Nous remercions Kyle Stehlik, Natasha Wilkins, et Matt Runquist d&#39;assistance expérimentale. Financé par la Fondation Craig H. Neilsen Fonds Initiative pour l&#39;éducation, une composante de l&#39;avancement une dotation sain Wisconsin au Medical College of Wisconsin de la recherche et, et.

REMARQUE: Déclaration éthique: Les soins institutionnels et utilisation comités (IACUC) du Collège médical du Wisconsin et l&#39;Clément J. Zablocki VA Medical Center ont approuvé toutes les procédures. 1. Préparation et suivi des animaux <ol><li> Anesthésier le rat dans une chambre d&#39;induction, en utilisant 5% d&#39;isoflurane dans de l&#39;air médical. Lorsque le réflexe de redressement est absent et serrant la patte arrière ne produit pas de réflexe de retrait, de réduire l&#39;anesthésie à 2% et de transférer l&#39;animal à la vitre du scanner dans une position couchée la tête la première. Maintenir 2% d&#39;isoflurane à travers un dispositif de cône de nez tout au long de la procédure, et de garder l&#39;air médical à un taux d&#39;environ 1 L / min. Appliquez une petite quantité de pommade lubrifiante aux yeux du rat pour éviter d&#39;endommager la cornée sous anesthésie. </li><li> Placez une ceinture de surveillance respiratoire en toute sécurité autour du torse du rat. Connectez la ceinture à un système de synchronisation respiratoire. Avant d&#39;avancer le rat dans l&#39;alésage du scanner, chec<html> k l&#39;ordinateur de surveillance respiratoire pour assurer le cycle respiratoire est claire et cohérente. Ajuster la ceinture si nécessaire, puisque cette étape est impératif pour la qualité de l&#39;image. </li><li> Surveiller et maintenir la température du corps de l&#39;animal à 37 ° C par une sonde rectale et chaud système de chauffage de l&#39;air. Maintenir la fréquence respiratoire entre 30 à 45 respirations par minute en ajustant le niveau d&#39;anesthésie entre 1,2 et 2%. </li><li> Placez le rat dans le support de la tête avec une barre de morsure et vissez-dans les bars de l&#39;oreille (Figure 1), et faites glisser la tête dans une bobine de volume en quadrature jusqu&#39;à ce que la colonne cervicale est positionné dans le centre de la bobine. NOTE: Les épaules du rat peuvent prévenir la progression dans la bobine. </li><li> Avancez le rat et les détenteurs de soutien dans l&#39;alésage du scanner. Le cas échéant, modifier l&#39;accord et condensateurs correspondant de la bobine à la fréquence appropriée et de l&#39;impédance selon les instructions fournies par le vendeur de la bobine. </li></ol>e_title &quot;&gt; 2. Paramètres IRM REMARQUE: Les procédures décrites ici a utilisé un système de petits animaux 9.4 T de perçage horizontale mais sont applicables à d&#39;autres forces sur le terrain de petits systèmes d&#39;IRM animale. <ol><li> Utilisation des procédures automatisées du système IRM pour la détection de la fréquence de résonance, ce qui améliore l&#39;homogénéité de manière itérative du champ magnétique (calage), l&#39;étalonnage de la puissance de radiofréquence, et le réglage du gain du récepteur. </li><li> Utilisation de l&#39;interface du logiciel du système, obtenir un plan de balayage de trois scout par défaut pour assurer un positionnement correct. <ol><li> Cliquez sur &quot;Nouvelle analyse&quot;, sélectionnez TriPilot, et cliquez sur le &quot;feu&quot; d&#39;acquérir les images. </li><li> Se assurer que le centre de la colonne cervicale est alignée avec à la fois le centre de l&#39;aimant et le centre de la bobine d&#39;IRM. Pour centrer la colonne vertébrale intérieur de l&#39;aimant, pousser ou tirer sur le berceau et réacquérir l&#39;analyse scout pour vérification. </li><li> Pour régler la position de la colonne cervicale rapport à la bobine IRM, retirez le berceau de l&#39;aimant de repositionnement. Si nécessaire, répéter ce processus jusqu&#39;à ce que la position est conforme. Si l&#39;animal est repositionné, répétez l&#39;étape 2.1. </li></ol></li><li> Ajouter une séquence nouvelle de diffusion écho-planaire pondérée écho de spin (DtiEpi) le protocole d&#39;imagerie actuelle. <ol><li> Configurer et contrôler la diffusion des images pondérées avec la séquence de DWI en utilisant les paramètres par défaut, sauf pour ce qui suit: </li><li> Ouvrir la position de tranche interface graphique pour prescrire 12 tranches d&#39;une épaisseur de 0,75 mm. Orienter les tranches perpendiculaires à l&#39;axe principal de la moelle cervicale. Assurer un positionnement de tranche cohérente entre différents animaux ou à travers différentes séances d&#39;imagerie utilisant la base du cervelet comme référence interne. </li><li> Définissez les bandes de saturation sur &quot;ON&quot;. Position 4 bandes de saturation d&#39;une épaisseur de 10 mm à l&#39;extérieur de la moelle épinière afin de minimiser le signal à partir de ces tissus etréduire leur potentiel d&#39;induire des artefacts (figure 3). Synchronisation respiratoire set (&#39;module de déclenchement ») à&#39; on &#39;. NOTE: La synchronisation respiratoire personnalisé nécessite des connaissances et de l&#39;expérience dans la programmation de séquence d&#39;impulsions. Si ce ne est pas disponible, une solution consiste à réduire le nombre de tranches de 3-5 et à la TR 1 s pour assurer que toutes les tranches sont obtenues entre-deux respirations de l&#39;animal. Répétez la séquence complète avec l&#39;autre sous-ensemble de tranches pour obtenir la couverture complète de la moelle cervicale. </li><li> Cliquez sur l&#39;icône de boîte à outils, puis cliquez sur &quot;Modifier méthode.