Le financement fourni par les National Institutes of Health (NIH) de subvention R01-HL088424; attribution aux anciens combattants mérite affaires à PPY.

1. Préparation éponge <ol><li> Éponges hydrate par une nuit d&#39;agitation dans 0,9% (p / v) une solution aqueuse de chlorure de sodium. </li><li> Stériliser les éponges hydratés par eux autoclave. Pour 75 ml, dans un autoclave pendant 25 minutes à 121 ° C. </li></ol> Remarque: les éponges de chargement avec un traitement tel que décrit ci-dessous est facultative. <ol start="3"><li> Dans une hotte stérile avec des instruments stériles, ramasser une éponge de la solution en utilisant une pince à épiler. Pressez l&#39;éponge avec les pincettes et utiliser un embout aspirateur pour enlever la solution autant que possible de l&#39;éponge. Placez le essoré l&#39;éponge dans une boîte de culture de tissu, en prenant soin de laisser un espace entre les éponges. Plusieurs plaques à puits peut être utilisé pour séparer les différents traitements. </li><li> Pipeter la solution de traitement directement sur le centre d&#39;une éponge. Appuyez doucement sur l&#39;éponge avec la pointe de pipette après que la solution a été placé sur l&#39;éponge, ce qui aide l&#39;éponge absorber la solution. Remarque: Le 6mmdiamètre par 2,75 mm d&#39;épaisseur éponges que nous employons sont en mesure de contenir un maximum de 25 pi. </li><li> Une fois toutes les éponges sont chargés, la plaque, ils sont en peuvent être stockés sur de la glace jusqu&#39;à ce qu&#39;ils soient implantés dans la souris. </li></ol> 2. Procédure chirurgicale <ol><li> Appropriée anesthésier des animaux et administrer préventive analgésique. Toute la procédure va durer environ 20 minutes par animal. Pour un 30 g de souris de 1,5 litres par minute d&#39;oxygène avec 1,5% d&#39;isoflurane est utilisé pour induire et maintenir une anesthésie. Lorsque des animaux ne sont plus réceptifs à l&#39;épreuve réflexe pincée, le lieu dans le cône du nez en position couchée. Utilisation d&#39;un rasoir électrique rasage 1 pouce par une po une zone sur le côté inférieur ventrale sous la cage thoracique. Essuyez de coupe de cheveux. </li><li> Stériliser la zone rasée par un nettoyage à la bétadine suivie par l&#39;alcool à 70%. Répéter ce nettoyage bétadine-alcool à trois reprises. </li><li> Tout en maintenant la peau a enseigné, utiliser le scalpel pour faire une incision verticale de 1,5-2 fois le diamètres des éponges à insérer, étant prudent pour ne pas couper à travers la cavité du corps. </li><li> Utilisez une pince à épiler à maintenir le bord de la peau et commence lentement séparer la peau du muscle des deux côtés de l&#39;incision avec des ciseaux Metzembaum. La poche doit aller sur la largeur de la souris et de la cage thoracique aux pattes postérieures. </li><li> Utilisez une pince à épiler pour ramasser l&#39;éponge premier à être placé dans l&#39;animal en le pinçant sur les côtés. Transfert de l&#39;éponge à une pince à épiler droite, de sorte qu&#39;il est détenu par le haut et le bas. </li><li> Utilisation des pinces pour tenir le bord de la peau et la soulever de telle sorte que l&#39;éponge peut être inséré. Introduisez doucement l&#39;éponge en essayant d&#39;éviter de toucher la peau ou le muscle en dessous, comme l&#39;éponge sera difficile de se déplacer une fois qu&#39;il a touché le tissu. Répétez l&#39;opération pour toutes les éponges. </li><li> Une fois toutes les éponges ont été insérés, placez deux ou trois points de suture pour fermer l&#39;incision. Utilisez une paire de pince à épiler pour tenir les deux côtés de l&#39;incision ensemble et enfiler le Suture à travers les deux couches de la peau. Serrer le premier lancer, juste assez pour fermer les bords de la peau. Terminer le noeud carré avec un plus jeter dans l&#39;autre sens, cette fois en tirant le nœud serré. Ensuite, attachez deux noeuds plus carrés à la fin de la suture (Figure 2). Placez sutures supplémentaires pour refermer l&#39;incision ensemble. Autres méthodes de collage des plaies peuvent être utilisés tels que DERMABOND, clips plaies, ou des agrafes. </li><li> Retirer l&#39;animal du système d&#39;anesthésie et surveiller tandis que la conscience est repris. Animaux devraient rapidement commencer ambulantes et revenir à la mobilité pré-opératoire. Assurez-vous que ils sont capables de suffisamment atteindre la nourriture et l&#39;eau. De la nourriture peut être humidifié disposé dans le fond de la cage pour aider à la récupération. Continuer à surveiller les animaux tous les jours pour des signes de détresse ou d&#39;inconfort, et vérifier le site de l&#39;incision de l&#39;infection, l&#39;inflammation, et la déhiscence. Prendre des mesures appropriées si des complications à la récupération se trouvent. </li></ol> 3. Injection en option <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Remarque: Une fois les éponges ont été implantés dans l&#39;animal, ils peuvent être injectés avec une solution de cellules, les médicaments, les