El financiamiento proporcionado por los Institutos Nacionales de Salud (NIH) de subvención R01-HL088424; Veteranos premio al mérito de Asuntos de PPY.

1. Preparación Esponja <ol><li> Esponjas Hidratacion por agitación durante la noche en 0,9% (w / v) de solución acuosa de cloruro sódico. </li><li> Esterilizar esponjas hidratados en autoclave ellos. Para 75 ml, autoclave durante 25 minutos a 121 ° C. </li></ol> Nota: esponjas de carga con un tratamiento como se describe a continuación es opcional. <ol start="3"><li> En una campana estéril con instrumentos estériles, recoger una esponja de la solución con unas pinzas. Exprimir la esponja con las pinzas y utilizar una punta de vacío para eliminar la solución tanto como sea posible de la esponja. Coloque la esponja exprimida en una placa de cultivo de tejidos, teniendo cuidado de dejar espacio entre las esponjas. Múltiples placas se puede utilizar para separar los diferentes tratamientos. </li><li> Pipetear la solución de tratamiento directamente sobre el centro de una esponja. Presione suavemente sobre la esponja con la punta de la pipeta después la solución se ha colocado en la esponja, lo que ayuda la esponja absorben la solución. Nota: El 6mmde diámetro por 2.75 mm de espesor, las esponjas que empleamos son capaces de mantener un máximo de 25 l. </li><li> Una vez que todas las esponjas se cargan, la placa están en puede ser almacenado en hielo hasta que se implantan en el ratón. </li></ol> 2. Procedimiento Quirúrgico <ol><li> Apropiadamente anestesiar a los animales y la administración preventiva de analgésicos. Todo el procedimiento dura aproximadamente 20 minutos por animal. Por unos 30 g de ratón 1,5 litros por minuto de oxígeno con 1,5% de isoflurano se utiliza para inducir y mantener la anestesia. Cuando los animales ya no es sensible a la prueba de reflejo de apuro, lugar en el cono de la nariz en posición supina. Use una rasuradora eléctrica para afeitarse de 1 pulgada por 1 pulgada área en la parte inferior ventral por debajo de la caja torácica. Limpie de corte de pelo. </li><li> Esterilizar la zona afeitada por limpieza con betadina seguido por 70% de alcohol. Repita esta limpieza betadine, alcohol tres veces. </li><li> Mientras mantiene la piel enseña, utiliza el bisturí para realizar una incisión vertical 1,5-2 veces el diámetrometros de las esponjas que se inserta, teniendo cuidado de no cortar a través de la cavidad del cuerpo. </li><li> Utilizar una pinza para sujetar el borde de la piel y lentamente comenzar a separar la piel del músculo en ambos lados de la incisión utilizando tijeras Metzembaum. El bolsillo debe ir a lo ancho del ratón y de la caja torácica de las patas traseras. </li><li> Use unas pinzas para recoger la esponja primero para ser colocado en el animal por pellizcándola de los lados. Transferir la esponja para unas pinzas rectas de modo que se mantiene desde la parte superior e inferior. </li><li> Use pinzas para sujetar el borde de la piel y levantar de manera que la esponja se puede insertar. Introduzca lentamente la esponja tratando de evitar el contacto con la piel o el músculo debajo, como la esponja será difícil de mover, una vez que éste haya tocado el tejido. Repita el procedimiento para todas las esponjas. </li><li> Una vez que todas las esponjas se han insertado, el lugar dos o tres suturas para cerrar la incisión. Utilice un par de pinzas para sujetar ambos lados de la incisión juntos y enhebrar la Sutuvolver a través de ambas capas de piel. Apriete el primer tiro lo suficiente como para cerrar los bordes de la piel. Termina el nudo cuadrado, con un mayor distancia de la otra dirección, esta vez tirando del nudo. Luego atar dos nudos más cuadrados para terminar la sutura (Figura 2). Coloque suturas adicionales para cerrar la incisión entero. Otros métodos de unión de la herida puede ser utilizado como Dermabond, los clips de la herida, o grapas. </li><li> Retirar los animales de un sistema de seguimiento de la anestesia y mientras que la conciencia se reanuda. Animal debe comenzar rápidamente y volver a deambular antes de la operación la movilidad. Asegurarse de que son capaces de alcanzar suficiente alimento y agua. Algunos alimentos humedecido puede ser colocado en la parte inferior de la jaula para ayudar en la recuperación. Continúe controlando los animales diariamente para detectar signos de angustia o malestar, y comprobar el sitio de la incisión para la infección, la inflamación y la dehiscencia. Tome las medidas oportunas si alguna complicación a la recuperación se encuentran. </li></ol> 3. Inyección opcional <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Nota: Una vez que las esponjas han sido implantados en el animal que puede ser inyectado con una solución de células, fármacos, factores de crecimiento, etc