&quot; Définissez le nombre de segments du PEV à 4. Changer la direction de codage de phase à gauche-droite. Autres paramètres par défaut devraient être: echo espacement = 0,3234 ms, la longueur totale du train d&#39;échos par segment PEV = 32. NOTE: Le codage de phase fixé à la direction gauche-droite plutôt que antéro-postérieure permettra de réduire la contamination de mouvement des autres structures. </li><li> Utilisez les suivantes geometriparamètres cal. taille de la matrice = 128 x 128, et dans le plan de champ de vision = 25,6 x 25,6 mm, ce qui entraîne une résolution spatiale dans le plan x = 0,200 à 0,200 mm. Assurer épaisseur de coupe = 0,75 mm. Afin Slice = &#39;entrelacés », l&#39;écart de tranche = 0 mm. </li><li> Utilisez les paramètres suivants de pondération de diffusion: DW mode de mesure = &#39;DW contraste », la durée de gradient de diffusion (δ) = 7 ms, la séparation de gradient de diffusion (Δ) = 12 ms, le nombre de valeurs b = 8, B-valeurs souhaitées = 0 , 250, 500, 750, 1000, 1500, 2500, 3500 mm / s 2, nombre de directions de diffusion = 2, les directions de pondération de diffusion = [1 0 0] et [0 0 1] (fait pour être dans les plans parallèles et orthogonal à l&#39;axe de la moelle épinière). NOTE: Avec ces paramètres, nous avons atteint b-valeurs aussi élevées que 3500 s / mm 2. Les spécifications matérielles et d&#39;autres caractéristiques de performance du système sont susceptibles de limiter la valeur b, étant donné que la durée du gradient de diffusion (δ) et la séparation de gradient de diffusion (Δ) dépendent du gperformances gradient, qui, à notre système étaient: (résistance à la pente maximale: 440 Mt / m, vitesse de balayage maximale: 3440 T / m / s). Pour les mesures de kurtosis, 2 B-valeurs, avec la valeur b supérieure d&#39;au moins 2 000 s / mm 2, sont recommandés. </li><li> Utilisez les paramètres de synchronisation suivantes. temps d&#39;écho (TE) = 27 ms (réglé au minimum en entrant 0), temps de répétition (TR) = 1 800 ms. </li></ol></li><li> Acquérir la séquence préparée. Avec les paramètres énumérés ci-dessus, le temps d&#39;acquisition total est d&#39;environ 25 min. </li><li> Dans toutes les analyses, contrôler le logiciel de synchronisation respiratoire et ajuster la période de retard entre le &quot;trigger&quot; (détection de logiciel d&#39;expiration) et le signal au système d&#39;IRM de sorte que l&#39;acquisition ne se produisent que dans le repos (immobile) partie du cycle respiratoire (Figure 2a, partie stable de la ligne grise). Un retard à l&#39;amorçage entre 100-400 msec est nécessaire en fonction de la configuration de la respiration de l&#39;animal. Cela aidera à réduire les artifaits qui se produisent avec le mouvement respiratoire (Figure 3e). </li><li> Si possible, répétez la séquence avec la coutume &quot;reverse blips&quot; réglé sur «on», ce qui nécessite 25 minutes supplémentaires de temps d&#39;acquisition. NOTE: Si la coutume &#39;inverser-blip &quot;séquence 9 (requis pour la correction susceptibilité d&#39;artefact lors de l&#39;étape 3) ne est pas disponible, une seule direction de codage de phase PEV est possible, alors que la modification de la séquence de blip inversée permet le choix de la direction de codage de phase (à droite -À-gauche ou de gauche à droite). </li><li> Lorsque imagerie est terminée, retirez l&#39;animal par le titulaire et le retourner à sa cage. Ne pas laisser un animal sans surveillance tant qu&#39;il a repris conscience suffisante pour maintenir décubitus sternal. </li></ol> 3. Traitement d&#39;image <ol><li> Exporter des données de système en format DICOM directement à partir du système (de préférence) ou de convertir les données au format nifti aide personnalisée ou thirlogiciels d-partie. </li><li> Effectuer une correction d&#39;artefact de susceptibilité. <ol><li> Extraire le b = 0 volumes de chaque balayage dans un seul fichier, en utilisant les utilitaires fournis avec FLS ou d&#39;autres progiciels IRM. Un fichier pour chaque direction de codage de phase est nécessaire. REMARQUE: Par exemple, si chaque balayage est composée de 8 balayages de B-valeurs variant avec la diffusion de pondération dans la direction transversale, suivi par huit balayages de diffusion pondération dans la direction longitudinale, le fichier d&#39;image contient b = 0 balayages dans la 1 ère et 9 ème volumes, et peuvent être extraites et assemblés avec le code shell suivante: fslroi $ {up} _dwi_masked.nii.gz temp1 0 1 fslroi $ {up} _dwi_masked.nii.gz temp2 8 1 fslroi $ {} bas _dwi_masked.nii.gz temp3 0 1 fslroi $ {} bas _dwi_masked.nii.gz Temp4 8 1 fslmerge -t blip_both temp1 temp2 temp3 Temp4 (Où dans ce cas $ et $ sont en baisse les scans avec normale et inversée directions de modulation de phase, respectivement). </li&gt; <li> Utilisez la commande &#39;de remise à niveau »dans fsl 10,11 pour créer un fichier corrigé avec une réduction des artefacts de distorsion d&#39;image. Appliquer cette correction aux images de CFA premières à être utilisés pour la création de cartes de paramètres. NOTE: Instructions pour l&#39;utilisation de la commande peuvent être trouvés à <a href="http://fsl.