facteurs de croissance, etc Cela permet d&#39;analyser les effets de la substance injectée durant les périodes de formation variés et de l&#39;administration régimes. Si les injections sont faites d&#39;un contrôle doit toujours être utilisé. <ol><li> Pour injecter l&#39;éponge avec une solution voulue, d&#39;abord déterminer la quantité de la substance à administrer à la souris. La substance doit être concentrées de façon que le volume d&#39;injection est inférieure à la moitié du volume total de l&#39;éponge peut contenir. </li><li> Préparer une seringue pour l&#39;injection (pour les souris que nous utilisons une aiguille 28 G). </li><li> Placez l&#39;animal à recevoir les injections sous anesthésie. </li><li> Lorsque l&#39;animal ne répond plus à l&#39;épreuve pincée l&#39;injection peut être donnée. </li><li> Pour donner l&#39;injection pousser l&#39;aiguille à un angle de 45 ° approfondie de la peau au centre de l&#39;éponge. Ensuite, poussez l&#39;aiguille dans l&#39;éponge ne va à mi-cheminà travers son épaisseur. L&#39;objectif est d&#39;injecter dans le centre exact de l&#39;éponge. </li><li> Pour vérifiez que l&#39;aiguille est dans l&#39;éponge, soulevez lentement l&#39;aiguille à la verticale. Si l&#39;aiguille est dans l&#39;éponge, l&#39;éponge doit se déplacer avec l&#39;aiguille. </li><li> Injecter lentement dans l&#39;éponge et retirer l&#39;aiguille. Si il ya des éponges nécessitant des injections multiples, il est possible que certains d&#39;entre le fluide injecté sera poussé hors des sites d&#39;injection précédents. </li></ol> 4. Retrait de l&#39;éponge Remarque: Lors de la retrait de l&#39;éponge, gérer l&#39;éponge avec des précautions supplémentaires. Éviter de pénétrer dans l&#39;éponge avec les instruments chirurgicaux et d&#39;éviter un saignement excessif dans l&#39;éponge en évitant les grandes artères autour du tissu environnant. <ol><li> Après que l&#39;animal est euthanasié, retirez l&#39;éponge en maintenant la peau à l&#39;aide une pince à épiler et à faire une incision à proximité de l&#39;éponge. </li><li> Soigneusement séparer les éponges de la capsule entourant un<html> e éviter de récolter des tissus supplémentaires entourant l&#39;éponge. Pour les tests tels que la livraison de drogue ou la morphométrie, moins de précision est requise pour l&#39;excision. </li></ol> 5. Les résultats représentatifs Éponges supprimés peuvent être stockés dans des conditions différentes selon le type d&#39;analyse qui sera effectuée. Pour la coupe, les éponges récupérés peuvent être intégrés dans un milieu pour la congélation comme la température de coupe optimale (PTOM) composé ou placés dans du formol 10% pour l&#39;intégration et la coupe de blocs de paraffine (figure 3A et B). Meilleurs résultats pour la coupe sont obtenus lorsque l&#39;éponge est coupé en deux dans le diamètre et la surface de coupe intégré vers le bas (figure 4A et B). Les articles de l&#39;éponge doivent être prises afin que toute la largeur de l&#39;éponge est présent. Figure 3A montre deux éponges, l&#39;éponge à gauche a été incorporé / sectionné de manière incorrecte et l&#39;éponge à droite a été traitée correctement. ent &quot;&gt; Pour l&#39;analyse, les éponges peuvent être placées dans un tube Eppendorf et stockés à -20 ° C jusqu&#39;au moment du traitement de l&#39;ARN et quantitatifs réels éponges analyse PCR en temps doivent être placés dans un tube Eppendorf, flash congelés et stockés à. - 80 ° C. En outre, un agent de conservation d&#39;ARN, tels que le RNAlater de QIAGEN, peut être utilisé pour stabiliser les ARN pour le stockage en toute sécurité à des températures élevées. fluide de la plaie peuvent être collectées en serrant les éponges sur un tube, et mise en commun du fluide à partir éponges multiples pour obtenir un échantillon représentatif. des cellules vivantes, telles que des fibroblastes, les macrophages et les lymphocytes, peuvent également être extraites des éponges. Après le retrait de l&#39;animal, éponges peut être placé dans un milieu approprié pour le type de cellules souhaitée. éponges peuvent traiter pour libérer les cellules par physiques (c.-à-hachage) ou enzymatique (c.-à-collagènase) méthodes. <img alt="Figure 1." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig1.jpg" /> Figure 1. Déshydratationted PVA disques éponge en trois tailles différentes. <img alt="Figure 2." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig2.jpg" /> Figure 2. Image de la souris modèle de cicatrisation de la plaie montrant la position latérale et quatre éponges PVA. <img alt="Figure 3." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig3.jpg" /> Figure 3. (A) H &amp; E coloration en 4x et (B) coloration trichrome à 10x d&#39;éponges de paraffine sectionnés embarqués. <img alt="Figure 4." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig4.jpg" /> Figure 4. (A) Image de la coupe éponge dans la moitié le long du diamètre. (B) PVA éponge moitié, côté coupé vers le bas intégré en oct.

