 microscopio confocal de barrido láser, usando un C-Apochromat 40x/1.2 W objetivo Corr. Este microscopio se encuentra en una habitación con temperatura controlada, con temperaturas que oscilan entre 18-20 º C. Aunque el control de la temperatura no es absolutamente necesario, es mejor para el microscopio y hace que la imagen más consistente. Regularmente la imagen en un solo plano, cerca de la mitad del embrión, a seguir las invaginaciones membrana plasmática en la sección transversal (Figura 2). Para simplemente seguir la dinámica de la invaginación, 30-60 segundos de intervalo son suficientes para time-lapse, y los embriones deben soportar imágenes de&gt; 90 minutos sin signos evidentes de falta de oxígeno. </li><li> Tras la adquisición de las imágenes, que pueden ser analizadas utilizando cualquier número de paquetes de análisis de imagen, incluyendo software gratuito de los Institutos Nacionales de Salud, llamado ImageJ ( <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij">http://rsbweb.nih.gov/ij</a> ). Los datos pueden ser presentados como películas (Movie 1), secuencias (Figura 2), o kymographs 21. </li></ol> Nota: <ul><li> La inmersión en agua C-Apochromat 40x/1.2 W Corr. objetivo es muy adecuado para la imagen cerca de la mitad de la sección de embriones debido a su gran apertura, lo que limita las aberraciones de imágenes de tejidos profundos en muestras acuosas, y ofrece una alta resolución y alta señal fluorescente. Además, este objetivotiene una distancia muy larga (220 mm). Sin embargo, otros objetivos de inmersión en agua o glicerina funcionará bien, sobre todo si el cambio de la forma celular de interés se pueden obtener imágenes cerca de la superficie del embrión. </li></ul> 8. Método alternativo: Montar con embriones &quot;embrión-cola&quot; <ol><li> A la imagen de un cambio de forma de la célula que no sea cellularization, puede ser necesario para montar los embriones en una orientación específica que no es fácil de mantener en el petróleo por sí solo. Para ello, utilice un método alternativo de montaje en el que se describe anteriormente. Comience por hacer &quot;embrión-cola&quot; mediante la combinación de 20 cm de cinta de doble cara, con 250 l de heptano en un vial de centelleo. Coloque el vial de centelleo en un nutator o plataforma giratoria, y la mezcla durante la noche. </li><li> Sumerja una punta de la pipeta amarilla en la cola del embrión, y luego traza la punta a lo largo de una diapositiva, dejando un rastro de pegamento. Mientras que el heptano se está evaporando, alinear sus etapas de embriones en la posición indicada en un bloque de agar. (Recuerde que la superficie de embriones para obtener imágenes debe estar mirando hacia el agar. Por ejemplo, para cambiar la forma de imágenes de células durante la formación del surco ventral, montaje de embriones con su lado ventral hacia el agar.) </li><li> Invertir en la diapositiva con el pegamento, y presione suavemente la pista de goma contra los embriones en el bloque de agar. Ahora invertimos la diapositiva otra vez. Los embriones serán atrapados en la orientación adecuada. Añadir dos capas de cinta de doble cara en ambos lados de los embriones, cúbralos con halocarbonos 27 de aceite, y colocar un cubreobjetos. Proceder a la imagen como se describe anteriormente. </li></ol> 9. Los resultados representativos: Si los embriones son saludables y la imagen es óptima, entonces cellularization debe tomar 50-60 minutos, y la membrana plasmática invaginaciones que la entrada de cerca de 40 micrones. Sin embargo, si los embriones son más de blanqueada, el oxígeno privados o dañados por fototoxicidad, a continuación, invaginación o se retrasará, particularmente en el área observada. Este deterioro de la salud del embrión a menudo resulta en alteraciones del desarrollo, y la falta de eclosión de larvas. Así, por una rigurosa prueba de ensayo para la salud del embrión después de la filmación, mantener las diapositivas en una cámara húmeda y mirar para incubar al día siguiente. <img src="/files/ftp_upload/2503/2503fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Flujo de trabajo de recogida de embriones a las imágenes. El flujo de trabajo del protocolo se pueden dividir en cuatro fases principales. En la primera fase, todos los materiales y componentes están preparados, y luego vuela la taza de recolección de embriones, jugo de manzana placa de agar y las buenas prácticas agrarias se unen