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fslwiki/TOPUP/TopupUsersGuide">http://fsl.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fslwiki/TOPUP/TopupUsersGuide</a> . Exemple de code à utiliser la commande dans ce cas est la suivante: topup --imain = blip_both_nlmf_b0images_masked.nii --datain = .. / topup_data.txt --config =. / b02b0_ratspine.cnf --out = topup_splines_nlmf --iout = $ sur --verbose --logout = topuplog.log dwiup = `ls $ {up} * dwi_nlmFilt.nii` = dwidown `ls $ {} * bas dwi_nlmFilt.nii` applytopup --imain = $ {} dwiup, $ {} dwidown --datain = .. / topup_data.txt --method = jac --inindex = 1, $ ind --topup = topup_splines_nlmf --out = $ {_ DWI sur } -v Copiez et éditer le fichier par défaut dans $ {} FSLDIR /etc/flirtsch/b02b0.cnf pour le spin de ratal cordon en réduisant chacune des valeurs dans les lignes --fwhm --warpres et par un facteur de dix. </li></ol></li><li> Si les images avec pondération de diffusion sont acquis long d&#39;au moins six directions non orthogonales (en utilisant un schéma DTI dans Paravision ou un design personnalisé similaire), utiliser des logiciels tels que Diffusion Toolbox 12 ou Camino de fsl 13 pour calculer des cartes de paramètres DTI standard. Sinon, utiliser une procédure de mesure pour générer des métriques utiles, qui emploie pondération de diffusion seulement le long deux directions, par exemple, comme indiqué dans les étapes 3,4 ultérieurs. </li><li> Chargez le fichier de CFA corrigée délivrée par TopUp dans FSLView et sélectionnez &quot;Fichier -&gt; Créer un masque» dans le menu. Utilisez les outils de crayon pour dessiner une région d&#39;intérêt dans un type de tissu (par exemple GM, dorsale WM ou ventrolatérale WM). Enregistrez ce fichier et répéter pour d&#39;autres ROI souhaite utiliser plus tard. NOTE: D&#39;autres procédures à ROI de segments de la moelle épinière ont été documentés 14,15 </shaut&gt; et peut être préférable pour les utilisateurs avancés. </li><li> Utilisez le fichier de ROI pour masquer le fichier de CFA puis de calculer le signal de moyenne dans le ROI pour chaque volume d&#39;image en utilisant la commande suivante: fslstats -t DWI_corrected.nii.gz -k GM_mask.nii.gz -M </li><li> Copiez les huit premiers résultats dans le programme de calcul numérique tels que MATLAB, comme vecteur pour le signal transversale (par exemple appeler sig_t), et le second 8 résultats comme un vecteur pour le signal longitudinal (sig_L), où 8 est le nombre de b- les valeurs utilisées. <ol><li> Copiez les valeurs b dans un programme de calcul numérique comme vecteur de 8 valeurs b. Les valeurs b pour les directions transversales et longitudinales étaient identiques. Si possible, le b-valeur effective, plutôt que le b-valeur nominale, doivent être obtenus à partir du scanner, qui est répertorié dans la fenêtre des paramètres de l&#39;étape 2.3.5 «valeur B efficace&quot;. </li><li> Utilisez courbe boîte à outils de montage du programme de calcul numérique en fonction du signal contre-valeur des données b THe modèle désiré en tapant cftools à l&#39;invite de commande. Pour ce faire, cliquez sur &quot;données ...&quot; et sélectionnez les vecteurs de signaux que y-données et les valeurs b que X-données. Cliquez sur &quot;Fitting ...» et dans «Type d&#39;ajustement&quot;, choisissez &quot;Custom équation,&quot; puis cliquez sur &quot;Nouveau&quot; et &quot;équations générales&quot; pour entrer dans une équation pour le montage. </li></ol></li><li> Pour adapter le modèle de diffusion standard, saisissez l&#39;équation: S0. * Exp (-x. * D) &quot;(1) </li><li> Pour se adapter à un modèle qui comprend la diffusion et un second terme de l&#39;ordre (d&#39;aplatissement; K) pour mesurer l&#39;écart par rapport à la diffusion gaussienne 16, saisissez l&#39;équation: S0. * Exp (-x. * D + (1/6). * (X. * D). 2. ^ * K) »(2) </li><li> Cliquez sur «OK» et «Appliquer». Respecter les valeurs estimées pour diffusivité (D) et l&#39;aplatissement (K) sur la fenêtre de sortie. Dans le &quot;Data Set:&quot; sélecteur, sélectionner les sig_t (ou sig_L) les données pour une utilisation avec l&#39;équation (1)ou (2), puis cliquez sur &quot;Appliquer&quot;. </li><li> Calculer l&#39;indice d&#39;anisotropie (AI) en utilisant les diffusivités transversal et longitudinal: AI = (D L -D T) / (D + L D T) (3) Ceci est analogue à l&#39;anisotropie fractionnelle (FA) calculée à partir du modèle DTI. Un indice d&#39;anisotropie d&#39;aplatissement peut également être calculé en utilisant transversale et longitudinale aplatissement en place de la diffusivité. NOTE Cette méthode donne des valeurs des paramètres du modèle tels que K T, D T, etc. Il est également possible d&#39;utiliser l&#39;opération de ligne de commande de la courbe boîte à outils de montage sur chaque voxel au sein de la colonne vertébrale pour créer une carte de chaque paramètre du modèle . Méthodes d&#39;ajustement alternatifs peuvent être utilisés et sont détaillées ailleurs. 17 </li></ol>