Esto permite el análisis de los efectos de la sustancia inyectada durante los tiempos de entrega variadas y la administración regímenes. Si las inyecciones se realizan un control siempre debe ser utilizado. <ol><li> Para inyectar la esponja con una solución deseada, primero determinar la cantidad de la sustancia para administrar al ratón. La sustancia tiene que estar concentrados para que el volumen de inyección es menor que la mitad del volumen total de la esponja puede contener. </li><li> Preparar una jeringa para la inyección (para los ratones que usamos una aguja 28 G). </li><li> Colocar el animal para recibir las inyecciones bajo anestesia. </li><li> Cuando el animal ya no responde a la prueba del pellizco de la inyección se puede dar. </li><li> Para dar a la inyección de introducir la aguja en un ángulo de 45 ° a fondo la piel en el centro de la esponja. A continuación, introduzca la aguja en la esponja sólo se va a mitad de caminoa través de su espesor. El objetivo consiste en inyectar en el centro exacto de la esponja. </li><li> Para comprobar para asegurarse de que la aguja está en la esponja, levante lentamente la aguja en posición vertical. Si la aguja está en la esponja, la esponja debe moverse hacia arriba con la aguja. </li><li> Poco a poco se inyecta en la esponja y retire la aguja. Si hay esponjas múltiples que requieren inyecciones es posible que parte del líquido inyectado será empujado fuera de los sitios anteriores de inyección. </li></ol> 4. Esponja de eliminación Nota: Durante el retiro de las esponjas, manejar la esponja con mucha precaución. Evitar penetrar la esponja con los instrumentos quirúrgicos y evitar el sangrado excesivo en la esponja, evitando las arterias principales en todo el tejido circundante. <ol><li> Después de que el animal es sacrificado, retire la esponja mediante la celebración de la piel con unas pinzas y hacer una incisión cerca de la esponja. </li><li> Separar cuidadosamente las esponjas de la cápsula que rodea un<html> ª evitar la cosecha tejido extra que rodea a la esponja. Para los ensayos, tales como la administración de fármacos o la morfometría, menos precisión se requiere para la escisión. </li></ol> 5. Los resultados representativos Esponjas eliminados pueden ser almacenadas bajo condiciones diferentes dependiendo del tipo de análisis que se realiza. Para el corte, las esponjas recuperados se pueden incrustar en un medio para la congelación como la temperatura óptima de corte (octubre) compuesto o colocado en formol al 10% para la inclusión y corte en bloques de parafina (Figura 3 A y B). Los mejores resultados para seccionar se obtienen cuando la esponja se corta por la mitad a través del diámetro y embebidos cortado superficie hacia abajo (Figura 4A y B). Las secciones de la esponja debe tomarse de modo que todo lo ancho de la esponja está presente. Figura 3A muestra dos esponjas, la esponja izquierda se ha incrustado / seccionada incorrectamente y la esponja derecho fue procesada correctamente. ent &quot;&gt; Para el análisis, esponjas pueden ser colocados en un tubo Eppendorf y se almacenó a -20 ° C hasta que esté listo para su procesamiento para el ARN y cuantitativos en tiempo real esponjas análisis de PCR debe ser colocado en un tubo Eppendorf, flash congelado y almacenado a. - 80 ° C. Además, un conservante ARN, tales como RNAlater de QIAGEN, se puede utilizar para estabilizar el ARN para el almacenamiento seguro a temperaturas más altas. fluido de la herida puede ser recogida por exprimir las esponjas en un tubo, y reuniendo el fluido desde Esponjas múltiples para obtener una muestra representativa. células vivas, como fibroblastos, macrófagos y linfocitos, también se puede extraer de las esponjas. Después de la retirada del animal, esponjas pueden ser lugar en un medio apropiado para el tipo deseado de células. esponjas pueden ser procesada para liberar las células por física (es decir picado) o enzimática (es decir, colagenasa) métodos. <img alt="Figura 1." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig1.jpg" /> Figura 1. Deshidrataciónted PVA esponja discos en tres tamaños diferentes. <img alt="Figura 2." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig2.jpg" /> Figura 2. Imagen de ratón de cicatrización de heridas modelo que muestra la posición de la herida lateral y cuatro esponjas de PVA. <img alt="Figura 3." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig3.jpg" /> Figura 3. (A) tinción H &amp; E a 4x y (B) tinción tricrómica a 10x de esponjas embebidas en parafina de sección. <img alt="Figura 4." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig4.jpg" /> Figura 4. (A) Imagen de la corte de esponja en la mitad a lo largo del diámetro. (B) PVA medio esponja, incrustado en el lado cortado hacia abajo octubre

