The authors wish to thank T. Noguchi for helpful advice on the initial establishment of the culture technique in our laboratory. Research in the lab of R. R.-P. was funded by the DFG within the international collaborative research center TRR81.

Declaración de Ética: Los procedimientos experimentales descritos en este protocolo implican trabajan exclusivamente con Drosophila melanogaster y no están sujetos a las leyes de bienestar animal en Alemania. 1 Preparación de los medios de comunicación, herramientas y moscas <ol><li> Preparar medio de crecimiento modificada disponible comercialmente en polvo M3 sin bicarbonato de potasio 17. PRECAUCIÓN: Irrita los ojos y la piel. Suplemento el medio con suero bovino fetal al 10%, 100 U / ml de penicilina, y 100 mg / ml de estreptomicina. Utilice suero bovino fetal probado insecto-cultura-inactivado por calor y para mejores resultados. Filtrar el medio completo (denominado en lo sucesivo como medio) a través de una unidad de filtro de botella-top 0.2 micras y almacenar en alícuotas a -20 ° C. Antes de su uso, el filtro (0,2 micras filtro de boquilla de la jeringa) el medio de nuevo para eliminar precipitados. </li><li> Preparar soluciones de inhibidor de acciones para los ensayos farmacológicos. DISSOLve los productos químicos en el disolvente apropiado y almacenar en alícuotas. Por ejemplo, preparar una solución madre de ácido anacárdico 28.69 mM (PRECAUCIÓN: Irrita los ojos y la piel) en dimetilsulfóxido. </li><li> Preparar las herramientas para la interrupción de los testículos disecados pupa y la disección de los quistes simples. Use dos agujas afiladas y rígidas, en lugar de un par de fórceps. La fuerza capilar que se desarrolla entre los dos brazos de un par de pinzas hace la disección de quistes únicos en pequeñas cantidades de medio muy difícil. Por ejemplo, utilice la punta de un alfiler de insectos de acero inoxidable insertado en un soporte de asa de siembra. </li><li> A fin de obtener pupas apropiadamente edad, semilla ca. 10 frascos de cultivo grandes (tubos con 4 cm de diámetro) con un número suficiente de moscas adultas (ca. 40-60 moscas). Para analizar el interruptor de HP, utilice moscas que expresan H2AvD-RFP y ProtamineB-eGFP en su patrón endógeno 12,16,22. Incubar los viales en condiciones estándar a 25; ° C durante alrededor de 4-5 días hasta que las larvas de tercer estadio de rastreo y comience la fase de pupa en las paredes de los viales 25. </li></ol> 2. Marcado o Recolección Blanco Pre-pupas obtener 24 horas de edad, pupas de disección <ol><li> Para probar la influencia de ciertas sustancias químicas en el switch HP, diseccionar testículos pupa a aproximadamente 24 horas APF 12. Para obtener pupas por etapas, tomar los viales de cultivo preparados con mosca pupating larvas (ver sección 1.4) e identificar el mayor número blanco pre-pupas posible. Pre-pupas durante el primer paso en la fase de pupa aparece como inmóvil, no se alimentan, las larvas y no abreviado con espiráculos evertidos y pupa de color blanco. La pupa se convierte en tan-marrón dentro de 30 a 60 min, lo que indica la siguiente etapa de desarrollo de pupa 26. </li><li> Marcar las posiciones de la pre-pupas con un marcador permanente en el exterior de los viales. Incubar los viales a 25 ° C durante aproximadamente 24 h. <ol><li> Alternativamente,recoger el pre-pupas desde el lado de los viales con un cepillo pequeño humedecido con tampón PBS. A continuación transferir la pre-pupas a un lado de un tubo de reacción 50 ml fresco y se incuba a 25 ° C durante aproximadamente 24 h. </li></ol></li></ol> 3. Disección de Pupal Testículos a aproximadamente 24 horas después de pupario Formación <ol><li> Distribuir varias gotas (aproximadamente 80 l cada uno) de media sobre 10 cm de cultivo celular de plástico o caja de Petri. El uso de un amplio par de pinzas o un cepillo humedecido con medio, recoger las pupas en la etapa de APF de 24 horas de los viales se incubaron (véase la sección 2). Transferir una pupa a cada gota de medio en el plato. </li><li> Para la disección, utilizar un estereomicroscopio equipado con un iluminador de fibra óptica. No caliente los testículos anteriores RT durante la disección ya que esto podría impedir el desarrollo adecuado en la cultura. <ol><li> Diseccionar pupas con dos pares de No. 5 fórceps. Con un par, agarrar la pupa en su más posteriorparte (los espiráculos posteriores) y mantenerlo en su posición. </li><li> Coge los espiráculos anteriores con el otro par de fórceps y abrir el opérculo de pupa en su extremo anterior. Despegar el caso de pupa hasta que al menos parte del tórax está expuesto. </li><li> Siga pulsando la pupa en su posición por su extremo más posterior. Para liberar la presión interna de la pupa, inserte los dos brazos de un par de pinzas en la región de la cabeza de la pupa. </li><li> Rip la pupa abierta mediante la apertura de la pinza y moviendo la pinza en la dirección anterior. Asegúrese de que la abertura generada con este movimiento es tan grande como sea posible en el primer intento. Evitar daños en la pupa en su extremo posterior antes de soltar la presión, ya que esto podría resultar en los testículos siendo empujados directamente a través de la pequeña abertura y más a menudo se interrumpen. </li><li> Observe que una vez que se abre la pupa, la presión interna de lanzamiento de la pupa presiona cabo aglomerados de células de grasa corporal y el tejido a través de la laRGE apertura en la región de cabeza. Compruebe si los testículos pupa ya han sido expulsados ​​de la pupa con este material; esto ocurre en algunos casos. Los testículos no están conectados a cualquier otro tejido a las 24 h APF y por lo tanto pueden ser expulsados ​​fácilmente de la pupa 23. </li><li> Evite apretar la pupa con las pinzas ya que podría dañar los testículos si permanecen en la pupa. Aumentar el tamaño de la abertura usando un par de pinzas. </li><li> A continuación, mantenga la pupa en su extremo más posterior. Cierre el otro par de pinzas y suavemente racha de los contenidos de la pupa de posterior a anterior para liberar los testículos de la pupa. </li></ol></li><li> Recoge los testículos tirando de ellos en una punta de la pipeta precortadas 200 l. Trate de transferir sólo una muy pequeña cantidad de medio de reducir el número de células de grasa corporal transferidos con los testículos. Coloque los testículos en medio en una placa de cultivo fresco. Lave los testículos varias veces con medio hasta que sólo las células de grasa del cuerpo pocoss permanecen. </li><li> Para imágenes en vivo, transferir los testículos a una placa de cultivo con fondo de vidrio con medio y el uso de un microscopio de imagen invertida. Para los ensayos farmacológicos, continúe con el paso 5. </li></ol> 4. Disección de quistes línea germinal de sexo masculino y de imágenes en vivo <ol><li> Transferir uno o más testículos de pupa a una placa de cultivo con fondo de cristal. </li><li> Use un estereomicroscopio con iluminación de fibra óptica y dos agujas de acero inoxidable (ver sección 1.3) para la disección de los quistes de la línea germinal masculina. <ol><li> Con una aguja, trate con cuidado de precisar un testículo en su anterior o extremo posterior. Manténgalo en posición. Insertar la aguja en el otro testículo y perturbar la vaina testículo moviendo la aguja hacia los lados. Muchos de los quistes será lanzado desde el testículo por este movimiento. </li><li> Continúe sujetando el testículo en su posición con una aguja. Suavemente racha de los quistes restantes de los testículos con la otra aguja. </li><li> Quistes agregados separados ya sea por gently mover una aguja de lado a través de la agrupación de los quistes o mediante la transferencia de los quistes a una placa de cultivo fresco con medio usando una punta de pipeta de 200 l. </li></ol></li><li> Mueva la placa de cultivo a un microscopio de imagen invertida de imágenes en vivo de los quistes simples. Dispersar los quistes de nuevo con una aguja si es necesario. <ol><li> Identificar la etapa de los quistes mediante el uso de contraste de fases y microscopía de fluorescencia. </li><li> Centrarse en un quiste de la etapa deseada. Confirmar el enfoque y la posición del quiste con frecuencia durante los experimentos de imagen más largos, ya que los quistes no se adhieren a la parte inferior de la placa de cultivo y por lo tanto tienden a flotar fuera de foco. NOTA: Recubrimiento el plato con poli-L-lisina para la inmovilización es perjudicial para el desarrollo de quistes de la línea germinal temprana. En lugar de ello, los quistes individuales pueden ser aislados. Con un poco de práctica, es posible señalar un quiste particular, por muy suavemente empujándolo con la aguja. Esto permitirá la transferencia de quistes únicos para culto separadaure platos con una pipeta Pasteur de vidrio con un extremo alargado que encaja en el campo de visión del microscopio. Los quistes aislados pueden ser fácilmente reubicadas en las placas de cultivo incluso después de la incubación a largo plazo. </li></ol></li></ol> 5. Ensayo farmacológico con Intactos Testículos Pupal <ol><li> Llenar cada pocillo de una placa de cultivo celular de 24 pocillos con 500 l de medio para un experimento de 12 repeticiones. Transferencia uno de pupa testículo a cada pocillo, usando una punta de pipeta precortadas 200 l. <ol><li> Verificar la presencia de protaminas en los testículos aisladas utilizando un microscopio de fluorescencia invertido. Los testículos deben estar libres de señal ProtamineB-eGFP, que indica que el interruptor de HP no ha tenido lugar en cualquiera de los quistes. Vuelva a colocar los testículos que ya muestran quistes ProtamineB-eGFP-positivas. </li><li> Para los primeros 12 pocillos, añadir 500 l de medio que contenía el compuesto inhibidor diluido (ácido anacárdico) para alcanzar la concentración final deseada(150 M) en 1 ml de medio por pocillo. Utilice los pozos restantes como controles no tratados; añadir 500 l de medio con la misma cantidad de disolvente utilizado como con los compuestos inhibidores. Nota: Si se utilizan muchos compuestos y disolventes diferentes, podría ser más eficaz utilizar medio solo como control y para probar la influencia del aumento de concentraciones de disolventes en experimentos separados. </li></ol></li><li> Incubar la placa a 25 ° C durante 24 horas en la oscuridad. </li><li> Comprobar de nuevo la presencia de protaminas en los testículos incubadas como se describe anteriormente. Los testículos de control ahora deben mostrar quistes uno o más ProtamineB-eGFP-positivos, lo que indica la transición a través del conmutador HP. </li><li> Usando una pipeta con una punta de 200 l, la transferencia de los testículos para diapositivas de poli-L-lisina-revestido, hacer los preparativos de squash y tinción con anticuerpos fluorescentes apropiados como se describe en otro lugar 12,27,28. </li></ol>