para crear el ambiente de embriones de huevos. En la segunda fase, los huevos y los embriones que se colocan en las placas de agar de jugo de manzana se recogen. En la tercera fase, los embriones se retira de la placa, puesta en escena y trasladado a la sala de montaje. En la cuarta fase, los embriones son expuestas en un montaje de un microscopio confocal. <img src="/files/ftp_upload/2503/2503fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Datos representativos de time-lapse de cellularization. Embriones se montan con dorsal (D) y ventral (V) partes claramente visible, y se crean imágenes de cerca de su centro para seguir la membrana plasmática invaginaciones en la sección transversal. El embrión se muestra aquí expresa GFP-miosina-2 sonda de 6, que se concentra en las puntas de las invaginaciones membrana plasmática. Por lo tanto, el seguimiento el ingreso de este frente con el tiempo da la velocidad a la que la membrana plasmática se invagina. El punto en el tiempo 0:00 minutos corresponde a la aparición de cellularization. Poco después de que el punto de minutos de tiempo de 56:00, la gastrulación comienza en la parte ventral del embrión. Bar es de 40 micras. Movie 1. Película representante de time-lapse de cellularization. Esta película corresponde a la Figura 2. Para grabar todo el proceso de cellularization, imágenes comenzó en el ciclo mitótico antes de 13, la captura de regresión pseudocleavage surco, y continuó hasta los movimientos de gastrulación se ve en la cara ventral del embrión. Las imágenes se recogieron a intervalos de un minuto. Las intensidades se incrementaron después de la adquisición para que sea más fácil ver los movimientos de gastrulación. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/2503/Movie%201.mov">Haga clic aquí para película</a> <table border="1"><tbody><tr><td> Evento de desarrollo y tiempo * </td><td> Cambios en las células relacionadas con la forma </td><td> Un enlace a la enfermedad o la salud humana </td><td> Referencias recientes con imágenes en vivo </td></tr><tr><td> Pseudo-división surco formación (4, 90 minutos pf) </td><td> Citocinesis </td><td> Poliploidía y la progresión del cáncer 1 </td><td> Mavrakis et al., 2009 8 Cao et al., 2010 9 </td></tr><tr><td> Cellularization (5, 130 pf minutos) </td><td> Citocinesis </td><td> Poliploidía y la progresión del cáncer 1 </td><td> Cao et al., 2008 10 Sokac y Wieschaus, 2008 11 </td></tr><tr><td> La formación de surcos ventrales; invaginación del mesodermo (6, 180 minutos pf) </td><td> Apical constricción; transición epitelio-mesenquimal </td><td> Metástasis del cáncer 2 </td><td> Fox y Peifer, 2007 12 Martin et al., 2009 13 </td></tr><tr><td> Germband extensión (7, 195 pf minutos) </td><td> Extensión convergente </td><td> Defectos del tubo neural 3 </td><td> Bertet et al., 2004 14 Blankenship et al., 2006 15 </td></tr><tr><td> Tracheogenesis (11, 320 pf minutos) </td><td> La formación del tubo epitelial y la ramificación </td><td> Angiogénesis 4 </td><td> Caussinus et al., 2008 16 Gervais y Casanova, 2010 17 </td></tr><tr><td> Cierre dorsal (14, 620 minutos pf) </td><td> Constricción apical </td><td> Cicatrización de la herida 5 </td><td> Gorfinkiel et al., 2009 18 Solon et al., 2009 19 </td></tr></tbody></table> Ejemplos de la Tabla 1. Cambios de forma de la célula imágenes en embriones de la mosca de vida * El número de la etapa Bownes y el tiempo de post-fertilización (pf), cuando cada evento de inicio, se muestran de acuerdo con Campos-Ortega, 1985. <table border="1"><tbody><tr><td> Mosca de valores </td><td> Las etiquetas </td><td> Referencia original </td></tr><tr><td> Spider-GFP (95-1) </td><td> La membrana plasmática </td><td> Morin et al., 2001 22 </td></tr><tr><td> Resille-GFP (117-2) </td><td> La membrana plasmática </td><td> Morin et al., 2001 22 </td></tr><tr><td> GAP43-Venus </td><td> La membrana plasmática </td><td> Mavrakis et al., 2009 8 </td></tr><tr><td> Spaghetti Squash-GFP (sqh-GFP) </td><td> Miosina-2 </td><td> Royou et al., 2002 6 </td></tr><tr><td> E-cadherina-GFP (ECAD-GFP) </td><td> Célula-célula cruces </td><td> Oda et al., 2001 23 </td></tr><tr><td> GFP-Moesin </td><td> F-actina </td><td> Kiehart et al., 2000 24 </td></tr><tr><td> Utrofina-Venus (Utro-Venus) </td><td> F-actina </td><td> Sokac et al., Resultados no publicados </td></tr></tbody></table> Tabla 2. Útiles acciones para el cambio de imagen la forma celular en embriones de mosca