<ol>
	<li>Efron, D. T., Barbul, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subcutaneous+sponge+models.">Subcutaneous sponge models.</a> Methods Mol. Med. 78, 83-93 (2003).</li><li>Gottrup, F., Agren, M. S., Karlsmark, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Models+for+use+in+wound+healing+research:+a+survey+focusing+on+in+vitro+and+in+vivo+adult+soft+tissue.">Models for use in wound healing research: a survey focusing on in vitro and in vivo adult soft tissue.</a> Wound Repair. 8, 83-96 (2000).</li><li>Sprugel, K. H., McPherson, J. M., Clowes, A. W., Ross, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+growth+factors+in+vivo.+I.+Cell+ingrowth+into+porous+subcutaneous+chambers.">Effects of growth factors in vivo. I. Cell ingrowth into porous subcutaneous chambers.</a> Am. J. Pathol. 129, 601-613 (1987).</li><li>Alaish, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+polyvinyl+alcohol+sponge+and+expanded+polytetrafluoroethylene+subcutaneous+implants+as+models+to+evaluate+wound+healing+potential+in+human+beings.">Comparison of the polyvinyl alcohol sponge and expanded polytetrafluoroethylene subcutaneous implants as models to evaluate wound healing potential in human beings.</a> Wound Repair. 3, 292-298 (1995).</li><li>Davidson, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+for+wound+repair.">Animal models for wound repair.</a> Arch. Dermatol. Res. 290, 1-11 (1998).</li><li>Alfaro, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=sFRP2+suppression+of+bone+morphogenic+protein+(BMP)+and+Wnt+signaling+mediates+mesenchymal+stem+cell+(MSC)+self-renewal+promoting+engraftment+and+myocardial+repair.">sFRP2 suppression of bone morphogenic protein (BMP) and Wnt signaling mediates mesenchymal stem cell (MSC) self-renewal promoting engraftment and myocardial repair.</a> J. Biol. Chem. 285, 35645-35653 (2010).</li><li>Andrade, S. P., Ferreira, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+sponge+implant+model+of+angiogenesis.">The sponge implant model of angiogenesis.</a> Methods Mol. Biol. 467, 295-304 (2009).</li><li>Diegelmann, R. F., Lindblad, W. J., Cohen, I. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+subcutaneous+implant+for+wound+healing+studies+in+humans.">A subcutaneous implant for wound healing studies in humans.</a> J. Surg. Res. 40, 229-237 (1986).</li><li>Efron, D. T., Most, D., Shi, H. P., Tantry, U. S., Barbul, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+of+studying+wound+healing.">A novel method of studying wound healing.</a> J. Surg. Res. 98, 16-20 (2001).</li><li>Lindblad, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Considerations+for+selecting+the+correct+animal+model+for+dermal+wound-healing+studies.">Considerations for selecting the correct animal model for dermal wound-healing studies.</a> J. Biomater. Sci. Polym. Ed. 19, 1087-1096 (2008).</li></ol>

No tenemos nada que revelar.

