Bereitgestellten Finanzmittel von den National Institutes of Health (NIH) Zuschuss R01-HL088424; Veterans Affairs Merit Award zu PPY.

1. Sponge Vorbereitung <ol><li> Hydrat Schwämmen vom Rühren über Nacht in 0,9% (w / v) wässriger Natriumchlorid-Lösung. </li><li> Sterilisieren durch Autoklavieren hydratisiert Schwämme ihnen. Für 75 ml, Autoklaven für 25 Minuten bei 121 ° C </li></ol> Hinweis: Lädt Schwämme mit einer Behandlung, wie unten beschrieben ist optional. <ol start="3"><li> In einer sterilen Werkbank mit sterilen Instrumenten, nehmen Sie ein Schwamm aus der Lösung unter Verwendung einer Pinzette. Drücken Sie den Schwamm mit der Pinzette und mit einem Staubsauger Spitze, so viel wie möglich zu entfernen Lösung aus dem Schwamm. Legen Sie die ausgewrungenen Schwamm in einem Gewebekulturschale, wobei darauf zu Raum zwischen Schwämmen zu verlassen. Multiple-Well-Platten verwendet werden, um verschiedene Behandlungen zu trennen. </li><li> Pipettieren der Behandlungslösung direkt auf die Mitte eines Schwamms. Drücken Sie sanft auf den Schwamm mit der Pipettenspitze, nachdem die Lösung auf den Schwamm wurde angeordnet, dadurch wird der Schwamm absorbieren die Lösung. Hinweis: Die 6mmDurchmesser von 2,75 mm dicke Schwämme, die wir einsetzen können, um ein Maximum von 25 ul zu halten. </li><li> Sobald alle Schwämme geladen werden, kann die Platte aber in auf Eis gelagert werden, bis sie in der Maus implantiert werden. </li></ol> 2. Chirurgisches Vorgehen <ol><li> Passenderweise Tier zu betäuben und zu verwalten Präventivschlag Analgetikum. Die gesamte Prozedur dauert etwa 20 Minuten pro Tier. Für eine Maus mit 30 g 1,5 Liter pro Minute von Sauerstoff mit 1,5% Isofluran wird zur Einleitung und Aufrechterhaltung einer Narkose. Beim Tier ist nicht mehr in Reaktion auf die Prise Reflex-Test, in Nasenkonus in Rückenlage. Verwenden Sie einen elektrischen Rasierer rasieren, um einen 1 Zoll x 1 Zoll Bereich an der unteren Bauchseite unterhalb des Brustkorbs. Wischen Sie von geschnittenen Haaren. </li><li> Sterilisieren Sie den rasierten Bereich durch eine Reinigung mit Betadin um 70% Alkohol. Wiederholen Sie diesen Betadin-Alkohol-Reinigung dreimal. </li><li> Halten Sie die Haut gelehrt, verwenden Sie das Skalpell an einen vertikalen Schnitt von 1,5 bis 2-fache der diaMeter der Schwämme zu eingefügt werden, vorsichtig zu sein, um nicht durch die Körperhöhle zu schneiden. </li><li> Verwenden Sie eine Pinzette, um die Kante der Haut halten und langsam beginnen, trennt die Haut vor dem Muskel auf beiden Seiten des Schnittes mit Metzembaum Schere. Die Tasche sollte über die Breite der Maus und aus dem Brustkorb auf den Hinterbeinen zu gehen. </li><li> Verwenden Sie eine Pinzette zu holen den ersten Schwamm, um im Tier durch Kneifen es von den Seiten platziert werden. Übertragen Sie den Schwamm zu einer geraden Pinzette, so dass es von oben und unten gehalten wird. </li><li> Verwenden Sie eine Pinzette, um die Kante der Haut an und heben Sie so, dass der Schwamm eingefügt werden können. Langsam fügen Sie den Schwamm versuche zu vermeiden, das Berühren der Haut oder unter den Muskel wie der Schwamm wird schwierig sein, sich zu bewegen, sobald es Gewebe berührt hat. Wiederholen Sie für alle Schwämme. </li><li> Sobald alle Schwämme wurden eingefügt, zwei oder drei Fäden Ort, um den Schnitt zu schließen. Verwenden Sie eine Pinzette, um beide Seiten des Einschnitts zusammenzuhalten und fädeln die Sutuerneut durch beide Schichten der Haut. Ziehen Sie den ersten Wurf gerade genug, um die Haut Kanten schließen. Beenden Sie die quadratischen Knoten mit einem weiteren aus der anderen Richtung, diesmal zog den Knoten fest zu werfen. Dann binden zwei weitere quadratische Knoten, um die Naht (Abbildung 2) zu beenden. Setzen Sie zusätzliche Nähte, um die gesamte Einschnitt zu schließen. Andere Wunde Klebeverfahren kann wie DERMABOND-, Wund-Clips oder Klammern verwendet werden. </li><li> Entfernen Tier aus der Narkose-System und zu überwachen, während das Bewusstsein wieder aufgenommen wird. Tiere sollten schnell beginnen ambulating und zum präoperativen Mobilität. Versichern, dass sie in der Lage, ausreichend Nahrung und Wasser zu erreichen sind. Befeuchtetes Lebensmittel in die Boden des Käfigs in Genesung zu unterstützen abgegeben werden. Weiter zum Tier täglich überwachen für Anzeichen von Leiden oder Beschwerden, und überprüfen Sie die Inzisionsstelle für eine Infektion, Entzündung und Dehiszenz. Geeignete Maßnahmen ergreifen, wenn keine Komplikationen auf Erholung zu finden sind. </li></ol> 3. Optional Injection <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Hinweis: Sobald die Schwämme in das Tier implantiert worden sind, können sie mit einer Lösung aus Zellen, Medikamenten, Wachstumsfaktoren