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P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+stable+cell+lines+of+Drosophila+germ-line+stem+cells.">Establishment of stable cell lines of Drosophila germ-line stem cells.</a> PNAS. 103 (44), 16325-16330 (2006).</li><li>Church, K., Lin, H. P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetochore+microtubules+and+chromosome+movement+during+prometaphase+in+Drosophila+melanogaster+spermatocytes+studied+in+life+and+with+the+electron+microscope.">Kinetochore microtubules and chromosome movement during prometaphase in Drosophila melanogaster spermatocytes studied in life and with the electron microscope.</a> Chromosoma. 92 (4), 273-282 (1985).</li><li>Rebollo, E., Gonz&#225;lez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+the+spindle+checkpoint+in+Drosophila+spermatocytes.">Visualizing the spindle checkpoint in Drosophila spermatocytes.</a> EMBO rep. 1 (1), 65-70 (2000).</li><li>Cheng, J., Hunt, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time-lapse+Live+Imaging+of+Stem+Cells+in+Drosophila+Testis.">Time-lapse Live Imaging of Stem Cells in Drosophila Testis.</a> Curr. Protoc. Stem Cell Biol. 11, 2E.2.1-2E.2.8 (2009).</li></ol>

Los autores no tienen intereses en conflicto.

El protocolo presentado describe dos aplicaciones diferentes basadas tanto en la capacidad de diseccionar testículos de Drosophila y quistes sola línea germinal en una etapa de desarrollo determinada y en el desarrollo ex vivo de estas células y tejidos en una placa de cultivo. Una aplicación es la manipulación farmacológica de los procesos vitales durante el desarrollo del esperma. Es importante destacar que, esto permite el acceso a la espermatogénesis post-meiótica que no se obtiene fácilmente usando análisis funcionales basadas en la genética de la mosca. La otra aplicación es la observación microscópica de la vida y el desarrollo de las células germinales y los testículos. Especialmente esta aplicación se beneficia de la capacidad de las células de Drosophila y de los órganos en la cultura para sobrevivir y desarrollarse a temperatura ambiente y en atmósfera normal. Por lo tanto, un microscopio invertido equipado de formación de imágenes con una etapa calentada (calentamiento a la temperatura de cría estándar de 25 ° C) es suficiente para obtener resultados significativos en los experimentos de formación de imágenes en vivo. Ademásexisten más, muchas cepas de moscas transgénicas que expresan proteínas proteínas etiquetadas fluorescentes para imágenes en directo o se pueden establecer fácilmente. Para obtener testículos pupa o quistes de la línea germinal de una etapa específica del desarrollo, es crucial que uno está familiarizado con el momento del desarrollo de Drosophila. El tiempo exacto para cada etapa puede variar entre los laboratorios, las condiciones de cultivo, y volar cepas y debe ser establecida empíricamente. Como se indica anteriormente, esto es especialmente importante para los ensayos farmacológicos que, por ejemplo, el interruptor se dirigen a HP. Para tales experimentos, es aconsejable comprobar siempre para espermátidas con una señal ProtamineB-eGFP antes de la prueba inhibidor real porque el tiempo puede variar ligeramente incluso dentro de una población. Siguiendo el protocolo anterior debería permitir al experimentador para diseccionar testículos de pupa tempranas como órganos intactos gratuitas de tejido corporal grasa adherida. Estos testículos y, más aún, aislados gequistes rm línea son muy frágiles. Por lo tanto, es crucial para desarrollar la destreza manual y la experiencia necesaria para el manejo y la transferencia de los testículos y quistes usando pinzas, agujas y pipetas. Especialmente los estudios dirigidos al desarrollo de las células germinales post-meióticas meióticas y principios se beneficiarían de esto. Mientras que es relativamente fácil para diseccionar quistes de espermátides tardías con flagelos largo de testículos adultos, es difícil obtener las fases anteriores. La disección de estos quistes de testículos pupa principios siguientes de este protocolo es mucho más eficiente. Tenga en cuenta que en una cepa habitual mosca, sólo alrededor del 50% de las pupas será varón. Por lo tanto, se preparan para diseccionar al menos dos veces como muchas pupas como el número de testículos requeridos. Alternativamente, es posible identificar macho larvas L3 utilizando un estereomicroscopio, como los testículos se pueden identificar órganos redondas como translúcidos incrustados en los tejidos corporales de grasa laterales de la larva intacta 23,34, y para recogerlas en frascos de cultivo frescos que puedese usará para escoger pre-pupas para la estadificación y disecciones. También es posible identificar macho pre-pupas 35. Nos dimos cuenta de que tanto los quistes aislados de la línea germinal y los testículos pupa intactos en la cultura son sensibles a la luz, como también se ha reportado previamente 18. Esta sensibilidad a la luz también puede mantener durante algunos compuestos químicos que se utilizan en los ensayos farmacológicos. Por lo tanto, lo mejor es mantener las placas de cultivo de un ensayo en la oscuridad durante la incubación. Del mismo modo, en la planificación de los experimentos de imagen de lapso de tiempo con los testículos en desarrollo y, en especial, los quistes aislados, tenga en cuenta que los tiempos de exposición demasiado largas y / o demasiado altas velocidades de muestreo pueden inhibir ex vivo el desarrollo. La tasa de muestreo apropiado debe ser determinado experimentalmente. La infección bacteriana y / o fúngica y el exceso de crecimiento en las placas de cultivo plantea un problema grave. Placas de cultivo infectadas con demasiadas bacterias no admiten ex vivo deverrollo de los testículos y quistes. Por lo tanto, el medio de cultivo descrito contiene penicilina y estreptomicina (véase el paso 1.1), pero durante la incubación a largo plazo, estos antibióticos pueden ser degradados y su actividad pueden disminuir. Esto podría ser una de las razones para el limitado tiempo de supervivencia (máx. 72 hr) de quistes cultivadas observados cuando se utiliza el protocolo anterior. Sin embargo, este plazo no podría extenderse por sustitución periódica del medio de cultivo en los platos. Llegamos a la conclusión de que otros factores pueden influir en la supervivencia en cultivo, tales como la falta de señales de crecimiento de otros tejidos del tracto genital. Por otro lado, el desarrollo post-meiótica es más rápido en Drosophila que en los mamíferos. En Drosophila, la espermiogénesis tarda aproximadamente 90 horas, y el interruptor de HP tiene lugar entre 50 y 60 horas después de la meiosis 9,12. Por lo tanto, el