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J., Arias, M. a. r. t. i. n. e. z., A, . <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+control+of+global+cell+behaviour+during+dorsal+closure+in+Drosophila.">Mechanical control of global cell behaviour during dorsal closure in Drosophila.</a> Development. 136, 1889-1898 (2009).</li><li>Solon, J., Kaya-Copur, A., Colombelli, J., Brunner, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulsed+forces+timed+by+a+ratchet-like+mechanism+drive+directed+tissue+movement+during+dorsal+closure.">Pulsed forces timed by a ratchet-like mechanism drive directed tissue movement during dorsal closure.</a> Cell. 137, 1331-1342 (2009).</li><li>Bownes, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+photographic+study+of+development+in+the+living+embryo+of+Drosophila+melanogaster.">A photographic study of development in the living embryo of Drosophila melanogaster.</a> J Embryol Exp Morphol. 33, 789-801 (1975).</li><li>Sokac, A. M., Wieschaus, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zygotically+controlled+F-actin+establishes+cortical+compartments+to+stabilize+furrows+during+Drosophila+cellularization.">Zygotically controlled F-actin establishes cortical compartments to stabilize furrows during Drosophila cellularization.</a> J Cell Sci. 121, 1815-1824 (2008).</li><li>Morin, X., Daneman, R., Zavortink, M., Chia, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+protein+trap+strategy+to+detect+GFP-tagged+proteins+expressed+from+their+endogenous+loci+in+Drosophila.">A protein trap strategy to detect GFP-tagged proteins expressed from their endogenous loci in Drosophila.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 15050-15055 (2001).</li><li>Oda, H., Tsukita, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+imaging+of+cell-cell+adherens+junctions+reveals+that+Drosophila+mesoderm+invagination+begins+with+two+phases+of+apical+constriction+of+cells.">Real-time imaging of cell-cell adherens junctions reveals that Drosophila mesoderm invagination begins with two phases of apical constriction of cells.</a> J Cell Sci. 114, 493-501 (2001).</li><li>Kiehart, D. P., Galbraith, C. G., Edwards, K. A., Rickoll, W. L., Montague, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiple+forces+contribute+to+cell+sheet+morphogenesis+for+dorsal+closure+in+Drosophila.">Multiple forces contribute to cell sheet morphogenesis for dorsal closure in Drosophila.</a> J Cell Biol. 149, 471-490 (2000).</li></ol>