usw. injiziert werden Dies ermöglicht eine Analyse der Auswirkungen der injizierten Substanz während der abwechslungsreichen Lieferzeiten und Verwaltung Regime. Wenn Injektionen fertig sind eine Kontrolle sollte immer verwendet werden. <ol><li> Um den Schwamm mit einer gewünschten Lösung zu injizieren, zunächst die Menge der Substanz auf die Maus zu verabreichen. Die Substanz muss konzentriert, so dass die Einspritzmenge weniger als die Hälfte des Gesamtvolumens der Schwamm aufnehmen kann ist. </li><li> Bereiten Sie eine Spritze für die Injektion (für Mäuse verwenden wir eine Nadel 28 G). </li><li> Platzieren Sie das Tier, um die Injektionen unter Narkose erhalten. </li><li> Wenn das Tier reagiert nicht mehr auf der Pinch-Test kann die Injektion gegeben werden. </li><li> Um die Injektion geben, drücken Sie die Nadel in einem 45 ° Winkel gründlich die Haut in der Mitte des Schwammes. Dann drücken Sie die Nadel in den Schwamm nur gehen auf halbem Wegdurch seine Dicke. Das Ziel ist, in die exakte Mitte des Schwammes zu injizieren. </li><li> Um zu überprüfen, um sicherzustellen, dass die Nadel in den Schwamm, langsam heben Sie die Nadel vertikal. Wenn die Nadel in den Schwamm, sollte der Schwamm nach oben mit der Nadel. </li><li> Langsam in den Schwamm spritzen und entfernen Sie die Nadel. Wenn es mehrere Schwämme erfordern Injektionen sind, ist es möglich, dass einige der injizierten Flüssigkeit aus wird aus den bisherigen Injektionsstellen geschoben werden. </li></ol> 4. Sponge Removal Hinweis: Während der Schwamm entfernt, behandeln Sie den Schwamm mit besonderer Vorsicht. Vermeiden Durchdringen der Schwamm mit den chirurgischen Instrumenten und einen übermäßigen Blutungen in den Schwamm durch die Vermeidung der großen Arterien um das umgebende Gewebe. <ol><li> Nachdem das Tier eingeschläfert ist, entfernen Sie den Schwamm, indem Sie die Haut mit einer Pinzette und einen Einschnitt schließen Sie den Schwamm. </li><li> Trennen Sie vorsichtig die Schwämme aus dem umgebenden Kapsel ein<html> ND vermeiden Ernte zusätzliche Gewebe um den Schwamm. Für Assays wie Drug-Delivery-oder Morphometrie, ist weniger die Genauigkeit für die Exzision erforderlich. </li></ol> 5. Repräsentative Ergebnisse Entfernte Schwämme können unter verschiedenen Bedingungen in Abhängigkeit von der Art der Untersuchung, die durchgeführt werden gespeichert. Zum Schneiden können die abgerufenen Schwämme in einem Medium zum Einfrieren wie Optimal Cutting Temperature (OCT)-Verbindung eingebettet werden, oder in 10% Formalin für Einbetten und Schneiden in Paraffin-Blöcke (Abbildung 3A und B). Die besten Ergebnisse für das Schneiden werden erzielt, wenn der Schwamm in der Hälfte über den Durchmesser geschnitten und eingebettet Schnittfläche nach unten (Abb. 4A und B). Abschnitte des Schwamms ergriffen werden sollten, so dass gesamte Breite des Schwammes vorliegt. 3A zeigt zwei Schwämme, wurde die linke Schwamm eingebetteten / geschnittene falsch und die rechte Schwamm wurde korrekt verarbeitet. ENT &quot;&gt; Für die Analyse, Schwämme können in ein Eppendorf-Röhrchen platziert werden und bei -20 ° C bis zur Verarbeitung bereit für RNA und quantitative Echtzeit-PCR-Analyse Schwämme in ein Eppendorf-Röhrchen, schockgefroren gelegt werden sollte und gespeichert. - 80 ° C. Darüber hinaus kann eine RNA Konservierungsmittel, wie RNAlater von QIAGEN, verwendet, um die RNA für eine sichere Lagerung bei höheren Temperaturen zu stabilisieren. Wundflüssigkeit kann durch Drücken der Schwämme über einem Gefäß gesammelt werden, und Bündelung des Fluids aus mehrere Schwämme, um eine repräsentative Probe zu erhalten. Live-Zellen, wie Fibroblasten, Makrophagen und Lymphozyten, können auch aus den Schwämmen gewonnen werden. Nach der Entnahme aus dem Tier, Schwämme können vorhanden sein, in einem geeigneten Medium für die gewünschte Art der Zellen. Schwämme können verarbeitet, um die Zellen durch physikalische (dh Hacken) oder enzymatische (dh Collagenase) Verfahren freizusetzen. <img alt="Abbildung 1." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig1.jpg" /> Abbildung 1. DehydraTed PVA-Schwamm-Festplatten in drei verschiedenen Größen. <img alt="Abbildung 2." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig2.jpg" /> Abbildung 2. Das Bild der Maus Wundheilung Modell zeigt Lage der seitlichen Wunde und vier PVA Schwämme. <img alt="Abbildung 3." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig3.jpg" /> Abbildung 3. (A) H &amp; E Färbung mit 4x und (B) Trichromfärbung bei 10x geschnitten von in Paraffin eingebetteten Schwämme. <img alt="Abbildung 4." src="/files/ftp_upload/3885/3885fig4.jpg" /> Abbildung 4. (A) Bild von Schwamm halbieren entlang des Durchmessers. (B) PVA Schwamm Hälfte, eingebettet Schnittfläche nach unten in Oktober