tiempo de supervivencia habitual de alrededor de 48 hr logrado con este protocolo es muy adecuado para seguir los procesos de desarrollo clave en SPErmatogenesis, tales como divisiones meióticas o el interruptor de HP. Aunque la contaminación bacteriana o por hongos se puede evitar mediante el uso de herramientas y medios limpios, el protocolo presentado no hace uso de las condiciones de trabajo estrictamente estériles porque las moscas y volar testículos ya contienen bacterias cuando son criados en condiciones normales. Sin embargo, algunas aplicaciones de esta técnica de cultivo podrían beneficiarse de moscas disecadas o incluso elevada en condiciones asépticas (para los protocolos, ver 17,36,37). Ensayos farmacológicos dependen del uso de compuestos químicos que actúan como inhibidores o activadores de diversas enzimas. Los compuestos comúnmente usados ​​en tales experimentos a menudo difieren ampliamente en su especificidad de diana. Como ventaja, esto ofrece el potencial para apuntar clases de enzimas enteros, por ejemplo, con ácido anacárdico p300 que inhiben / CBP, PCAF, y miembros de la familia MYST de HAT 38. La desventaja de esto podría ser posible fuera de objetivo o efectos citotóxicos induccado por tales compuestos. Por lo tanto, cada uno compuesto utilizado en un ensayo con testículos o quistes pupa debe ser probado por su citotoxicidad y efecto específico en diferentes concentraciones. Además, ligeras variaciones en las condiciones de cultivo, concentración de compuesto o de actividad, y las variaciones en la permeabilidad celular podría dar lugar a la variabilidad de los efectos inducidos. Por lo tanto, es necesario controlar el éxito del tratamiento en cada experimento. Por ejemplo, cuando se utilizó ácido anacárdico a 150 M, se observó una ligera variabilidad en la fuerza de la condensación de la cromatina entre fenotipo y algunas veces dentro de los testículos, mientras que la acetilación de la histona H4 se disminuyó consistentemente. Ensayos farmacológicos con testículos de Drosophila en la cultura se han utilizado para analizar los mecanismos de pre-y post-meióticas de espermatogénesis 4,12,14,21. Puesto que es difícil acceder a la espermatogénesis post-meiótica con herramientas genéticas para apuntar jugadores con essential funciones de pre-meióticas y meióticas, este enfoque ex vivo constituye una alternativa. Además, en principio, el método podría adaptarse a pulso-caza experimentos para seguir el desarrollo de las células germinales tratadas con el tiempo. Sin embargo, todavía no hemos probado esta posibilidad. Haciendo uso de principios de testículos de pupa es una ventaja en ensayos farmacológicos. En primer lugar, la vaina externa delgada de los testículos pupal jóvenes (alrededor de 24 hr APF) podría permitir la mejora de la permeabilidad de compuestos químicos. En segundo lugar, cuando se estudia el interruptor de HP después de la meiosis, los testículos disecados pupa a las 24 horas APF desde la línea de la mosca de protamina-GFP-expresando permiten una lectura directa de si el interruptor de HP fue afectado o no. Hasta la fecha, varios protocolos para el cultivo ex vivo de órganos y tejidos, incluyendo los testículos y quistes de la línea germinal de Drosophila se han desarrollado (por ejemplo, véase 4,14,17,20,39,40). El medio de cultivo y las condiciones generales usadosen el protocolo presentado aquí fueron establecidos en 1979 17. El sistema de cultivo fue adaptado más adelante para imágenes in vivo del mecanismo de individualización en los quistes post-meióticas finales de los aislados a partir de testículos adultos 4. Anteriormente, nos hemos informado de que estas condiciones también son compatibles con la supervivencia y la diferenciación de las células germinales meióticas y post-meióticas tempranas en sus quistes por alrededor de 48 horas 12. A diferencia de otros sistemas de cultivo de 19 el calendario de desarrollo observado en estos cultivos fue de aproximadamente consistente con el tiempo determinado a partir de muestras fijas (para más detalles, véase 12). Señales de fluorescencia de RFP y H2AvD-protamina-GFP se pueden utilizar para visualizar la morfología y composición de la cromatina nuclear de las células germinales en cultivo. Se encontró que para una identificación clara de las etapas de desarrollo en cultivo, esto es ventajoso sobre otros criterios, tales como el enrollamiento de los quistes. Es importante destacar que, el protocolo presentado no implica la adición de mosca extfactores de crecimiento u otros RACT distintos de suero fetal bovino. Además, se muestra aquí que las condiciones sean compatibles con las imágenes de microscopía de fluorescencia de las divisiones meióticas ex vivo en la cultura. Las imágenes se pueden obtener con la resolución razonable en un medio fácil de usar que es compatible con el desarrollo a largo plazo. Esto está en contraste con los protocolos que permite observaciones a corto plazo (aproximadamente 3 horas) en aceite Voltalef 41,42. Los procedimientos descritos anteriormente para el cultivo y el tratamiento farmacológico de los testículos de pupa y quistes de la línea germinal machos individuales son fácilmente adaptables a los muchos genética, epigenética, célula biológica, o preguntas de desarrollo que puede ser investigado en Drosophila espermatogénesis. Esto incluye especialmente la investigación se centra en las células madre de línea germinal. Se ha demostrado que el desarrollo de células madre puede ser seguido por formación de imágenes en vivo de testículos de adultos cultivadas 20,43. Sin embargo, el movimiento peristáltico de los testículos madura sheath interfiere con la adquisición de la imagen. Por lo tanto, ya sea de formación de imágenes se realiza utilizando testículos fragmentados 43 o el número de experimentos de imagen realizadas tiene que ser aumentada para dar cuenta de los conjuntos de datos perdidos 20. Testículos pupa tempranas (APF 24 hr) aún no se adjuntan a las células musculares. Incluso ligeramente testículos mayores (APF 36-45 hr) parecen mostrar algunos movimientos peristálticos (comparar Figura 3 y video Suplementario 1). Por lo tanto, el cultivo de los testículos pupas jóvenes como órganos intactos podría servir como alternativa. Además, una vez dominado, la capacidad para diseccionar testículos pupa y eventualmente aislados quistes de la línea germinal permitirán más aplicaciones que utilizan quistes únicos como una fuente de un homogénea, aunque pequeña, la población celular. Por ejemplo, de este modo es posible llevar a cabo RT-qPCR para analizar la regulación transcripcional de genes específicos durante las etapas definidas de la espermatogénesis, como ya se ha demostrado <sup&gt; 15.