<ol>
	<li>Efron, D. T., Barbul, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subcutaneous+sponge+models.">Subcutaneous sponge models.</a> Methods Mol. Med. 78, 83-93 (2003).</li><li>Gottrup, F., Agren, M. S., Karlsmark, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Models+for+use+in+wound+healing+research:+a+survey+focusing+on+in+vitro+and+in+vivo+adult+soft+tissue.">Models for use in wound healing research: a survey focusing on in vitro and in vivo adult soft tissue.</a> Wound Repair. 8, 83-96 (2000).</li><li>Sprugel, K. H., McPherson, J. M., Clowes, A. W., Ross, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+growth+factors+in+vivo.+I.+Cell+ingrowth+into+porous+subcutaneous+chambers.">Effects of growth factors in vivo. I. Cell ingrowth into porous subcutaneous chambers.</a> Am. J. Pathol. 129, 601-613 (1987).</li><li>Alaish, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+polyvinyl+alcohol+sponge+and+expanded+polytetrafluoroethylene+subcutaneous+implants+as+models+to+evaluate+wound+healing+potential+in+human+beings.">Comparison of the polyvinyl alcohol sponge and expanded polytetrafluoroethylene subcutaneous implants as models to evaluate wound healing potential in human beings.</a> Wound Repair. 3, 292-298 (1995).</li><li>Davidson, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+for+wound+repair.">Animal models for wound repair.</a> Arch. Dermatol. Res. 290, 1-11 (1998).</li><li>Alfaro, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=sFRP2+suppression+of+bone+morphogenic+protein+(BMP)+and+Wnt+signaling+mediates+mesenchymal+stem+cell+(MSC)+self-renewal+promoting+engraftment+and+myocardial+repair.">sFRP2 suppression of bone morphogenic protein (BMP) and Wnt signaling mediates mesenchymal stem cell (MSC) self-renewal promoting engraftment and myocardial repair.</a> J. Biol. Chem. 285, 35645-35653 (2010).</li><li>Andrade, S. P., Ferreira, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+sponge+implant+model+of+angiogenesis.">The sponge implant model of angiogenesis.</a> Methods Mol. Biol. 467, 295-304 (2009).</li><li>Diegelmann, R. F., Lindblad, W. J., Cohen, I. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+subcutaneous+implant+for+wound+healing+studies+in+humans.">A subcutaneous implant for wound healing studies in humans.</a> J. Surg. Res. 40, 229-237 (1986).</li><li>Efron, D. T., Most, D., Shi, H. P., Tantry, U. S., Barbul, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+of+studying+wound+healing.">A novel method of studying wound healing.</a> J. Surg. Res. 98, 16-20 (2001).</li><li>Lindblad, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Considerations+for+selecting+the+correct+animal+model+for+dermal+wound-healing+studies.">Considerations for selecting the correct animal model for dermal wound-healing studies.</a> J. Biomater. Sci. Polym. Ed. 19, 1087-1096 (2008).</li></ol>

Nous n&#39;avons rien à communiquer.