<ol>
	<li>Efron, D. T., Barbul, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subcutaneous+sponge+models.">Subcutaneous sponge models.</a> Methods Mol. Med. 78, 83-93 (2003).</li><li>Gottrup, F., Agren, M. S., Karlsmark, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Models+for+use+in+wound+healing+research:+a+survey+focusing+on+in+vitro+and+in+vivo+adult+soft+tissue.">Models for use in wound healing research: a survey focusing on in vitro and in vivo adult soft tissue.</a> Wound Repair. 8, 83-96 (2000).</li><li>Sprugel, K. H., McPherson, J. M., Clowes, A. W., Ross, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+growth+factors+in+vivo.+I.+Cell+ingrowth+into+porous+subcutaneous+chambers.">Effects of growth factors in vivo. I. Cell ingrowth into porous subcutaneous chambers.</a> Am. J. Pathol. 129, 601-613 (1987).</li><li>Alaish, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+polyvinyl+alcohol+sponge+and+expanded+polytetrafluoroethylene+subcutaneous+implants+as+models+to+evaluate+wound+healing+potential+in+human+beings.">Comparison of the polyvinyl alcohol sponge and expanded polytetrafluoroethylene subcutaneous implants as models to evaluate wound healing potential in human beings.</a> Wound Repair. 3, 292-298 (1995).</li><li>Davidson, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+for+wound+repair.">Animal models for wound repair.</a> Arch. Dermatol. Res. 290, 1-11 (1998).</li><li>Alfaro, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=sFRP2+suppression+of+bone+morphogenic+protein+(BMP)+and+Wnt+signaling+mediates+mesenchymal+stem+cell+(MSC)+self-renewal+promoting+engraftment+and+myocardial+repair.">sFRP2 suppression of bone morphogenic protein (BMP) and Wnt signaling mediates mesenchymal stem cell (MSC) self-renewal promoting engraftment and myocardial repair.</a> J. Biol. Chem. 285, 35645-35653 (2010).</li><li>Andrade, S. P., Ferreira, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+sponge+implant+model+of+angiogenesis.">The sponge implant model of angiogenesis.</a> Methods Mol. Biol. 467, 295-304 (2009).</li><li>Diegelmann, R. F., Lindblad, W. J., Cohen, I. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+subcutaneous+implant+for+wound+healing+studies+in+humans.">A subcutaneous implant for wound healing studies in humans.</a> J. Surg. Res. 40, 229-237 (1986).</li><li>Efron, D. T., Most, D., Shi, H. P., Tantry, U. S., Barbul, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+of+studying+wound+healing.">A novel method of studying wound healing.</a> J. Surg. Res. 98, 16-20 (2001).</li><li>Lindblad, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Considerations+for+selecting+the+correct+animal+model+for+dermal+wound-healing+studies.">Considerations for selecting the correct animal model for dermal wound-healing studies.</a> J. Biomater. Sci. Polym. Ed. 19, 1087-1096 (2008).</li></ol>

Wir haben nichts zu offenbaren.