El desarrollo de las células germinales masculinas de muchas especies es un proceso secuencial. Se caracteriza por una serie de acontecimientos cruciales que culmina en la formación de espermatozoides morfológicamente y epigenetically altamente especializado. En Drosophila melanogaster, las células madre de línea germinal en la punta de la brecha testículo asimétricamente para dar lugar a una nueva célula madre y la spermatogonium, es decir, la célula hija que está comprometida con la diferenciación (ver Figura 1 para una visión general) 1,2 . La espermatogonia se somete a cuatro rondas de divisiones mitóticas y, con el inicio de la meiosis, una fase de crecimiento impresionante y la actividad transcripcional llama la etapa spermatocyte. Las células procedentes de una espermatogonia permanecen conectados el uno al otro y se desarrollan como un paquete sincronizado envuelto por dos células somáticas-una estructura que se refiere como un quiste. Después de la terminación de la meiosis, la morfología de las células germinales masculinas es completamentereorganizado (mostrado esquemáticamente en la Figura 1). Inicialmente, espermátidas redondas alargadas para formar la estructura de la cabeza hidrodinámico, y el flagelo desarrolla. Eventualmente, las células espermáticas se separan unos de otros por un complejo mecanismo, relacionada con la apoptosis llamada individualización 3-5. En muchas especies, incluyendo Drosophila melanogaster y especies de mamíferos, los cambios morfológicos de las células germinales son acompañados por un reordenamiento epigenética notable del haploide masculina de la línea germinal de la cromatina, llamado el interruptor de la histona-a la protamina (conmutador HP) 6-9. Posiblemente casi todos histona canónica y muchas moléculas de histona-variantes son despojados a partir del ADN y son reemplazados por pequeñas proteínas básicas, las protaminas, resultando en la estructura núcleoprotamina muy compacto específico para la cromatina de esperma maduro. Características generales del conmutador HP son tque la sustitución de las histonas canónicas por primera vez por las variantes de las histonas, luego por las proteínas de transición, y finalmente por protaminas. Todo esto se acompaña de varios cambios en las marcas epigenéticas, tales como un aumento en los niveles de acetilación de la histona H4 justo antes de la eliminación de la histona 7,10 - 12. La mayoría, si no todos, de los procesos antes mencionados son esenciales para el desarrollo de esperma maduro, totalmente fértiles. Esto es cierto no sólo en Drosophila, sino también en los seres humanos, como acciones espermatogénesis de mamíferos una cantidad considerable de similitud con el sistema 1,8,9 invertebrados. El estudio de desarrollo de las células germinales masculinas se facilita en gran medida en el sistema de modelo de Drosophila. Las moscas son genéticamente muy accesible. La generación de mutantes, así como el establecimiento de cepas de moscas que expresan genes de fusión o construcciones de ARN de interferencia necesita poco esfuerzo. Sin embargo, en el estudio de la espermatogénesis post-meiótica, el uso de mutantes de und herramientas genéticas simples podrían llegar a un límite. En Drosophila espermatogénesis, la transcripción cesa casi completamente con entrada en divisiones meióticas. Por lo tanto, la espermatogénesis post-meiótica se basa principalmente en mRNAs translationally reprimidos y almacenados sintetizados en una profase meiótica extendida 13-16. Por lo tanto, herramientas como ARN de interferencia o el uso de mutantes no condicionales no son adecuados para estudiar específicamente las funciones post-meióticas de los productos génicos que también cumplen funciones esenciales en el desarrollo de células germinales pre-meiótica o meiótica. Una ventaja de Drosophila que puede ser explotado en tales casos es la capacidad de los testículos intactos disecados e incluso quistes de células germinales para desarrollar ex vivo en medio de cultivo 4,12,17 - 20. La disección y el cultivo de los testículos o los quistes de la línea germinal no sólo permite la observación microscópica del desarrollo de células germinales en las células vivas, pero unalso el uso de ensayos farmacológicos con, por ejemplo, los inhibidores de complejos enzimáticos tales como histona acetiltransferasas (HAT), las histona desacetilasas (HDACs), topoisomerasas, o el proteasoma. Por lo tanto, es posible manipular funciones enzimáticas durante la espermatogénesis post-meiótica y para monitorear los resultados del desarrollo independientemente de funciones embrionarias, pre-meióticas, o meióticas 4,12. En los ensayos farmacológicos, se analizó previamente la localización acetilación dependiente de una proteína bromodomain durante la profase meiótica, así como la relevancia de los niveles de acetilación de histonas para el conmutador HP epigenética en la espermatogénesis post-meiótica utilizando inhibidores específicos dirigidos a las HAT y las HDAC 12,21. Targeting el interruptor de HP en estos ensayos fue posible mediante el uso de una cepa de mosca que expresa los genes de fusión histone2AvD-RFP y protamineB-eGFP 12,22 en los patrones endógenos, y la observación de quelos primeros espermátidas en testículos pupas pasan a través del interruptor de HP entre 24 y 48 horas APF 12. El protocolo presentado describe la disección de los testículos y quistes de pupas Drosophila, las condiciones de cultivo, y un ensayo farmacológico con testículos pupa intactas. Para este propósito, los testículos pupa en alrededor de 24 horas después de la formación pupario (APF) se diseccionan (ver figuras 1 y 2). En este momento, los testículos no han hecho las conexiones a otros tejidos y están rodeados por una vaina exterior única delgada, lo que permite una mejor penetración de los compuestos inhibidores de 23,24. Los testículos son órganos Bean o en forma de pera que se pueden tomar fácilmente en la cultura. Estos testículos se disecaron, culta, y tratados con inhibidores específicos. Posteriormente, los efectos de los inhibidores se determinan con análisis de inmunofluorescencia y microscopía de fluorescencia de la expresión de proteína de fusión, y por comparación de la Morphol nucleargía de las células germinales tratadas a la de las células germinales no tratados. Las condiciones que se presentan en este protocolo también permiten imágenes en vivo del desarrollo de los testículos y quistes de la línea germinal en la cultura.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="782">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:332px;">Anacardic acid</td>
			<td style="width:105px;">Merck Millipore</td>
			<td style="width:99px;">172050</td>
			<td style="width:247px;">brand: Calbiochem (EMD Millipore)</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Anti-acetyl-Histone H4</td>
			<td>Merck Millipore</td>
			<td>06-598</td>
			<td>brand: Upstate</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">AxioCam MRm&#160;</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">AxioObserver.Z1 inverted microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Dimethyl sulfoxide</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D8418</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Dumont 5-Inox forceps</td>
			<td>Dumont</td>
			<td></td>
			<td>multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Fetal Bovine Serum, Heat Inactivated</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F4135</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Fiber optical&#160; illuminator</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Glass Bottom Microwell Dishes</td>
			<td>MatTek</td>
			<td>P35G-1.5-14-C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">goat anti-rabbit IgG (H+L)-Cy5</td>
			<td>Dianova</td>
			<td>711-175-152</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Hoechst</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>B1155</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Inoculation loop or pin holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:27px;">Austerlitz INSECT PINS stainless steel needles, size 0</td>
			<td>Plano GmbH</td>
			<td>N5018</td>
			<td rowspan="2" style="width:247px;">In our hands both these pin sizes worked well in the dissections. The minutiens are less rigid but have a smaller tip diameter.</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;">Austerlitz INSECT PINS stainless steel minutiens, diam. 0.1 mm</td>
			<td>Plano GmbH</td>
			<td>N5014</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Multiwell plates, 24-wells</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>351147</td>
			<td>brand: Falcon</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Pen Strep</td>
			<td>invitrogen</td>
			<td>15070</td>
			<td>brand: Gibco</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Shields and Sang M3 Insect Medium</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S8398</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Stemi SV6 binocular</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ex vivo culture of drosophila pupal testis and single male germ-line cysts: dissection, imaging, and pharmacological treatment