El protocolo se describe en este documento permitirá a la imagen en vivo, confocal de una serie de cambios en la forma de células en el embrión de la mosca en desarrollo. Las poblaciones de las buenas prácticas agrarias para la imagen puede ser preparado por un laboratorio individual (Tabla 2), pero muchas de esas poblaciones también están a disposición del público de los centros, tales como Bloomington Drosophila Stock Center en la Universidad de Indiana ( <a href="http://flystocks.bio.indiana.edu">htt...

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		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Slides</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisherbrand/Fisher Scientific</td>
<td>12-550-343</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cover slips 25x25</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Scientific (Corning #2865-25)</td>
<td>1 2-524C</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Squirt bottles (H2O)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>02-897-11</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>50 ml Falcon tubes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Scientific (BD# 352070)</td>
<td>14-432-22</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Bulbs for small pipets, 1 mL</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisherbrand/Fisher Scientific</td>
<td>03-448-21</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Scintillation vials with caps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR (Wheaton #986546)</td>
<td>66021-533</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tri-Corn Beakers, 100 mL</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Electron Microscopy Sciences</td>
<td>60970</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BD Falcon Petri dish 60x15mm </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Scientific (BD# 351007)</td>
<td>08757 100B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BD Falcon Cell strainer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Scientific (BD#352350)</td>
<td>08-771-2</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Yellow pipet tips</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ranin</td>
<td>L200</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Stainless steel mesh, 304, 12x24</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Small Parts</td>
<td>CX-0150-F-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Glass 5&frac34; inch Pasteur Pipets</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisherbrand/Fisher Scientific</td>
<td>13-678-20B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>P4 Filter paper</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisherbrand/Fisher Scientific</td>
<td>09-803-6F</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Rubber bands</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Office Max</td>
<td>A620645</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Scotch double-sided tape, &frac12; inch</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Office Max</td>
<td>A8137DM-2</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Robert Simmons Expression paint brushes E85 round #2</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Jerry&#x2019;s Artarama</td>
<td>56460</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dumont #5 Forceps High Precision Inox</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Electron Microscopy Services</td>
<td>72701-DZ</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Razor blades</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR (BD #214010)</td>
<td>55411-050</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Halocarbon Oil 27</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>H 8773</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Heptane</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Chemical/Fisher Scientific</td>
<td>H360-1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BD Bacto Agar</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR (BD# 214010)</td>
<td>90000-760</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Sucrose</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>S7903</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>p-Hydroxybenzoic acid</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>H5501</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Red Star Active Dry Yeast</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>LeSaffre</td>
<td>15700</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Paper towels, C-fold</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Kleenex</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Heavy duty aluminum foil</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Reynolds Wrap</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Bleach</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Austin&#x2019;s A-1 Commercial</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>100% Apple juice</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ocean Spray or Tree Top</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

imaging cell shape change in living drosophila embryos

El desarrollo de Drosophila melanogaster embrión sufre una serie de cambios en la forma de células que son muy susceptibles de imagen confocal en vivo. Cambios en las células de la mosca de la forma son análogos a los de organismos superiores, y conducen la morfogénesis de tejidos. Por lo tanto, en muchos casos, su estudio tiene implicaciones directas para la comprensión de enfermedades humanas (Tabla 1) 1-5. En la escala sub-celular, cambios en la forma celular son el producto de actividades que van desde la expresión de genes de transducción de señales, la polaridad celular, la remodelación del citoesqueleto y el tráfico de la membrana. Por lo tanto, el embrión de Drosophila no sólo proporciona el contexto para evaluar cambios en las células la forma como se relacionan con la morfogénesis de tejidos, sino que también ofrece un entorno totalmente fisiológica para estudiar las actividades sub-celular que las células de forma. El protocolo aquí descrito está destinado a la imagen de un cambio de células forma específica llamada cellularization. Cellularization es un proceso de crecimiento espectacular membrana plasmática, y en última instancia, convierte el embrión sincitial en el blastodermo celular. Es decir, en la interfase del ciclo mitótico 14, la membrana plasmática al mismo tiempo se invagina alrededor de cada uno de los núcleos de ~ 6000 cortical anclado para generar una hoja de primaria células epiteliales. En contra de las sugerencias anteriores, cellularization no está impulsado por la miosina-2 contractilidad 6, sino que está impulsada en gran parte por la exocitosis de la membrana interna de las tiendas 7. Por lo tanto, cellularization es un excelente sistema para estudiar el tráfico de membrana durante los cambios de forma de la célula que requieren invaginación de la membrana plasmática o de expansión, como la citocinesis o transversal de túbulos (T-túbulo) morfogénesis en el músculo. Tenga en cuenta que este protocolo se aplica fácilmente a las imágenes de otros cambios en las células forma en el embrión de la mosca, y sólo requiere de pequeñas adaptaciones como el cambio de la etapa de recolección de embriones, o el uso de &quot;pegamento embrión&quot; para montar el embrión de una orientación específica (Tabla 1) 19.8. En todos los casos, el flujo de trabajo es básicamente el mismo (Figura 1). Los métodos estándar para la clonación y la transgénesis Drosophila se utilizan para preparar acciones mosca de establo que expresan una proteína de interés, fusionado a la proteína verde fluorescente (GFP) o sus variantes, y las moscas son una fuente renovable de los embriones. Por otra parte, las proteínas fluorescentes / sondas se introducen directamente en embriones de la mosca a través de técnicas sencillas de micro-inyección de 9-10. Entonces, dependiendo del evento de desarrollo y cambio en las células de forma para obtener imágenes, los embriones y puesta en escena por la morfología de un microscopio de disección, y finalmente colocado y montado para time-lapse en un microscopio confocal.

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Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos

El desarrollo temprano de la mosca de la fruta, Drosophila melanogaster, se caracteriza por una serie de cambios en la forma de células que se presta a los enfoques de imagen. En este artículo se describen las herramientas básicas y los métodos necesarios para la imagen confocal en vivo de embriones de Drosophila, y se centrará en un cambio de forma de la célula llamado cellularization.