<p class="jove_content"&gt; Le modèle éponge de cicatrisation de la plaie présente des variations multiples, il peut être effectué dans de nombreuses espèces différentes, y compris les humains et les éponges peuvent également être implantés dorsalement<sup&gt; 1,2,8</sup&gt;. Pour les études chez les humains et quelques autres espèces, les éponges peuvent avoir besoin d&#39;être placé dans un tube de silicone poreux pour empêcher l&#39;éponge d&#39;être encapsulés et pour permettre une facilité de retrait<sup&gt; 4,8</sup&gt;. L&#39;emplacement de l&#39;implantation éponge peut être modifié en fonction des résultats souhaités et les compétences d&#39;un technicien. L&#39;implantation dorsale peut permettre aux éponges à se déplacer sous la peau, tandis que les implants ventrales sont plus difficiles en raison de la probabilité de couper à travers la cavité abdominale. Les éponges peuvent être mis en place avec un cathéter de telle sorte que la livraison de drogue est constante et contrôlée, ce qui élimine le besoin d&#39;injections multiples<sup&gt; 9</sup&gt;. Les petits, les éponges tubulaires peuvent même être injecté par une aiguille<sup&gt; 8</sup&gt;. Composition éponges ne se limite pas à l&#39;alcool de polyvinyle seulement. Ils peuvent être préparés à partir de nombreux matériaux exclusivement ou en combinaison<sup&gt; 7</sup&gt;.</p&gt;<p class="jove_content"&gt; Il est crucial pour la préparation et le placement dans une éponge de l&#39;animal d&#39;être cohérent et bien compris. Si les éponges sont découpées dans des feuilles, ils doivent avoir un poids semblable aux fins de comparabilité. Si l&#39;éponge doit être chargé avec des cellules ou un traitement, le montant placé dans chaque éponge doit être exacte. Le processus de guérison peut varier en fonction de l&#39;emplacement de la mise en place de l&#39;éponge dans l&#39;animal et de la guérison diminue à mesure que la distance de la charge augmente<sup&gt; 1,10</sup&gt;.</p

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du produit </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> PVA éponge </td><td> Medtronic </td><td> CF120 </td><td> La taille et la porosité de l&#39;éponge dépend de l&#39;expérience </td></tr><tr><td> Taille de la lame de bistouri 15 </td><td> Médial BD </td><td> 371115 </td><td></td></tr><tr><td> Ciseaux Metzembaum </td><td> Thermo Scientific </td><td> 79-211 </td><td></td></tr><tr><td> Pince hémostatique </td><td> Outils belle science </td><td> 13004-14 </td><td></td></tr><tr><td> Porte-aiguille </td><td> Outils belle science </td><td> 12004-16 </td><td></td></tr><tr><td> 5-0 en nylon </td><td> Ethilon </td><td> 698 </td><td></td></tr><tr><td> Octobre compoue </td><td> Tissue-Tek </td><td> 4583 </td><td></td></tr></tbody></table>

the polyvinyl alcohol sponge model implantation

La cicatrisation des plaies est un processus compliqué, en plusieurs étapes impliquant de nombreux types cellulaires, les facteurs de croissance et des composés 1-3. En raison de cette complexité, les études de cicatrisation sont le plus complet lorsqu&#39;il est effectué in vivo. Il ya beaucoup de modèles in vivo disponibles pour étudier la cicatrisation des plaies aiguës, y compris l&#39;incision, excision, l&#39;espace mort, et des brûlures. Modèles de Dead Space sont artificiels, implants poreux qui sont utilisées pour étudier la formation des tissus et les effets des substances sur la plaie. Certains des modèles couramment utilisés espace morts comprennent l&#39;alcool polyvinylique (PVA) éponges, Bouteilles en acier treillis métallique, le polytétrafluoroéthylène expansé (ePTFE) le matériel, et le 1,2 Cellstick. Chaque modèle espace mort a ses propres limites basées sur la composition de son matériau et l&#39;implantation des méthodes. Le fil d&#39;acier cylindre maillage du modèle dispose d&#39;une phase de latence de l&#39;infiltration après l&#39;implantation et nécessite une quantité de temps de temps avant la formation de tissu de granulation bëgins 1. Les stades ultérieurs de la cicatrisation des plaies sont mieux analysés en utilisant les modèles de 1,4 ePTFE. Le Cellstick est une éponge de cellulose dans un modèle de tube de silicium qui est généralement utilisé pour l&#39;étude des plaies de chirurgie de l&#39;homme et enroulé de fluides 2. L&#39;éponge PVA est limité à des études de courte durée car avec le temps, il commence à provoquer une réaction au corps étranger qui provoque une réaction à cellules géantes chez l&#39;animal 5. Contrairement à d&#39;autres matériaux, les éponges PVA sont faciles à insérer et à retirer, faites de matériaux inertes et non-biodégradables et qui pourtant sont assez doux pour être sectionnée pour l&#39;analyse histologique 2,5. Dans la cicatrisation des plaies de l&#39;éponge PVA est très utile pour analyser la formation de tissu de granulation, le dépôt de collagène, de la composition fluide de la plaie, et les effets des substances sur le processus de guérison 1,2,5. En plus de son utilisation dans l&#39;étude d&#39;un large éventail d&#39;attributs de la cicatrisation des plaies, l&#39;éponge PVA a également été utilisé dans de nombreux autres types d&#39;études. Il hcomme cela a été utilisé pour étudier l&#39;angiogenèse tumorale, l&#39;administration de médicaments et de la survie des cellules souches et la prise de greffe 1,2,6,7. Avec son altérabilité grande, l&#39;utilisation antérieure vaste, et des résultats reproductibles, l&#39;éponge PVA est un modèle idéal pour de nombreuses études 1,2. Ici, nous allons décrire la préparation, l&#39;implantation et la récupération de disques éponge PVA (Figure 1) dans un modèle murin de la cicatrisation des plaies.