Durante la espermatogénesis en los mamíferos y en Drosophila melanogaster, las células germinales masculinas se desarrollan en una serie de procesos de desarrollo esenciales. Esto incluye la diferenciación de una población de células madre, amplificación mitótico, y la meiosis. Además, las células germinales post-meióticas se someten a un proceso de remodelación morfológica dramática, así como una reconfiguración epigenética global de la cromatina el interruptor de línea germinal-histona-a la protamina. Estudiar el papel de una proteína en la espermatogénesis post-meiótica usando mutagénesis u otras herramientas genéticas es a menudo impedida por embrionario esencial, pre-meiótica, o meióticas funciones de la proteína bajo investigación. El fenotipo post-meiótica de un mutante de una proteína de este tipo podría ser oscurecida a través de un bloque de desarrollo anterior, o la interpretación del fenotipo podría ser complicado. El organismo modelo Drosophila melanogaster ofrece un bypass a este problema: testículos intactos yincluso quistes de células germinales disecados de las pupas a tiempo son capaces de desarrollar ex vivo en medio de cultivo. Haciendo uso de estas culturas permite imágenes microscópicas de las células germinales que viven en los testículos y de los quistes de la línea germinal. Es importante destacar que los testículos cultivadas y células germinales también se hacen accesibles a los inhibidores farmacológicos, permitiendo de este modo la manipulación de las funciones enzimáticas durante la espermatogénesis, incluyendo las etapas de post-meióticas. El protocolo presentado describe cómo diseccionar y cultivar testículos pupa y quistes de la línea germinal. Información sobre el desarrollo de los testículos de pupa y condiciones de cultivo se proporcionan junto con los datos de imágenes de microscopio de testículos en vivo y quistes de la línea germinal en la cultura. También se describe un ensayo farmacológico para estudiar la espermatogénesis post-meiótica, ejemplificada mediante un ensayo de la orientación del interruptor de la histona-a la protamina usando el ácido anacárdico inhibidor de histona acetiltransferasa. En principio, este método de cultivo podría ser adaptado para abordar muchos opreguntas de investigación tros en la espermatogénesis antes y después de la meiosis.