<p class="jove_content"&gt; El modelo de esponja de cicatrización de la herida tiene múltiples variaciones, sino que puede realizarse en muchas especies diferentes, incluyendo los seres humanos y las esponjas también pueden ser implantados dorsalmente<sup&gt; 1,2,8</sup&gt;. Para los estudios en seres humanos y algunas otras especies, esponjas pueden necesitar ser colocado en un tubo de silicona poroso para evitar que la esponja de ser encapsulada y para permitir la facilidad de eliminación<sup&gt; 4,8</sup&gt;. La ubicación del implante esponja se puede cambiar según los resultados deseados y la habilidad del técnico. Implantación dorsal puede permitir que las esponjas de moverse bajo la piel, mientras que los implantes ventrales son más difíciles debido a la probabilidad de cortar a través de la cavidad abdominal. Las esponjas se pueden configurar con un catéter de modo que la administración de fármacos es constante y controlada, eliminando la necesidad de inyecciones múltiples<sup&gt; 9</sup&gt;. Más pequeñas, esponjas tubulares incluso puede ser inyectado a través de una aguja<sup&gt; 8</sup&gt;. Las esponjas de la composición no se limita a sólo el alcohol polivinílico. Se pueden preparar a partir de muchos materiales exclusivamente o en combinación<sup&gt; 7</sup&gt;.</p&gt;<p class="jove_content"&gt; Es fundamental para la preparación de la esponja y la colocación en el animal para ser coherente y entendido correctamente. Si se cortan las esponjas de las hojas deben ser de un peso similar para poder comparar. Si la esponja se va a cargar con células o un tratamiento, la cantidad colocada en cada esponja debe ser exacta. El proceso de curación puede variar en función de la ubicación de la colocación de la esponja en el animal y la curación se reducirá a medida que aumenta la distancia desde la cabeza<sup&gt; 1,10</sup&gt;.</p

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del Material </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td> PVA Esponja </td><td> Medtronic </td><td> CF120 </td><td> El tamaño y la porosidad de la esponja depende del experimento </td></tr><tr><td> Tamaño de la hoja de bisturí 15 </td><td> Medial BD </td><td> 371115 </td><td></td></tr><tr><td> Metzembaum tijera </td><td> Thermo Scientific </td><td> 79-211 </td><td></td></tr><tr><td> Pinza hemostática </td><td> Herramientas de Bellas Ciencia </td><td> 13004-14 </td><td></td></tr><tr><td> Portaagujas </td><td> Herramientas de Bellas Ciencia </td><td> 12004-16 </td><td></td></tr><tr><td> 5-0 de sutura de nylon </td><td> Ethilon </td><td> 698 </td><td></td></tr><tr><td> Octubre compouª </td><td> Tissue-Tek </td><td> 4583 </td><td></td></tr></tbody></table>

the polyvinyl alcohol sponge model implantation

La cicatrización de heridas es un proceso complicado, de múltiples pasos que implica muchos tipos de células, factores de crecimiento y compuestos 1-3. Debido a esta complejidad, los estudios de cicatrización de la herida son más completa cuando se lleva a cabo in vivo. Hay muchos modelos in vivo disponibles para estudiar la curación de las heridas agudas, incluyendo la incisión, el espacio de escisión, muerto, y quemaduras. Modelos muertas espaciales son los implantes artificiales, porosas que se utilizan para estudiar la formación de tejido y los efectos de las sustancias en la herida. Algunos de los modelos espaciales comúnmente usados ​​incluyen muertas de alcohol polivinílico (PVA) esponjas, cilindros de acero de malla de alambre, los materiales expandido politetrafluoroetileno (PTFE), y el 1,2 Cellstick. Cada modelo de espacio muerto tiene sus propias limitaciones basadas en la composición de su material y la implantación de métodos. La malla de alambre de acero modelo cilindro tiene una fase de retardo de infiltración después de la implantación y requiere una cantidad de tiempo largo antes de la granulación formación Begi tejidons 1. Las etapas posteriores de la curación de heridas se analizan mejor con los modelos de 1,4 ePTFE. El Cellstick es una esponja de celulosa dentro de un modelo de tubo de silicona que se utiliza típicamente para el estudio de las heridas humanos cirugía y herir fluido 2. La esponja de PVA se limita a los estudios de toxicidad aguda, porque con el tiempo se empieza a provocar una respuesta de cuerpo extraño que provoca una reacción de células gigantes en el animal 5. A diferencia de otros materiales, esponjas de PVA son fáciles de insertar y quitar, hechos de materiales inertes y no biodegradables y sin embargo son lo suficientemente suave para ser seccionada para el análisis histológico 2,5. En la cicatrización de heridas de la esponja de PVA es muy útil para analizar la formación de tejido de granulación, el depósito de colágeno, la composición del fluido de la herida, y los efectos de las sustancias en el proceso de curación 1,2,5. Además de su uso en el estudio de una amplia gama de atributos de la curación de heridas, la esponja de PVA se ha utilizado también en muchos otros tipos de estudios. Se hcomo se ha utilizado para investigar la angiogénesis tumoral, la administración de fármacos y la supervivencia del injerto de células madre y 1,2,6,7. Con su gran alterabilidad, el uso previo extenso, con resultados reproducibles, la esponja de PVA es un modelo ideal para el 1,2 muchos estudios. Aquí, vamos a describir la elaboración, implantación y recuperación de discos de esponja de PVA (Figura 1) en un modelo murino de la cicatrización de heridas.