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K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diffusion+tensor+imaging+of+the+mouse+brainstem+and+cervical+spinal+cord.">Diffusion tensor imaging of the mouse brainstem and cervical spinal cord.</a> Nat Protoc. 8 (2), 409-417 (2013).</li></ol>

Publication frais pour cet article ont été partiellement parrainés par Bruker Corporation.

Les techniques décrites ici peuvent fournir diffusion de haute qualité des images pondérés de la moelle épinière de rat in vivo. La qualité d&#39;image dépend de nombreux facteurs, mais la moelle épinière a plusieurs questions uniques qui sont importants. Motion est un problème important que si ne est pas corrigé, se traduira par des images inutilisables. Ainsi, il nécessite une surveillance attentive pendant la session IRM. Si les artefacts d&#39;images sont observées sur l&#39;analyse initiale qui sont compatibles avec le mouvement, arrêter l&#39;acquisition et prendre des mesures pour éliminer les artefacts, puisque ceux-ci sont difficiles à enlever en post-traitement. Assurez-vous que l&#39;ordinateur respiratoires reçoit un signal fort, régulier de l&#39;unité de surveillance respiratoire. La ceinture de la respiration peut être nécessaire d&#39;ajuster la tension correcte qui fournit un signal compatible, mais ne limite pas la respiration de l&#39;animal. Maintenir le niveau approprié de l&#39;anesthésie en tout temps; 1,5 à 2,0% isofluorane a été utilisé dans notre expéCE. De même, la réduction du mouvement global de l&#39;animal et la colonne vertébrale est un autre aspect important de fournir des images sans artefact. Contrairement à la moelle épinière humaine, qui connaît beaucoup de mouvement causée par CSF pulsation liées au cycle cardiaque, CSF pulsation dans le rongeur est principalement associé avec le cycle respiratoire 18. Même se il est difficile d&#39;éliminer totalement tout mouvement dans le cordon, il est particulièrement important de réduire le mouvement dans la mesure du possible, qui est souvent réalisé par essai et erreur. En outre, les rats avec diverses blessures ou des troubles neurologiques peuvent avoir des taux respiratoires anormaux ou d&#39;autres complications physiologiques qui peuvent nécessiter l&#39;adaptation des procédures décrites ici. Les modifications apportées à la séquence d&#39;impulsions pour la synchronisation respiratoire, ainsi que les procédures de reconstruction d&#39;image adaptés à cet effet, minimiser les effets de distorsion causés par les champs magnétiques non homogènes qui ne peuvent être REMOVed par des ajustements effectués sur le système d&#39;IRM. De même, la qualité de l&#39;image dépend de la durée du temps de formation d&#39;image. Dans notre exemple, limiter le nombre de pondération de diffusion long seulement deux directions a permis une réduction du temps d&#39;imagerie totale. Une limitation de cette approche est qu&#39;elle ne est plus compatible avec une analyse complète de tenseur (DTI), qui est la norme pour beaucoup d&#39;autres études. Alternativement, en utilisant moins de moyennes et plusieurs directions de diffusion ou b valeurs peuvent permettre une meilleure caractérisation tout en maintenant le même temps d&#39;acquisition. Des études antérieures ont montré que l&#39;approche 2 direction fournit des informations conforme à l&#39;approche 6-direction (DTI) 19, mais les soins doivent être prises pour se assurer que les tranches (et directions de diffusion) sont orientées précisément le long et perpendiculairement à la corde. Toutefois, l&#39;acquisition de plusieurs valeurs b permet une meilleure caractérisation et montage mathématique de l&#39;aplatissement et est recommandée sur l&#39;utilisation d&#39;un seul b-Value. En outre, la séquence complète a été répété avec une direction de codage de phase inversée qui réduit les effets du champ magnétique artéfacts de susceptibilité, et améliore la qualité globale de l&#39;image par le biais de la moyenne. Enfin, la résolution de l&#39;image utilisée dans notre protocole permet une séparation claire de la matière grise et blanche. Images avec une résolution plus élevée sont possibles, bien que cela se fait souvent au détriment des plus longs temps de scan ou le potentiel d&#39;artefacts. L&#39;amélioration de bobines de radiofréquence, des séquences d&#39;impulsions, et des procédés de post-traitement auront tous pour effet d&#39;améliorer l&#39;imagerie de la moelle épinière dans des adaptations ultérieures de la présente méthode. Par exemple, les bobines de surface peuvent être bénéfiques pour améliorer la qualité d&#39;image similaire à celle observée chez les souris. 20 Ces mesures ont une forte probabilité d&#39;être utile en tant que biomarqueurs pour le diagnostic et la gestion clinique des lésions de la moelle épinière.