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Ex vivo Culture of Drosophila Pupal Testis and Single Male Germ-line Cysts: Dissection, Imaging, and Pharmacological Treatment

This protocol describes the dissection and cultivation of intact testes and germ-line cysts from Drosophila melanogaster pupae. This method allows microscopic observation of spermatogenesis ex vivo. Furthermore, we describe a pharmacological assay of the effect of inhibitors on specific stages of germ-cell development in pupal testes.

Ex vivo Cultura de Drosophila Pupal Testis y individuales masculinos quistes línea germinal: Disección, Imaging y Tratamiento farmacológico

During spermatogenesis in mammals and in Drosophila melanogaster, male germ cells develop in a series of essential developmental processes. This includes ...

ex-vivo-culture-drosophila-pupal-testis-single-male-germ-line-cysts

Research

JoVE Journal

Biology

Ex vivo Culture of Drosophila Pupal Testis and Single Male Germ-line Cysts: Dissection, Imaging, and Pharmacological Treatment

17.3K vistas.  Philipps-Universität Marburg. This protocol describes the dissection and cultivation of intact testes and germ-line cysts from Drosophila melanogaster pupae. This method allows microscopic observation of spermatogenesis ex vivo. Furthermore, we describe a pharmacological assay of the effect of inhibitors on specific stages of germ-cell development in pupal testes.

Video: Ex vivo Culture of Drosophila Pupal Testis and Single Male Germ-line Cysts: Dissection, Imaging, and Pharmacological Treatment

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo (New Culture)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  the formation and patterning of brain, neural tube, somite and heart primordia. Applications of chick embryo culture include electroporation of DNA or RNA constructs in order to analyze gene function, grafts of growth factor coated beads such as FGFs and BMPs , as well as whole mount in situ hybridization and immunohistochemistry. This video demonstrates the different steps in chick embryo culture; First, the embryo is explanted in saline. Then, the embryo is centered on a glass ring. The membranes surrounding the embryo are lifted along the walls of the ring. The ring is then placed in a culture dish containing a pool of albumine. The culture dish is sealed and placed in a humid chamber, where the embryo is cultured for up to 24 hrs. Finally, the embryo is removed from the ring, fixed and processed for further applications. A troubleshooting guide is also presented.

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo New Culture

This video demonstrates New culture, a method by which chick embryos are cultured outside the egg for up to 24 hr. This method enables one to study early development (primitive streak to 14 som.), a period corresponding to E7-9 in mouse. Applications of this technique include electroporation, in situ hybridization and immunohistochemistry.

Método para la Cultura de primeros embriones del polluelo ex vivo (Nueva Cultura)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

Investigación

Biología

Drosophila Larval NMJ Dissection

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use of the Drosophila motor system is due to its high accessibility. It can be analyzed with single-cell resolution. There are 30 muscles per hemisegment whose arrangement within the peripheral body wall are known. A total of 35 motor neurons attach to these muscles in a pattern that has high fidelity. Using molecular biology and genetics, one can create transgenic animals or mutants. Then, one can study the developmental consequences on the morphology and function of the NMJ. In order to access the NMJ for study, it is necessary to carefully dissect each larva. In this article we demonstrate how to properly dissect Drosophila larvae for study of the NMJ by removing all internal organs while leaving the body wall intact. This technique is suitable to prepare larvae for imaging, immunohistochemistry, or electrophysiology.

This protocol demonstrates how to dissect Drosophila larvae in preparation for immunohistochemistry and/or imaging of the neuromuscular junction.

Drosophila larval NMJ Disección

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use ...

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Visualizing developing organ formation as well as progession and treatment of disease often heavily relies on the ability to optically interrogate molecular and functional changes in intact living organisms. Most existing optical imaging methods are inadequate for imaging at dimensions that lie between the penetration limits of modern optical microscopy (0.5-1mm) and the diffusion-imposed limits of optical macroscopy (&gt;1cm) [1]. Thus, many important model organisms, e.g. insects, animal embryos or small animal extremities, remain inaccessible for in-vivo optical imaging. 
Although there is increasing interest towards the development of nanometer-resolution optical imaging methods, there have not been many successful efforts in improving the imaging penetration depth. The ability to perform in-vivo imaging beyond microscopy limits is in fact met with the difficulties associated with photon scattering present in tissues. Recent efforts to image entire embryos for example [2,3] require special chemical treatment of the specimen, to clear them from scattering, a procedure that makes them suitable only for post-mortem imaging. These methods however evidence the need for imaging larger specimens than the ones usually allowed by two-photon or confocal microscopy, especially in developmental biology and in drug discovery.
We have developed a new optical imaging technique named Mesoscopic Fluorescence Tomography [4], which appropriate for non-invasive in-vivo imaging at dimensions of 1mm-5mm. The method exchanges resolution for penetration depth, but offers unprecedented tomographic imaging performance and it has been developed to add time as a new dimension in developmental biology observations (and possibly other areas of biological research) by imparting the ability to image the evolution of fluorescence-tagged responses over time. As such it can accelerate studies of morphological or functional dependencies on gene mutations or external stimuli, and can importantly, capture the complete picture of development or tissue function by allowing longitudinal time-lapse visualization of the same, developing organism.
The technique utilizes a modified laboratory microscope and multi-projection illumination to collect data at 360-degree projections. It applies the Fermi simplification to Fokker-Plank solution of the photon transport equation, combined with geometrical optics principles in order to build a realistic inversion scheme suitable for mesoscopic range. This allows in-vivo whole-body visualization of non-transparent three-dimensional structures in samples up to several millimeters in size.
We have demonstrated the in-vivo performance of the technique by imaging three-dimensional structures of developing Drosophila tissues in-vivo and by following the morphogenesis of the wings in the opaque Drosophila pupae in real time over six consecutive hours.

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Mesoscopic fluorescence tomography operates beyond the penetration limits of tissue-sectioning fluorescence microscopy. The technique is based on multi-projection illumination and a photon transport description. We demonstrate in-vivo whole-body 3D visualization of the morphogenesis of GFP-expressing wing imaginal discs in Drosophila melanogaster.

Mesoscópica fluorescencia Tomografía por En vivo Imágenes de desarrollo Drosophila</em

Visualizing  developing organ formation as well as progession and treatment of disease often  heavily relies on the ability to optically interrogate ...