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The Polyvinyl Alcohol Sponge Model Implantation

Un outil utile pour analyser les effets des drogues, des facteurs de croissance et / ou des cellules manipulées dans un modèle animal de la cicatrisation des plaies est décrite. Cette technique utilise les propriétés d&#39;un alcool de polyvinyle (PVA) éponge à livrer et contiennent le traitement désiré et également fournir une plate-forme d&#39;être excisée et analysées.

L&#39;alcool polyvinylique Modèle éponge Implantation

Wound healing is a complicated, multistep process involving many cell types, growth factors and compounds1-3. Because of this complexity, wound healing ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

19.7K vues.  Vanderbilt University School of Medicine. Un outil utile pour analyser les effets des drogues, des facteurs de croissance et / ou des cellules manipulées dans un modèle animal de la cicatrisation des plaies est décrite. Cette technique utilise les propriétés d'un alcool de polyvinyle (PVA) éponge à livrer et contiennent le traitement désiré et également fournir une plate-forme d'être excisée et analysées.

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Assessing Teratogenic Changes in a Zebrafish Model of Fetal Alcohol Exposure

Fetal alcohol syndrome (FAS) is a severe manifestation of embryonic exposure to ethanol. It presents with characteristic defects to the face and organs, including mental retardation due to disordered and damaged brain development. Fetal alcohol spectrum disorder (FASD) is a term used to cover a continuum of birth defects that occur due to maternal alcohol consumption, and occurs in approximately 4% of children born in the United States. With 50% of child-bearing age women reporting consumption of alcohol, and half of all pregnancies being unplanned, unintentional exposure is a continuing issue2. In order to best understand the damage produced by ethanol, plus produce a model with which to test potential interventions, we developed a model of developmental ethanol exposure using the zebrafish embryo. Zebrafish are ideal for this kind of teratogen study3-8. Each pair lays hundreds of eggs, which can then be collected without harming the adult fish. The zebrafish embryo is transparent and can be readily imaged with any number of stains. Analysis of these embryos after exposure to ethanol at different doses and times of duration and application shows that the gross developmental defects produced by ethanol are consistent with the human birth defect. Described here are the basic techniques used to study and manipulate the zebrafish FAS model.

In order to understand the molecular mechanisms of the ethanol-induced developmental damage, we have developed a zebrafish model of ethanol exposure and are exploring the physical, cellular, and genetic alterations that occur after ethanol exposure1. We then seek to find potential interventions and rapidly test them in this animal model.

Évaluer les changements tératogènes dans un modèle de poisson zèbre de l&#39;exposition d&#39;alcoolisation fœtale

Fetal alcohol syndrome (FAS) is a severe manifestation of embryonic exposure to ethanol. It presents with characteristic defects to the face and organs, ...

Recherche

Médecine

A Murine Model of Stent Implantation in the Carotid Artery for the Study of Restenosis

Despite the considerable progress made in the stent development in the last decades, cardiovascular diseases remain the main cause of death in western countries. Beside the benefits offered by the development of different drug-eluting stents, the coronary revascularization bears also the life-threatening risks of in-stent thrombosis and restenosis. Research on new therapeutic strategies is impaired by the lack of appropriate methods to study stent implantation and restenosis processes. Here, we describe a rapid and accessible procedure of stent implantation in mouse carotid artery, which offers the possibility to study in a convenient way the molecular mechanisms of vessel remodeling and the effects of different drug coatings.

A model of stent implantation in mouse carotid artery is described. Compared to other similar methods, this procedure is very rapid, simple and accessible, offering the possibility to study in a convenient way the vascular wall reaction to different drug-eluting stents and the molecular mechanisms of restenosis.