L&#39;imagerie par résonance magnétique (IRM) est un outil non invasive qui offre une fenêtre dans le cerveau et la moelle épinière à la fois dans la santé et la maladie. IRM a révolutionné le diagnostic clinique, mais il est aussi un outil précieux pour les examens de laboratoire. Des modèles animaux de lésion neurologique ou d&#39;une maladie fournissent une plate-forme pour comprendre la physiopathologie et accélérer la découverte de thérapies. Dans ce rapport, nous démontrons l&#39;application de l&#39;IRM à un modèle de rat de blessures de la moelle épinière pour enquêter sur des biomarqueurs potentiels de blessures microstructure 1 en utilisant l&#39;imagerie du tenseur de diffusion (DTI). Le potentiel de découverte de biomarqueurs d&#39;imagerie aidera dans le diagnostic et la gestion des patients atteints de lésions de la moelle épinière. Ces marqueurs sont susceptibles de jouer un rôle dans la découverte de thérapies dans des modèles précliniques et permettre l&#39;observation ou le pronostic dans leur traduction au milieu clinique. DTI est une forme spécialisée de l&#39;IRM qui mesure le mouvement microscopiquemolécules d&#39;eau (ce est à dire de diffusion). DTI a été particulièrement avantageux dans le système nerveux en raison de la présence d&#39;axones où la diffusion est disproportionnée plus rapide le long des axones que perpendiculaire, qui fournit des informations au sujet de leur orientation et la composition de la microstructure. Indices scalaires dérivés de DTI, y compris une mesure de la diffusion globale dans le tissu, diffusivité (MD), et une mesure de la dépendance de l&#39;orientation de la diffusion moyenne, anisotropie fractionnelle (FA) 2,3, ont vu des applications étendues dans la caractérisation de la microstructure du système nerveux à la fois la santé et la maladie 4. Ces mesures ont révélé des caractéristiques tissulaires microscopiques qui sont invisibles dans la plupart des autres méthodes d&#39;IRM. Les efforts précédents ont démontré que DTI détecte les changements de microstructure à distance dans la moelle cervicale suivante thoracique chez les rats une SCI. Les changements DTI à distance de la lésion reflètent probablement la façon dont tout le res de la moelle épinièreétangs d&#39;une blessure, et sont potentiellement un marqueur de blessure secondaire. L&#39;imagerie de la moelle épinière de rat in vivo présente plusieurs défis uniques. Plus particulièrement, la moelle épinière est touchée par le mouvement respiratoire et nécessite une attention particulière à minimiser le mouvement en utilisant plusieurs méthodes. Dans des études antérieures, dispositifs d&#39;immobilisation enlevés mouvement de la colonne vertébrale pendant le balayage 5. Pour l&#39;imagerie de la moelle cervicale, nous utilisons la contention physique sous la forme d&#39;un support de tête et barres d&#39;oreilles, qui atténue, mais ne élimine pas les mouvements respiratoires. En outre, nous utilisons un système de synchronisation respiratoire personnalisée pour synchroniser l&#39;acquisition d&#39;images avec le cycle respiratoire d&#39;une manière efficace. Ces modifications permettent l&#39;enlèvement des objets autrement causées par le mouvement en vrac à grande échelle causés par la respiration 6. DWI est très sensible au mouvement microscopique, y compris l&#39;écoulement de CSF et la pulsation du sang, et ces petites sources du mouvement contamination sont également atténuées par le système de synchronisation respiratoire. En outre, la moelle épinière a une petite aire de section transversale et ne représente qu&#39;une fraction du champ de vision. Pour l&#39;imagerie de la colonne cervicale, dans laquelle la moelle épinière est située profondément dans le corps de l&#39;animal, une bobine de radiofréquence cylindrique avec une pénétration adéquate du signal est nécessaire pour l&#39;image de la moelle épinière cervicale avec une grande résolution. Une réduction du champ de vision est obtenu par la suppression de volume extérieur (OVS), qui sert également à annuler, ou gâcher, le signal à partir de tissus à l&#39;extérieur de la moelle épinière. Ce procédé, appelé spoiler gradients de suppression ou de volume extérieur, sert également à réduire la contamination résiduelle de mouvement des animaux, les flux de CSF, ou pulsation du sang dans ces tissus. L&#39;agencement de la moelle épinière peut également être exploitée pour simplifier le protocole d&#39;imagerie. Les axones de la moelle épinière dans la substance blanche (WM) sont presque toutes orientées parallèlement à l&#39;axe principal de la moelle épinière. Thnous, alors que DWI du cerveau nécessite des mesures long d&#39;au moins six directions pour se assurer que les résultats ne dépendent pas de la position au sein de l&#39;aimant (un processus appelé tenseur de diffusion imagerie), les mesures de la moelle épinière peuvent être acquises uniquement le long de deux directions parallèles et perpendiculaire à la corde 7,8, ci-après dénommé longitudinal et transversal, respectivement. Ainsi, la diffusivité et d&#39;autres paramètres sont mesurés le long des deux directions séparément et permettent des inférences dans la microstructure du tissu à la fois dans la santé et la maladie ou une blessure.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="619">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:117px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Small animal imaging RF coil</td>
			<td style="width:117px;">Doty</td>
			<td style="width:119px;">SAIP400-H-38-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Respiratory gating system</td>
			<td style="width:117px;">SA Instruments</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">MR scanner</td>
			<td style="width:117px;">Bruker</td>
			<td style="width:119px;">Biospec 94/30 USR</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