Celular imagen Cambiar forma de vida Drosophila Los embriones

The developing Drosophila melanogaster embryo undergoes a number of cell shape changes that are highly amenable to live confocal imaging.  Cell shape ...

imaging-cell-shape-change-in-living-drosophila-embryos

Research

JoVE Journal

Biology

Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos

14.2K vistas.  Baylor College of Medicine (BCM). El desarrollo temprano de la mosca de la fruta, Drosophila melanogaster, se caracteriza por una serie de cambios en la forma de células que se presta a los enfoques de imagen. En este artículo se describen las herramientas básicas y los métodos necesarios para la imagen confocal en vivo de embriones de Drosophila, y se centrará en un cambio de forma de la célula llamado cellularization.

Video: Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos

Preparation of Neuronal Cultures from Midgastrula Stage Drosophila Embryos

This video illustrates the procedure for making primary neuronal cultures from midgastrula stage Drosophila embryos. The methods for collecting embryos and their dechorionation using bleach are demonstrated. Using a glass pipet attached to a mouth suction tube, we illustrate the removal of all cells from single embryos. The method for dispersing cells from each embyro into a small (5 l) drop of medium on an uncoated glass coverslip is demonstrated. A view through the microscope at 1 hour after plating illustrates the preferred cell density. Most of the cells that survive when grown in defined medium are neuroblasts that divide one or more times in culture before extending neuritic processes by 12-24 hours. A view through the microscope illustrates the level of neurite outgrowth and branching expected in a healthy culture at 2 days in vitro. The cultures are grown in a simple bicarbonate based defined medium, in a 5% CO2 incubator at 22-24&deg;C. Neuritic processes continue to elaborate over the first week in culture and when they make contact with neurites from neighboring cells they often form functional synaptic connections. Neurons in these cultures express voltage-gated sodium, calcium, and potassium channels and are electrically excitable. This culture system is useful for studying molecular genetic and environmental factors that regulate neuronal differentiation, excitability, and synapse formation/function.

This video demonstrates the preparation of primary neuronal cultures from midgastrula stage Drosophila embryos. Views of live cultures show cells 1 hour after plating and differentiated neurons after 2 days of growth in a bicarbonate-based defined medium. The neurons are electrically excitable and form synaptic connections.

Preparación de cultivos neuronales a partir de embriones de Drosophila Midgastrula Etapa

This video illustrates the procedure for making primary neuronal cultures from midgastrula stage Drosophila embryos. The methods for collecting embryos ...

Investigación

Biología

Two-photon axotomy and time-lapse confocal imaging in live zebrafish embryos

Zebrafish have long been utilized to study the cellular and molecular mechanisms of development by time-lapse imaging of the living transparent embryo. Here we describe a method to mount zebrafish embryos for long-term imaging and demonstrate how to automate the capture of time-lapse images using a confocal microscope. We also describe a method to create controlled, precise damage to individual branches of peripheral sensory axons in zebrafish using the focused power of a femtosecond laser mounted on a two-photon microscope. The parameters for successful two-photon axotomy must be optimized for each microscope. We will demonstrate two-photon axotomy on both a custom built two-photon microscope and a Zeiss 510 confocal/two-photon to provide two examples.

Zebrafish trigeminal sensory neurons can be visualized in a transgenic line expressing GFP driven by a sensory neuron specific promoter 1. We have adapted this zebrafish trigeminal model to directly observe sensory axon regeneration in living zebrafish embryos. Embryos are anesthetized with tricaine and positioned within a drop of agarose as it solidifies. Immobilized embryos are sealed within an imaging chamber filled with phenylthiourea (PTU) Ringers. We have found that embryos can be continuously imaged in these chambers for 12-48 hours. A single confocal image is then captured to determine the desired site of axotomy. The region of interest is located on the two-photon microscope by imaging the sensory axons under low, non-damaging power. After zooming in on the desired site of axotomy, the power is increased and a single scan of that defined region is sufficient to sever the axon. Multiple location time-lapse imaging is then set up on a confocal microscope to directly observe axonal recovery from injury.

Here we describe a method for mounting zebrafish embryos for long-term imaging, two-photon imaging and tissue-damage techniques, and time-lapse confocal imaging.