<p class="jove_content"&gt; Der Schwamm Modells für die Wundheilung hat mehrere Varianten, sondern kann auf viele verschiedene Arten, einschließlich Menschen und den Schwämmen durchgeführt werden können dorsal implantiert werden<sup&gt; 1,2,8</sup&gt;. Für Untersuchungen am Menschen und einigen anderen Arten, kann Schwämme müssen in einem porösen Silikonschlauch platziert werden, um den Schwamm aus eingekapselt zu verhindern und eine einfache Entnahme zu ermöglichen<sup&gt; 4,8</sup&gt;. Die Lage des Schwammes Implantation kann bezogen auf die gewünschten Ergebnisse und die Fähigkeit der Techniker geändert werden. Dorsale Implantation kann damit die Schwämme unter die Haut zu bewegen, während ventralen Implantate erschwert durch Wahrscheinlichkeit Durchtrennen der Bauchhöhle sind. Die Schwämme können mit einem Katheter eingestellt werden, dass Arzneimittelabgabe ist konstanten und kontrollierten, wodurch die Notwendigkeit für mehrere Injektionen<sup&gt; 9</sup&gt;. Kleinere, röhrenförmige Schwämme können sogar durch eine Nadel injiziert werden<sup&gt; 8</sup&gt;. Schwämme &quot;Zusammensetzung ist nicht nur Polyvinylalkohol beschränkt. Sie können aus vielen Materialien allein oder in Kombination hergestellt werden<sup&gt; 7</sup&gt;.</p&gt;<p class="jove_content"&gt; Es ist entscheidend für Schwamm Vorbereitung und Platzierung in der Tier konsequent zu sein und richtig verstanden werden. Wenn Schwämme aus Platten geschnitten werden müssen sie von ähnlichem Gewicht für die Vergleichbarkeit sein. Wenn der Schwamm mit Zellen oder einer Behandlung geladen werden soll, die Menge in jeder Schwamm angeordnet genau zu sein. Der Heilungsprozess kann basierend auf dem Ort der Anordnung der Schwamm in der tierischen und Heilung variieren mit dem Abstand von dem Kopf, desto niedriger ist<sup&gt; 1,10</sup&gt;.</p

<table border="1"><tbody><tr><td> Material Name </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> PVA-Schwamm </td><td> Medtronic </td><td> CF120 </td><td> Die Größe und Porosität des Schwamms hängt von dem Experiment </td></tr><tr><td> Skalpellklinge Größe 15 </td><td> BD Medial </td><td> 371115 </td><td></td></tr><tr><td> Metzembaum Schere </td><td> Thermo Scientific </td><td> 79-211 </td><td></td></tr><tr><td> Hemostat Zange </td><td> Fine Science Tools </td><td> 13004-14 </td><td></td></tr><tr><td> Nadelhalter </td><td> Fine Science Tools </td><td> 12004-16 </td><td></td></tr><tr><td> 5-0 Nylonfaden </td><td> Ethilon </td><td> 698 </td><td></td></tr><tr><td> Oktober compound </td><td> Tissue-Tek </td><td> 4583 </td><td></td></tr></tbody></table>

the polyvinyl alcohol sponge model implantation

Die Wundheilung ist ein komplexer, mehrstufiger Prozess, an vielen Zelltypen, Wachstumsfaktoren und Verbindungen 1-3. Aufgrund dieser Komplexität sind die Wundheilung umfassendsten Studien bei in vivo durchgeführt. Es gibt viele in-vivo-Modelle zur Verfügung, um akute Wundheilung, einschließlich incisional, excisional, toten Raum zu studieren, und Verbrennungen. Dead Space-Modelle sind künstliche, poröse Implantate, die verwendet werden, um Gewebe-Bildung und die Wirkung von Substanzen auf die Wunde zu untersuchen sind. Einige der häufig verwendeten Totraum Modelle beinhalten Polyvinylalkohol (PVA) Schwämme, Stahldrahtgeflecht Zylinder, expandiertes Polytetrafluorethylen (ePTFE) Material und die Cellstick 1,2. Jeder Totraum Modell hat seine eigenen Grenzen auf ihre materielle Zusammensetzung und Implantation Methoden. Das Stahldrahtgeflecht Zylinder Modell verfügt über eine Lag-Phase der Infiltration nach der Implantation und erfordert eine lange Zeit, bevor die Bildung von Granulationsgewebe Begins 1. Spätere Stadien der Wundheilung werden am besten analysiert mit Hilfe der ePTFE-Modell 1,4. Das ist ein Cellstick Zelluloseschwamm in einem Silikonschlauch Modell, das in der Regel für das Studium der Humanmedizin verwendet wird, Wunden und Wundflüssigkeit 2. Die PVA-Schwamm wird auf akute Studien begrenzt, weil es mit der Zeit, eine Fremdkörperreaktion, die eine riesige Zelle Reaktion im Tier verursacht 5 provozieren beginnt. Im Gegensatz zu anderen Materialien, sind PVA-Schwämme leicht einzusetzen und zu entfernen, aus inerten und nicht-biologisch abbaubaren Materialien und sind dennoch weich genug, um zu zerschneiden für die histologische Analyse 2,5. In der Wundheilung der PVA Schwamm ist sehr nützlich für die Analyse die Bildung von Granulationsgewebe, Kollagenablagerung, Wundflüssigkeit Zusammensetzung, und die Wirkungen von Substanzen auf den Heilungsprozess 1,2,5. Zusätzlich zu seiner Verwendung bei der Untersuchung eine Vielzahl von Attributen der Wundheilung hat die PVA-Schwamm auch in vielen anderen Arten von Untersuchungen verwendet werden. Es hverwendet worden, um als Tumor-Angiogenese, Drug-Delivery-und Stammzell-Transplantation das Überleben und 1,2,6,7 zu untersuchen. Mit seinem großen Veränderlichkeit, vor extensivem Gebrauch und reproduzierbare Ergebnisse ist die PVA-Schwamm ein ideales Modell für viele Studien 1,2. Hier werden wir beschreiben die Herstellung, Implantation und den Abruf von PVA-Schwamm-Festplatten (Abbildung 1) in einem Mausmodell der Wundheilung.