diffusion imaging in the rat cervical spinal cord

Magnetic resonance imaging (MRI) is the state of the art approach for assessing the status of the spinal cord noninvasively, and can be used as a diagnostic and prognostic tool in cases of disease or injury. Diffusion weighted imaging (DWI), is sensitive to the thermal motion of water molecules and allows for inferences of tissue microstructure. This report describes a protocol to acquire and analyze DWI of the rat cervical spinal cord on a small-bore animal system. It demonstrates an imaging setup for the live anesthetized animal and recommends a DWI acquisition protocol for high-quality imaging, which includes stabilization of the cord and control of respiratory motion. Measurements with diffusion weighting along different directions and magnitudes (b-values) are used. Finally, several mathematical models of the resulting signal are used to derive maps of the diffusion processes within the spinal cord tissue that provide insight into the normal cord and can be used to monitor injury or disease processes noninvasively.

Les procédures appropriées pour minimiser les artefacts de mouvement entraînent diffusion de haute qualité des images pondérés du rat moelle épinière cervicale. Utilisation de la synchronisation respiratoire personnalisée (Figure 2), saturant signal indésirable à partir de tissus en dehors de la colonne vertébrale (figures 3B et C), et de correction susceptibilité magnétique de distorsion de champ produit des images pondérées en diffusion tels que ceux dans les figures 4 et 5. Images inappropriées ou de l&#39;ONU-dépendants va conduire à des artefacts dans la forme de fantômes (Figure 3E), alors que correcte déclenchement est libre d&#39;artefacts. L&#39;inspection visuelle de la diffusion des images pondérée sur les 12 tranches révèle caractéristiques de la moelle épinière qui se rapporte à sa microstructure. Plus précisément, une diffusion plus rapide dans les résultats de tissus dans une plus grande perte de signal sur les images pondérées diffusion, qui est exacerbé avec une plus grande pondération de diffusion (b-valeur). Avec pondération de diffusion effectuée orthoparti- à l&#39;axe de la moelle épinière, la substance blanche le long de la périphérie du cordon apparaît brillant, car la diffusion est lente et limitée perpendiculaire aux axones. En revanche, la substance grise dans la région centrale de la corde apparaît plus sombre, car elle est composée des axones et des corps cellulaires qui ne sont pas tous alignés le long d&#39;une seule direction. En comparaison, la diffusion pondération dans les résultats de direction parallèle à la substance blanche avec un aspect plus sombre, étant donné que la diffusion est rapide le long des axones, alors que la matière grise est relativement lumineux. Il est important de noter que la diffusion pondérée images séparées sont montré pour différentes valeurs b, puisque les directions parallèles et perpendiculaires ont le meilleur contraste entre la matière blanche et grise à différentes valeurs b. La combinaison de toutes les images de diffusion pondérés en utilisant formalismes mathématiques permet cartes des paramètres de diffusion pour être présentés. Les signaux de moyenne de la matière grise et blanche sont tracées contre le diffusion facteur de pondération (valeur b) pour les directions parallèles et perpendiculaires. Ces données quantitatives renforce les images de diffusion pondérées représentés sur la figure 4. Plus précisément, la substance blanche a une forte dépendance de la direction du coefficient de diffusion (longitudinale ou transversale), tandis que la matière grise est moins dépendant de la direction. Même, l&#39;adaptation du signal à chaque voxel en utilisant l&#39;équation pour obtenir des rendements de diffusion aplatissement de cartes quantitatives des paramètres de diffusion (figure 6B), qui mettent en évidence cette même dépendance. La matière blanche a un haut degré d&#39;anisotropie à la fois pour la diffusion (AID) et les mesures de kurtosis (AIK). Ainsi, la diffusion et l&#39;aplatissement transversal révèle la microstructure sous-jacente de la moelle épinière qui est connu à partir d&#39;études histologiques. Ces paramètres de diffusion, qui sont acquis en live, mais les animaux anesthésiés, reflètent les propriétés des tissus microscopiques tels que la densité de l&#39;axone et le diamètre. Les modifications de lamesures soi causés par les blessures et la maladie seront utiles pour évaluer de façon non invasive les conséquences de blessures et les effets des thérapies prometteuses. L&#39;imagerie de diffusion de la moelle épinière cervicale rat peut donc devenir un outil pour les études précliniques de blessures et de maladies de la moelle épinière moelle épinière. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig1highres.jpg" /> Figure 1:. Conception de la bobine et support pour moelle épinière cervicale IRM Une bobine de volume en quadrature personnalisé (Doty Scientific Inc) a été utilisé pour l&#39;image du rachis cervical avec une grande sensibilité et d&#39;uniformité. Anesthésie et air médical sont livrés par les ports de gaz indiqués dans le cône de nez, qui se adapte confortablement autour du nez du rat. Gaz expiré et l&#39;excès est capturé par la ligne d&#39;échappement sous vide léger. La tête du rat est fixé avec la barre de morsure placé autour des incisives et delic barres d&#39;oreilles placément dans le conduit auditif. D&#39;autres éléments de suivi physiologiques, y compris le moniteur respiratoire et la sonde de température ne sont pas représentés. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig2highres.jpg" /> Figure 2: schéma de déclenchement respiratoire. Une trace typique respiratoire (gris) et détente (rouge) de l&#39;unité de déclenchement sont schématisées (A). Dans la mise en oeuvre typique de déclenchement (B), un seul déclencheur est utilisé pour acquérir toutes les tranches (lignes verticales; 12 représenté ici) à des instants régulièrement espacés dans le temps de répétition (TR). Si le TR dépasse la période typique, plusieurs tranches peuvent se produire lors d&#39;un souffle et être sensibles au mouvement (rouge). Dans le schéma modifié (C), un sous-ensemble de tranches sont acquis rapidement après la gâchette (6 montré ici), suivi par un retard, avec les autres tranches acquises après le déclenchement ultérieur. Efficacement, Le TR est identique entre les deux régimes en réarrangeant les retards dans la séquence. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig3highres.jpg" /> Figure 3:. Positionnement de tranche IRM, bandes de saturation, et le mouvement contrôle Douze coupes axiales ont été organisées sur l&#39;image scout (A) avec la tranche la plus antérieure positionné à une distance constante de l&#39;intersection du tronc cérébral et du cervelet. bandes de saturation (B) ont été ajoutés pour éliminer signal parasite en dehors de la zone d&#39;intérêt. Une image sans diffusion pondération (C) et une avec la diffusion pondération (D) avec le système de déclenchement de mesure employée montrent clairement l&#39;anatomie de la corde et est libre d&#39;artefacts. Avec le régime de non-optimisé ouverture de porte ou une mauvaise synchronisation respiratoire, diffusion des images pondérées montrent artefacts (E) comme une perte<html> du signal dans le cordon, ou plusieurs &quot;fantômes&quot; à l&#39;extérieur du cordon qui analyse ultérieure corrompu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52390/52390fig3large.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig4highres.jpg" /> Figure 4:. Représentant diffusion des images pondérées en utilisant les optimisations décrites dans le texte, les images pondérées en diffusion de haute qualité ont été obtenus avec pondération de diffusion transversale appliquée (A) et longitudinale (B) à l&#39;axe principal de la moelle épinière. B-valeurs différentes sont indiquées pour chaque direction qui fournissent le meilleur contraste entre la matière grise et blanche à titre d&#39;illustration. Pour chaque direction ou b-valeur, toutes les 12 tranches ont été acquises en environ 90 secondes.<html> charge / 52390 / 52390fig4large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Se il vous plaît, cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure. <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig5highres.jpg" /> Figure 5:. Inversée processus de correction de phase de codage La colonne de gauche montre une seule tranche imagé avec la séquence CFA comme indiqué dans ce protocole (&quot;blip jusqu&#39;à&quot; image). La colonne du milieu montre la séquence a acquis une seconde fois avec les &quot;reverse blips&quot; réglé sur &quot;Oui.&quot; Notez comment les fonctionnalités qui apparaissent étirés dans la première image apparaissent comprimées dans la colonne du milieu. La colonne de droite montre les images de diffusion pondérée corrigées à l&#39;aide d&#39;un ravitaillement. La rangée du haut est la non-diffusion d&#39;image pondérée, la rangée du milieu est un exemple avec une pondération de diffusion appliquée dans la direction transversale, et la rangée du bas est un exemple avec une pondération de diffusion appliquée dans le sens longitudinal.//www.jove.com/files/ftp_upload/52390/52390fig5large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig6highres.jpg" /> Figure 6:. Carte de la diffusivité et de kurtosis Calculé Le signal normalisé (intensité de l&#39;image) est tracée (A) en fonction de diffusion pondération (valeur b) de la ligne médiane transversale (T) et longitudinal (L) diffusion direction de codage. Cartes de haute qualité (B) de la diffusivité (D), aplatissement (K), et anisotropie (AI) sont calculées à partir du signal à chaque voxel et les caractéristiques uniques de la moelle épinière révèlent. Plus précisément, il ya une différence claire dans les paramètres entre la matière grise et blanche, ainsi que les différences régionales dans les régions de la substance blanche. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52390/52390fig6large.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquez ici pour vi</a>ew une version plus grande de cette figure.

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Diffusion Imaging in the Rat Cervical Spinal Cord

The goal of this protocol is to obtain high-quality diffusion weighted magnetic resonance imaging (DWI) of the rat spinal cord for noninvasive characterization of tissue microstructure. This protocol describes optimizations of the MRI sequence, radiofrequency coil, and analysis methods to enable DWI images free from artifacts.