Watch this Scientific Journal Video about The Polyvinyl Alcohol Sponge Model Implantation at JoVE.com

The Polyvinyl Alcohol Sponge Model Implantation

Una herramienta útil para analizar los efectos de las drogas, factores de crecimiento y células manipuladas en un modelo animal de reparación de la herida se describe. Esta técnica utiliza las propiedades de un alcohol polivinílico (PVA) esponja para entregar y contener el tratamiento deseado y también proporcionar una plataforma para ser extirpado y analizado.

El alcohol polivinílico esponja modelo de implantación

Wound healing is a complicated, multistep process involving many cell types, growth factors and compounds1-3. Because of this complexity, wound healing ...

the-polyvinyl-alcohol-sponge-model-implantation

Research

JoVE Journal

Medicine

19.6K vistas.  Vanderbilt University School of Medicine. Una herramienta útil para analizar los efectos de las drogas, factores de crecimiento y células manipuladas en un modelo animal de reparación de la herida se describe. Esta técnica utiliza las propiedades de un alcohol polivinílico (PVA) esponja para entregar y contener el tratamiento deseado y también proporcionar una plataforma para ser extirpado y analizado.

Video: The Polyvinyl Alcohol Sponge Model Implantation

Assessing Teratogenic Changes in a Zebrafish Model of Fetal Alcohol Exposure

Fetal alcohol syndrome (FAS) is a severe manifestation of embryonic exposure to ethanol. It presents with characteristic defects to the face and organs, including mental retardation due to disordered and damaged brain development. Fetal alcohol spectrum disorder (FASD) is a term used to cover a continuum of birth defects that occur due to maternal alcohol consumption, and occurs in approximately 4% of children born in the United States. With 50% of child-bearing age women reporting consumption of alcohol, and half of all pregnancies being unplanned, unintentional exposure is a continuing issue2. In order to best understand the damage produced by ethanol, plus produce a model with which to test potential interventions, we developed a model of developmental ethanol exposure using the zebrafish embryo. Zebrafish are ideal for this kind of teratogen study3-8. Each pair lays hundreds of eggs, which can then be collected without harming the adult fish. The zebrafish embryo is transparent and can be readily imaged with any number of stains. Analysis of these embryos after exposure to ethanol at different doses and times of duration and application shows that the gross developmental defects produced by ethanol are consistent with the human birth defect. Described here are the basic techniques used to study and manipulate the zebrafish FAS model.

In order to understand the molecular mechanisms of the ethanol-induced developmental damage, we have developed a zebrafish model of ethanol exposure and are exploring the physical, cellular, and genetic alterations that occur after ethanol exposure1. We then seek to find potential interventions and rapidly test them in this animal model.

Evaluación de los cambios teratogénicos en un modelo de pez cebra de la exposición fetal al alcohol

Fetal alcohol syndrome (FAS) is a severe manifestation of embryonic exposure to ethanol. It presents with characteristic defects to the face and organs, ...

Investigación

Medicina

A Murine Model of Stent Implantation in the Carotid Artery for the Study of Restenosis

Despite the considerable progress made in the stent development in the last decades, cardiovascular diseases remain the main cause of death in western countries. Beside the benefits offered by the development of different drug-eluting stents, the coronary revascularization bears also the life-threatening risks of in-stent thrombosis and restenosis. Research on new therapeutic strategies is impaired by the lack of appropriate methods to study stent implantation and restenosis processes. Here, we describe a rapid and accessible procedure of stent implantation in mouse carotid artery, which offers the possibility to study in a convenient way the molecular mechanisms of vessel remodeling and the effects of different drug coatings.

A model of stent implantation in mouse carotid artery is described. Compared to other similar methods, this procedure is very rapid, simple and accessible, offering the possibility to study in a convenient way the vascular wall reaction to different drug-eluting stents and the molecular mechanisms of restenosis.

Un modelo murino de la implantación de un stent en la arteria carótida para el Estudio de la reestenosis

Despite  the considerable progress made in the stent development in the last decades,  cardiovascular diseases remain the main cause of death in western ...