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The Polyvinyl Alcohol Sponge Model Implantation

Ein nützliches Werkzeug, um die Wirkungen von Arzneimitteln, Wachstumsfaktoren und / oder manipulierte Zellen in einem Tiermodell der Wundheilung Analyse beschrieben. Diese Technik nutzt die Eigenschaften eines Polyvinylalkohol (PVA) Schwamm zu liefern und beinhalten die gewünschte Behandlung und auch eine Plattform zum ausgeschnitten und analysiert werden.

Die Polyvinylalkoholschwamm Modell Implantation

Wound healing is a complicated, multistep process involving many cell types, growth factors and compounds1-3. Because of this complexity, wound healing ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

19.7K Aufrufe.  Vanderbilt University School of Medicine. Ein nützliches Werkzeug, um die Wirkungen von Arzneimitteln, Wachstumsfaktoren und / oder manipulierte Zellen in einem Tiermodell der Wundheilung Analyse beschrieben. Diese Technik nutzt die Eigenschaften eines Polyvinylalkohol (PVA) Schwamm zu liefern und beinhalten die gewünschte Behandlung und auch eine Plattform zum ausgeschnitten und analysiert werden.

Serie: The Polyvinyl Alcohol Sponge Model Implantation

Assessing Teratogenic Changes in a Zebrafish Model of Fetal Alcohol Exposure

Fetal alcohol syndrome (FAS) is a severe manifestation of embryonic exposure to ethanol. It presents with characteristic defects to the face and organs, including mental retardation due to disordered and damaged brain development. Fetal alcohol spectrum disorder (FASD) is a term used to cover a continuum of birth defects that occur due to maternal alcohol consumption, and occurs in approximately 4% of children born in the United States. With 50% of child-bearing age women reporting consumption of alcohol, and half of all pregnancies being unplanned, unintentional exposure is a continuing issue2. In order to best understand the damage produced by ethanol, plus produce a model with which to test potential interventions, we developed a model of developmental ethanol exposure using the zebrafish embryo. Zebrafish are ideal for this kind of teratogen study3-8. Each pair lays hundreds of eggs, which can then be collected without harming the adult fish. The zebrafish embryo is transparent and can be readily imaged with any number of stains. Analysis of these embryos after exposure to ethanol at different doses and times of duration and application shows that the gross developmental defects produced by ethanol are consistent with the human birth defect. Described here are the basic techniques used to study and manipulate the zebrafish FAS model.

In order to understand the molecular mechanisms of the ethanol-induced developmental damage, we have developed a zebrafish model of ethanol exposure and are exploring the physical, cellular, and genetic alterations that occur after ethanol exposure1. We then seek to find potential interventions and rapidly test them in this animal model.

Die Beurteilung Teratogene Änderungen in einem Zebrafisch-Modell der Fetal Alcohol Exposure

Fetal alcohol syndrome (FAS) is a severe manifestation of embryonic exposure to ethanol. It presents with characteristic defects to the face and organs, ...