Diffusion d&#39;imagerie dans la moelle épinière cervicale Rat

Magnetic resonance imaging (MRI) is the state of the art approach for assessing the status of the spinal cord noninvasively, and can be used as a ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.6K vues.  Medical College of Wisconsin. The goal of this protocol is to obtain high-quality diffusion weighted magnetic resonance imaging (DWI) of the rat spinal cord for noninvasive characterization of tissue microstructure. This protocol describes optimizations of the MRI sequence, radiofrequency coil, and analysis methods to enable DWI images free from artifacts.

Vidéo: Diffusion Imaging in the Rat Cervical Spinal Cord

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has significantly broadened our knowledge of physiological and pathological processes in numerous tissues in vivo 4-7. In studies of the central nervous system (CNS), there has been a broad application of in vivo imaging in the brain, which has produced a plethora of novel and often unexpected findings about the behavior of cells such as neurons, astrocytes, microglia, under physiological or pathological conditions 8-17. However, mostly technical complications have limited the implementation of in vivo imaging in studies of the living mouse spinal cord. In particular, the anatomical proximity of the spinal cord to the lungs and heart generates significant movement artifact that makes imaging the living spinal cord a challenging task.
We developed a novel method that overcomes the inherent limitations of spinal cord imaging by stabilizing the spinal column, reducing respiratory-induced movements and thereby facilitating the use of two-photon microscopy to image the mouse spinal cord in vivo. This is achieved by combining a customized spinal stabilization device with a method of deep anesthesia, resulting in a significant reduction of respiratory-induced movements. This video protocol shows how to expose a small area of the living spinal cord that can be maintained under stable physiological conditions over extended periods of time by keeping tissue injury and bleeding to a minimum. Representative raw images acquired in vivo detail in high resolution the close relationship between microglia and the vasculature. A timelapse sequence shows the dynamic behavior of microglial processes in the living mouse spinal cord. Moreover, a continuous scan of the same z-frame demonstrates the outstanding stability that this method can achieve to generate stacks of images and/or timelapse movies that do not require image alignment post-acquisition. Finally, we show how this method can be used to revisit and reimage the same area of the spinal cord at later timepoints, allowing for longitudinal studies of ongoing physiological or pathological processes in vivo.

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

A minimally invasive protocol to stabilize the mouse spinal column and perform repetitive in vivo spinal cord imaging using two-photon microscopy is described. This method combines a spinal stabilization device and an anesthetic regimen to minimize respiratory-induced movements and produce raw imaging data that require no alignment or other post-processing.

Dans l&#39;imagerie in vivo de la moelle épinière de souris utilisant microscopie à deux photons

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has ...

Recherche

Neurosciences

Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability to reinitiate spinal neurogenesis. However, some anamniotes including the zebrafish Danio rerio exhibit both sensory and functional recovery even after complete transection of the spinal cord. The adult zebrafish is an established model organism for studying regeneration following spinal cord injury, with sensory and motor recovery by 6&#160;weeks post-injury. To take advantage of in vivo analysis of the regenerative process available in the transparent larval zebrafish as well as genetic tools not accessible in the adult, we use the larval zebrafish to study regeneration after spinal cord transection. Here we demonstrate a method for reproducibly and verifiably transecting the larval spinal cord. After transection, our data shows sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury (dpi), with the C-bend movement detectable by 3 dpi and resumption of free swimming by 5 dpi. Thus we propose the larval zebrafish as a companion tool to the adult zebrafish for the study of recovery after spinal cord injury.

After spinal transection, adult zebrafish have functional recovery by six weeks post-injury. To take advantage of larval transparency and faster recovery, we present a method for transecting the larval spinal cord. After transection, we observe sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury, and C-bend movement by 3 days post-injury.

Spinal Cord Transection dans le poisson zèbre larvaire

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

Une procédure pour l&#39;implantation d&#39;une chambre pour la colonne vertébrale longitudinale<em&gt; In Vivo</em&gt; Imagerie du cordon spinal de souris

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Two-photon Imaging of Cellular Dynamics in the Mouse Spinal Cord

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for live-cell imaging in the murine spinal cord. This technique is uniquely suited to analyze neural precursor cell (NPC) dynamics following transplantation into spinal cords undergoing neuroinflammatory demyelinating disorders. NPCs migrate to sites of axonal damage, proliferate, differentiate into oligodendrocytes, and participate in direct remyelination. NPCs are thereby a promising therapeutic treatment to ameliorate chronic demyelinating diseases. Because transplanted NPCs migrate to the damaged areas on the ventral side of the spinal cord, traditional intravital 2P imaging is impossible, and only information on static interactions was previously available using histochemical staining approaches. Although this method was generated to image transplanted NPCs in the ventral spinal cord, it can be applied to numerous studies of transplanted and endogenous cells throughout the entire spinal cord. In this article, we demonstrate the preparation and imaging of a spinal cord with enhanced yellow fluorescent protein-expressing axons and enhanced green fluorescent protein-expressing transplanted NPCs.

A new ex vivo preparation for imaging the mouse spinal cord. This protocol allows for two-photon imaging of live cellular interactions throughout the spinal cord.

Deux photons Imaging of Cellular Dynamics dans la moelle épinière de souris

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for ...

Imaging Serotonergic Fibers in the Mouse Spinal Cord Using the CLARITY/CUBIC Technique

Long descending fibers to the spinal cord are essential for locomotion, pain perception, and other behaviors. The fiber termination pattern in the spinal cord of the majority of these fiber systems have not been thoroughly investigated in any species. Serotonergic fibers, which project to the spinal cord, have been studied in rats and opossums on histological sections and their functional significance has been deduced based on their fiber termination pattern in the spinal cord. With the development of CLARITY and CUBIC techniques, it is possible to investigate this fiber system and its distribution in the spinal cord, which is likely to reveal previously unknown features of serotonergic supraspinal pathways. Here, we provide a detailed protocol for imaging the serotonergic fibers in the mouse spinal cord using the combined CLARITY and CUBIC techniques. The method involves perfusion of a mouse with a hydrogel solution and clarification of the tissue with a combination of clearing reagents. Spinal cord tissue was cleared in just under two weeks, and the subsequent immunofluorescent staining against serotonin was completed in less than ten days. With a multi-photon fluorescent microscope, the tissue was scanned and a 3D image was reconstructed using Osirix software.