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells form, and how they interact with their environment is therefore crucial for understanding development, homeostasis and disease. The ovary of the fruit fly Drosophila melanogaster has served as an influential model for the interaction of germ line stem cells (GSCs) with their somatic support cells (niche) 1, 2. The known location of the niche and the GSCs, coupled to the ability to genetically manipulate them, has allowed researchers to elucidate a variety of interactions between stem cells and their niches 3-12.
Despite the wealth of information about mechanisms controlling GSC maintenance and differentiation, relatively little is known about how GSCs and their somatic niches form during development. About 18 somatic niches, whose cellular components include terminal filament and cap cells (Figure 1), form during the third larval instar 13-17. GSCs originate from primordial germ cells (PGCs). PGCs proliferate at early larval stages, but following the formation of the niche a subgroup of PGCs becomes GSCs 7, 16, 18, 19. Together, the somatic niche cells and the GSCs make a functional unit that produces eggs throughout the lifetime of the organism.
Many questions regarding the formation of the GSC unit remain unanswered. Processes such as coordination between precursor cells for niches and stem cell precursors, or the generation of asymmetry within PGCs as they become GSCs, can best be studied in the larva. However, a methodical study of larval ovary development is physically challenging. First, larval ovaries are small. Even at late larval stages they are only 100&mu;m across. In addition, the ovaries are transparent and are embedded in a white fat body. Here we describe a step-by-step protocol for isolating ovaries from late third instar (LL3) Drosophila larvae, followed by staining with fluorescent antibodies. We offer some technical solutions to problems such as locating the ovaries, staining and washing tissues that do not sink, and making sure that antibodies penetrate into the tissue. This protocol can be applied to earlier larval stages and to larval testes as well.

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

How niches and stem cells form during development is an important question with practical implications. In the Drosophila ovary, germ line stem cells and their somatic niches form during larval development. This video demonstrates how to dissect, stain and mount female gonads from late third instar (LL3) Drosophila larvae.

La disección y la tinción de Drosophila Larvas Ovarios

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells ...

Ex Vivo Culture of Primary Human Fallopian Tube Epithelial Cells

Epithelial ovarian cancer is a leading cause of female cancer mortality in the United States. In contrast to other women-specific cancers, like breast and uterine carcinomas, where death rates have fallen in recent years, ovarian cancer cure rates have remained relatively unchanged over the past two decades 1. This is largely due to the lack of appropriate screening tools for detection of early stage disease where surgery and chemotherapy are most effective 2, 3. As a result, most patients present with advanced stage disease and diffuse abdominal involvement. This is further complicated by the fact that ovarian cancer is a heterogeneous disease with multiple histologic subtypes 4, 5. Serous ovarian carcinoma (SOC) is the most common and aggressive subtype and the form most often associated with mutations in the BRCA genes. Current experimental models in this field involve the use of cancer cell lines and mouse models to better understand the initiating genetic events and pathogenesis of disease 6, 7. Recently, the fallopian tube has emerged as a novel site for the origin of SOC, with the fallopian tube (FT) secretory epithelial cell (FTSEC) as the proposed cell of origin 8, 9. There are currently no cell lines or culture systems available to study the FT epithelium or the FTSEC. Here we describe a novel ex vivo culture system where primary human FT epithelial cells are cultured in a manner that preserves their architecture, polarity, immunophenotype, and response to physiologic and genotoxic stressors. This ex vivo model provides a useful tool for the study of SOC, allowing a better understanding of how tumors can arise from this tissue, and the mechanisms involved in tumor initiation and progression.

Ex Vivo Culture of Primary Human Fallopian Tube Epithelial Cells

The fallopian tube (FT) is emerging as an alternative site of origin for serous ovarian carcinoma (SOC). This protocol describes a novel method for the isolation and ex vivo culture of fallopian tube epithelial cells. This system recapitulates the in vivo epithelium and allows the study of SOC pathogenesis.

Ex Vivo Cultura de células humanas primarias epiteliales del tubo de Falopio

Epithelial ovarian cancer is a leading cause of female cancer mortality in the United States. In contrast to other women-specific cancers, like breast and ...

Drosophila Pupal Abdomen Immunohistochemistry

The Drosophila pupal abdomen is an established model system for the study of epithelial morphogenesis and the development of sexually dimorphic morphologies 1-3. During pupation, which spans approximately 96 hours (at 25 &deg;C), proliferating populations of imaginal cells replace the larval epidermis to generate the adult abdominal segments. These imaginal cells, born during embryogenesis, exist as lateral pairs of histoblast nests in each abdominal segment of the larvae. Four pairs of histoblast nests give rise to the adult dorsal cuticle (anterior and posterior dorsal nests), the ventral cuticle (ventral nests) and the spiracles associated with each segment (spiracle nests) 4. Upon puparation, these diploid cells (distinguishable by size from the larger polyploid larval epidermal cells- LECs) begin a stereotypical process of proliferation, migration and replacement of the LECs. Various molecular and genetic tools can be employed to investigate the contributions of genetic pathways involved in morphogenesis of the adult abdomen. Ultimate adult phenotypes are typically analyzed following dissection of adult abdominal cuticles. However, investigation of the underlying molecular processes requires immunohistochemical analyses of the pupal epithelium, which present unique challenges. Temporally dynamic morphogenesis and the interactions of two distinct epithelial populations (larval and imaginal) generate a fragile tissue prone to excessive cell loss during dissection and subsequent processing. We have developed methods of dissection, fixation, mounting and imaging of the Drosophila pupal abdominem epithelium for immunohistochemical studies that generate consistent high quality samples suitable for confocal or standard fluorescent microscopy.

Drosophila Pupal Abdomen Immunohistochemistry

Antibody staining of the Drosophila pupae can enhance genetic analyses of adult abdominal developmental genetics. We present our protocol for dissection, fixation and antibody staining of staged Drosophila pupal abdomen.

Drosophila pupa inmunohistoquímica Abdomen

The Drosophila pupal abdomen is an established model system for the study of epithelial morphogenesis and the development of sexually dimorphic ...

Imaging Through the Pupal Case of Drosophila melanogaster

The longstanding use of Drosophila as a model for cell and developmental biology has yielded an array of tools. Together, these techniques have enabled analysis of cell and developmental biology from a variety of methodological angles. Live imaging is an emerging method for observing dynamic cell processes, such as cell division or cell motility. Having isolated mutations in uncharacterized putative cell cycle proteins it became essential to observe mitosis in situ using live imaging. Most live imaging studies in Drosophila have focused on the embryonic stages that are accessible to manipulation and observation because of their small size and optical clarity. However, in these stages the cell cycle is unusual in that it lacks one or both of the gap phases. By contrast, cells of the pupal wing of Drosophila have a typical cell cycle and undergo a period of rapid mitosis spanning about 20 hr of pupal development. It is easy to identify and isolate pupae of the appropriate stage to catch mitosis in situ. Mounting intact pupae provided the best combination of tractability and durability during imaging, allowing experiments to run for several hours with minimal impact on cell and animal viability. The method allows observation of features as small as, or smaller than, fly chromosomes. Adjustment of microscope settings and the details of mounting, allowed extension of the preparation to visualize membrane dynamics of adjacent cells and fluorescently labeled proteins such as tubulin. This method works for all tested fluorescent proteins and can capture submicron scale features over a variety of time scales. While limited to the outer 20 &#181;m of the pupa with a conventional confocal microscope, this approach to observing protein and cellular dynamics in pupal tissues in vivo may be generally useful in the study of cell and developmental biology in these tissues.