Implantation of the Syncardia Total Artificial Heart

With advances in technology, the use of mechanical circulatory support devices for end stage heart failure has rapidly increased. The vast majority of such patients are generally well served by left ventricular assist devices (LVADs). However, a subset of patients with late stage biventricular failure or other significant anatomic lesions are not adequately treated by isolated left ventricular mechanical support. Examples of concomitant cardiac pathology that may be better treated by resection and TAH replacement includes: post infarction ventricular septal defect,&#160;aortic root aneurysm / dissection, cardiac allograft failure, massive ventricular thrombus, refractory malignant arrhythmias (independent of filling pressures), hypertrophic / restrictive cardiomyopathy, and complex congenital heart disease. Patients often present with cardiogenic shock and multi system organ dysfunction. Excision of both ventricles and orthotopic replacement with a total artificial heart (TAH) is an effective, albeit extreme, therapy for rapid restoration of blood flow and resuscitation. Perioperative management is focused on end organ resuscitation and physical rehabilitation. In addition to the usual concerns of infection, bleeding, and thromboembolism common to all mechanically supported patients, TAH patients face unique risks with regard to renal failure and anemia. Supplementation of the abrupt decrease in brain natriuretic peptide following ventriculectomy appears to have protective renal effects. Anemia following TAH implantation can be profound and persistent. Nonetheless, the anemia is generally well tolerated and transfusion are limited to avoid HLA sensitization. Until recently, TAH patients were confined as inpatients tethered to a 500 lb pneumatic console driver. Recent introduction of a backpack sized portable driver (currently under clinical trial) has enabled patients to be discharged home and even return to work. Despite the profound presentation of these sick patients, there is a 79-87% success in bridge to transplantation.

The purpose of this manuscript is to briefly review indications, management, and outcomes for the total artificial heart. Video operative techniques for device implantation are presented.

Implantación del Corazón Artificial Total SynCardia

With advances in technology, the use of mechanical circulatory support devices for end stage heart failure has rapidly increased. The vast majority of ...

Implantation of Total Artificial Heart in Congenital Heart Disease

In patients with end-stage heart failure (HF), a total artificial heart (TAH) may be implanted as a bridge to cardiac transplant. However, in congenital heart disease (CHD), the malformed heart presents a challenge to TAH implantation. 
In the case presented here, a 17 year-old patient with congenital transposition of the great arteries (CCTGA) experienced progressively worsening HF due to his congenital condition. He was hospitalized multiple times and received an implantable cardioverter defibrillator (ICD). However, his condition soon deteriorated to end-stage HF with multisystem organ failure. 
Due to the patient's grave clinical condition and the presence of complex cardiac lesions, the decision was made to proceed with a TAH. The abnormal arrangement of the patient's ventricles and great arteries required modifications to the TAH during implantation.
With the TAH in place, the patient was able to return home and regain strength and physical well-being while awaiting a donor heart. He was successfully bridged to heart transplantation 5 months after receiving the device. This report highlights the TAH is feasible even in patients with structurally abnormal hearts, with technical modification.

This is a case report of a patient with congenitally corrected transposition of the great arteries (CCTGA) who received a total artificial heart (TAH) as a bridge to heart transplant. The TAH was successfully implanted with modifications to accommodate the patient's congenitally malformed heart.

El implante de corazón artificial total en las cardiopatías congénitas

In patients with end-stage heart failure (HF), a total artificial heart (TAH) may be implanted as a bridge to cardiac transplant. However, in congenital ...

Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. The long-term clinical results showed excellent patency rates, however, with significant incidence of stenosis. To investigate the cellular and molecular mechanisms of vascular neotissue formation and prevent stenosis development in tissue engineered vascular grafts (TEVGs), we developed a mouse model of the graft with approximately 1 mm internal diameter. First, the TEVGs were assembled from biodegradable tubular scaffolds fabricated from a polyglycolic acid nonwoven felt mesh coated with &#949;-caprolactone and L-lactide copolymer. The scaffolds were then placed in a lyophilizer, vacuumed for 24 hr, and stored in a desiccator until cell seeding. Second, bone marrow was collected from donor mice and mononuclear cells were isolated by density gradient centrifugation. Third, approximately one million cells were seeded on a scaffold and incubated O/N. Finally, the seeded scaffolds were then implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. The implanted grafts demonstrated excellent patency (&#62;90%) without evidence of thromboembolic complications or aneurysmal formation. This murine model will aid us in understanding and quantifying the cellular and molecular mechanisms of neotissue formation in the TEVG.

To improve our knowledge of cellular and molecular neotissue formation, a murine model of the TEVG was recently developed. The grafts were implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. This model achieves similar results to those achieved in our clinical investigation, but over a far shortened time-course.