Supraspinal projections are important for pain perception and other behaviors, and serotonergic fibers are one of these fiber systems. The present study focused on the application of the combined CLARITY/CUBIC protocol to the mouse spinal cord in order to investigate the termination of these serotonergic fibers.

Imagerie fibres sérotoninergiques dans la moelle épinière de souris Utilisation du CLARITY / Technique CUBIC

Long descending fibers to the spinal cord are essential for locomotion, pain perception, and other behaviors. The fiber termination pattern in the spinal ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

Imagerie de l’activité neuronale dans le Cortex somatosensoriel primaire utilisant Thy1-GCaMP6s des souris transgéniques

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

Laminectomy et implantation de fenêtre de moelle épinière dans la souris

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Diffusion Tensor Magnetic Resonance Imaging in Chronic Spinal Cord Compression

Chronic spinal cord compression is the most common cause of spinal cord impairment in patients with nontraumatic spinal cord damage. Conventional magnetic resonance imaging (MRI) plays an important role in both confirming the diagnosis and evaluating the degree of compression. However, the anatomical detail provided by conventional MRI is not sufficient to accurately estimate neuronal damage and/or assess the possibility of neuronal recovery in chronic spinal cord compression patients. In contrast, diffusion tensor imaging (DTI) can provide quantitative results according to the detection of water molecule diffusion in tissues. In the present study, we develop a methodological framework to illustrate the application of DTI in chronic spinal cord compression disease. DTI fractional anisotropy (FA), apparent diffusion coefficients (ADCs), and eigenvector values are useful for visualizing microstructural pathological changes in the spinal cord. Decreased FA and increases in ADCs and eigenvector values were observed in chronic spinal cord compression patients compared to healthy controls. DTI could help surgeons understand spinal cord injury severity and provide important information regarding prognosis and neural functional recovery. In conclusion, this protocol provides a sensitive, detailed, and noninvasive tool to evaluate spinal cord compression.

Here, we present a protocol for the application of diffusion tensor imaging parameters to evaluate spinal cord compression.

Diffusion tenseur imagerie par résonance magnétique dans la compression de la moelle épinière chronique

Chronic spinal cord compression is the most common cause of spinal cord impairment in patients with nontraumatic spinal cord damage. Conventional magnetic ...

Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord

Introducing proteins of interest into cells in the nervous system is challenging due to innate biological barriers that limit access to most molecules. Injection directly into spinal cord tissue bypasses these barriers, providing access to cell bodies or synapses where molecules can be incorporated. Combining viral vector technology with this method allows for introduction of target genes into nervous tissue for the purpose of gene therapy or tract tracing. Here a virus engineered for highly efficient retrograde transport (HiRet) is introduced at the synapses of propriospinal interneurons (PNs) to encourage specific transport to neurons in the spinal cord and brainstem nuclei. Targeting PNs takes advantage of the numerous connections they receive from motor pathways such as the rubrospinal and reticulospinal tracts, as well as their interconnection with each other throughout spinal cord segments. Representative tracing using the HiRet vector with constitutively active green fluorescent protein (GFP) shows high fidelity details of cell bodies, axons and dendritic arbors in thoracic PNs and in reticulospinal neurons in the pontine reticular formation. HiRet incorporates well into brainstem pathways and PNs but shows age dependent integration into corticospinal tract neurons. In summary, spinal cord injection using viral vectors is a suitable method for introduction of proteins of interest into neurons of targeted tracts.

This protocol demonstrates injection of a retrogradely transportable viral vector into rat spinal cord tissue. The vector is taken up at the synapse and transported to the cell body of target neurons. This model is suitable for retrograde tracing of important spinal pathways or targeting cells for gene therapy applications.

Injection directe d’un vecteur Lentiviral met en évidence plusieurs voies motrices de la moelle épinière de Rat

Introducing proteins of interest into cells in the nervous system is challenging due to innate biological barriers that limit access to most molecules. ...

Thoracic Spinal Cord Hemisection Surgery and Open-Field Locomotor Assessment in the Rat

Spinal cord injury (SCI) causes disturbances in motor, sensory, and autonomic function below the level of the lesion. Experimental animal models are valuable tools to understand the neural mechanisms involved in locomotor recovery after SCI and to design therapies for clinical populations. There are several experimental SCI models including contusion, compression, and transection injuries that are used in a wide variety of species. A hemisection involves the unilateral transection of the spinal cord and disrupts all ascending and descending tracts on one side only. Spinal hemisection produces a highly selective and reproducible injury in comparison to contusion or compression techniques that is useful for investigating neural plasticity in spared and damaged pathways associated with functional recovery. We present a detailed step-by-step protocol for performing a thoracic hemisection at the T8 vertebral level in the rat that results in an initial paralysis of the hindlimb on the side of the lesion with graded spontaneous recovery of locomotor function over several weeks. We also provide a locomotor scoring protocol to assess functional recovery in the open-field. The locomotor assessment provides a linear recovery profile and can be performed both early and repeatedly after injury in order to accurately screen animals for appropriate time points in which to conduct more specialized behavioral testing. The hemisection technique presented can be readily adapted to other transection models and species, and the locomotor assessment can be used in a variety of SCI and other injury models to score locomotor function.

The rat thoracic spinal hemisection is a valuable and reproducible model of unilateral spinal cord injury to investigate the neural mechanisms of locomotor recovery and treatment efficacy. This article includes a detailed step-by-step guide to perform the hemisection procedure and to assess locomotor performance in an open-field arena.

Chirurgie de l'hémisection de la moelle épinière thoracique et évaluation locomotrice à champ ouvert chez le rat

Spinal cord injury (SCI) causes disturbances in motor, sensory, and autonomic function below the level of the lesion. Experimental animal models are ...