Forschung

Medizin

A Murine Model of Stent Implantation in the Carotid Artery for the Study of Restenosis

Despite the considerable progress made in the stent development in the last decades, cardiovascular diseases remain the main cause of death in western countries. Beside the benefits offered by the development of different drug-eluting stents, the coronary revascularization bears also the life-threatening risks of in-stent thrombosis and restenosis. Research on new therapeutic strategies is impaired by the lack of appropriate methods to study stent implantation and restenosis processes. Here, we describe a rapid and accessible procedure of stent implantation in mouse carotid artery, which offers the possibility to study in a convenient way the molecular mechanisms of vessel remodeling and the effects of different drug coatings.

A model of stent implantation in mouse carotid artery is described. Compared to other similar methods, this procedure is very rapid, simple and accessible, offering the possibility to study in a convenient way the vascular wall reaction to different drug-eluting stents and the molecular mechanisms of restenosis.

Ein Mausmodell der Stentimplantation in der Arteria carotis für das Studium der Restenose

Despite  the considerable progress made in the stent development in the last decades,  cardiovascular diseases remain the main cause of death in western ...

Implantation of the Syncardia Total Artificial Heart

With advances in technology, the use of mechanical circulatory support devices for end stage heart failure has rapidly increased. The vast majority of such patients are generally well served by left ventricular assist devices (LVADs). However, a subset of patients with late stage biventricular failure or other significant anatomic lesions are not adequately treated by isolated left ventricular mechanical support. Examples of concomitant cardiac pathology that may be better treated by resection and TAH replacement includes: post infarction ventricular septal defect,&#160;aortic root aneurysm / dissection, cardiac allograft failure, massive ventricular thrombus, refractory malignant arrhythmias (independent of filling pressures), hypertrophic / restrictive cardiomyopathy, and complex congenital heart disease. Patients often present with cardiogenic shock and multi system organ dysfunction. Excision of both ventricles and orthotopic replacement with a total artificial heart (TAH) is an effective, albeit extreme, therapy for rapid restoration of blood flow and resuscitation. Perioperative management is focused on end organ resuscitation and physical rehabilitation. In addition to the usual concerns of infection, bleeding, and thromboembolism common to all mechanically supported patients, TAH patients face unique risks with regard to renal failure and anemia. Supplementation of the abrupt decrease in brain natriuretic peptide following ventriculectomy appears to have protective renal effects. Anemia following TAH implantation can be profound and persistent. Nonetheless, the anemia is generally well tolerated and transfusion are limited to avoid HLA sensitization. Until recently, TAH patients were confined as inpatients tethered to a 500 lb pneumatic console driver. Recent introduction of a backpack sized portable driver (currently under clinical trial) has enabled patients to be discharged home and even return to work. Despite the profound presentation of these sick patients, there is a 79-87% success in bridge to transplantation.

The purpose of this manuscript is to briefly review indications, management, and outcomes for the total artificial heart. Video operative techniques for device implantation are presented.

Die Implantation der Kunstherz SynCardia

With advances in technology, the use of mechanical circulatory support devices for end stage heart failure has rapidly increased. The vast majority of ...

Implantation of Total Artificial Heart in Congenital Heart Disease

In patients with end-stage heart failure (HF), a total artificial heart (TAH) may be implanted as a bridge to cardiac transplant. However, in congenital heart disease (CHD), the malformed heart presents a challenge to TAH implantation. 
In the case presented here, a 17 year-old patient with congenital transposition of the great arteries (CCTGA) experienced progressively worsening HF due to his congenital condition. He was hospitalized multiple times and received an implantable cardioverter defibrillator (ICD). However, his condition soon deteriorated to end-stage HF with multisystem organ failure. 
Due to the patient's grave clinical condition and the presence of complex cardiac lesions, the decision was made to proceed with a TAH. The abnormal arrangement of the patient's ventricles and great arteries required modifications to the TAH during implantation.
With the TAH in place, the patient was able to return home and regain strength and physical well-being while awaiting a donor heart. He was successfully bridged to heart transplantation 5 months after receiving the device. This report highlights the TAH is feasible even in patients with structurally abnormal hearts, with technical modification.

This is a case report of a patient with congenitally corrected transposition of the great arteries (CCTGA) who received a total artificial heart (TAH) as a bridge to heart transplant. The TAH was successfully implanted with modifications to accommodate the patient's congenitally malformed heart.

Die Implantation von Total Artificial Heart in Congenital Heart Disease

In patients with end-stage heart failure (HF), a total artificial heart (TAH) may be implanted as a bridge to cardiac transplant. However, in congenital ...

Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. The long-term clinical results showed excellent patency rates, however, with significant incidence of stenosis. To investigate the cellular and molecular mechanisms of vascular neotissue formation and prevent stenosis development in tissue engineered vascular grafts (TEVGs), we developed a mouse model of the graft with approximately 1 mm internal diameter. First, the TEVGs were assembled from biodegradable tubular scaffolds fabricated from a polyglycolic acid nonwoven felt mesh coated with &#949;-caprolactone and L-lactide copolymer. The scaffolds were then placed in a lyophilizer, vacuumed for 24 hr, and stored in a desiccator until cell seeding. Second, bone marrow was collected from donor mice and mononuclear cells were isolated by density gradient centrifugation. Third, approximately one million cells were seeded on a scaffold and incubated O/N. Finally, the seeded scaffolds were then implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. The implanted grafts demonstrated excellent patency (&#62;90%) without evidence of thromboembolic complications or aneurysmal formation. This murine model will aid us in understanding and quantifying the cellular and molecular mechanisms of neotissue formation in the TEVG.