Implantación de la vena cava inferior interposición del injerto en modelo de ratón

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

Construction of Vapor Chambers Used to Expose Mice to Alcohol During the Equivalent of all Three Trimesters of Human Development

Exposure to alcohol during development can result in a constellation of morphological and behavioral abnormalities that are collectively known as Fetal Alcohol Spectrum Disorders (FASDs). At the most severe end of the spectrum is Fetal Alcohol Syndrome (FAS), characterized by growth retardation, craniofacial dysmorphology, and neurobehavioral deficits. Studies with animal models, including rodents, have elucidated many molecular and cellular mechanisms involved in the pathophysiology of FASDs. Ethanol administration to pregnant rodents has been used to model human exposure during the first and second trimesters of pregnancy. Third trimester ethanol consumption in humans has been modeled using neonatal rodents. However, few rodent studies have characterized the effect of ethanol exposure during the equivalent to all three trimesters of human pregnancy, a pattern of exposure that is common in pregnant women. Here, we show how to build vapor chambers from readily obtainable materials that can each accommodate up to six standard mouse cages. We describe a vapor chamber paradigm that can be used to model exposure to ethanol, with minimal handling, during all three trimesters. Our studies demonstrate that pregnant dams developed significant metabolic tolerance to ethanol. However, neonatal mice did not develop metabolic tolerance and the number of fetuses, fetus weight, placenta weight, number of pups/litter, number of dead pups/litter, and pup weight were not significantly affected by ethanol exposure. An important advantage of this paradigm is its applicability to studies with genetically-modified mice. Additionally, this paradigm minimizes handling of animals, a major confound in fetal alcohol research.

We demonstrate the construction of alcohol vapor chambers using readily available materials that simultaneously house 6 mouse cages. We further describe their use in a mouse model of fetal alcohol exposure equivalent to all 3&#160;trimesters of human pregnancy. This paradigm exposes animals during gestation and postnatal days 1-12.

Construcción de cámaras de vapor utiliza para exponer los ratones al alcohol durante el equivalente de los tres trimestres del Desarrollo Humano

Exposure to alcohol during development can result in a constellation of morphological and behavioral abnormalities that are collectively known as Fetal ...

Murine Model of Femoral Artery Wire Injury with Implantation of a Perivascular Drug Delivery Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. While these therapies lead to the rapid restoration of blood flow, these technologies remain limited by restenosis in the case of bare metal stents and angioplasty, or reduced healing and possibly enhanced risk of thrombosis in the case of drug eluting stents. A key pathophysiological mechanism in the formation of restenosis is intimal hyperplasia caused by the activation of vascular smooth muscle cells and inflammation due to arterial stretch and injury. Surgeries that induce arterial injury in genetically modified mice are useful for the mechanistic study of the vascular response to injury but are often technically challenging to perform in mouse models due to the their small size and lack of appropriate sized devices. We describe two approaches for a surgical technique that induces endothelial denudation and arterial stretch in the femoral artery of mice to produce robust neointimal hyperplasia. The first approach creates an arteriotomy in the muscular branch of the femoral artery to obtain vascular access. Following wire injury this arterial branch is ligated to close the arteriotomy. A second approach creates an arteriotomy in the main femoral artery that is later closed through localized cautery. This method allows for vascular access through a larger vessel and, consequently, provides a less technically demanding procedure that can be used in smaller mice. Following either method of arterial injury, a degradable drug delivery patch can be placed over or around the injured artery to deliver therapeutic agents.

We describe a surgical technique that produces wire injury in the femoral artery of mice to induce neointimal hyperplasia to serve as a model testing system for the perivascular delivery of therapeutic compounds for the inhibition of restenosis.

Modelo murino de la arteria femoral Lesiones Alambre con implantación de un perivascular Drug Delivery Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. ...

Orthotopic Implantation and Peripheral Immune Cell Monitoring in the II-45 Syngeneic Rat Mesothelioma Model

The enormous upsurge of interest in immune-based treatments for cancer such as vaccines and immune checkpoint inhibitors, and increased understanding of the role of the tumor microenvironment in treatment response, collectively point to the need for immune-competent orthotopic models for pre-clinical testing of these new therapies. This paper demonstrates how to establish an orthotopic immune-competent rat model of pleural malignant mesothelioma. Monitoring disease progression in orthotopic models is confounded by the internal location of the tumors. To longitudinally monitor disease progression and its effect on circulating immune cells in this and other rat models of cancer, a single tube flow cytometry assay requiring only 25 &#181;l whole blood is described. This provides accurate quantification of seven immune parameters: total lymphocytes, monocytes and neutrophils, as well as the T-cell subsets CD4 and CD8, B-cells and Natural Killer cells. Different subsets of these parameters are useful in different circumstances and models, with the neutrophil to lymphocyte ratio having the greatest utility for monitoring disease progression in the mesothelioma model. Analyzing circulating immune cell levels using this single tube method may also assist in monitoring the response to immune-based treatments and understanding the underlying mechanisms leading to success or failure of treatment.