De dos fotones axotomía y de lapso de tiempo de imagen confocal en embriones de pez cebra en vivo

Zebrafish have long been utilized to study the cellular and molecular mechanisms of development by time-lapse imaging of the living transparent embryo.  ...

The Preparation of Drosophila Embryos for Live-Imaging Using the Hanging Drop Protocol

Green fluorescent protein (GFP)-based timelapse live-imaging is a powerful technique for studying the genetic regulation of dynamic processes such as tissue morphogenesis, cell-cell adhesion, or cell death. Drosophila embryos expressing GFP are readily imaged using either stereoscopic or confocal microscopy. A goal of any live-imaging protocol is to minimize detrimental effects such as dehydration and hypoxia. Previous protocols for preparing Drosophila embryos for live-imaging analysis have involved placing dechorionated embryos in halocarbon oil and sandwiching them between a halocarbon gas-permeable membrane and a coverslip1-3. The introduction of compression through mounting embryos in this manner represents an undesirable complication for any biomechanical-based analysis of morphogenesis. Our method, which we call the hanging drop protocol, results in excellent viability of embryos during live imaging and does not require that embryos be compressed. Briefly, the hanging drop protocol involves the placement of embryos in a drop of halocarbon oil that is suspended from a coverslip, which is, in turn, fixed in position over a humid chamber. In addition to providing gas exchange and preventing dehydration, this arrangement takes advantage of the buoyancy of embryos in halocarbon oil to prevent them from drifting out of position during timelapse acquisition. This video describes in detail how to collect and prepare Drosophila embryos for live imaging using the hanging drop protocol. This protocol is suitable for imaging dechorionated embryos using stereomicroscopy or any upright compound fluorescence microscope.

The Preparation of Drosophila Embryos for Live-Imaging Using the Hanging Drop Protocol

A simple, inexpensive, and effective method of preparing Drosophila embryos for live-imaging analysis is presented. Our protocol provides humidity and gas exchange and does not compress the Drosophila embryo. This method is suitable for GFP-based live imaging of Drosophila embryos using a stereomicroscope or upright compound microscope.

La preparación de los Drosophila Los embriones para Live-Imaging utilizando el protocolo de gota

Green fluorescent protein (GFP)-based timelapse live-imaging is a powerful technique for studying the genetic regulation of dynamic processes such as ...

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

The morphogenesis of the Drosophila embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell shape changes during embryonic development. One of the challenges faced in studying this structure is that the lumen of the heart tube, as well as the membrane features that are crucial to heart tube formation, are difficult to visualize in whole mount embryos, due to the small size of the heart tube and intra-lumenal space relative to the embryo. The use of transmission electron microscopy allows for higher magnification of these structures and gives the advantage of examining the embryos in cross section, which easily reveals the size and shape of the lumen. In this video, we detail the process for reliable fixation, embedding, and sectioning of late stage Drosophila embryos in order to visualize the heart tube lumen as well as important cellular structures including cell-cell junctions and the basement membrane.

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

We describe a process for fixation, embedding, sectioning, and imaging of late stage Drosophila embryos for Trasmission Electron Microscopy of the embryonic heart tube. This technique allows for the visualization of the heart tube lumen as well as the basement membrane, which lines the lumen of the heart.

Preparación de embriones para Microscopía Electrónica de la Drosophila Tubo cardíaco embrionario

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

In-vivo Centrifugation of Drosophila Embryos

A major strategy for purifying and isolating different types of intracellular organelles is to separate them from each other based on differences in buoyant density. However, when cells are disrupted prior to centrifugation, proteins and organelles in this non-native environment often inappropriately stick to each other. Here we describe a method to separate organelles by density in intact, living Drosophila embryos. Early embryos before cellularization are harvested from population cages, and their outer egg shells are removed by treatment with 50% bleach. Embryos are then transferred to a small agar plate and inserted, posterior end first, into small vertical holes in the agar. The plates containing embedded embryos are centrifuged for 30 min at 3000g. The agar supports the embryos and keeps them in a defined orientation. Afterwards, the embryos are dug out of the agar with a blunt needle. Centrifugation separates major organelles into distinct layers, a stratification easily visible by bright-field microscopy. A number of fluorescent markers are available to confirm successful stratification in living embryos. Proteins associated with certain organelles will be enriched in a particular layer, demonstrating colocalization. Individual layers can be recovered for biochemical analysis or transplantation into donor eggs. This technique is applicable for organelle separation in other large cells, including the eggs and oocytes of diverse species.