To improve our knowledge of cellular and molecular neotissue formation, a murine model of the TEVG was recently developed. The grafts were implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. This model achieves similar results to those achieved in our clinical investigation, but over a far shortened time-course.

Die Implantation von Vena Cava Interposition Graft in Maus-Modell

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

Construction of Vapor Chambers Used to Expose Mice to Alcohol During the Equivalent of all Three Trimesters of Human Development

Exposure to alcohol during development can result in a constellation of morphological and behavioral abnormalities that are collectively known as Fetal Alcohol Spectrum Disorders (FASDs). At the most severe end of the spectrum is Fetal Alcohol Syndrome (FAS), characterized by growth retardation, craniofacial dysmorphology, and neurobehavioral deficits. Studies with animal models, including rodents, have elucidated many molecular and cellular mechanisms involved in the pathophysiology of FASDs. Ethanol administration to pregnant rodents has been used to model human exposure during the first and second trimesters of pregnancy. Third trimester ethanol consumption in humans has been modeled using neonatal rodents. However, few rodent studies have characterized the effect of ethanol exposure during the equivalent to all three trimesters of human pregnancy, a pattern of exposure that is common in pregnant women. Here, we show how to build vapor chambers from readily obtainable materials that can each accommodate up to six standard mouse cages. We describe a vapor chamber paradigm that can be used to model exposure to ethanol, with minimal handling, during all three trimesters. Our studies demonstrate that pregnant dams developed significant metabolic tolerance to ethanol. However, neonatal mice did not develop metabolic tolerance and the number of fetuses, fetus weight, placenta weight, number of pups/litter, number of dead pups/litter, and pup weight were not significantly affected by ethanol exposure. An important advantage of this paradigm is its applicability to studies with genetically-modified mice. Additionally, this paradigm minimizes handling of animals, a major confound in fetal alcohol research.

We demonstrate the construction of alcohol vapor chambers using readily available materials that simultaneously house 6 mouse cages. We further describe their use in a mouse model of fetal alcohol exposure equivalent to all 3&#160;trimesters of human pregnancy. This paradigm exposes animals during gestation and postnatal days 1-12.

Bau von Dampfkammern verwendet, um Mäuse zu Alkohol Expose Während der Equivalent aller drei Trimester der Human Development

Exposure to alcohol during development can result in a constellation of morphological and behavioral abnormalities that are collectively known as Fetal ...

Murine Model of Femoral Artery Wire Injury with Implantation of a Perivascular Drug Delivery Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. While these therapies lead to the rapid restoration of blood flow, these technologies remain limited by restenosis in the case of bare metal stents and angioplasty, or reduced healing and possibly enhanced risk of thrombosis in the case of drug eluting stents. A key pathophysiological mechanism in the formation of restenosis is intimal hyperplasia caused by the activation of vascular smooth muscle cells and inflammation due to arterial stretch and injury. Surgeries that induce arterial injury in genetically modified mice are useful for the mechanistic study of the vascular response to injury but are often technically challenging to perform in mouse models due to the their small size and lack of appropriate sized devices. We describe two approaches for a surgical technique that induces endothelial denudation and arterial stretch in the femoral artery of mice to produce robust neointimal hyperplasia. The first approach creates an arteriotomy in the muscular branch of the femoral artery to obtain vascular access. Following wire injury this arterial branch is ligated to close the arteriotomy. A second approach creates an arteriotomy in the main femoral artery that is later closed through localized cautery. This method allows for vascular access through a larger vessel and, consequently, provides a less technically demanding procedure that can be used in smaller mice. Following either method of arterial injury, a degradable drug delivery patch can be placed over or around the injured artery to deliver therapeutic agents.

We describe a surgical technique that produces wire injury in the femoral artery of mice to induce neointimal hyperplasia to serve as a model testing system for the perivascular delivery of therapeutic compounds for the inhibition of restenosis.

Mausmodell der Femoralarterie Draht Verletzung mit Implantation einer Perivaskuläre Drug Delivery-Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. ...