Un modèle murin d&#39;implantation d&#39;une endoprothèse dans l&#39;artère carotide pour l&#39;étude de la resténose

Despite  the considerable progress made in the stent development in the last decades,  cardiovascular diseases remain the main cause of death in western ...

Implantation of the Syncardia Total Artificial Heart

With advances in technology, the use of mechanical circulatory support devices for end stage heart failure has rapidly increased. The vast majority of such patients are generally well served by left ventricular assist devices (LVADs). However, a subset of patients with late stage biventricular failure or other significant anatomic lesions are not adequately treated by isolated left ventricular mechanical support. Examples of concomitant cardiac pathology that may be better treated by resection and TAH replacement includes: post infarction ventricular septal defect,&#160;aortic root aneurysm / dissection, cardiac allograft failure, massive ventricular thrombus, refractory malignant arrhythmias (independent of filling pressures), hypertrophic / restrictive cardiomyopathy, and complex congenital heart disease. Patients often present with cardiogenic shock and multi system organ dysfunction. Excision of both ventricles and orthotopic replacement with a total artificial heart (TAH) is an effective, albeit extreme, therapy for rapid restoration of blood flow and resuscitation. Perioperative management is focused on end organ resuscitation and physical rehabilitation. In addition to the usual concerns of infection, bleeding, and thromboembolism common to all mechanically supported patients, TAH patients face unique risks with regard to renal failure and anemia. Supplementation of the abrupt decrease in brain natriuretic peptide following ventriculectomy appears to have protective renal effects. Anemia following TAH implantation can be profound and persistent. Nonetheless, the anemia is generally well tolerated and transfusion are limited to avoid HLA sensitization. Until recently, TAH patients were confined as inpatients tethered to a 500 lb pneumatic console driver. Recent introduction of a backpack sized portable driver (currently under clinical trial) has enabled patients to be discharged home and even return to work. Despite the profound presentation of these sick patients, there is a 79-87% success in bridge to transplantation.

The purpose of this manuscript is to briefly review indications, management, and outcomes for the total artificial heart. Video operative techniques for device implantation are presented.

Implantation du coeur artificiel total SynCardia

With advances in technology, the use of mechanical circulatory support devices for end stage heart failure has rapidly increased. The vast majority of ...

Implantation of Total Artificial Heart in Congenital Heart Disease

In patients with end-stage heart failure (HF), a total artificial heart (TAH) may be implanted as a bridge to cardiac transplant. However, in congenital heart disease (CHD), the malformed heart presents a challenge to TAH implantation. 
In the case presented here, a 17 year-old patient with congenital transposition of the great arteries (CCTGA) experienced progressively worsening HF due to his congenital condition. He was hospitalized multiple times and received an implantable cardioverter defibrillator (ICD). However, his condition soon deteriorated to end-stage HF with multisystem organ failure. 
Due to the patient's grave clinical condition and the presence of complex cardiac lesions, the decision was made to proceed with a TAH. The abnormal arrangement of the patient's ventricles and great arteries required modifications to the TAH during implantation.
With the TAH in place, the patient was able to return home and regain strength and physical well-being while awaiting a donor heart. He was successfully bridged to heart transplantation 5 months after receiving the device. This report highlights the TAH is feasible even in patients with structurally abnormal hearts, with technical modification.

This is a case report of a patient with congenitally corrected transposition of the great arteries (CCTGA) who received a total artificial heart (TAH) as a bridge to heart transplant. The TAH was successfully implanted with modifications to accommodate the patient's congenitally malformed heart.

Implantation de cœur artificiel total dans la maladie cardiaque congénitale

In patients with end-stage heart failure (HF), a total artificial heart (TAH) may be implanted as a bridge to cardiac transplant. However, in congenital ...

Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. The long-term clinical results showed excellent patency rates, however, with significant incidence of stenosis. To investigate the cellular and molecular mechanisms of vascular neotissue formation and prevent stenosis development in tissue engineered vascular grafts (TEVGs), we developed a mouse model of the graft with approximately 1 mm internal diameter. First, the TEVGs were assembled from biodegradable tubular scaffolds fabricated from a polyglycolic acid nonwoven felt mesh coated with &#949;-caprolactone and L-lactide copolymer. The scaffolds were then placed in a lyophilizer, vacuumed for 24 hr, and stored in a desiccator until cell seeding. Second, bone marrow was collected from donor mice and mononuclear cells were isolated by density gradient centrifugation. Third, approximately one million cells were seeded on a scaffold and incubated O/N. Finally, the seeded scaffolds were then implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. The implanted grafts demonstrated excellent patency (&#62;90%) without evidence of thromboembolic complications or aneurysmal formation. This murine model will aid us in understanding and quantifying the cellular and molecular mechanisms of neotissue formation in the TEVG.