In-vivo Centrifugation of Drosophila Embryos

We describe a method to separate organelles by density in living Drosophila embryos. Embryos are embedded in agar and centrifuged. This technique yields reproducible separation of major organelles along the anterior-posterior embryo axis. This method facilitates colocalization experiments and yields organelle fractions for biochemical analysis and transplantation experiments.

En vivo-La centrifugación de embriones de Drosophila

A major strategy for purifying and isolating different types of intracellular organelles is to separate them from each other based on differences in ...

Upright Imaging of Drosophila Embryos

Several well-known morphogenetic gradients and cellular movements occur along the dorsal/ventral axis of the Drosophila embryo. However, the current techniques used to view such processes are somewhat limited. The following protocol describes a new technique for mounting fixed and labeled Drosophila embryos for coronal viewing with confocal imaging. This method consists of embedding embryos between two layers of glycerin jelly mounting media, and imaging jelly strips positioned upright. The first step for sandwiching the embryos is to make a thin bedding of glycerin jelly on a slide. Next, embryos are carefully aligned on this surface and covered with a second layer of jelly. After the second layer is solidified, strips of jelly are cut and flipped upright for imaging. Alternatives are described for visualizing the embryos depending upon the type of microscope stand to be used. Since all cells along the dorsal-ventral axis are imaged within a single confocal Z-plane, our method allows precise measurement and comparison of fluorescent signals without photobleaching or light scattering common to 3D reconstructions of longitudinally mounted embryos.

Upright Imaging of Drosophila Embryos

Here we present a mounting protocol for stained Drosophila embryos in an upright position that allows imaging of cross-sections using Confocal microscopy.

Imagen de la posición vertical Drosophila Los embriones

Several well-known morphogenetic gradients and cellular movements occur along the dorsal/ventral axis of the Drosophila embryo. However, the current ...

Primary Cell Cultures from Drosophila Gastrula Embryos

Here we describe a method for preparing and culturing primary cells dissociated from Drosophila gastrula embryos. In brief, a large amount of staged embryos from young and healthy flies are collected, sterilized, and then physically dissociated into a single cell suspension using a glass homogenizer. After being plated on culture plates or chamber slides at an appropriate density in culture medium, these cells can further differentiate into several morphologically-distinct cell types, which can be identified by their specific cell markers. Furthermore, we present conditions for treating these cells with double stranded (ds) RNAs to elicit gene knockdown. Efficient RNAi in Drosophila primary cells is accomplished by simply bathing the cells in dsRNA-containing culture medium. The ability to carry out effective RNAi perturbation, together with other molecular, biochemical, cell imaging analyses, will allow a variety of questions to be answered in Drosophila primary cells, especially those related to differentiated muscle and neuronal cells.

Primary Cell Cultures from Drosophila Gastrula Embryos

We provide a detailed protocol for preparing primary cells dissociated from Drosophila embryos. The ability to carry out the effective RNAi perturbation, together with other molecular, biochemical and cell imaging methods will allow a variety of questions to be addressed in Drosophila primary cells.

Cultivos de células primarias de Drosophila Gástrula embriones

Here we describe a method for preparing and culturing primary cells dissociated from Drosophila gastrula embryos.   In brief, a large amount of staged ...

Isolation and Purification of Kinesin from Drosophila Embryos

Motor proteins move cargos along microtubules, and transport them to specific sub-cellular locations. Because altered transport is suggested to underlie a variety of neurodegenerative diseases, understanding microtubule based motor transport and its regulation will likely ultimately lead to improved therapeutic approaches. Kinesin-1 is a eukaryotic motor protein which moves in an anterograde (plus-end) direction along microtubules (MTs), powered by ATP hydrolysis. Here we report a detailed purification protocol to isolate active full length kinesin from Drosophila embryos, thus allowing the combination of Drosophila genetics with single-molecule biophysical studies. Starting with approximately 50 laying cups, with approximately 1000 females per cup, we carried out overnight collections. This provided approximately 10 ml of packed embryos. The embryos were bleach dechorionated (yielding approximately 9 grams of embryos), and then homogenized. After disruption, the homogenate was clarified using a low speed spin followed by a high speed centrifugation. The clarified supernatant was treated with GTP and taxol to polymerize MTs. Kinesin was immobilized on polymerized MTs by adding the ATP analog, 5'-adenylyl imidodiphosphate at room temperature. After kinesin binding, microtubules were sedimented via high speed centrifugation through a sucrose cushion. The microtubule pellet was then re-suspended, and this process was repeated. Finally, ATP was added to release the kinesin from the MTs. High speed centrifugation then spun down the MTs, leaving the kinesin in the supernatant. This kinesin was subjected to a centrifugal filtration using a 100 KD cut off filter for further purification, aliquoted, snap frozen in liquid nitrogen, and stored at -80 &deg;C. SDS gel electrophoresis and western blotting was performed using the purified sample. The motor activity of purified samples before and after the final centrifugal filtration step was evaluated using an in vitro single molecule microtubule assay. The kinesin fractions before and after the centrifugal filtration showed processivity as previously reported in literature. Further experiments are underway to evaluate the interaction between kinesin and other transport related proteins.