Orthotopic Implantation and Peripheral Immune Cell Monitoring in the II-45 Syngeneic Rat Mesothelioma Model

The enormous upsurge of interest in immune-based treatments for cancer such as vaccines and immune checkpoint inhibitors, and increased understanding of the role of the tumor microenvironment in treatment response, collectively point to the need for immune-competent orthotopic models for pre-clinical testing of these new therapies. This paper demonstrates how to establish an orthotopic immune-competent rat model of pleural malignant mesothelioma. Monitoring disease progression in orthotopic models is confounded by the internal location of the tumors. To longitudinally monitor disease progression and its effect on circulating immune cells in this and other rat models of cancer, a single tube flow cytometry assay requiring only 25 &#181;l whole blood is described. This provides accurate quantification of seven immune parameters: total lymphocytes, monocytes and neutrophils, as well as the T-cell subsets CD4 and CD8, B-cells and Natural Killer cells. Different subsets of these parameters are useful in different circumstances and models, with the neutrophil to lymphocyte ratio having the greatest utility for monitoring disease progression in the mesothelioma model. Analyzing circulating immune cell levels using this single tube method may also assist in monitoring the response to immune-based treatments and understanding the underlying mechanisms leading to success or failure of treatment.

The generation of an orthotopic rat model of pleural malignant mesothelioma by implantation of II-45 mesothelioma cells into the pleural cavity of immune competent rats is presented. A flow cytometric method to analyze seven immune cell subsets in these animals from a 25 &#181;l&#160;blood sample is also described.

Orthotopen Implantation und der peripheren Immunzellenüberwachung in der II-45 Syngene Rat Mesotheliom Modell

The enormous upsurge of interest in immune-based treatments for cancer such as vaccines and immune checkpoint inhibitors, and increased understanding of ...

Surgical Training for the Implantation of Neocortical Microelectrode Arrays Using a Formaldehyde-fixed Human Cadaver Model

This protocol describes a procedure to assist surgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain. Recent technological progress has enabled the fabrication of microelectrode arrays that allow recording the activity of multiple individual neurons in the neocortex of the human brain. These arrays have the potential to bring unique insight onto the neuronal correlates of cerebral function in health and disease. Furthermore, the identification and decoding of volitional neuronal activity opens the possibility to establish brain-computer interfaces, and thus might help restore lost neurological functions. The implantation of neocortical microelectrode arrays is an invasive procedure requiring a supra-centimetric craniotomy and the exposure of the cortical surface; thus, the procedure must be performed by an adequately trained neurosurgeon. In order to provide an opportunity for surgical training, we designed a procedure based on a human cadaver model. The use of a formaldehyde-fixed human cadaver bypasses the practical, ethical and financial difficulties of surgical practice on animals (especially non-human primates) while preserving the macroscopic structure of the head, skull, meninges and cerebral surface and allowing realistic, operating room-like positioning and instrumentation. Furthermore, the use of a human cadaver is closer to clinical daily practice than any non-human model. The major drawbacks of the cadaveric simulation are the absence of cerebral pulsation and of blood and cerebrospinal fluid circulation. We suggest that a formaldehyde-fixed human cadaver model is an adequate, practical and cost-effective approach to ensure proper surgical training before implanting microelectrode arrays in the living human neocortex.

We designed a procedure in which a formaldehyde-fixed human cadaver is used to assist neurosurgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain.

Chirurgische Ausbildung für die Implantation der neokortikalen Mikroelektrode Arrays mit einem Formaldehyd-feste menschliche Kadaver-Modell

This protocol describes a procedure to assist surgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain. ...

Cochlear Implantation in the Guinea Pig

Cochlear implants are highly efficient devices that can restore hearing in subjects with profound hearing loss. Due to improved speech perception outcomes, candidacy criteria have been expanded over the last few decades. This includes patients with substantial residual hearing that benefit from electrical and acoustical stimulation of the same ear, which makes hearing preservation during cochlear implantation an important issue. Electrode impedances and the related issue of energy consumption is another major research field, as progress in this area could pave the way for fully implantable auditory prostheses. To address these issues in a systematic way, adequate animal models are essential. Therefore, the goal of this protocol is to provide an animal model of cochlear implantation, which can be used to address various research questions. Due to its large tympanic bulla, which allows easy surgical access to the inner ear, as well as its hearing range which is relatively similar to the hearing range of humans, the guinea pig is a commonly used species in auditory research. Cochlear implantation in the guinea pig is performed via a retroauricular approach. Through the bullostomy a cochleostomy is drilled and the cochlear implant electrode is inserted into the scala tympani. This electrode can then be used for electrical stimulation, determination of electrode impedances and the measurement of compound action potentials of the auditory nerve. In addition to these applications, cochlear implant electrodes can also be used as drug delivery devices, if a topical delivery of pharmaceutical agents to the cells or fluids of the inner ear is intended.

The goal of this protocol is to provide an animal model of cochlear implantation, which can be used to address a multitude of research questions. Potential applications include the evaluation of pharmaceutical interventions or electrical stimulation for beneficial effects on hearing thresholds or electrode impedances.