To improve our knowledge of cellular and molecular neotissue formation, a murine model of the TEVG was recently developed. The grafts were implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. This model achieves similar results to those achieved in our clinical investigation, but over a far shortened time-course.

Implantation de veine cave inférieure interposition de greffe en modèle de souris

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

Construction of Vapor Chambers Used to Expose Mice to Alcohol During the Equivalent of all Three Trimesters of Human Development

Exposure to alcohol during development can result in a constellation of morphological and behavioral abnormalities that are collectively known as Fetal Alcohol Spectrum Disorders (FASDs). At the most severe end of the spectrum is Fetal Alcohol Syndrome (FAS), characterized by growth retardation, craniofacial dysmorphology, and neurobehavioral deficits. Studies with animal models, including rodents, have elucidated many molecular and cellular mechanisms involved in the pathophysiology of FASDs. Ethanol administration to pregnant rodents has been used to model human exposure during the first and second trimesters of pregnancy. Third trimester ethanol consumption in humans has been modeled using neonatal rodents. However, few rodent studies have characterized the effect of ethanol exposure during the equivalent to all three trimesters of human pregnancy, a pattern of exposure that is common in pregnant women. Here, we show how to build vapor chambers from readily obtainable materials that can each accommodate up to six standard mouse cages. We describe a vapor chamber paradigm that can be used to model exposure to ethanol, with minimal handling, during all three trimesters. Our studies demonstrate that pregnant dams developed significant metabolic tolerance to ethanol. However, neonatal mice did not develop metabolic tolerance and the number of fetuses, fetus weight, placenta weight, number of pups/litter, number of dead pups/litter, and pup weight were not significantly affected by ethanol exposure. An important advantage of this paradigm is its applicability to studies with genetically-modified mice. Additionally, this paradigm minimizes handling of animals, a major confound in fetal alcohol research.

We demonstrate the construction of alcohol vapor chambers using readily available materials that simultaneously house 6 mouse cages. We further describe their use in a mouse model of fetal alcohol exposure equivalent to all 3&#160;trimesters of human pregnancy. This paradigm exposes animals during gestation and postnatal days 1-12.

Construction des chambres de vapeur utilisée pour exposer des souris à l&#39;alcool pendant l&#39;équivalent de toutes trois trimestres de développement humain

Exposure to alcohol during development can result in a constellation of morphological and behavioral abnormalities that are collectively known as Fetal ...

Murine Model of Femoral Artery Wire Injury with Implantation of a Perivascular Drug Delivery Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. While these therapies lead to the rapid restoration of blood flow, these technologies remain limited by restenosis in the case of bare metal stents and angioplasty, or reduced healing and possibly enhanced risk of thrombosis in the case of drug eluting stents. A key pathophysiological mechanism in the formation of restenosis is intimal hyperplasia caused by the activation of vascular smooth muscle cells and inflammation due to arterial stretch and injury. Surgeries that induce arterial injury in genetically modified mice are useful for the mechanistic study of the vascular response to injury but are often technically challenging to perform in mouse models due to the their small size and lack of appropriate sized devices. We describe two approaches for a surgical technique that induces endothelial denudation and arterial stretch in the femoral artery of mice to produce robust neointimal hyperplasia. The first approach creates an arteriotomy in the muscular branch of the femoral artery to obtain vascular access. Following wire injury this arterial branch is ligated to close the arteriotomy. A second approach creates an arteriotomy in the main femoral artery that is later closed through localized cautery. This method allows for vascular access through a larger vessel and, consequently, provides a less technically demanding procedure that can be used in smaller mice. Following either method of arterial injury, a degradable drug delivery patch can be placed over or around the injured artery to deliver therapeutic agents.

We describe a surgical technique that produces wire injury in the femoral artery of mice to induce neointimal hyperplasia to serve as a model testing system for the perivascular delivery of therapeutic compounds for the inhibition of restenosis.

Modèle murin de l&#39;artère fémorale fil des blessures à l&#39;implantation d&#39;un périvasculaire Drug Delivery Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. ...