Imaging Through the Pupal Case of Drosophila melanogaster

This paper demonstrates the use of a fast scanning confocal microscope to image cell behavior directly through the puparium. By leaving the pupal case intact, this method allows observation and measurement of dynamic cell processes at a stage of Drosophila development that is difficult to study directly.

Imaging A través de la envoltura pupal de<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The longstanding use of Drosophila as a model for cell and developmental biology has yielded an array of tools. Together, these techniques have enabled ...

Ex vivo Culture of Mouse Embryonic Skin and Live-imaging of Melanoblast Migration

Melanoblasts are the neural crest derived precursors of melanocytes; the cells responsible for producing the pigment in skin and hair. Melanoblasts migrate through the epidermis of the embryo where they subsequently colonize the developing hair follicles1,2. Neural crest cell migration is extensively studied in vitro but in vivo methods are still not well developed, especially in mammalian systems. One alternative is to use ex vivo organotypic culture3-6. Culture of mouse embryonic skin requires the maintenance of an air-liquid interface (ALI) across the surface of the tissue3,6. High resolution live-imaging of mouse embryonic skin has been hampered by the lack of a good method that not only maintains this ALI but also allows the culture to be inverted and therefore compatible with short working distance objective lenses and most confocal microscopes. This article describes recent improvements to a method that uses a gas permeable membrane to overcome these problems and allow high-resolution confocal imaging of embryonic skin in ex vivo culture6. By using a melanoblast specific Cre-recombinase expressing mouse line combined with the R26YFPR reporter line we are able to fluorescently label the melanoblast population within these skin cultures. The technique allows live-imaging of melanoblasts and observation of their behavior and interactions with the tissue in which they develop. Representative results are included to demonstrate the capability to live-image 6&#160;cultures in parallel.

Ex vivo Culture of Mouse Embryonic Skin and Live-imaging of Melanoblast Migration

We describe the dissection and ex vivo culture of mouse embryonic skin. The culture system maintains an air-liquid interface across the tissue surface and allows imaging on an inverted microscope. Melanoblasts, a component of the developing skin, are fluorescently labeled allowing their behavior to be observed using confocal microscopy.

Ex vivo Cultura de embriones de ratón con la piel y en vivo de imágenes de melanoblasto Migración

Melanoblasts are the neural crest derived precursors of melanocytes; the cells responsible for producing the pigment in skin and hair. Melanoblasts ...

In Vivo Microinjection and Electroporation of Mouse Testis

This video and article contribution gives a comprehensive description of microinjection and electroporation of mouse testis in vivo. This particular transfection technique for testicular mouse cells allows the study of unique processes in spermatogenesis.
The following protocol focuses on transfection of testicular mouse cells with plasmid constructs. Specifically, we used the reporter vector pEGFP-C1, which expresses enhanced green fluorescent protein (eGFP) and also the pDsRed2-N1 vector expressing red fluorescent protein (DsRed2). Both encoded reporter genes were under the control of the human cytomegalovirus immediate-early promoter (CMV).
For performing gene transfer into mouse testes, the reporter plasmid constructs are injected into testes of living mice. To that end, the testis of an anaesthetized animal is exposed and the site of microinjection is prepared. Our preferred place of injection is the efferent duct, with the ultimately connected rete testis as the anatomical transport route of the spermatozoa between the testis and the epididymis. In this way, the filling of the seminiferous tubules after microinjection is excellently managed and controlled due to the use of stained DNA solutions. After observing a sufficient filling of the testis by its colored tubule structure, the organ is electroporated. This enables the transfer of the DNA solution into the testicular&#160;cells. Following 3 days of incubation, the testis is removed and investigated under the microscope for green or red&#160;fluorescence, illustrating transfection success.
Generally, this protocol can be employed for delivering DNA- or RNA- constructs into living mouse testis in order to (over)express or knock down genes, facilitating in vivo gene function analysis. Furthermore, it is suitable for studying reporter constructs or putative gene regulatory elements. Thus, the main advantages of the electroporation technique are fast performance in combination with low effort as well as the moderate technical equipment and skills required compared to alternative techniques.

In Vivo Microinjection and Electroporation of Mouse Testis

This article describes microinjection and electroporation of mouse testis in&#160;vivo as a&#160;transfection technique for testicular mouse cells to study unique processes of spermatogenesis. The presented protocol involves steps of glass capillary preparation, microinjection via the efferent duct, and transfection by electroporation.

En Vivo microinyección y electroporación del mouse Testis

This video and article contribution gives a comprehensive description of microinjection and electroporation of mouse testis in vivo. This particular ...

Mouse Fetal Whole Intestine Culture System for Ex Vivo Manipulation of Signaling Pathways and Three-dimensional Live Imaging of Villus Development

Most morphogenetic processes in the fetal intestine have been inferred from thin sections of fixed tissues, providing snapshots of changes over developmental stages. Three-dimensional information from thin serial sections can be challenging to interpret because of the difficulty of reconstructing serial sections perfectly and maintaining proper orientation of the tissue over serial sections. Recent findings by Grosse et al., 2011 highlight the importance of three- dimensional information in understanding morphogenesis of the developing villi of the intestine1. Three-dimensional reconstruction of singly labeled intestinal cells demonstrated that the majority of the intestinal epithelial cells contact both the apical and basal surfaces. Furthermore, three-dimensional reconstruction of the actin cytoskeleton at the apical surface of the epithelium demonstrated that the intestinal lumen is continuous and that secondary lumens are an artifact of sectioning. Those two points, along with the demonstration of interkinetic nuclear migration in the intestinal epithelium, defined the developing intestinal epithelium as a pseudostratified epithelium and not stratified as previously thought1. The ability to observe the epithelium three-dimensionally was seminal to demonstrating this point and redefining epithelial morphogenesis in the fetal intestine. With the evolution of multi-photon imaging technology and three-dimensional reconstruction software, the ability to visualize intact, developing organs is rapidly improving. Two-photon excitation allows less damaging penetration deeper into tissues with high resolution. Two-photon imaging and 3D reconstruction of the whole fetal mouse intestines in Walton et al., 2012 helped to define the pattern of villus outgrowth2. Here we describe a whole organ culture system that allows ex vivo development of villi and extensions of that culture system to allow the intestines to be three-dimensionally imaged during their development.

Mouse Fetal Whole Intestine Culture System for Ex Vivo Manipulation of Signaling Pathways and Three-dimensional Live Imaging of Villus Development

Improved imaging technology is allowing three-dimensional imaging of organs during development. Here we describe a whole organ culture system that allows live imaging of the developing villi in the fetal mouse intestine.

Sistema de Cultura ratón fetal Whole Intestino para<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Manipulación de vías de señalización y tridimensional de imágenes en vivo del desarrollo de vellosidades