The generation of an orthotopic rat model of pleural malignant mesothelioma by implantation of II-45 mesothelioma cells into the pleural cavity of immune competent rats is presented. A flow cytometric method to analyze seven immune cell subsets in these animals from a 25 &#181;l&#160;blood sample is also described.

Ortotópico Implantación y Seguimiento de la célula inmune periférica en el modelo II-45 Singénico Rata Mesotelioma

The enormous upsurge of interest in immune-based treatments for cancer such as vaccines and immune checkpoint inhibitors, and increased understanding of ...

Surgical Training for the Implantation of Neocortical Microelectrode Arrays Using a Formaldehyde-fixed Human Cadaver Model

This protocol describes a procedure to assist surgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain. Recent technological progress has enabled the fabrication of microelectrode arrays that allow recording the activity of multiple individual neurons in the neocortex of the human brain. These arrays have the potential to bring unique insight onto the neuronal correlates of cerebral function in health and disease. Furthermore, the identification and decoding of volitional neuronal activity opens the possibility to establish brain-computer interfaces, and thus might help restore lost neurological functions. The implantation of neocortical microelectrode arrays is an invasive procedure requiring a supra-centimetric craniotomy and the exposure of the cortical surface; thus, the procedure must be performed by an adequately trained neurosurgeon. In order to provide an opportunity for surgical training, we designed a procedure based on a human cadaver model. The use of a formaldehyde-fixed human cadaver bypasses the practical, ethical and financial difficulties of surgical practice on animals (especially non-human primates) while preserving the macroscopic structure of the head, skull, meninges and cerebral surface and allowing realistic, operating room-like positioning and instrumentation. Furthermore, the use of a human cadaver is closer to clinical daily practice than any non-human model. The major drawbacks of the cadaveric simulation are the absence of cerebral pulsation and of blood and cerebrospinal fluid circulation. We suggest that a formaldehyde-fixed human cadaver model is an adequate, practical and cost-effective approach to ensure proper surgical training before implanting microelectrode arrays in the living human neocortex.

We designed a procedure in which a formaldehyde-fixed human cadaver is used to assist neurosurgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain.

Formación quirúrgica para la implantación de microelectrodos Neocortical matrices usando un modelo de cadáver humano formaldehído-fija

This protocol describes a procedure to assist surgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain. ...

Cochlear Implantation in the Guinea Pig

Cochlear implants are highly efficient devices that can restore hearing in subjects with profound hearing loss. Due to improved speech perception outcomes, candidacy criteria have been expanded over the last few decades. This includes patients with substantial residual hearing that benefit from electrical and acoustical stimulation of the same ear, which makes hearing preservation during cochlear implantation an important issue. Electrode impedances and the related issue of energy consumption is another major research field, as progress in this area could pave the way for fully implantable auditory prostheses. To address these issues in a systematic way, adequate animal models are essential. Therefore, the goal of this protocol is to provide an animal model of cochlear implantation, which can be used to address various research questions. Due to its large tympanic bulla, which allows easy surgical access to the inner ear, as well as its hearing range which is relatively similar to the hearing range of humans, the guinea pig is a commonly used species in auditory research. Cochlear implantation in the guinea pig is performed via a retroauricular approach. Through the bullostomy a cochleostomy is drilled and the cochlear implant electrode is inserted into the scala tympani. This electrode can then be used for electrical stimulation, determination of electrode impedances and the measurement of compound action potentials of the auditory nerve. In addition to these applications, cochlear implant electrodes can also be used as drug delivery devices, if a topical delivery of pharmaceutical agents to the cells or fluids of the inner ear is intended.

The goal of this protocol is to provide an animal model of cochlear implantation, which can be used to address a multitude of research questions. Potential applications include the evaluation of pharmaceutical interventions or electrical stimulation for beneficial effects on hearing thresholds or electrode impedances.