Isolation and Purification of Kinesin from Drosophila Embryos

This is a protocol to isolate active full length Kinesin from Drosophila embryos for single-molecule biophysical studies. We show how to collect embryos, make the embryo lysate, and then polymerize microtubules (MTs). Kinesin is purified by immobilizing it on the MTs, spinning down the Kinesin-MT complexes, and then releasing the kinesin from the MTs via ATP addition.

Aislamiento y purificación de Kinesin desde Drosophila Los embriones

Motor proteins move cargos along microtubules, and transport them to specific sub-cellular locations. Because altered transport is suggested to underlie a ...

Studying Mitotic Checkpoint by Illustrating Dynamic Kinetochore Protein Behavior and Chromosome Motion in Living Drosophila Syncytial Embryos

The spindle assembly checkpoint (SAC) mechanism is an active signal, which monitors the interaction between chromosome kinetochores and spindle microtubules to prevent anaphase onset until the chromosomes are properly connected. Cells use this mechanism to prevent aneuploidy or genomic instability, and hence cancers and other human diseases like birth defects and Alzheimer's1. A number of the SAC components such as Mad1, Mad2, Bub1, BubR1, Bub3, Mps1, Zw10, Rod and Aurora B kinase have been identified and they are all kinetochore dynamic proteins2. Evidence suggests that the kinetochore is where the SAC signal is initiated. The SAC prime regulatory target is Cdc20. Cdc20 is one of the essential APC/C (Anaphase Promoting Complex or Cyclosome) activators3 and is also a kinetochore dynamic protein4-6. When activated, the SAC inhibits the activity of the APC/C to prevent the destruction of two key substrates, cyclin B and securin, thereby preventing the metaphase to anaphase transition7,8. Exactly how the SAC signal is initiated and assembled on the kinetochores and relayed onto the APC/C to inhibit its function still remains elusive.
Drosophila is an extremely tractable experimental system; a much simpler and better-understood organism compared to the human but one that shares fundamental processes in common. It is, perhaps, one of the best organisms to use for bio-imaging studies in living cells, especially for visualization of the mitotic events in space and time, as the early embryo goes through 13 rapid nuclear division cycles synchronously (8-10 minutes for each cycle at 25 &deg;C) and gradually organizes the nuclei in a single monolayer just underneath the cortex9.
Here, I present a bio-imaging method using transgenic Drosophila expressing GFP (Green Fluorescent Protein) or its variant-targeted proteins of interest and a Leica TCS SP2 confocal laser scanning microscope system to study the SAC function in flies, by showing images of GFP fusion proteins of some of the SAC components, Cdc20 and Mad2, as the example.

Studying Mitotic Checkpoint by Illustrating Dynamic Kinetochore Protein Behavior and Chromosome Motion in Living Drosophila Syncytial Embryos

The kinetochore is where the SAC initiates its signal monitoring the mitotic segregation of the sister chromatids. A method is described to visualize the recruitment and turnover of one of the kinetochore proteins and its coordination with the chromosome motion in Drosophila embryos using a Leica laser scanning confocal system.

El estudio de puesto de control mitótico, ilustrando comportamiento dinámico de proteínas cinetocoro y el movimiento de cromosomas en vivo<em&gt; Drosophila</em&gt; Los embriones Sincitial

The spindle assembly checkpoint (SAC) mechanism is an active signal, which monitors the interaction between chromosome kinetochores and spindle ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

Imágenes de Apoptotic Liquidación de células vivas durante<em&gt; Drosophila</em&gt; Embriogénesis

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...