Orthotopic Implantation and Peripheral Immune Cell Monitoring in the II-45 Syngeneic Rat Mesothelioma Model

The enormous upsurge of interest in immune-based treatments for cancer such as vaccines and immune checkpoint inhibitors, and increased understanding of the role of the tumor microenvironment in treatment response, collectively point to the need for immune-competent orthotopic models for pre-clinical testing of these new therapies. This paper demonstrates how to establish an orthotopic immune-competent rat model of pleural malignant mesothelioma. Monitoring disease progression in orthotopic models is confounded by the internal location of the tumors. To longitudinally monitor disease progression and its effect on circulating immune cells in this and other rat models of cancer, a single tube flow cytometry assay requiring only 25 &#181;l whole blood is described. This provides accurate quantification of seven immune parameters: total lymphocytes, monocytes and neutrophils, as well as the T-cell subsets CD4 and CD8, B-cells and Natural Killer cells. Different subsets of these parameters are useful in different circumstances and models, with the neutrophil to lymphocyte ratio having the greatest utility for monitoring disease progression in the mesothelioma model. Analyzing circulating immune cell levels using this single tube method may also assist in monitoring the response to immune-based treatments and understanding the underlying mechanisms leading to success or failure of treatment.

The generation of an orthotopic rat model of pleural malignant mesothelioma by implantation of II-45 mesothelioma cells into the pleural cavity of immune competent rats is presented. A flow cytometric method to analyze seven immune cell subsets in these animals from a 25 &#181;l&#160;blood sample is also described.

Orthotopique Implantation et périphérique des cellules immunitaires surveillance dans le modèle II-45 Syngénique Rat mésothéliome

The enormous upsurge of interest in immune-based treatments for cancer such as vaccines and immune checkpoint inhibitors, and increased understanding of ...

Surgical Training for the Implantation of Neocortical Microelectrode Arrays Using a Formaldehyde-fixed Human Cadaver Model

This protocol describes a procedure to assist surgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain. Recent technological progress has enabled the fabrication of microelectrode arrays that allow recording the activity of multiple individual neurons in the neocortex of the human brain. These arrays have the potential to bring unique insight onto the neuronal correlates of cerebral function in health and disease. Furthermore, the identification and decoding of volitional neuronal activity opens the possibility to establish brain-computer interfaces, and thus might help restore lost neurological functions. The implantation of neocortical microelectrode arrays is an invasive procedure requiring a supra-centimetric craniotomy and the exposure of the cortical surface; thus, the procedure must be performed by an adequately trained neurosurgeon. In order to provide an opportunity for surgical training, we designed a procedure based on a human cadaver model. The use of a formaldehyde-fixed human cadaver bypasses the practical, ethical and financial difficulties of surgical practice on animals (especially non-human primates) while preserving the macroscopic structure of the head, skull, meninges and cerebral surface and allowing realistic, operating room-like positioning and instrumentation. Furthermore, the use of a human cadaver is closer to clinical daily practice than any non-human model. The major drawbacks of the cadaveric simulation are the absence of cerebral pulsation and of blood and cerebrospinal fluid circulation. We suggest that a formaldehyde-fixed human cadaver model is an adequate, practical and cost-effective approach to ensure proper surgical training before implanting microelectrode arrays in the living human neocortex.

We designed a procedure in which a formaldehyde-fixed human cadaver is used to assist neurosurgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain.

Formation en chirurgie pour l’Implantation de la microélectrode néocorticales tableaux en utilisant un modèle de cadavre humain formaldéhyde-corrigé

This protocol describes a procedure to assist surgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain. ...

Cochlear Implantation in the Guinea Pig

Cochlear implants are highly efficient devices that can restore hearing in subjects with profound hearing loss. Due to improved speech perception outcomes, candidacy criteria have been expanded over the last few decades. This includes patients with substantial residual hearing that benefit from electrical and acoustical stimulation of the same ear, which makes hearing preservation during cochlear implantation an important issue. Electrode impedances and the related issue of energy consumption is another major research field, as progress in this area could pave the way for fully implantable auditory prostheses. To address these issues in a systematic way, adequate animal models are essential. Therefore, the goal of this protocol is to provide an animal model of cochlear implantation, which can be used to address various research questions. Due to its large tympanic bulla, which allows easy surgical access to the inner ear, as well as its hearing range which is relatively similar to the hearing range of humans, the guinea pig is a commonly used species in auditory research. Cochlear implantation in the guinea pig is performed via a retroauricular approach. Through the bullostomy a cochleostomy is drilled and the cochlear implant electrode is inserted into the scala tympani. This electrode can then be used for electrical stimulation, determination of electrode impedances and the measurement of compound action potentials of the auditory nerve. In addition to these applications, cochlear implant electrodes can also be used as drug delivery devices, if a topical delivery of pharmaceutical agents to the cells or fluids of the inner ear is intended.

The goal of this protocol is to provide an animal model of cochlear implantation, which can be used to address a multitude of research questions. Potential applications include the evaluation of pharmaceutical interventions or electrical stimulation for beneficial effects on hearing thresholds or electrode impedances.